Untersuchungsangebot des Kinderhämatologischen Labors der Klinik für Kinder- und Jugendmedizin des Universitätsklinikums Heidelberg

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1 Untersuchungsangebot des Kinderhämatologischen Labors der Klinik für Kinder- und Jugendmedizin des Universitätsklinikums Heidelberg Untersuchungsmaterial Referenzbereiche Stand: Dezember 2012 Seite 1 von 16

2 Anschrift des Kinderhämatologischen Labors: Hämatologisch-Onkologisches Labor der Universitätskinderklinik Heidelberg Abteilung III Im Neuenheimer Feld Heidelberg Für Hinweise, Anregungen, Kritik und Fragen wenden Sie sich bitte an das Labor Telefonnummern Labor / od Sekretariat Prof.Dr. Kulozik / Laborleiter PD Dr. Greil / Pulmonologisches Labor / Inhaltsverzeichnis Allgemeines Präanalytische Hinweise S. 3 Fehlerquellen S. 3 Messunsicherheit und Signifikanz S. 4-7 Parameter und Referenzbereiche Blutbild S. 8-9 Differentialblutbild S. 10 Knochenmark S Lymphozytensubpopulationen S Liquor S. 16 Chlorid im Schweiß S. 16 Wichtige Hinweise zur Handhabung der Auftragsformulare Ausfüllen: Anzufordernde Untersuchungsparameter mit weichem Bleistift markieren. Kugelschreiber, Fasermaler u.ä. werden bei der maschinellen Bearbeitung der Auftragsformulare nicht erkannt. Fehlmarkierungen müssen sorgfältig ausradiert werden, nicht durchstreichen, da diese ansonsten weiter als Auftrag identifiziert werden. Auftragsformulare nicht heften, knicken oder lochen! Patientenangaben: Ausschließlich Barcode-Etiketten mit aktueller Fallnummer verwenden! Seite 2 von 16

3 Probenannahme und Untersuchungen Mo.-Fr. : 08:00 16:00 Uhr Außerhalb dieser Zeiten werden die Proben für Blutbildanalysen im Analysezentrum untersucht. Befundübermittlung: Direkt online nach technischer Validierung Bestellen von Auftragsformularen: Stationsseitig über VZM Präanalytische Hinweise Jedes Probengefäß muss vor der Abnahme mit Patienten Etiketten, oder mit Namen, Vornamen, Geburtsdatum u. Station gekennzeichnet werden! Infektiöses Material auf Röhrchen und Schein kennzeichnen Etiketten so kleben, dass man Den Inhalt noch sieht Den Füllstand noch kontrollieren kann Den Stopfen leicht entfernen kann Man das Röhrchen samt Etikett leicht zentrifugieren kann Standardisierte Blutentnahme Blutentnahme zwischen 7 und 9 Uhr morgens am nüchternen Patienten in gleicher Körperposition (entweder immer liegend oder immer sitzend) nach5-minutiger Ruhephase des Patienten Nach Feststellung der Identität des Patienten: Venöse Blutentnahme Entnahmestelle: Bevorzugung in folgender Reihenfolge: Venen im Ellbogen-, Unterarm-, Handrückenbereich (nur in Ausnahmefällen Vena femoralis). Visuelle und palpatorische Begutachtung. Hautdesinfektion: nach Desinfektion mit Spray oder damit getränktem Tupfer ca. 30 sec warten. Stauung anlegen: maximale Stauungszeit von 1 min. möglichst nicht überschreiten. Auf routinemäßiges Öffnen und Schließen der Faust ( Pumpen ) verzichten; auf noch tastbaren Puls achten Punktion: Stich mit Kanüle nach Ankündigung in einem Winkel von ca. 30 mit Schliffseite nach oben. Kanüle mit einem ausreichend großen Lumen verwenden. Bei Verwendung von Butterfly-Sets ist vor Abnahme von Blutproben mit definierten Volumina wie bei Gerinnungsmonovetten darauf zu achten, dass das Seite 3 von 16

