Aus der Hautklinik Universitätsklinikum Erlangen Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg Direktor: Prof. Dr. med. Univ.

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1 Aus der Hautklinik Universitätsklinikum Erlangen Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg Direktor: Prof. Dr. med. Univ. Gerold Schuler Typ I-Allergie gegen Insektengifte: Klinik, Kreuzreaktion und immunologische Verlaufsparameter im Kollektiv der Hautklinik Universitätsklinikum Erlangen Inaugural-Dissertation zur Erlangung der Doktorwürde der Medizinischen Fakultät der Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg vorgelegt von Christine Friedrich, geb. Lehmann, aus Tirschenreuth

2 Gedruckt mit der Erlaubnis der medizinischen Fakultät der Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg Dekan: Referent: Korreferent: Prof. Dr. med. Dr. h. c. J. Schüttler Prof. Dr. med. V. Mahler Prof. Dr. med. G. Schuler Tag der mündlichen Prüfung: 9. November 2011

3 Diese Dissertation ist meinen Eltern, Monika und Helmut Lehmann, und meinem Ehemann Tobias Friedrich gewidmet, ohne deren Unterstützung diese Arbeit nicht möglich gewesen wäre.

4 Inhaltsverzeichnis 1. Zusammenfassung Deutsch Hintergrund und Ziele Methoden Ergebnisse Praktische Schlussfolgerungen Englisch Background and aims Methods Results Practical conclusions Einleitung Hintergrund der Hymenopterengiftallergie Diagnosekriterien der Typ I-Allergie gegen Hymenopterengift Anamnese In vivo Testverfahren In vitro Testverfahren Spezifische Immuntherapie Mechanismus Indikation Kontraindikationen Durchführung Nebenwirkungen Effektivität Verlaufsparameter bei spezifischer Immuntherapie bei Hymenopterengiftallergie Relevante Allergene Hymenopterengiftallergie Assoziation mit dem atopischen Formenkreis Kreuzallergien und -sensibilisierungen Kreuzreaktive Kohlenhydratdeterminanten (CCDs) Naturgummilatex 28

5 sog. kreuzreaktive Latexfrüchte Rekombinante Allergene Material und Methoden Patientenkollektiv Fragebögen und Telefoninterviews Postalische Patientenbefragung Telefonische Patientenbefragung Verlaufsparameter Kreuzsensibilisierung mit Naturgummilatex Fragebogen zur Latexanamnese und sog. kreuzreaktiven Früchten In vivo-diagnostik der Typ I-Sensibilisierung auf Naturgummilatex Pricktestung auf Latex und kreuzreaktive Früchte Handschuhtrageversuch In vitro-diagnostik der Typ I-Sensibilisierung auf Naturgummilatex Ergebnisse Rücklauf der Fragebögen und Telefoninterviews Verteilung der auslösenden Insektengiftart Altersverteilung Geschlechterverteilung Verteilung nach klinischem Schweregrad nach Müller Hauttestung Behandlungsdauer Spezifische IgE-Ak gegen Insektengift Spezifische IgE-Ak gegen Insektengift im Ausgangskollektiv (n=781) vor SIT Charakterisierung der Kollektive vor und nach SIT (n=529) Verlauf der spezifischen IgE-Ak gegen Bienengift vor und nach SIT Verlauf der spezifischen IgE-Ak gegen Bienengift nach Ausgangs- CAP-Klassen bei klinisch manifester Bienengiftallergie (n=93) Verlauf der spezifischen IgE-Ak gegen Bienengift nach Ausgangs- CAP-Klassen bei klinisch manifester Doppelallergie (n=45) 74

6 Verlauf der spezifischen IgE-Ak gegen Bienengift nach Ausgangs- CAP-Klassen bei klinisch manifester Wespengiftallergie (n=171) Verlauf der spezifischen IgE-Ak gegen Bienengift vor und nach SIT unabhängig von der Insektengiftallergie (n=309) und durchgeführter SIT Verlauf der spezifischen IgE-Ak gegen Wespengift vor und nach SIT Verlauf der spezifischen IgE-Ak gegen Wespengift nach Ausgangs- CAP-Klassen bei klinisch manifester Wespengiftallergie (n=182) Verlauf der spezifischen IgE-Ak gegen Wespengift nach Ausgangs- CAP-Klassen bei klinisch manifester Doppelallergie (n=46) Verlauf der spezifischen IgE-Ak gegen Wespengift nach Ausgangs- CAP-Klassen bei klinisch manifester Bienengiftallergie (n=92) Verlauf der spezifischen IgE-Ak gegen Wespengift vor und nach SIT unabhängig von der Insektengiftallergie (n=320) und durchgeführter SIT Assoziation mit Atopie Atopie in der Eigenanamnese bei Hymenopterengiftallergie Atopie in der Familienanamnese bei Hymenopterengiftallergie Assoziation von Hymenopterengiftallergie und Naturgummilatexallergie Nachweis von spezifischen IgE-Ak gegen Naturgummilatex bei Patienten mit klinisch manifester Hymenopterengiftallergie Ergebnisse der IgE-Ak-Bestimmung gegen rekombinante Latexallergene und CCD-Markerallergene (Bromelain und Meerrettichperoxidase) Charakterisierung des Latexsensibilisierten Patientenkollektivs Latexspezifische Anamneseerhebung Pricktestung auf Naturgummilatex und sog. kreuzreaktive Früchte Provokationstestung mittels Handschuhtrageversuch in vitro Diagnostik der spezifischen IgE-Ak gegen kreuzreagierende Latexfrüchte Zusammenfassende Beurteilung der allergologischen in vivo und in vitro Diagnostik auf Latex (Fallkonstellationen) 103

7 Nachweis von spezifischen IgE-Ak gegen Hymenopterengift bei klinisch manifester Latexallergie Diskussion Literaturverzeichnis Abkürzungsverzeichnis Danksagung 133

8 1. Zusammenfassung 1.1. Deutsch Hintergrund und Ziele Die spezifische Immuntherapie (SIT) ist die einzige kausale Therapieform einer Typ I-Allergie auf Insektengift, die häufig schwere Manifestationsformen bis hin zum anaphylaktischen Schock bedingen kann. Dauer der Therapie ist ein Zeitraum von mindestens 3 bis 5 Jahren. Als Entscheidungshilfen zur Therapiebeendigung dienen klinische Kriterien: ausbleibende Reaktion auf Feld- oder Provokationsstich, negativer Prick- oder Intrakutantest oder ein Absinken der spezifischen IgE-Antikörper (Ak) unter die Nachweisgrenze in der in vitro Testung. Die Fragestellungen, die in der vorliegenden Arbeit untersucht wurden, sind: 1. Wie viele Patienten erreichen das geforderte Kriterium der negativen spezifischen IgE-Ak nach SIT? 2. Wie häufig ist eine Doppelsensibilisierung gegen Bienen- und Wespengift? Welche klinische Relevanz hat diese? 3. Wie häufig kommen spezifische IgE-Ak gegen Naturgummilatex bei klinisch manifester Insektengiftallergie vor? Welche klinische Relevanz haben diese? 4. Welche Aussagekraft hat der Nachweis von spezifischen IgE-Ak gegen Kohlenhydratseitenketten (CCD) und rekombinante Latexallergene? Methoden Das untersuchte Kollektiv beinhaltete n=790 Patienten der Hautklinik Universitätsklinikum Erlangen mit nachgewiesener Typ I-Allergie gegen Insektengift, welche mittels SIT therapiert wurden. Als Einschlusskriterium galt eine leitlinienkonform (gemäß der Deutschen Gesellschaft für Allergologie und klinische Immunologie) nachgewiesene klinisch manifeste Typ I-Allergie gegen Hymenopterengift und eingeleitete spezifische Immuntherapie (SIT) gegen das allergieauslösende Gift. Zum Nachweis der allergieauslösenden Allergenquelle und um Aussagen über das Abfallen der spezifischen IgE-Ak unter die Nachweisgrenze treffen zu können, wurden die spezifischen IgE-Ak gegen beide Insektengifte vor und nach SIT bestimmt. 8

