Präanalytik klinische Mikrobiologie: Entnahme-/Versandmaterial, Lagerung und Transport

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1 Präanalytik klinische Mikrobiologie: Entnahme-/Versandmaterial, Lagerung und Transport 1. Einleitung Korrekte Probengewinnung, adäquate Transportbedingungen und vollständige Begleitinformationen sind Voraussetzung für aussagekräftige mikrobiologische Resultate. Fehler, die hier begangen werden, lassen sich häufig auch durch die besten Labormethoden nicht mehr korrigieren. Die 10 wichtigsten allgemeinen Regeln 1. Material, aus dem Erreger isoliert werden sollen, vor Beginn bzw. vor Wechsel einer antimikrobiellen Therapie entnehmen. 2. Probe möglichst vom Ort der Infektion gewinnen. 3. Kontamination der Probe vermeiden. 4. Ausreichende Menge gewinnen. 5. Sterile, hermetisch verschliessbare Gefässe und, wo verlangt, spezielle Transportmedien verwenden. 6. Jede Probe mit dem Namen des Patienten und wo nötig mit dem Entnahmeort beschriften, um Verwechslungen zu vermeiden. 7. Klinische (Verdachts-)Diagnose bzw. Fragestellung dem Labor mitteilen. 8. Untersuchungsmaterial bzw. Ort der Probeentnahme genau bezeichnen. 9. Erreger, die vom Labor nicht routinemässig gesucht werden, speziell verlangen. 10. Rascher Transport ins Labor. Generelle Empfehlungen für Lagertemperaturen bis zur Einsendung ins Labor Kühlschranktemperatur: Abstrichtupfer, Sputum, Bronchialsekret, Punktate, Urin, Katheterspitzen, Stuhlproben Raumtemperatur: Proben in Blutkulturflaschen, Liquor, Abstriche im COPAN schwarz Brutschranktemperatur: Urin-Eintauchnährboden.

2 2. Transportbehälter und Transportmedien 1. Abstrichset COPAN M40, rot Bei trockenen Oberflächen Wattetupfer vor Materialentnahmen anfeuchten. Bei oberflächlichen Wunden Sekret bzw. Eiter vom Wundrand entnehmen, möglichst nicht von nekrotischen Anteilen. Bei tiefen Wunden und aspirierbaren Flüssigkeiten (z.b. Eiter) Material, wenn immer möglich, mit der Spritze entnehmen und im Transportmedium A.C.T. einsenden. Bei kleinen Volumina kann die Nadel nach der Aspiration mit physiologischer NaCl-Lösung gespült und die Spülflüssigkeit eingesandt werden. Bakterien allgemein β-hämol. Streptokokken MRSA Screening Sprosspilze Für Untersuchungen auf Gonokokken und Chlamydia trachomatis stehen spezielle Entnahme- und Transportmedien zur Verfügung. Rektalabstriche sind für die Diarrhoe-Diagnostik oft unergiebig, in der Regel nur bei Säuglingen und Akuterkrankten akzeptierbar. Rachenabstrich: Entnahmetechnik 1. Zunge mit Spatel hinunterdrücken. 2. Mit Wattetupfer entzündete bzw. mit Sekret, Membran oder Eiter bedeckte Tonsille oder Rachenhinterwand kräftig abstreichen. 3. Mundschleimhaut oder Zunge nicht berühren. 2. Abstrichset COPAN, schwarz Neisseria gonorrhoeae (Gonokokken) neigt zur Autolyse und ist empfindlich gegen Austrocknung und toxische Substanzen aus Abstrichtupfern und einigen Gleitmitteln. Aktivkohle aus dem Abstrichset COPAN schwarz adsorbiert potenziell schädliche Stoffe. Auf keinen Fall sollte erregerhaltiges Material länger als 4 Stunden transportiert oder gelagert werden. Genital- und Rektalabstriche auf Neisseria gonorrhoeae (Gonokokken) Für Urethralabstriche sollte die letzte Miktion mindestens 60 Minuten zurück liegen. Bei der Entnahme von Zervikalabstrichen ist auf vorherige Schleimentfernung zu achten. Rektalabstriche sind idealerweise mit einem Rektoskop zu gewinnen. Dabei sollte auf die Verwendung von Gleitmitteln verzichtet werden (teilweise toxisch für Gonokokken). Tupfer ca. 5 cm einführen und anschliessend zum Auspressen von Krypten seitlich kippen. Eine fäkale Kontamination sollte so weit möglich vermieden werden.