4 Schlauchsegment mit Blut gefüllt ist, da das Mischverhältnis von 1 Teil Antikoagulanz + 9 Teile Blut unbedingt einzuhalten ist, um Fehlbestimmungen und daraus resultierende Fehlabnahmen zu vermeiden. Blutentnahme: Lösen der Stauung nach erfolgreicher Blutaspiration, Blutröhrchen mit Antikoagulanzien nach Blutentnahme mehrmals kippen (nicht schütteln); Entnahme aus bereits länger liegenden intravenösen Kathetern möglichst vermeiden (Verfälschung der Gerinnungswerte, Verdünnungseffekt). Zur Vermeidung von Kontaminationen mit Additiven folgende Reihenfolge bei der Blutabnahme einhalten! 1. Blutkultur 2. Nativblut ohne Zusatz (Serum) 3. Citratblut 4. Serum m. Gel 5. Heparinblut 6. EDTA-Blut 7. Fluoridblut Nach Entnahme: trockenen Tupfer auflegen, Kanüle rasch zurückziehen, Kompression des Tupfers auf der Entnahmestelle möglichst durch den Patienten; Beugen des Armes vermeiden. Kapilläre Blutentnahme Auf gute Durchblutung achten Abnahmestelle: Fingerbeere, bei Säuglingen auch Ferse (bei sehr jungen Kindern nicht der laterale und hintere Teil!) und planare Seite der Großzehe Hautstelle desinfizieren Haut leicht spannen und mit Einmalstechhilfe punktieren Ersten austretenden Blutstropfen verwerfen Das austretende Blut mit der auf das Röhrchen aufgesetzten Kapillare aufnehmen (ggf. können auch Blutgaskapillaren verwendet werden) Der Blutfluß kann durch leichten Druck ( melken ) unterhalten werden Mindestmenge: 100 µl Fehlerquellen, Hinweise Hämolyse: Durch zu lange Stauung, zu schnelle Aspiration, zu kleines Kanülenlumen, fehlende Vermischung mit dem Antikoagulanz, zu starkes Schütteln, zu starkes Abkühlen oder Erwärmen, zu lange Aufbewahrung bis zur Analyse. Zu lange Stauung (> 30s) Verursacht Hämokonzentration (falsch hohe Werte für Zellzahl, Proteine, Lipide, Calcium, Eisen, ) Pumpen Anstieg von Kalium (bis zu 1mmol/l) und Magnesium Blutentnahme aus Katheter Seite 4 von 16

5 Führt häufig zu Verdünnungseffekten. Deshalb vor Abnahme mit ml 0,9% NaCl spülen und die ersten 10 ml Blut verwerfen. Liquor K E I N Transport m. Rohrpost (führt zu Zytolyse) Dauer bis Untersuchung darf nicht mehr als 2 Std. betragen es werden 3 Portionen gewonnen (für klinisch-chemische Analyse, Zytozentrifugation u. Mikroskopie) die letzte Portion sollte für die Mikroskopie verwendet werden, da sie die wenigsten Verunreinigungen durch Erythrozyten enthält Knochenmark Genaues Vorgehen sh. entsprechende SOP Wurde an mehreren Stellen punktiert, müssen die Proben entsprechend beschriftet sein Das erste EDTA- Röhrchen (mit ca. 500µl) wird für die Zytomorphologie verwendet Achtung: für mache Untersuchungen wird EDTA-KM benötigt. (sh. Einsendescheine der Studienlabore) Messunsicherheit und Signifikanz Jedes Messergebnis ist einer Messunsicherheit unterworfen, die von Fehlern und Unsicherheiten aus den verschiedenen Stufen der Probennahme und der Analyse und der teilweisen Unkenntnis der Faktoren, die das Ergebnis beeinflussen, her rührt. Nach ISO/DIN ist sie definiert als Schätzwert, der den Wertebereich angibt, innerhalb dessen der wahre Wert zu erwarten ist. Die Kenntnis der Messunsicherheit kann bei der Beurteilung der Signifikanz von medizinischen Laborbefunden sehr hilfreich sein. Zwei wesentliche Fragestellungen sind zu nennen, denen der medizinische Befund dienen soll: Wie ist die Absolutlage des Parameters relativ zu einem Referenzbereich (Abweichung und Grad der Abweichung von der Norm, Erreichen eines Therapieziels etc.)? Ist der erhaltene Wert signifikant von einem Vorwert verschieden (Verlaufskontrolle)? In die Beurteilung der Messunsicherheit müssen alle Quellen einbezogen werden. Die Richtlinien zur Interpretation der Normenserie EN45000 und ISO GUIDE 25 geben daher auch ausdrücklich an, dass eine Beurteilung der Wiederholbarkeit und Vergleichbarkeit allein nicht ausreichend ist. Alle relevanten Quellen der Unsicherheit müssen berücksichtigt werden, insbesondere auch die Probennahme, die im medizinischen Laboratorium eine entscheidende Rolle spielt. Die für die Signifikanzbetrachtung entscheidende Gesamtmessunsicherheit im medizinischen Laboratorium hängt zumindest ab von: Seite 5 von 16