9 Zur Untersuchung bestehender Ko-/Kreuz-Sensibilisierungen auf Naturgummilatex als weitere vital bedrohliche Soforttypallergie wurden spezifische IgE-Ak gegen Naturgummilatex in vitro bestimmt. Bei erhöhten Werten erfolgte zur Untersuchung der klinischen Relevanz eine weitere allergologische in vivo und in vitro Diagnostik Ergebnisse Im untersuchten Kollektiv (n=790 Insektengiftallergiker) waren n=468 (59,2%) von einer Wespengiftallergie betroffen, n=218 (27,6%) von einer Bienengiftallergie und n=104 (13,2%) von einer klinisch manifesten Typ I- Allergie gegen beide Insektengifte. Es waren n=418 Männer (davon n= 211 Wespengiftallergiker, n=144 Bienengiftallergiker und n=63 mit einer klinisch manifesten Allergie gegen beide Insektengifte) und n=372 Frauen (davon n=257 Wespengiftallergiker, n=74 Bienengiftallergiker und n=41 mit einer klinisch manifesten Allergie gegen beide Insektengifte) in dem Kollektiv enthalten. Das Alter der Patienten bei Einleitung reichte von 2 bis 77 Jahren. Der Median lag bei 36 Jahren. Bei 13,98% der Bienen- und 15,93% der Wespengiftallergiker fielen im Verlauf der SIT die spezifischen IgE-Ak unter die Nachweisgrenze gegen das klinisch relevante Insektengift ab. Bei den Patienten mit klinisch manifester Allergie gegen beide Insektengifte hatten nach SIT 13,04% negative spezifische IgE-Ak gegen Wespen- und 8,89% gegen Bienengift. Insgesamt fielen 49,5% der Bienen- und 67,0% der Wespengiftallergiker mit den spezifischen IgE-Ak gegen das jeweils relevante Gift um 1 CAP Klasse ab, dies waren v.a. die Patienten mit CAP Klasse 3. 25,8% der Wespengiftallergiker und 39,8% der Bienengiftallergiker behielten im Verlauf ihre CAP-Klasse bei. Bei den Patienten mit klinisch manifester Allergie gegen beide Insektengifte hatten 45,7% nach SIT die identische CAP Klasse gegen Wespengift und 40% gegen Bienengift wie vor SIT. 7,1% der Wespengiftallergiker und 10% der Bienengiftallergiker stiegen mit den spezifischen IgE-Ak gegen das jeweils relevante Insektengift um 1 CAP Klasse an. Von den Patienten mit klinisch manifester Allergie gegen beide Insektengifte stiegen 8,7% mit den spezifischen IgE-Ak gegen Wespengift und 11,1% gegen Bienengift um 1 CAP Klasse im Verlauf an. Es zeigten sich bei 58,3% spezifische IgE-Ak gegen beide Insektengifte, wobei der Anteil der Patienten mit klinisch manifester Typ I-Allergie gegen beide 9

10 Insektengifte lediglich bei 13,2% lag. Somit besteht ein großer Anteil von subklinischer Doppelsensibilisierung bei klinisch manifester Allergie gegen ausschließlich ein Insektengift. 8,33% der untersuchten Patienten wiesen erhöhte IgE-Ak gegen Naturgummilatex auf. In der weiteren Diagnostik zeigten 81,8% Kohlenhydratseitenketten (CCD)-Ak, 24,2% hatten spezifische IgE-Ak gegen rekombinante Latexallergene. Eine klinische Relevanz konnte bei n=5 von n=22 (22,7%) Patienten nachgewiesen werden. Die meisten davon hatten bislang keine auffällige Anamnese bezüglich Latex Praktische Schlussfolgerungen Nur eine geringe Anzahl von Patienten erlangt im Verlauf der SIT negative IgE- Ak gegen das ursächliche Insektengift. Deshalb sind klinische Parameter zur Entscheidung eines Therapieendes von wesentlicher Bedeutung. Der Anteil an klinisch stummer Doppelsensibilisierung gegen beide Insektengifte ist hoch. Der Prozentsatz von klinisch manifester Doppelallergie ist gering. Zur Differenzierung sind in vivo Tests und bei unklaren Ergebnissen Inhibitions-Tests empfohlen, um die Indikation zur SIT gegen ein oder beide Insektengifte zu stellen. Im untersuchten Kollektiv waren erhöhte spezifische IgE-Ak gegen Naturgummilatex bei Insektengiftallergie meist Ausdruck einer Kreuzreaktion durch kreuzreaktive Kohlenhyratdeterminanten (CCD). Es wurden jedoch im Rahmen der Untersuchung auch klinisch manifeste Latexallergiker (22,7%) identifiziert, weshalb eine weitere allergologische Abklärung bei Nachweis spezifischer IgE-Ak gegen Latex obligat ist. 10

11 1.2. Englisch Background and aims Specific immunotherapy (SIT) is the only causal therapy for Type I-allergy to insect venoms, a potentially life-threatening condition. A minimal period of 3 to 5 years is necessary for a successful therapy. Clinical criteria such as a tolerated fieldsting or sting challenge, a negative skin prick test or intracutaneous test or the decline of specific IgE-antibodies to negative values help to decide whether the treatment can be stopped. The objectives of this work were: 1. to elucidate how many patients reach the criterion of negative specific IgE-antibodies during SIT? 2. to investigate how often patients have specific IgE-antibodies against bee and wasp venom? How many have clinically relevant allergies against the two venoms? 3. to determine the prevalence of latex sensitization and clinical relevance in venom allergic patients? 4. to determine the diagnostic role of specific IgE-antibodies against crossreactive carbohydrate determinants (CCD) and recombinant allergens? Methods n=790 patients with insect venom allergy treated with SIT were included in this study. To examine the reduction of specific IgE during SIT and to identify the frequency of double positivity specific IgE-antibodies were measured before and after SIT. To investigate coincident crossreactivity to natural rubber latex as another lifethreatening Type I-allergy latex-specific IgE were examined. If positive latexspecific IgE-antibodies were present, further allergological in vitro and in vivo work-up was done Results 13.98% of bee and 15.93% of wasp venom allergic patients reached negative levels of specific IgE-antibodies against the relevant venom. The patients with clinically relevant allergy to both venoms reached negative levels of IgE against bee venom in 8.89% and against wasp venom in 13.04%. All together 49.5% of 11

