1/10. Ihre Namen: Gruppe: Evolutionsbiologie 2, WS2015/2016: Bioinformatik - Übung 1

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1 Ihre Namen: Gruppe: Evolutionsbiologie 2, WS2015/2016: Bioinformatik - Übung 1 Erstellen Sie bitte vor Beginn der Übung einen Ordner auf dem Desktop, in dem Sie alle benötigten Dateien speichern können ( z. B. ' Uebung_ 1'). Die einzelnen Dateien sowie ein Beiblatt mit Links zu den Internetseiten finden Sie auf der Kursseite. Öffnen Sie die Fasta-Dateien nur mit einem Texteditor, z.b. Wordpad oder Notepad, nicht mit Microsoft Word oder Libre Office. Teil 1: Alignments und Dotplots 1.1 Erinnern Sie sich an die Vorlesung zum Thema Dotplots. Betrachten Sie folgende Sequenz und die dazugehörige Genstruktur (Introns/Exons) und skizzieren Sie einen Dotplot dazu in das linke Fenster. CDS Wofür steht CDS? Gen Im nächsten Schritt werden Sie Ihre obige Annahme überprüfen und einen Dotplot aus den beiden Sequenzen der Datei Gen.fasta erstellen. Öffnen Sie die Internetseite zu Dotlet. Wählen Sie Input und geben Sie die Sequenz Gen ein (oberste Sequenz). Dann wählen Sie noch einmal Input und geben die Sequenz CDS ein. Achtung: Wenn Sie nun die beiden Sequenzen vergleichen wollen, müssen beide ausgewählt sein. Stellen Sie die Auflösung (neben Compute ) auf 1:4 und drücken Sie Compute. Entspricht der Dotplot Ihren Erwartungen? Warum bzw. warum nicht? Erstellen Sie als nächstes einen Dotplot mit dem Sequenzset der Datei TAS14.fasta (Auflösung 1:1). Es handelt sich hierbei um zwei Allele eines Gens. Können Sie anhand des Dotplots erkennen worin sich die beiden Allele unterscheiden? 1/10

2 Die Datei "paralogs.fasta" enthält Protein- und Nukleotidsequenzen der Paraloge LTP und TSW12 und der Paraloge JERF1 und JERF3. Erstellen Sie für jedes Paralogpaar zunächst einen Dotplot für die Proteinsequenzen und danach für die Nukleotidsequenzen. Wie unterscheidet sich jeweils der Dotplot aus Proteinsequenzen von dem aus Nukleotidsequenzen? Wie können Sie sich das erklären? 1.2 In den folgenden Teilaufgaben werden Sie paarweise Alignments erstellen. Sie verwenden dafür die Programme needle und water von der Emboss-Seite. Führen Sie die Alignments mit needle UND water für das Sequenzset aus Proteinsequenzen.fasta durch. Laden Sie jeweils die 1. Sequenz aus diesem Set in das obere Fenster und alle anderen in das untere Fenster. Die Programme erstellen dann alle möglichen paarweisen Alignments mit der 1. Sequenz. Tragen Sie die Werte für Identity, Similarity, Gaps und Length für alle drei paarweisen Vergleiche in folgende Tabelle ein. NEEDLE Identity Similarity Gaps Length Q9BZW_HUMAN HGFA_MOUSE FAKE WATER Identity Similarity Gaps Length Q9BZW_HUMAN HGFA_MOUSE FAKE Was sind die Unterschiede zwischen needle und water? Können Sie herausfinden, was die vollständigen Namen für diese Algorithmen sind? (wir behandeln sie in der nächsten Vorlesung) Welche Sequenz ist der 1. Sequenz am ähnlichsten? Wie ähnlich ist sie? 2/10

3 1.3 Gehen Sie auf die Internetseite von PDB. Was enthält diese Datenbank? Wann war das letzte Update? Wie viele Strukturen menschlicher Proteine sind enthalten? Was ist das Protein des Monats Februar? Finden Sie den Eintrag 1CE9. Wählen Sie die Registerkarte Sequence. Was versteht man unter einer chain und wie viele hat dieses Protein? Laden Sie unter Download Files die Fasta-Datei mit den Einträgen zu 1CE9 herunter. Verwenden Sie needle oder water mit folgenden Parametern: In das obere Fenster geben sie die Sequenz unbekannt.fasta ein, in das untere Fenster die gesamte Datei, die Sie gerade herunter geladen haben. Können Sie identifizieren, welcher Teil zur unbekannten Sequenz gehört? Wenn ja, ist er vollständig enthalten und vollständig identisch? Woran sehen Sie das? Was sagt Ihnen das in Bezug auf die heruntergeladenen Sequenzen? 3/10