6 1. Einflussgrößen (= in vivo Determinanten): Biologisch physiologische Einflüsse, u. a. Geschlechtsdifferenzen, Alter, Ernährung, Belastungszustand, Körperlage, Tagesrhythmik Einflüsse diagnostischer und therapeutischer Maßnahmen z. B. i.m.-injektion, pharmakologische Veränderung im Stoffwechsel, pathologische Einflüsse (Traumata, Operationen, Schock), Einflüsse, die sich aus der Probennahme ergeben (s. unten). 2. Störfaktoren (= in vitro Determinanten): Als Konsequenz diagnostischer und therapeutischer Maßnahmen, insbesondere Störung durch Pharmaka Störung durch Probenbestandteile, die noch vor Abnahme in vivo oder durch falsche Lagerung der Probe in vitro auftreten 3. insbesondere der Probennahme als Fehlerquelle Einflussgrößen (Art der Proben, Körperlage, Stauungszeit, Tageszeit, Lipämie, Hämolyse usw.) Störfaktoren (Gerinnung, Hämolyse, Lagerung, Lichtexposition, Raumluft usw.) 4. der Präanalytik (Transport, Probenvorbereitung etc.) 5. der Präzision des analytischen Laborprozesses(Maß für den statistischen Fehler bei wiederholter Messung = Streuung) Das Maß für die Präzision ist der Variationskoeffizient. Seine Größe kann stark von der Lage des Messwertes abhängig sein (z.b. kann eine Methode bei niedrigen Messsignalen eine größere relative Streuung aufweisen als bei höheren) 6. der Richtigkeit des analytischen Laborprozesses (Maß für die Messsystemabhängige Abweichung vom wahren Wert ) Eine Reihe dieser Punkte, die die Gesamtmessunsicherheit bedingen, sind stark abhängig von den individuellen Gegebenheiten beim Patienten. Eine Abschätzung des Beitrags dieser Unsicherheit kann nur in Kenntnis des betroffenen Individuums und der medizinischen Gegebenheiten vorgenommen werden. Entscheidend ist die Erkenntnis, dass diese Beiträge für sehr viele Analyte wesentlich größer sind als die eigentlichen analytischen Variablen der Messunsicherheit (Richtigkeit und Präzision). Im Rahmen der Qualitätskontrolle wird die Berechnung der analytischen Präzision und Richtigkeit für alle quantitativen Parameter ständig aktualisiert. Es erfolgt eine regelmäßige Teilnahme an Ringversuchen der Deutschen Gesellschaft für Klinische Chemie und INSTAND e.v. Wir haben uns bemüht, die für Seite 6 von 16

7 die Beurteilung der Gesamtmessunsicherheit wichtigen Spezifika der einzelnen Analyte, z.b. Molekülgröße, die den Einfluss von Stauungszeit und Körperlage bei der Probeentnahme entscheidend mitbestimmt Halbwertszeit bei Medikamenten Einflussgrößen und Störfaktoren in diesen Laborinformationen aufzulisten. Die Mitarbeiter des Labors stehen zur Diskussion der Signifikanz eines Befundes jederzeit zur Verfügung. Sie werden die aktuellen Daten zur analytischen Messunsicherheit sowie Überlegungen zur Präanalytik in die Diskussion des Individualbefundes einbringen. Der nicht zum klinischen Bild passende Laborbefund Häufig werden unerwartet pathologische Befunde als klinisch nicht signifikant deklariert. Dies sollte nicht geschehen, da 1. eine entscheidende Veränderung im Krankheitsverlauf versäumt werden könnte und 2. Mängel bei der Probenentnahme, dem Transport und der Analytik nicht aufgedeckt würden und somit beibehalten werden. Deshalb ist eine Rücksprache mit dem Labor zur Klärung der möglichen Ursachen dringend erforderlich. Seite 7 von 16