12 bee venom allergic patients and 67.0% of wasp venom allergic patients declined 1 CAP class with the IgE-antibodies against the relevant venom during SIT. 25.8% of patients allergic to wasp venom and 39.8% of those allergic to bee venom kept their CAP class during SIT. The patients with clinically relevant allergy to both venoms kept the same CAP class to wasp venom in 45.7% and to bee venom in 40%. 7.1% of the wasp venom allergic patients and 10% of the bee venom allergic patients raised with the level of specific IgE-antibodies to the relevant venom 1 CAP class. Regarding the patients with true allergy to both venoms 8.7% had a higher CAP class against wasp venom and 11.1% against bee venom after SIT. 58.3% of the patients had elevated IgE-antibodies against both venoms, whereas only 13.2% had clinical symptoms to both venoms. Consequently, there is a high frequency of subclinical cross-sensitization in patients with a clinically manifest allergy to only one venom. 8.33% of the patients had specific IgE-antibodies against latex. The further allergological work-up showed antibodies against cross-reactive carbohydrate determinants (CCD) in 81.8%. IgE-antibodies against recombinant protein latex allergenes were present in 24.2%. A clinical relevance was found in 5 out of 22 patients (22.7%). Most of them had no positive history of symptoms to latex. In conclusion most cases of positive specific IgE-antibodies in insect venom allergic patients are caused by CCD-reactive-IgE-antibodies. However, if positive specific IgE-antibodies are found, a full allergological work-up is necessery to rule out true latex-allergy Practical conclusions Only a small percentage of patients reach negative levels of specific IgEantibodies against the relevant venom during SIT. Therefore, clinical parameters are important for the decision of stopping SIT. There is a high rate of double sensitization in insect allergic patients, but the percentage of clinically manifest allergy against both venoms is low. Specific IgE-antibodies against latex in insect allergic patients are in most cases caused by IgE-antibodies against CCD. However, there were 22.7% of patients found who had a true relevant latex allergy. Therefore a complete allergological examination is necessary, if positive IgE-antibobdies to latex are found. 12

13 2. Einleitung 2.1. Hintergrund der Hymenopterengiftallergie Nach einem Insektenstich durch Hymenopteren (Hautflügler) kann es zu toxischen oder allergischen Reaktionen kommen. Toxische Reaktionen entstehen als Folgen der Giftkomponenten selbst [79]. Allergische Reaktionen durch Insektenstiche werden vor allem durch in Bienen- oder Wespengift enthaltene Allergene verursacht [53]. Die Hymenopterenallergie beruht auf dem Mechanismus einer Soforttyp-Allergie. Bei dieser kommt es nach Kontakt mit einem potentiellen Allergen zur Sensibilisierung und Bildung von spezifischen IgE-Antikörpern ohne klinische Erscheinungen. Bei erneutem Allergenkontakt kommt es zur spezifischen IgE-Bindung zellgebundener IgE-Ak mit dem betreffenden Allergen, gefolgt von Bridging, zur Mastzelldegranulation und Freisetzung von Entzündungsmediatoren wie z.b. Histamin. Es folgen daraufhin klinische Symptome von unterschiedlichem Ausmaß. Sie verlaufen zum Teil mild, z.b. in Form von übermäßigen Lokalreaktionen, welche innerhalb von kurzer Zeit auftreten und die gewöhnlichen Ausmaße eines Hymenopterenstiches in Ausdehnung und Dauer überschreiten (größer als 10 cm Durchmesser; Symptomdauer länger als 24 Stunden) [82]. Auch Lokalreaktionen, welche mindestens zwei Gelenke beinhalten werden bei Kindern als übermäßige Lokalreaktionen gewertet [56]. Von diesen lokalen Reaktionen unterscheidet man systemische Reaktionen, welche wiederum unterschiedlich ausgeprägt sein können. Verschiedene Organsysteme können betroffen sein: Die Haut (Urtikaria, Angioödem oder generalisiertes Erythem), der Gastrointestinaltrakt (Koliken, Diarrhoen und Erbrechen) oder die Atemwege (Larynxödem, Asthma bronchiale, Rhinokonjunktivitis oder selten ein allergisches Lungenödem) [19]. Besonders bedrohlich werden allergische Reaktionen, wenn sie das Herz-Kreislauf-System beeinflussen: So kann es durch eine periphere Vasodilatation und einer Erhöhung der Gefäßpermeabilität zur Hypovolämie kommen [79]. Tachykardie, Hypotonie und Bewusstseinsverlust sind weitere schwerwiegende Folgen, welche letztendlich zum anaphylaktischen Schock führen können [18]. Diese lebensbedrohlichen Reaktionen können innerhalb von wenigen Minuten auftreten. Insgesamt liegt eine gesteigerte örtliche Reaktion bei bis zu 19% der Allgemeinbevölkerung vor, sowie systemische Reaktionen bei 0,8-5% [62], [54]. 13

14 Auch wenn schwere allergische Reaktionen selten vorkommen, sterben in Deutschland ca Menschen pro Jahr an den Folgen ihrer Insektengiftallergie [69]. In den USA geht man von 40 tödlichen Reaktionen pro Jahr aus [26]. Eine hohe Dunkelziffer in Form von ungeklärten Todesfällen ist anzunehmen [69], [61], da man in Postmortem-Studien bei Menschen, die an einem ungeklärten Tod im Sommer verstarben, gehäuft erhöhte spezifische IgE-Antikörper gegen Insektengift fand [26]. Auch wenn es nicht zum Tod kommt, so können Folgeschäden nach allergischen Reaktionen entstehen: Hypoxischer Hirnschaden mit permanenten neurologischen Defiziten infolge einer Reanimation sowie Herzinfarkte können mögliche Folgen sein [8], [68]. 40% aller letalen Stichreaktionen betreffen Menschen ohne zuvor aufgetretene allergische Reaktionen auf Insektenstiche [30]. Im Umkehrschluss bedeutet dies, dass 60% aller Todesfälle aufgrund von Insektengiftallergien bereits eine auffällige Anamnese hatten. Bilo und Bonifazi beschrieben dies für 50% aller Todesfälle auf Grund von Insektengiftallergien [7]. Deshalb ist die allergologische Abklärung bereits von überschießenden Reaktionen auf Hymenopterenstiche von entscheidender Bedeutung, um präventivmedizinisch einwirken zu können. Bei Patienten mit bekannter Allergieanamnese auf Insektengift soll das Risiko für schwere systemische Reaktionen minimiert werden. Abbildung 1: Taxonomie der Hymenopteren [79] 2.2. Diagnosekriterien der Typ I-Allergie gegen Hymenopterengift Leitlinienkonform gemäß der deutschen Gesellschaft für Allergologie und klinische Immunologie erfolgt die Diagnosestellung der 14