4 Teil 2: BLAST Der 1. Teil dieser Übung dient zur Wiederholung der Inhalte von Übung 9 aus Evolutionsbiologie 1. Verwenden Sie die Sequenz Nukleotidsequenz.fasta für eine BLAST-Suche. Welches Programm verwenden Sie, wenn Sie eine Nukleotidsequenz haben und in einer Datenbank aus Nukleotidsequenzen suchen wollen? Führen Sie eine Suche mit der Sequenz durch. Setzen Sie einen Haken bei Show results in a new window. Wo können Sie Ihre Suche auf einen bestimmten Organismus eingrenzen? Wo können Sie eine Datenbank auswählen? Wie könnten Sie eine Struktur zu einer gegebenen Sequenz finden? Ist die gegebene Sequenz in der Datenbank enthalten? Woran erkennen Sie das? Finden Sie nun heraus, was die folgenden Programme tun: blastp, blastn, tblastx, tblastn, blastx Füllen Sie bitte in der Tabelle aus, welche Programme mit welchen Datenbanken bzw. Anfragen (Queries) genutzt werden können. Zu verwendendes Programm Anfrage (Query) Nukleotid Protein Datenbank Nukleotid Protein 4/10

5 Im 2. Teil dieser Übung werden wir BLAST-Suchen mit einer Nukleotidsequenz und einer Proteinsequenz durchführen. Im Eingabefenster von BLAST können Sie nicht nur Sequenzen, sondern auch GenBank IDs oder Accession Numbers eingeben. Führen Sie eine Nukleotid-Nukleotid-BLAST-Suche mit AY durch. Wie viele Treffer erhalten Sie? Sind das alle Treffer? Welche Einstellung müssen Sie vornehmen, um die gesamte Anzahl zu erhalten? Führen Sie nun eine Protein-Protein-BLAST-Suche mit AAV durch. Wie viele und welche Domänen hat dieses Protein? Was hat dieses Protein mit AY zu tun? Versuchen Sie als nächstes die zu der Sequenz dazugehörige Publikation zu finden. Wo können Sie Titel, Autor(en), und Journal finden? (Hinweis: Sie können auch über die NCBI GenBank-Seite suchen) Was ist ein PopSet? Wie viele Sequenzen sind im PopSet zur angegebenen Publikation enthalten? 5/10

6 Teil 3: Proteindomänen, Sekundärstrukturvorhersage, Hydrophobizität und coiled-coil Allgemein: Für diese Aufgabe werden Sie mit vier verschiedenen Proteinsequenzen arbeiten. Auf der letzten Seite des Übungsblattes finden Sie eine grafische Repräsentation dieser vier Proteine. Für jedes dieser Proteine, sollen Sie Informationen zu Proteindomänen, Sekundärstruktur, Hydrophobizität und coiled-coil-strukturen bestimmen und in der Grafik einzeichnen. Sie müssen bei Ihren Zeichnungen nicht zu exakt sein. Ziel dieser Aufgabe ist es, einen Überblick über Gemeinsamkeiten und Unterschiede dieser Proteine zu erhalten. Anleitung: 1. Sie brauchen die vier Proteinsequenzen protein_1.fasta, protein_2.fasta, protein_3.fasta und protein_4.fasta. 2. Für jedes dieser Proteine führen Sie nun eine Vorhersage der Proteindomänen durch. Gehen Sie dafür auf die HMMER Internetseite. Hier, wählen Sie search, das Programm hmmscan und geben die Sequenz in das Suchfenster ein. Betrachten Sie die grafische Ausgabe und tragen Sie die Domänen in das Arbeitsblatt ein. Verwenden Sie dazu die Pfam-Annotation. 3. Als nächstes werden Sie eine Strukturvorhersage für alle Proteine durchführen. Nutzen Sie, wenn möglich, die Internetseite, gehen Sie auf Secondary structure prediction und verwenden Sie consensus prediction method. Für diesen Schritt dürfen Sie nur die reinen Sequenzen verwenden, kopieren Sie die Sequenzen NICHT mit der Fasta-ID ( >... ). 4. Zeichnen Sie ein einfaches Schema, das zeigt, welche Strukturen (z. B. α-helices (h), β- Stränge (e) usw.), in den Proteinen vorhanden sind, in das Arbeitsblatt ein. 5. Nun betrachten Sie die Hydrophobizität der vier Proteine. Verwenden Sie dafür den Kyte-Doolittle-Algorithmus. Was sagt die Fenstergröße aus? Gibt es Proteine, die möglicherweise einen Transmembranbereich aufweisen? Wie können Sie das feststellen? Markieren Sie derartige hydrophobe Bereiche im Arbeitsblatt. 6. Als letzten Schritt nutzen Sie das Programm COILS zur Bestimmung von coiled-coil- Strukturen in Ihren vier Proteinen. Welche Sequenzen haben solche Regionen? Markieren Sie dies im Arbeitsblatt. 7. Nun werden Sie noch herausfinden, welche Proteine Sie bekommen haben. Der in der Fasta-Datei angegebene Name (z. B. 1HGA) ist eine sogenannte PDB-ID. PDB steht für Protein Data Bank. Gehen Sie auf die Internetseite und suchen Sie den passenden Eintrag für jedes Protein. Welche Proteine haben Sie betrachtet? Entspricht das Protein, das Sie betrachtet haben, dem gesamten Molekül in PDB? Vergleichen Sie die tatsächliche Struktur mit den Vorhersagen. Waren die Vorhersagen zuverlässig? Gab es Algorithmen, die besser vorhergesagt haben als andere? 6/10