8 Parameter und Referenzbereiche Blutbild Material EDTA- Blut Mindestmenge 100µl Probenhaltbarkeit 3 Tage bei Raumtemperatur Aufbewahrung im Labor 1 Woche Referenzbereiche Leukozyten < 1 Tag 9,0-38,0 /nl < 10 Tage 5,0-21,0 /nl < 14 Tage 5,0-20,0 /nl < 1 Jahr 5,0-17,5 /nl < 16 Jahre 4,5-13,0 /nl Erwachsene 4,0-10,0 /nl Erythrozyten < 1 Monat 4,3 5,8 /pl < 1 Jahr 3,7-5,2 /pl < 6 Jahre 3,9-5,3 /pl < 12 Jahre 4,0-5,2 /pl Frauen 4,0-5,2 /pl Männer 4,3-6,1 /pl Retikulozyten 1 Tag Tage < 1 Woche 0-10 < 1 Monat Monate Monate 4-48 < 1 Jahr 2-28 > 1 Jahr 5 15 Erwachsene 5-15 Hämoglobin < 3 Tage 14,5-22,5 g/dl < 7 Tage 13,5-21,5 g/dl < 14 Tage 14,0-20,0 g/dl < 1 Monat 15,0-20,0 g/dl < 6 Monate 9,5-13,5 g/dl < 1 Jahr 11,0-16,0 g/dl - 6 Jahre 11,0-14,5 g/dl - 12 Jahre 11,5-15,0 g/dl - 18 Jahre 12,0-16,0 g/dl Frauen g/dl Seite 8 von 16

9 Männer g/dl MCV < 3 Tage fl < 7 Tage fl < 14 Tage fl < 1 Monat fl < 3 Monate fl < 6 Monate fl < 1 Jahr fl < 2 Jahre fl < 12 Jahre fl Erwachsene fl MCHC < 3 Tage g/dl < 14 Tage g/dl < 2 Monate g/dl < 2 Jahre g/dl Erwachene g/dl RDW = Red Cell Distribution Width (Erythrozytenverteilungsbreite) 12,9-18,7 % Hämatokrit < 3 Tage 0,45-0,67 l/l < 7 Tage 0,42-0,66 l/l < 14 Tage 0,39-0,63 l/l < 1 Monat 0,45-0,64 l/l < 3 Monate 0,28-0,42 l/l - 1 Jahr 0,35-0,44 l/l - 2 Jahre 0,33-0,39 l/l - 6 Jahre 0,31-0,37 l/l - 12 Jahre 0,33-0,40 l/l Frauen 0,36-0,47 l/l Männer 0,38-0,52 l/l Thrombocyten < 10 Tage /nl < 1Monat /nl < 1 Jahr /nl < 10 Jahre /nl Erwachene /nl Seite 9 von 16

10 Differentialblutbild Material EDTA- Blut Mindestmenge 100µl Methode mech. (Gerät) / man. (Mikroskopie) Probenhaltbarkeit 3 Std. Aufbewahrung im Labor Blutröhrchen 1 Woche Blutausstriche (man. Diff) 1 Monat Referenzbereiche Neutrophile (gesamt) % Segmentkernige % Lymphozyten % Monozyten 0-8 % Basophile 0-1 % Eosinophile 2-4 % Plasmazellen 0 1 % Lymphat. Reizformen 0 4 % Diverse Zellen 0 3 % Referenzbereiche differenziert nach Alter 1 Monat 2 Jahre 10 Jahre Erwachsene Stabkernige % absolut Segmentkernige % absolut Lymphozyten % absolut Monozyten % absolut Eosinophile % absolut Basophile % 0,5 0,5 0,5 0-1 absolut Seite 10 von 16