15 Hymenopterengiftallergie unter Würdigung der klinischen Symptomatik bei vorangegangenen Stichereignissen (z.b. Einteilung nach Müller), allergologischen Untersuchungsbefunden (Hauttestung und Bestimmung spezifischer IgE-Antikörper) in Zusammenschau mit persönlichen Risikofaktoren [62], [9], [76] Anamnese Die genaue Erhebung der Vorgeschichte spielt eine entscheidende Rolle im leitlinienorientierten Vorgehen. So sind bisherige Stichreaktionen, deren Umstände und das vermutete Insekt von besonderem Interesse. Die klinische Einteilung der Stichreaktion erfolgt nach Müller [56], [8], [46]. Grad 0 Grad I Grad II Grad III Grad IV schwere Lokalreaktion, Schwellung an Stichstelle > 10 cm im Durchmesser, überschreiten von 2 Gelenken einer Extremität leichte Allgemeinreaktion, generalisierte Urticaria, Pruritus, Übelkeit, Angst mäßige Allgemeinreaktion: beliebige Symptome aus Grad I und mindestens zwei der folgenden: Quincke-Ödem, Engegefühl im Thorax, Giemen, Bauchbeschwerden, Nausea, Erbrechen, Durchfall, Schwindelgefühl schwere Allgemeinreaktionen: beliebige Symptome aus Grad I und II und mindestens zwei der folgenden: Dysphagie, Dyspnoe, Heiserkeit, verwaschene Sprache, Benommenheit, Schwächegefühl, Todesangst Schockreaktionen: beliebige Symptome aus Grad I, II und III sowie mindestens zwei der folgenden: Zyanose, Blutdruckabfall, Kollaps, Inkontinenz, Bewusstlosigkeit Tabelle 1: Einteilung der allergischen Reaktionen auf Hymenopterenstiche nach Müller [56] Fragen nach Beruf und Freizeitgestaltung dienen der Einschätzung des Expositionsrisikos. Des Weiteren sind persönliche Risikofaktoren wie z.b. Alter, Einnahme von bestimmten Medikamentengruppen (z.b. β-blocker, ACE- Hemmer oder nichtsteroidale Antirheumatika) oder kardiovaskuläre Begleiterkrankungen zu erheben. 15

16 In vivo Testverfahren Unter Sicherheitsvorkehrungen (liegender venöser Zugang, Reanimationsbereitschaft, regelmäßige Kontrolle von Puls und Blutdruck) wird die Reaktionsschwelle schrittweise mittels steigender Hymenopterengiftkonzentrationen (Pricktest mit 0,1 bis 100µg/ml, Intradermaltest mit 0,001 bis 1,0 µg/ml [62]) im Hauttest bestimmt. Im vorliegenden Kollektiv wurden die Testkonzentrationen von 0,00001 bis 1µg/ml eingesetzt. Hier wurde zum einen einer Reaktion bei geringerer Testkonzentration in der i.c. Testung, sowie einer Notwenigkeit von höheren Testkonzentrationen in der teils zu Beginn der Arbeit durchgeführten scratch Testungen Rechnung getragen. Es handelt sich hierbei um industriell von natürlichen Insekten gewonnene standardisierte Insektengifte, welche in ansteigenden Dosierungen in vivo appliziert werden. Die Durchführung erfolgt aufgrund einer höheren Sensitivität vorzugsweise in Form von intrakutaner Injektion [46]. Die entstehende Quaddel sowie die hervorgerufene Rötung werden nach einer Latenz von Minuten in Millimetern beurteilt. Abhängig von der Testreaktion erfolgt bei positiver Testreaktion zweier aufeinander folgender Dosen eine Beendigung des Tests. Bei geringer oder ausbleibender Lokalreaktion erfolgt eine weitere Dosissteigerung. Da ab einer Dosierung von 1µg/ml die lokale Toxizität des Giftes auch bei Nichtallergikern falsch positive Testergebnisse provoziert, ist dies als maximale Testkonzentration festgelegt [46], [62], [27]. Als Positivkontrolle wird eine Histamininjektion mitgeführt. Insgesamt liegt die Sensitivität der Hauttestungen zwischen 90 und 95% [25]. Die intradermale Testung zeigt in 65 bis 80% positive Ergebnisse bei Patienten mit systemischen allergischen Reaktionen in der Vorgeschichte [25]. Falsch negative Testergebnisse treten vor allem 3 bis 6 Wochen nach einem Insektenstich auf, da es durch den Stich zum Verbrauch der IgE-Ak kommt. Demnach soll die Testung erst nach diesem Intervall erfolgen. Falls sie früher durchgeführt wird, sollte sie bei negativem Ergebnis nach 5-6 Wochen wiederholt werden [23], [49]. Das Ausmaß der Reaktion in der Hauttestung ist nicht konkordant mit der Reaktion auf einen echten Insektenstich [32]. Selbst Patienten mit starken anaphylaktischen Reaktionen in der Vorgeschichte können zum Teil nur schwach positive oder sogar negative Testergebnisse zeigen [29]. Es lässt sich deshalb keine Aussage über den Schweregrad einer allergischen Reaktion auf 16

17 ein Stichereignis anhand des Ergebnisses eines Hauttestes machen [25], [26], [78]. Der Hauttest dient dem Nachweis einer bestehenden Sensibilisierung ohne Rückschlüsse auf das klinische Ausmaß [65]. Ein weiteres in vivo Testverfahren ist ein Provokationsstich. Dieser dient nicht der Diagnosestellung, sondern einer Therapiekontrolle bei SIT [86], [62], [85], [13]. Bei der Testung wird das jeweilige Insekt unter kontrollierten Bedingungen und Notfallbereitschaft zum Stich gereizt. Als Komplikationen sind bei Therapieversagern schwere allergische Reaktionen möglich. Weiterhin ist die Neusensibilisierung auf weitere Allergene möglich, auf die der Patient bislang nicht sensibilisiert war, sowie eine erneute Boosterung einer bereits bestehenden Sensibilisierung [46], [86] In vitro Testverfahren Der Nachweis der spezifischen IgE-Ak in vitro erfolgt mittels nicht-kompetitiver Messmethodik, wobei die Antigene an eine Festphase gebunden sind. Falls im Patientenserum spezifische IgE-Ak vorhanden sind, binden diese an das an die Festphase gebundene Antigen. Diese werden in einem zweiten Schritt mittels eines zweiten markierten anti-human-ige-antikörpers messbar gemacht (Sandwich-Methode) [75]. Reisman et al. beschrieb 1975 den ersten Nachweis von spezifischen IgE- Antikörpern bei Insektengiftallergie durch den von Wide entwickelten Radio- Allergo-Sorbent-Test (RAST) [66], [90]. Seitdem galt der RAST als Goldstandard bei Routineuntersuchungen zum Nachweis insektengiftspezifischer IgE-Antikörper. Inzwischen haben sich nicht-radioaktive Methoden, die auf dem gleichen Prinzip basieren, als Nachweismethode für spezifische IgE-Ak durchgesetzt. Durch die Verwendung eines Zellulosederivats als Solidphase (z.b. beim CAP FEIA) wird eine höhere Bindungskapazität und eine höhere Messempfindlichkeit erzielt [75]. In vitro Tests zum Nachweis insektengiftspezifischer Antikörper sollen möglichst erst 2 bis 3 Wochen [67] nach dem Stichereignis und idealerweise nicht später als 6 Monate danach durchgeführt werden, da in diesem Zeitraum die höchste Serumkonzentration insektengiftspezifischer IgE-Antikörper vorliegt. In vitro Testverfahren haben den großen Vorteil, den Patienten nicht zu gefährden. Es besteht kein Risiko für eine allergische Reaktion, da der Patient nicht mit Insektengift in Berührung kommt [6]. In vitro Tests haben im Vergleich 17