3 3. PCR-Set multi-collect Urethralabstrich: Entnahmetechnik 1. Patient/in sollte während mindestens einer Stunde vor Probenentnahme nicht uriniert haben. 2. Abstrichtupfer aus dem multi-collect PCR-Set 2-4 cm in die Harnröhre einführen. Für PCR auf Chlamydia trachomatis Neisseria gonorrhoeae (Gonokokken) Mycoplasma genitalium Cervix- oder Vaginalabstrich: 3. Den Tupfer 2-3 Sekunden lang leicht drehen und vorsichtig herausziehen. 4. Tupfer in das multi-collect-röhrchen geben und an der Sollbruchstelle abbrechen. 5. Tupfer im Röhrchen belassen. 6. Probe bis zum Versand bei Raum- oder Kühlschranktemperatur aufbewahren. Cervix- oder Vaginalabstrich: Entnahmetechnik 1. Abstrichtupfer aus dem multi-collect PCR-Set in den Cervixanal bzw. 5 cm in die Vagina einführen. 2. Tupfer Sekunden vorsichtig drehen, um ein Brechen an der Sollbruchstelle zu verhindern. 3. Tupfer herausziehen, in das multi-collect-röhrchen geben und an der Sollbruchstelle abbrechen. 4. Tupfer im Röhrchen belassen. 5. Probe bis zum Versand bei Raum- oder Kühlschranktemperatur aufbewahren. Urin: Entnahmetechnik 1. Patient/in sollte mindestens 1 Stunde vor Probenentnahme nicht uriniert haben. 2. Patient/in soll die ersten ml des Urins (Erststrahlurin) in einem Urinbecher auffangen. 3. Diesen Urin mit der im Set enthaltenen Transferpipette in das multi-collect-röhrchen geben bis er im Füllstandsfenster des Röhrchens sichtbar wird. Nicht zu viel Urin einfüllen ( MAX -Markierung beachten). 4. Probe bis zum Versand bei Raum- oder Kühlschranktemperatur aufbewahren.

4 4. Abstrichset Nasopharynx, blau und transparent Abstrich oder Aspirat aus Nasopharynx: Entnahmetechnik Für PCR auf: Bordetella pertussis Chlamydophila pneumoniae Legionella spp. Mycoplasma pneumoniae 1. Mit flexiblem Nasopharynx-Tupfer tiefen Nasopharyngealabstrich entnehmen, mindestens 4 cm tief. 2. Tupfer mit Druck auf die Schleimhaut einige Male drehen, um Epithelzellen der Nasenrachenwand zu gewinnen. Aspirat mit Tupfer aufnehmen. 3. Tupfer in Transportlösung kräftig auswaschen und an Gefässwand ausdrücken. 4. Tupfer verwerfen und Röhrchen gut verschliessen. Alternative Proben: Bronchialsekret, BAL, für Legionellen auch Sputum, Abstich oder Aspirat aus Nasopharynx. 5. Transportmedium A.C.T. Kultur auf aerobe und anaerobe Bakterien für Eiter und Punktate Zum Transport von flüssigen bzw. aspirierten Untersuchungsmaterialien und intraoperativ gewonnenen Proben (auch Abstrichen) geeignet. Gewährleistet das Überleben der meisten aeroben und anaeroben Keime über 24 Stunden bei Raumtemperatur. Die Transporttemperatur sollte bei etwa C liegen. Kühlen ist daher höchstens im Sommer erforderlich, da bei tieferen Temperaturen eine unerwünschte höhere Sauerstoffsättigung des Transportmediums und des Materials erfolgt. Grundsätzlich sind flüssige Materialien wie Eiter und Punktate wegen der grösseren Materialmenge besser geeignet als Materialien in Tupfern. Anwendung 1. Flüssiges Untersuchungsmaterial in sterile Spritze aufnehmen. 2. Gummistopfen des Transportgefässes desinfizieren. 3. Untersuchungsmaterial in das Transportgefäss spritzen. Nicht in den Agar stechen. Luftinjektion vermeiden.