11 Methode Material Mindestmenge Knochenmark Mikroskopie Knochenmark EDTA und Heparin 200µl für Zytomorphologie (EDTA) ml (Heparin u./o. EDTA zum Versand) ca. 24 Std. Probenhaltbarkeit Aufbewahrungung im Labor Nativmaterialreste: 1 Woche Gefärbte Ausstriche 10 Jahre Referenzbereiche (Hämatomyelogramm-Normalverteilung) Myeloblasten Anzahl Prozent 1.Lebenstag 0,2 5,0 2,5 Ende Neugeborenenperiode 0,2 5,0 2,0 Säuglingsalter 0,2 5,0 1,5 Kleinkindalter 0,2 5,0 1,0 Schulalter 0,2 5,0 1,0 Erwachsene 0,5 5,0 1,0 Promyelozyten 1.Lebenstag 0,2 5,0 3,0 Ende Neugeborenenperiode 0,5 7,5 3,5 Säuglingsalter 0,5 10,0 2,5 Kleinkindalter 0,5 7,5 2,5 Schulalter 0,5 10,0 3,0 Erwachsene 0 7,5 3,0 Myelozyten 1.Lebenstag 2,0 20,0 6,0 Ende Neugeborenenperiode 5,0 20,0 10,0 Säuglingsalter 5,0 15,0 10,0 Kleinkindalter 5,0 20,0 12,5 Schulalter 5,0 25,0 15,0 Erwachsene 5,0 25,0 15,0 Metamyelozyten 1.Lebenstag 5,0 25,0 12,5 Ende Neugeborenenperiode 5,0 25,0 12,5 Säuglingsalter 5,0 15,0 10,0 Kleinkindalter 5,0 20,0 12,5 Schulalter 5,0 25,0 15,0 Erwachsene 5,0 20,0 15,0 Stabkernige 1.Lebenstag 5,0 25,0 (bis 35) 12,5 Ende Neugeborenenperiode 10,0 25,0 (bis 35) 15,0 Säuglingsalter 5,0 15,0 (bis 30) 8,0 Kleinkindalter 5,0 15,0 (bis 25) 10,0 Schulalter 5,0 29,0 (bis 30) 12,5 Seite 11 von 16

12 Erwachsene 5,0 25,0 (bis 35) 15,0 Segmentkernige Anzahl Prozent 1.Lebenstag 10,0 30,0 (bis 45) 15,0 Ende Neugeborenenperiode 10,0 25,0 (bis 35) 15,0 Säuglingsalter 1,0 15,0 7,0 Kleinkindalter 1,0 15,0 (bis 20) 8,5 Schulalter 1,0 15,0 (bis 20) 8,0 Erwachsene 0,5 15,0 (bis 25) 7,0 Eosinophile (gesamt) 1.Lebenstag 0,0 5,0 1,0 Ende Neugeborenenperiode 0,5 7,5 2,5 Säuglingsalter 1,0 7,5 4,0 Kleinkindalter 2,5 7,5 5,0 Schulalter 1,0 7,0 4,0 Erwachsene 1,5 7,5 4,0 Basophile 1.Lebenstag 0,0 0,5 0,05 Ende Neugeborenenperiode 0,0 1,0 0,05 Säuglingsalter 0,0 1,0 < 0,05 Kleinkindalter 0,0 7,5 < 0,1 Schulalter 0,0 1,0 < 0,2 Erwachsene 0,0 1,0 < 0,5 Monozyten 1.Lebenstag 3,0 15,0 7,5 Ende Neugeborenenperiode 2,0 10,0 5,0 Säuglingsalter 0,5 5,0 2,0 Kleinkindalter 1,0 5,0 3,0 Schulalter 0,5 4,0 1,5 Erwachsene 0,5 3,0 2,0 Lymphozyten 1.Lebenstag 0,0 10,0 5,0 Ende Neugeborenenperiode 10,0 40,0 25,0 Säuglingsalter 15,0 50,0 35,0 Kleinkindalter 15,0 40,0 27,5 Schulalter 10,0 35,0 20,0 Erwachsene 1,5 20,0 6,5 Plasmazellen 1.Lebenstag 0,0 1,0 5,0 Ende Neugeborenenperiode 0,0 1,5 25,0 Säuglingsalter 0,0 2,0 35,0 Kleinkindalter 0,0 2,5 27,5 Schulalter 0,2 2,5 20,0 Erwachsene 0,5 3,0 6,5 Seite 12 von 16

13 Erythropoese (gesamt) Basophile Erythroblasten Anzahl Prozent 1.Lebenstag 0,5 10,0 5,0 Ende Neugeborenenperiode 0,0 3,0 1,0 Säuglingsalter 0,5 5,0 2,5 Kleinkindalter 1,0 6,0 2,5 Schulalter 1,0 8,0 3,0 Erwachsene 0,5 7,5 3,5 Polychrom. Erythroblasten 1.Lebenstag 7,5 30,0 15,0 Ende Neugeborenenperiode 0,0 10,0 3,0 Säuglingsalter 5,0 20,0 10,0 Kleinkindalter 3,0 10,0 5,0 Schulalter 3,0 10,0 6,0 Erwachsene 2,0 15,0 7,0 Oxyphile Erythroblasten 1.Lebenstag 7,5 30,0 15,0 Ende Neugeborenenperiode 2,0 20,0 6,0 Säuglingsalter 5,0 12,5 7,5 Kleinkindalter 5,0 20,0 10,0 Schulalter 5,0 20,0 11,0 Erwachsene 5,0 25,0 12,0 Thrombopoese Megakaryozyten 1.Lebenstag 0,1 Ende Neugeborenenperiode 0,1 Säuglingsalter < 0,5 Kleinkindalter < 0,5 Schulalter < 0,5 Erwachsene < 0,5 Seite 13 von 16