18 zu in vivo Tests eine niedrigere Sensitivität [25]. Befunde können geringfügig von Labor zu Labor variieren [29], [35]. Auch bei in vitro Testverfahren gibt es keine Korrelation zwischen der Höhe der Messwerte und dem Ausmaß der Stichreaktionen [6]. Es kann keine prognostische Aussage über die Auswirkungen von Folgestichen gemacht werden [86], [26], [78], [60]. Spezifische IgE-Ak in vitro werden mittels CAP-Klassen quantifiziert, welche wie folgt zusammengefasst werden: CAP-Klasse 0 < 0,35 1 0,35 0,70 2 0,70 3,5 3 3,5 17,5 4 17, > 100 Allergenspezifische IgE- Konzentration i. S. (ku/l) Tabelle 2: Quantifizierung spezifischer IgE-Ak in CAP- Klassen Spezifische Immuntherapie Bei der spezifischen Immuntherapie (SIT), die als einzige kausale Therapieform IgE-vermittelter allergischer Erkrankungen gilt, entsteht durch zahlreiche immunologische Veränderungen eine über die Therapiedauer hinaus anhaltende Toleranz gegenüber den eingesetzten Allergenen [47], [14], [20]. Die spezifische Immuntherapie kann das Risiko einer Progression des Schweregrades und die Entwicklung neuer Sensibilisierungen auf andere Allergene senken [46]. Zwischenzeitlich stehen neben der subkutanen Verabreichungsform der Allergene (s.c. SIT, SCIT) für bestimmte Allergene weitere Verabreichungsarten zur Verfügung: sublinguale SIT für eine Vielzahl von Inhalationsallergenen und bislang nur im Rahmen von Studien eine intranodale Verabreichung in den Lymphknoten [47], [80]. Für die spezifische Immuntherapie bei Insektengiftallergien ist derzeit ausschließlich eine subkutane Verabreichung etabliert. 18

19 Mechanismus Typ I-Allergien liegt ein Ungleichgewicht von TH2- und TH1-Zellreaktionen auf das relevante Allergen zugrunde. Es besteht eine gesteigerte TH2- Immunantwort gegenüber dem Allergen. Bei der SIT wird die Bildung von allergenspezifischen regulatorischen T-Zellen gefördert. Diese wirken suppressiv auf T-effector-Zellen. Hierdurch wird eine periphere T-Zell-Toleranz hervorgerufen, die mit Unterdrückung einer Proliferation von spezifischen T- Zellen und deren proallergenen Cytokinen (z.b. IL-3, IL-4, IL-5, IL-9, IL-13) einhergeht. Dies wird durch eine vermehrte Bildung von IL-10 gefördert. Die Anzahl an Antigen-präsentierenden Zellen nimmt ab. Außerdem werden Immunglobuline wie IgG1, IgG4 und IgA vermehrt produziert. Dem gegenüber steht eine Reduktion von spezifischem IgE und Mastzellen, Eosinophilen und Basophilen. Auch deren Bereitschaft zur Degranulation wird herabgesetzt. Diese Wirkmechanismen beeinflussen sich gegenseitig, so dass es zu einer Abschwächung oder zum Ausbleiben von allergischen Symptomen bei Allergenkontakt kommt. Langfristig werden durch ein vermindertes Vorkommen von Gewebeeffektorzellen in den Schleimhäuten auch unspezifische inflammatorische Reaktionen reduziert [4] Indikation Eine Indikation zur SIT besteht bei nachgewiesener IgE-vermittelter Sensibilisierung mit korrespondierenden klinischen Symptomen durch Allergene, bei denen eine Karenz nicht möglich und ein geeigneter Extrakt vorhanden ist. Diagnostik, Indikationsstellung und Auswahl der Allergene sollen durch einen Facharzt mit allergologischer Weiterbildung oder allergologischen Fachkenntnissen erfolgen [42]. Die Indikation zur SIT bei Hymenopterengiftallergie besteht bei einer stattgefundenen schweren allergischen Reaktion (Müller Grad II-IV) und nachgewiesener IgE-vermittelter Sensibilisierung gegen das relevante Insektengift (mittels Hauttest und/oder erhöhten spezifischen IgE-Ak). Auch bei wiederholten nicht-lebensbedrohlichen Reaktionen bei Patienten mit hohem Expositionsrisiko (z.b. Imker, Gärtner) kann eine SIT indiziert sein [46]. Bei gesteigerter Lokalreaktion alleine (Größe der Lokalreaktion >10 cm und Dauer >24 Stunden) ist keine SIT indiziert [46], [31], [30]. 19

20 Kontraindikationen Kontraindikationen für eine SIT sind z.b. [42], [21]: - ein unzureichend behandeltes Asthma bronchiale und/oder irreversible Atemwegsobstruktion (d.h. FEV 1 trotz adäquater Phamakotherapie unter 70% des Sollwertes) - schwere Autoimmunerkrankungen, Immundefizienzen - maligne neoplastische Erkrankungen mit aktuellem Krankheitswert - unzureichende Compliance - schwerwiegende kardiovaskuläre Erkrankung - Therapie mit Betablockern Im Gegensatz zur SIT gegen andere Allergenquellen, kann je nach Schweregrad der Reaktion bei Vorliegen einer der o.g. Kontraindikationen unter Abwägung von Risiko und Nutzen der Therapie dennoch eine Hymenopterengift-SIT von Benefit sein: z.b. bei höherem Patientenalter und kardiovaskulären Erkrankungen, da eine neuerliche systemische Stichreaktion ohne Schutz durch Hyposensibilisierung bei diesen Patienten mit einem größeren Risiko als die Behandlung verbunden ist [62]. Insgesamt muss immer eine individuelle Nutzen-Risiko-Abwägung erfolgen. Bei bereits eingeleiteter komplikationsloser SIT gegen Insektengift kann diese bei guter Verträglichkeit auch während einer Schwangerschaft fortgeführt werden, wogegen sie während der Schwangerschaft nicht eingeleitet werden soll [62] Durchführung Bei der SCIT werden standardisierte Allergenextrakte subkutan an der Oberarminnenseite des Patienten verabreicht. Dies soll durch einen allergologisch weitergebildeten, mit dieser Therapie erfahrenen Arzt durchgeführt werden, welcher auch zur Notfallbehandlung unerwünschter Begleitreaktionen (systemische allergische Reaktionen bis zum anaphylaktischen Schock, schwerer Asthmaanfall) in der Lage ist [47]. Vor jeder Injektion muss eine Anamnese zu aktuellen allergischen Reaktionen oder anderen Erkrankungen, zu Impfungen in letzter Zeit und zu neuer oder veränderter Medikamenteneinnahme, sowie zur Verträglichkeit der letzten Injektion erhoben werden. Außerdem gilt es, das korrekte Intervall seit der letzten Verabreichung zu überprüfen. Eine Beobachtung des Patienten für 20