5 6. Spitzröhrchen steril, weisser Schraubdeckel, 10 ml Zum Versand von folgenden Materialien: Liquor: schneller Transport bei Raumtemperatur, da Neisseria meningitidis kälteempfindlich ist. Für Pilze oder Mykobakterien sollten mindestens 3 ml Liquor eingeschickt werden. Abszesse und Punktate: Je grösser Probenvolumen, desto grössere Ausbeute. Bakterielle Kultur (aerob und gegebenenfalls anaerob) sowie eubakterielle PCR Biopsien: Grössere Biopsien soll man nativ schicken, kleinere Proben, wie Feinnadel- oder Hautstanzbiopsie, in wenig physiologische NaCl-Lösung geben. Sperma sollte bis zum Versand im Kühlschrank gelagert werden. Intravaskuläre Katheterspitzen: Die Einstichstelle sollte vor dem Herausziehen des Katheters desinfiziert werden. Ca cm langes Stück einsenden. Schneller Transport wegen Austrocknungsgefahr. Dialysat: Neben einer Dialysatprobe in einer aeroben und anaeroben Blutkulturflasche sollte noch wenig Material im Spitzröhrchen für das Gram-Direktpräparat eingesandt werden. Bürste (protected specimen brush, PSB) sollte mit 1 ml physiologischer NaCl-Lösung eingeschickt werden. BAL-Flüssigkeit, Bronchialsekret, Trachealsekret oder Sputum bitte im Sputumröhrchen einschicken.

6 7. Blutkultur-Flaschenpaar BacT/ALERT grün und orange Blutkulturflasche BacT/ALERT PF Pädiatrie Zeitpunkt der Probenentnahme Wenn immer möglich vor Einleitung der antimikrobiellen Therapie oder vor nächster Dosis. Schnellstmöglich bei Verdacht auf Sepsis (SIRS). Falls möglich zu Beginn des Fieberanstiegs bzw. bei Schüttelfrost. Anzahl der Blutkulturen Mindestens 2, optimal 3(-4) Blutkulturen (z. B. 3 x 2 Flaschen) pro 24 Std. abnehmen. Der zeitliche Abstand zwischen den Entnahmen wird von der klinischen Situation bzw. der Dringlichkeit der antimikrobiellen Therapie bestimmt (Minuten bis mehrere Stunden). Entnahmetechnik 1. Gründliche Desinfektion der Haut und des Gummistopfens der Flaschen mit alkoholischem Desinfektionsmittel. Desinfektionsmittel eintrocknen lassen. 2. Aseptische Venenpunktion und Abnahme von 2 x 10 ml Nativblut. Bei Neugeborenen 1-2 ml, bei Kleinkindern 3-5 ml und bei Kindern gewichtsabhängig bis 15 ml Blut entnehmen. Die Sensitivität der Blutkultur ist stark abhängig vom abgenommenen Blutvolumen! Bakterielle Kultur (aerob und anaerob) aus Blut, Punktaten oder Dialysat 3. Blut auf eine Blutkulturflasche aerobic und anaerobic verteilen bzw. in eine Blutkulturflasche PF Pediatric geben. Es sind verschiedene Transferbestecke erhältlich, um das Blut ohne Kontamination, Koagulation und Luftzufuhr in die Kulturflaschen zu überführen. 4. Flaschen unverzüglich ins Labor transportieren oder bei Raumtemperatur aufbewahren (wichtig: nicht vorbebrüten!). Spezielles Verdacht auf Endokarditis, Brucellose und Entnahme aus Kathetern auf dem Auftrag vermerken. Für Blutkulturen auf Mykobakterien siehe unter Mykobakterien- Blutkultur. Knochenmark, verschiedene Punktate oder Dialysat können auch in Blutkulturflaschen gegeben werden. Zusätzlich sollte dann noch wenig Material im Spitzröhrchen für das Gram- Direktpräparat eingesandt werden. Vor Untersuchungen auf spezielle Keime, wie Finegoldia magna, Legionellen, Mykoplasmen, Schimmelpilze etc. bitte Rücksprache mit dem Labor nehmen.