14 Immunogramme / Lymphozytensubpopulationen Material NH 4 Heparin Blut + EDTA für Diff. BB Mindestmenge 500µl Probenhaltbarkeit 24 Std. bei Raumtemperatur Referenzbereich / therapeutischer Bereich 1 Woche Monat % /µl Leukozyten Lymphozyten T-Lymphozyten (CD3+) T-Helferzellen (CD3/CD4+) T-Suppressorzellen (CD3/CD8+) NK-Zellen ( CD3-; CD16 u./o.cd56+) B-Lymphozyten (CD19+) CD4/CD8 Ratio 1,0 6,3 2 9 Monate % /µl Leukozyten Lymphozyten T-Lymphozyten (CD3+) T-Helferzellen (CD3/CD4+) T-Suppressorzellen (CD3/CD8+) NK-Zellen ( CD3-; CD16 u./o.cd56+) B-Lymphozyten (CD19+) CD4/CD8 Ratio 1,6 3, Monate % /µl Leukozyten Lymphozyten T-Lymphozyten (CD3+) T-Helferzellen (CD3/CD4+) T-Suppressorzellen (CD3/CD8+) NK-Zellen ( CD3-; CD16 u./o.cd56+) B-Lymphozyten (CD19+) CD4/CD8 Ratio 1,3 3,9 16 Monate 5 Jahre % /µl Leukozyten Lymphozyten T-Lymphozyten (CD3+) T-Helferzellen (CD3/CD4+) T-Suppressorzellen (CD3/CD8+) NK-Zellen ( CD3-; CD16 u./o.cd56+) B-Lymphozyten (CD19+) CD4/CD8 Ratio 0,9 3,7 Seite 14 von 16

15 6 10 Jahre % /µl Leukozyten Lymphozyten T-Lymphozyten (CD3+) T-Helferzellen (CD3/CD4+) T-Suppressorzellen (CD3/CD8+) NK-Zellen ( CD3-; CD16 u./o.cd56+) B-Lymphozyten (CD19+) CD4/CD8 Ratio 0,9 2, Jahre % /µl Leukozyten Lymphozyten T-Lymphozyten (CD3+) T-Helferzellen (CD3/CD4+) T-Suppressorzellen (CD3/CD8+) NK-Zellen ( CD3-; CD16 u./o.cd56+) B-Lymphozyten (CD19+) CD4/CD8 Ratio 0,9 3,4 17 Jahre / Erwachsene % /µl Leukozyten Lymphozyten T-Lymphozyten (CD3+) T-Helferzellen (CD3/CD4+) T-Suppressorzellen (CD3/CD8+) NK-Zellen ( CD3-; CD16 u./o.cd56+) B-Lymphozyten (CD19+) CD4/CD8 Ratio 1,0 3,4 Seite 15 von 16

16 Liquordiagnostik Zytogramm Methode Mikroskop Mindestmenge 500µl (für 2 Präparate) Probenhaltbarkeit 2 Std. nach Abnahme (Lyse der Leukozyten) Aufbewahrung im Labor gefärbte Präparate 10 Jahre ungefärbte Präparate 3 Monate Beachte: Kein Transport mit der Rohrpost! Angabe des Entnahmeorts (lumbal, ventrikulär) Referenzbereiche Bewertung von Farbe und Trübung farblos, klar Verhältnis Lymphozyten zu Monozyten ca. 70:30 Material Schweiß Mindestmenge 40 µl Probenhaltbarkeit 1 Woche Aufbewahrung im Labor keine Referenzbereiche Chlorid im Schweiß < 30 mmol/l nicht pathologisch mmol/l Graubereich > 60 mmol/l pathologisch (Mukoviszidose) Seite 16 von 16