21 mindestens 30 Minuten nach der Injektion muss erfolgen, da in diesem Zeitraum die häufigsten allergischen Nebenwirkungen auftreten. Prinzipiell wird die Durchführung einer SIT in zwei Phasen gegliedert: Die Steigerungsphase mit einer Dosissteigerung des Allergengehalts und die Erhaltungsphase, in welcher die therapeutisch wirksame Erhaltungsdosis appliziert wird. Die langsame Steigerungsphase erfolgt aus Sicherheitserwägungen, der eigentliche Therapieeffekt wird durch die kumulative Verabreichung der Erhaltungsdosen erzielt. Bei der SIT gegen Hymenopterengift wird die Steigerungsphase meist nach einem Rush- oder Ultra-Rush-Verfahren während eines kurzen stationären Aufenthalts durchgeführt. Innerhalb von 2-5 Tagen wird die erforderliche Erhaltungsdosis von 100 µg des Insektengifts erreicht. Anschließend wird die Therapie ambulant mit dieser Erhaltungsdosis fortgesetzt, der Injektionsabstand wird auf vier Wochen verlängert [47], [62], [24]. Bei Fällen mit Mastozytose und erhöhtem Risiko für schwere Anaphylaxie wird eine Erhaltungsdosis von 200 µg empfohlen [73]. Bei langsameren Schemata mit Semidepot-Extrakten kann die Steigerungsphase auch ambulant erfolgen. Gemäß den Leitlinien der deutschen Gesellschaft für Allergologie und klinische Immunologie ist eine Behandlung mindestens 3-5 Jahre, bei besonderer Exposition oder erhöhtem individuellen Risiko für eine schwere Reaktion auch länger durchzuführen [62], [28], [34] Nebenwirkungen In erster Linie bestehen als mögliche Nebenwirkungen alle Folgereaktionen des realen Insektenstichs: leichte Lokalreaktionen bis hin zu schweren anaphylaktischen Systemreaktionen. Systemische allergische Reaktionen in der Einleitungsphase werden in unterschiedlichen Studien mit einer Häufigkeit von 3,1% bis 42,9% angegeben [62], [63], [74]. Die angegebenen 42,9% wurden in einer Arbeit von Reimers at al. beschrieben. Dies erscheint sehr hoch. Es wurden dort als systemische Nebenwirkungen sowohl schwere systemische Reaktionen (gastrointestinale, respiratorische und kardiovaskuläre Reaktionen), mildere aber typische Histamin-vermittelte kutane Reaktionen wie Juckreiz, Angioödem und Urtikaria, aber eben auch unspezifische kutane Ereignisse wie Flush, Hitzegefühl und Erythem einbezogen. Bei der genaueren Differenzierung von objektivierbaren Systemreaktionen (im Unterschied zu den ebenfalls 21

22 einbezogenen lediglich subjektiv verspürten Nebenwirkungen) lag der höchste Prozentsatz dieser Arbeit bei 25,9% (objektive systemische Nebenwirkungen bei n=14 von n=54 Patienten). Allgemein kommen anaphylaktische Reaktionen selten vor, welche u. U. durch Allergien gegen andere Auslöser (z.b. bei vorbestehender allergischer Rhinitis [55]), Fokalinfekte, Stress, Mastozytose oder Schilddrüsenerkrankungen begünstigt werden [62]. Bei wiederholt begleitenden Reaktionen kann eine Prämedikation mit einem H1- Rezeptor-blockierendem Antihistaminikum erfolgen [47]. Die Wirksamkeit der SIT wird nicht negativ durch den Einsatz von H1-Rezeptor-Antagonisten beeinflusst, es bestehen sogar Hinweise darauf, dass Antihistaminika das Ansprechen günstig beeinflussen [45]. Gegebenenfalls ist eine langsamere Dosissteigerung hilfreich. Hierbei wird eine Durchführung der Therapie mit der höchsten noch vertragenen Dosis in 1- bis 2-wöchigem Abstand und nach einigen Monaten ein erneuter Steigerungsversuch empfohlen [62]. Risikofaktoren für das Auftreten von systemischen Nebenwirkungen sind u.a. die Steigerungsphase im Vergleich zur Erhaltungsphase, eine Behandlung mit Bienengift im Unterschied zum Wespengift und das Vorliegen einer Mastozytose. Allgemein haben Frauen, Bienengiftallergiker [3] und Patienten, bei denen eine schnelle Dosissteigerung erfolgt, ein höheres Risiko für Nebenwirkungen bei SIT. Brehler et al. sahen weniger Nebenwirkungen bei Ultra-Rush-Protokollen als bei langsameren Schemata [10]. Keinen Einfluss auf das Auftreten von Nebenwirkungen in der EAACI-Multicenter-Studie [55] hatten: Alter, Asthma und Urtikaria als Begleiterkrankungen, Anzahl systemischer Reaktionen, Intervall zwischen Stich und Symptomauftreten und Anzahl der verwendeten Giftextrakte [55] Effektivität Die s.c. SIT ist bei Hymenopterengiftallergien (bei Wespengift- besser als bei Bienengiftallergie) eine hocheffektive Behandlung [71] und zeigt im Vergleich zur s.c. SIT bei Inhalationsallergien eine bessere Wirksamkeit: 80% 100% der Patienten tolerieren anschließend einen Stich mit dem entsprechenden Insekt reaktionslos. Insbesondere bei Kindern wurde nach Beendigung der s.c. SIT ein lang andauernder Schutz nachgewiesen [47]. Mit einer Effektivität, die je nach Quelle, bis zu 95% [86], [16], [26], [64], [57] beträgt, ist sie als kausale Therapie das Mittel der Wahl bei systemischen Reaktionen bei Insektengiftallergien. Was 22

