Fettgeweberegeneration. für die Rekonstruktive und Plastische Chirurgie

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1 Fettgeweberegeneration für die Rekonstruktive und Plastische Chirurgie Prof. Dr. Torsten Blunk Klinik und Poliklinik für Unfall-, Hand-, Plastische und Wiederherstellungschirurgie Universitätsklinikum Würzburg Warum Tissue Engineering von Fettgewebe? Rekonstruktive und Plastische Chirurgie Steigender Bedarf an adäquaten Implantaten für die Rekonstruktion von Weichgewebedefekten Geweberekonstruktion nach Tumorresektion (z.b. Mammakarzinom) Behandlung komplexer traumatischer Wunden (z.b. Verbrennungen) Behandlung chronisch offener Wunden Behandlung angeborener Fehlbildungen 1

2 Warum Tissue Engineering von Fettgewebe? Heute verwendete alloplastische oder allogene Materialien, wie Silikon oder Kollagen, haben schwerwiegende Nachteile Bildung fibröser Kapseln Allergische oder Fremdkörperreaktionen Verformung und Migration der Implantate Langzeitresorption Probleme bei der Transplantation von autologem Fettgewebe Hebedefekte bei Lappenplastiken (TRAM-, DIEP-Flaps) Nekrosen bei freien Lappen, hoher mikrochirurgischer Aufwand 3D Zellkultur für f Fett-TE ASC, BMSC, 3T3-L1 u.a. Zellsuspension Polymermatrix Scaffolds (PGA, PLGA, PEG-PLA, PU u.a.) Hydrogels (Fibrin, PEG-basiert u.a.) Dynamische Zellbesiedelung Besiedelte Polymermatrix Bioreaktoren (Spinner Flasks, STLV, HARV u.a.) Well-Platten Adipogen differenzierende Stammzelle Generiertes Fettgewebe in vitro 2

3 3D Adipogenese 10 µm 50 µm Differenzierender Adipozyt Extrazellulärmatrix-Strukturen 3D Adipogenese: Kulturbedingungen sind entscheidend Statisch Dynamisch 50 µm Enzymat. Aktivität oder Proteinkonz. (relativ zu statischen Bedingungen) GPDH Leptin Statisch Dynamisch 50 µm Dynamische Kultivierung Fischbach et al., Tissue Eng. (2004) 3

4 Kohärentes Fettgewebe in 3D Langzeitkultur Kontrolle (Leeres Scaffold) Induziert, 9 Tage Induziert, 21 Tage Induziert, 35 Tage 1 mm 1 mm Fischbach et al., Exp. Cell Res. (2004) Kohärentes Fettgewebe in 3D Langzeitkultur Tag 9 Tag 21 Tag 35 Natives Fett Laminin H&E 50 µm 50 µm Fischbach et al., Exp. Cell Res. (2004) 4

5 3D Konstrukte: In vivo Implantation Fragestellungen: Überleben die in vitro generierten 3D Konstrukte in vivo? Ist eine erfolgreiche Integration möglich, insbesondere in das Blutgefäßsystem des Hosts? Welches ist die ideale Präkultivierungsstrategie? In vitro Präkultivierungs kultivierungs-strategien Isolation von Fettvorläuferzellen Zellvermehrung Biopsie Besiedelung 1. Direkte Implantation In Vitro Kultur Scaffold 3. Adipogene Reifung in vitro 2. Adipogene Induktion 5

6 In Vivo Entwicklung: Adipogen induzierte Konstrukte Tag 2 - Konstrukte Tag 9 - Konstrukte Tag 35 - Konstrukte 1 Woche in vivo 200µm 12 Wochen in vivo Weiser et al., Tissue Eng. A (2008) Tag 9 Konstrukte: 12 Wochen in vivo In Vivo Entwicklung: Fettgewebe-Fraktion Fraktion 200µm 12 Wochen in vivo 24 Wochen in vivo Fettgewebe-Fläche / Konstrukt-Fläche 100% 80% 60% 40% 20% 0% Blank Scaffold PGA leer Uninduced nicht induziert Day Tag 2 2 Day Tag 9 9 Day Tag Weiser et al., Tissue Eng. A (2008) * * * * * n.d Zeitraum in vivo [Wochen] 6

7 Zusammenfassung Implantation in vivo Präkultivierungsstrategie in vitro entscheidet über die Entwicklung und das Überleben der Fettgewebekonstrukte in vivo Adipogene Induktion vor der Implantation Implantation von unreifen Fettkonstrukten gleichzeitige Vaskularisierung und Fettgewebeentwicklung Kurze adipogene Präkultivierung ausreichend Vaskularisierung - Schlüssel zu größ ößeren Konstrukten Dotierung des Konstrukts mit angiogenen Faktoren (bfgf, VEGF) Integration eines Gefäßstiels zur Förderung der Angiogenese Kokulturen ASC MVEC Um deutlich größere Gewebe zu generieren, müssen künftige Strategien das physiologische Zusammenspiel von Angiogenese und Adipogenese integrieren! Bauer-Kreisel et al., Adv. Drug Deliv. Rev. (2010) 7

8 Vaskularisierung von Fettgewebekonstrukten für die rekonstruktive Chirurgie Konsortium Sprecher: Prof. T. Blunk Implantation eines Zell-Biomaterial- Konstruktes unter Integration eines Femoralgefäßes im Nacktmausmodell (mit R. Staudenmaier, TUM) Kokultur-Sph Sphäroide ASC / MVEC Konfokal-Mikroskopie z-stapel Grün: ASC Rot: MVEC C. Muhr 8

9 Zusammenarbeit im MCW / UKW mit Prof. Heike Walles, Lehrstuhl für Tissue Engineering und Regenerative Medizin ASC auf BioVaSc 100µm mit Prof. Jürgen Groll, Lehrstuhl für Funktionswerkstoffe der Medizin und der Zahnheilkunde ASC auf Faserscaffolds 9

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