7 8. Monovette, Blut, Li-Heparin LH, grün, 7.5 ml Für Blutkulturen auf Mykobakterien 6-10 ml Blut in eine BD BACTEC 9000 MYCO/F Lytic-Flasche (in der Klinischen Mikrobiologie erhältlich) geben. Als Ersatz Blut in Monovette mit Heparinzusatz abnehmen und rasch ins Labor senden. Mykobakterien-Blutkultur 9. Sputum-/Stuhlröhrchen (ohne Zusatz), blau Sputum Am besten eignet sich morgendliches Sputum aus tiefer Expektoration nach vorherigem Mundspülen mit frischem Wasser. Bakteriologie allgemein Mykobakterien Pilze Stuhl: Clostridium difficile Bei ungenügender spontaner Expektoration kann oft Sekret nach Physiotherapie und/oder Inhalation mit einigen Tropfen 5-10%iger Kochsalzlösung gewonnen werden. Kein Sammelsputum einsenden. Material vor dem Transport kühl lagern. Sekrete mit starker oropharyngealer Kontamination (>25 Plattenepithelzellen pro Gesichtsfeld bei 100-facher Vergrösserung) werden vom Labor nicht weiter verarbeitet. Der Einsender wird darüber mittels Befund informiert. Stuhl Circa kirschgrosse bzw. ca. 3-mL-Portion einsenden. Bei geformtem Stuhl muköse oder oberflächliche Anteile entnehmen. Dieser Behälter ist für die Untersuchung auf Clostridium difficile geeignet (für Antigen-, PCR-Toxinnachweis und Kultur). Für die Untersuchung auf Salmonellen, Shigellen, Campylobacter und Vibrionen als auch PCR auf darmpathogene E. coli bitte Probe im Stuhlröhrchen Cary-Blair, grün einsenden. Für die Untersuchung auf C. difficile ist ungeformter Stuhl erforderlich.

8 10. Monovette, Urin Boric Acid, grün, 10 ml Für die Urinkultur muss ungekühlter Nativ-Urin innert 2 Stunden nach Entnahme verarbeitet werden. Da dies häufig nicht gewährleistet werden kann, sollten in der Regel ein Urintransportmedium (Monovette, Urin, grün) mit Keimzahlstabilisierendem Zusatz (Borsäure) oder ein Tauchnährboden verwendet werden. Mittelstrahlurin: Entnahmetechnik Bakteriologie allgemein Pilze 1. Intimbereich mit Wasser und milder Seife waschen. 2. Zunächst kleine Urinmenge in Toilette lösen. 3. Anschliessend Urinsammelbehälter füllen und restlichen Urin in die Toilette geben. 4. Durch Zug am Kolben Urin in die Monovette aufnehmen und bis zur 10 ml Marke füllen (damit der enthaltene Stabilisator in der optimalen Konzentration vorliegt). 5. Kolbenende abbrechen. 6. Bis zum Versand im Kühlschrank aufbewahren. Dauerkatheterurin: Entnahmetechnik Punktion des Katheters nach Desinfektion. 11. Monovette, Urin Z, gelb, 8.5 ml Entnahmetechnik Mittelstrahlurin und Dauerkatheterurin: siehe oben Nachweis von Legionella- Antigen Nachweis von Pneumokokken-Antigen Mycoplasma hominis/ureaplasma Kultur

9 12. Gefäss FALCON, blau, 50 ml Für die Untersuchung von Mykobakterien im Urin sind mindestens 50 ml Morgenurin an 3 Tagen abzunehmen und einzusenden (kein Sammelurin). Untersuchung von Urin auf Mykobakterien Untersuchung von Punktaten auf Mykobakterien Das Gefäss FALCON, blau kann auch benutzt werden, um grössere Volumina verschiedener Punktate (z. B. Pleurapunktat) für die Untersuchung auf Mykobakterien einzusenden. Das Gefäss ist in der Klinischen Mikrobiologie erhältlich. 13. Stuhlröhrchen Cary-Blair, grün Für die Diarrhoe-Diagnostik sollte mindestens eine circa kirschgrosse Portion bzw. ca. 3 ml ungeformter Stuhl eingesandt werden. Cave: Die Untersuchung von festem, geformtem Stuhl trägt nicht zu einer zuverlässigen Diarrhoe-Abklärung bei. Untersuchung auf Salmonellen, Shigellen und Campylobacter jejuni/coli sowie andere darmpathogene Erreger wie Vibrionen PCR auf darmpathogene E. coli Da Enteritis-Erreger (insbesondere Campylobacter, Shigellen und Vibrionen) relativ umweltempfindlich sind, sollten sie in Stuhlröhrchen Cary-Blair eingeschickt werden. Dieses Transportgefäss ist jedoch für die Clostridium difficile-diagnostik ungeeignet.

10 14. ESwab, COPAN Abstrich mit ESwab: Entnahmetechnik 1. Probe mit dem Applikator entnehmen. 2. Den Applikator in das Röhrchen einführen und den Applikatorstiel an der farbig markierten Stelle abbrechen. 3. Den abgebrochenen Stiehl entsorgen und den Deckel auf das Röhrchen schrauben. Schnell-PCR für Gruppe-B- Streptokokken 4. Probe bis zum Versand bei Raum- oder Kühlschranktemperatur aufbewahren.