23 den Langzeitschutz nach Therapieende betrifft, so sind 80% der Patienten nach bis zu sieben Jahren bei einem erneuten Stichereignis weiterhin geschützt [9]. Das Risiko für eine Systemreaktion bei Folgestichen liegt 10 Jahre nach Abschluss der Behandlung bei 10% pro Folgestich [27]. Falls Reaktionen nach Therapieende auftreten, sind sie meist mild und deutlich leichter als die Reaktionen vor der Behandlung [26] Verlaufsparameter bei spezifischer Immuntherapie bei Hymenopterengiftallergie Die Anzahl von systemischen Reaktionen nach Abschluss der SIT hängt deutlich von der Dauer der SIT ab: Studien zur Effektivität und Rückfallquoten nach abgeschlossener Therapie zeigten, dass Patienten mit einer Therapiedauer unter 5 Jahren höhere Rückfallquoten aufwiesen [26]. Das Risiko für eine Systemreaktion nach 50 oder mehr Monaten erfolgter SIT beträgt lediglich 4,8%, wogegen das Risiko bei einer Dauer von Monaten 17,8% betrug [51]. Eine Studie an mehr als 100 Kindern und Erwachsenen zeigte, dass das Risiko für eine allergische systemische Reaktion nach einer SIT-Dauer von 5 Jahren 10% je Folgestich beträgt [28], [33]. Bei bestimmten Patientenkollektiven wird aktuell eine längere, z.t. lebenslange Therapie empfohlen: Dies betrifft Patienten mit systemischen Reaktionen während der SIT (ausgelöst durch einen Stich oder durch die Injektionen), Patienten mit schwerer anaphylaktischer Reaktion vor Therapie, Patienten mit erhöhter Serumtryptase, mit vorbestehenden kardiovaskulären oder pulmonalen Erkrankungen und Patienten mit Mastozytose [46], [27]. Hinweisgebend, jedoch nicht beweisend für einen individuellen Therapieerfolg sind: Hauttestungen, CAP FEIA und Provokationsstiche. Jedoch kommen auch bei scheinbar eindeutigen Testergebnissen, wie z.b. negative Hauttestungen, bei abgeschlossener SIT erneut anaphylaktische Reaktionen vor [28]. Die prognostische Übertragbarkeit eines tolerierten Provokationsstichs auf die Reaktion nach einem erneuten Feldstich wird mit 85-95% angegeben. Dies bedeutet, dass 5 15% nicht mit dem gleichen Schweregrad reagieren [8]. Eine 15 bis 20%ige Wahrscheinlichkeit für eine systemische Reaktion bei einem Folgestich trotz fehlender Reaktion auf einen Provokationsstich, wurde beschrieben [26]. Ein tolerierter Provokationsstich schließt eine überschießende Reaktion auf Folgestiche nicht aus [46]. Außerdem muss bei 23

24 Provokationsstichen berücksichtigt werden, dass diese eine bestehende Sensibilisierung verstärken können und neue Sensibilisierungen gegen andere im Insektengift enthaltene allergene Komponenten entstehen können. Deshalb werden Provokationsstiche unter laufender SIT zur Therapiekontrolle durchgeführt, nicht jedoch davor oder danach empfohlen [46]. In der Leitlinie der deutschen Gesellschaft für Allergologie und klinische Immunologie zur Insektengiftallergie [62] wird pragmatisch derzeit ein Behandlungsende nach mindestens (3 bis) 5 Jahren empfohlen, sofern Hyposensibilisierung und Stichprovokation oder Feldstich ohne systemische anaphylaktische Reaktion vertragen wurden. Andernfalls soll die Behandlung fortgeführt werden, bis Hautreaktionen und spezifische Serum-IgE-Antikörper gegenüber dem krankheitsursächlichen Hymenopterengift nicht mehr nachweisbar sind [64] Relevante Allergene Alle Hymenopterengifte enthalten unter anderem Peptide mit niedrigem Molekulargewicht wie z.b. Kinine. Diese Peptide führen zu einer toxischen Reaktion nach einem Insektenstich, lösen jedoch für gewöhnlich keine IgE-Ak- Bildung aus [46]. Für die allergischen Reaktionen sind mehrere Allergene, vor allem Glykoproteine von kda verantwortlich (Tabelle 3). Majorallergene werden in einem Kollektiv von Sensibilisierten in mehr als 50% der Betroffenen erkannt. Gift Allergen Eigenname Molekulargewicht Apis mellifera Api m 1 Api m 2 Api m 3 Api m 4 Api m 5 Api m 6 Api m 7 Api m 8 Api m 9 Phospholipase A 2 Hyaluronidase Saure Phosphatase Mellitin Dipeptidylpeptidase IV - CUB serine protease Carboxylesterase Serine carboxypeptidase 16 kda 39 kda 43 kda 3 kda 100 kda 8 kda 39 kda 70 kda 60 kda Vespula vulgaris Ves v 1 Ves v 2 Ves v 3 Ves v 5 Phospholipase A1B Hyaluronidase Dipeptidylpeptidase IV Antigen 5 34 kda 38 kda 100 kda 23 kda Tabelle 3: Allergene mit Molekulargewichtsangabe [5] 24

25 Ein Majorallergen des Bienengifts ist Phospholipase A 2 [19], [79]. Es ist aus 134 Aminosäuren aufgebaut und besitzt zytotoxische und indirekt zytolytische Eigenschaften. Ein weiteres Hauptallergen des Bienengifts ist Hyaluronidase. Sie besitzt eine zu 50% identische Sequenz mit der Hyaluronidase des Wespengifts. Außerdem ist die sauere Phosphatase ein Majorallergen. Die Hauptkomponente des Bienengifts stellt Mellitin dar, gegen welches 28% aller Bienengiftallergiker spezifische IgE-Ak haben [8]. Im Wespengift sind als Hauptallergene Phospholipase A 1, Hyaluronidase und Antigen 5 enthalten [26]. Bei positiven Testergebnissen gegen Bienen- und Wespengift ist die Unterscheidung zwischen unabhängiger Doppelsensibilisierung und immunologischer Kreuzreaktivität aufgrund von Strukturähnlichkeiten (häufig verursacht durch Hyaluronidase [39]) von therapeutischer Konsequenz [8]: Bei unabhängiger Doppelsensibilisierung ist eine SIT gegen beide Gifte indiziert, während sich die Immuntherapie bei Kreuzallergenität ausschließlich gegen die primäre Allergenquelle richtet Hymenopterengiftallergie Assoziation mit dem atopischen Formenkreis Atopie basiert auf einer genetischen Prädisposition, spezifische IgE-Ak gegen an sich harmlose Umweltproteine zu bilden. Die Lebenszeitprävalenz in der Bevölkerung mit unterschiedlich ausgeprägten klinischen Manifestationen (atopisches Ekzem, allergische Konjunktivitis, Rhinitis allergica, exogenallergisches Asthma bronchiale) wird in mit 22,9% beziffert [77]. Bei Atopikern können im Serum erhöhte Gesamt-IgE-Spiegel und erhöhte spezifische IgE-Ak- Werte nachgewiesen werden. Bei den betroffenen Patienten mit atopischer Disposition und zusätzlicher Hymenopterengiftallergie wurde eine schwerere Ausprägung bei Systemreaktionen nach Stichereignis mit häufiger Beteiligung der Atemwege verzeichnet [46]. Hymenopterengiftallergien sollen jedoch nicht primär in Zusammenhang mit dem atopischen Formenkreis stehen [48], [81]. So kommen Atopiker in der Gruppe der Insektengiftallergiker nicht häufiger als in der Allgemeinbevölkerung vor [46]. 25