7 Fassen Sie dies kurz (stichpunktartig) in der nachfolgenden Tabelle zusammen. 1HGA 1PQ7 1BE3 1CE9 Teil 4: Datenbanken FlyBase 1. rosy Welches Enzym ist von der Mutation betroffen, die den Phänotyp der rosy (ry) Mutante bei Drosophila ausmacht? Wie lautet die Annotationsnummer [annotation number] (CG Nummer) des rosy Gens? Auf welchem Chromosomenarm befindet sich das rosy Gen? Wie viele Introns hat das rosy Gen? Wie viele Aminosäuren ist das von rosy kodierte Protein lang? Können Sie die Proteinsequenz finden? 2. disco Wie lautet der vollständige Name des Gens disco in Drosophila? Auf welchem Chromosom befindet sich das disco Gen? 7/10

8 Was ist die molekulare Funktion des disco Proteins? In welche biologischen Prozesse ist es involviert? In welchem Teil der Zelle befindet es sich [localized to]? Passt das mit der molekularen Funktion zusammen? Warum oder warum nicht? 3. Fst Wie lautet der vollständige Name des Gens Fst in Drosophila? Wie lautet die CG Nummer und die FlyBase ID für dieses Gen in Drosophila melanogaster? Können Sie Orthologe dieses Gens in anderen Arten von Drosophila finden? Wenn ja, in welchen? PubMed - Nutzen Sie die PubMed Hilfsseiten und Tutorien: Auf wie vielen Artikeln steht Eric S. Lander als Autor oder Co-Autor? 2. Auf wie vielen Artikeln steht J. Craig Ventor als Autor oder Co-Autor? 3. Wieviele Artikel hat J. Craig Ventor in Science von zwischen 1995 und 2001 publiziert? 4. Wieviele Artikel sind von J. Parsch in PubMed aufgelistet? 8/10

9 5. Wie viele davon sind von dem J. Parsch, der diesen Kurs unterrichtet? 6. Wieviele davon sind frei und komplett [free, full-text] verfügbar? 7. Wieviele Artikel sind in PubMed verzeichnet, die das Gen BRCA1 im Titel haben? Warum erhält dieses Gen soviel Aufmerksamkeit? Löschen Sie bitte nach Beendigung der Übung alle heruntergeladenen und erstellten Dateien bevor Sie den Computer herunterfahren. 9/10

10 Zusatzblatt zu Teil 3 10/10

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Ihre Namen: Gruppe: Öffnen Sie die Fasta-Dateien nur mit einem Texteditor, z.b. Wordpad oder Notepad, nicht mit Microsoft Word oder Libre Office. Ihre Namen: Gruppe: Evolutionsbiologie 2, WS2016/2017: Bioinformatik - Übung 1 Erstellen Sie vor Beginn der Übung einen Ordner auf dem Desktop, in dem Sie alle benötigten Dateien speichern kö nnen (z.b.

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