26 2.7. Kreuzallergien und -sensibilisierungen Für das Auftreten von Doppelsensibilisierung gegenüber Bienen- und Wespengift wurden drei Ursachen identifiziert, die einzeln oder auch kombiniert wirksam werden können [38], [17]: - unabhängige Sensibilisierung auf beide Gifte, - Kreuzreaktion zwischen den Hyaluronidasen im Bienen- und Wespengift, - Kreuzreaktion durch Kohlenhydratepitope ( cross-reactive carbohydrate determinants, CCDs) Kreuzreaktionen durch Proteine beruhen auf gemeinsamen Aminosäuresequenzen. So ist eine Sequenzhomologie zwischen der Hyaluronidase im Bienengift und der im Wespengift von ca. 50% beschrieben [46]. Lange galten diese proteinabhängigen Kreuzreaktionen als Hauptursache von doppelt-positiven CAP FEIA-Ergebnissen gegen Bienen- und Wespengift bei den Patienten, bei denen keine unabhängige Doppelsensibilisierung vorlag [40]. In den letzten Jahren wurde zunehmend die Bedeutung von Kohlenhydratseitenketten von Glykoproteinen bei Kreuzallergien festgestellt [48], [84], [52], [15], [44], [38]. Bei mehr als 20% aller Allergiker kann man spezifische IgE-Ak, die gegen CCDs gerichtet sind, finden [6]. Hemmer et al. beschrieben 2001, dass diese IgE-Ak gegen CCDs den Hauptanteil an der Genese einer Doppelpositivität im RAST auf beide Insektengiftarten ausmachen [40]. Diese sog. CCDs sind N-Glykane mit α1,3-gebundener Fucose, wie sie bei Insekten und im gesamten Pflanzenreich weit verbreitet sind. Bei Säugetieren kommt keine α1,3-gebundene Fucose vor, weswegen diese vom menschlichen Organismus als immunogen erkannt wird. Da CCDs in vielen Pflanzen und Nahrungsmitteln vorkommen, sind sie auch für in vitro Kreuzreaktionen zwischen nichtverwandten Species verantwortlich. Sera, die CCD-spezifische IgE-Ak enthalten, zeigen in vitro eine polyvalente Reaktivität mit pflanzlichen Inhalations- und Nahrungsmittelallergenen bei meist fehlendem klinischem Korrelat [38], [87]. Bezüglich der klinischen Relevanz der spezifischen IgE-Ak gegen Kohlenhydratseitenketten besteht eine Kontroverse [44], [52], [6]. CCD-IgE-Ak sind meist klinisch irrelevant. Eine niedrige IgE-Bindungskapazität der CCD-Ak, eine fehlende Verbindung von IgE-Rezeptoren auf Effektorzellen untereinander 26

27 und die blockierende Wirkung von IgG-Ak gegen CCDs können hierfür ursächlich sein [6]. Eine geringere IgE-Bindungskapazität der CCD-Ak wurde inzwischen widerlegt [6]. In verschiedenen Arbeiten konnte jedoch auch eine Beteiligung der CCD an der Histaminfreisetzung als allergologischer Funktionsparameter nachgewiesen werden [12], [43], [89]. Abbildung 2: 3-D Struktur von CCD nach [2] kreuzreaktive Kohlenhydratdeterminante (CCDs) Sowohl in Insektengiften als auch in pflanzlichen Allergenquellen kommen 1-3- fukosylierte N-Glykane (in pflanzlichen Allergenquellen zusätzlich auch Xylose) vor, die bei Säugetieren insbesondere auch bei Menschen- nicht vorkommen und daher immunogen wirksam sind. Spezifische (kreuzreaktive) IgE-Ak gegen diese spezifisch kovalent gebundenen Zuckerseitenketten können induziert werden und in vitro nachgewiesen werden. Zum Nachweis spezifischer IgE-Ak gegen CCD-Ak als Markerallergenquellen werden Rapspollen, Bromelain (ein Enzym aus Ananas), Meerrettichperoxidase und MUXF-BSA eingesetzt [38]. Rapspollen beinhalten 1-3-fukosylierte N-Glykane. MUXF-BSA ist ein synthetisches Glykoprotein von fukosyliertem/xylosiertem N-Glykan in Bindung an Serumalbumin [39]. Eine simultane Immunantwort gegen Zuckerdeterminanten und Peptidepitope in beiden Insektengiften ist möglich, so dass der alleinige Nachweis CCD- nicht zwingend spezifischer IgE-Ak im Serum eine echte Doppelsensibilisierung ausschließt [38]. 27

28 Sind keine spezifischen IgE-Ak gegen diese CCD-haltigen Testsubstanzen vorhanden, ist eine positive IgE-Bestimmung aufgrund von CCD-Ak mit hoher Wahrscheinlichkeit ausgeschlossen. Sind die IgE-Ak gegen Raps, Bromelain oder Meerrettichperoxidase jedoch erhöht, können Inhibitions-CAP-Tests zur weiteren Unterscheidung beitragen. Hierbei wird zuerst eine Präinkubationsphase des Serums mit o.g. CCD-reichen Allergenquellen durchgeführt, um CCD spezifische IgE-Ak abzusättigen. Danach wird die normale in vitro Bestimmung vorgenommen [6] Naturgummilatex Es zeigte sich, dass 13% aller Insektengiftallergiker erhöhte spezifische IgE-Ak gegen Latex aufweisen [44], [52], [48], [15]. Als Ursache wurden auch hier Kreuzreaktionen durch Kohlenhydratseitenketten-spezifische IgE-Ak beschrieben [52], [44]. So wurden bei 13,6% der Insektengiftallergiker IgE-bindende CCDs gefunden, welche mit Latex kreuzreagieren. Die klinische Relevanz dieser spezifischen IgE-Bindung ist noch nicht geklärt sog. kreuzreaktive Latexfrüchte Als sog. Latexfrüchte (Ananas, Tomate, Avocado, Banane, Kiwi, Honigmelone, Mango und Kartoffel [2], [11], [22]) werden die Früchte bezeichnet, bei denen ein häufiges Auftreten von klinisch manifesten Kreuzallergien aufgrund von struktureller Ähnlichkeit von homologen Allergenen [1] bei latexallergischen Patienten ausgelöst wird. Diese beruht auf dem Proteinanteil der Allergene. Es kommt zu klinischen Symptomen beim Genuss dieser Lebensmittel, wobei die primär sensibilisierende Allergenquelle Latex und nicht das Nahrungsmittel war. 42% der Latexallergiker berichten von allergischen Symptomen nach dem Verzehr bestimmter Lebensmittel [42] Rekombinante Allergene Rekombinante Allergene werden in Expressionssystemen künstlich hergestellt. Je nach Expressionssystem (z.b. E. coli) werden die Allergene ohne Kohlenhydratseitenketten exprimiert. Rekombinante Allergene gegen Hyaluronidase, saure Phosphatase, Antigen 5, Phospholipase A1 und A2 des 28

29 Insektengifts sind bereits vorhanden und kommen in wissenschaftlichen Untersuchungen bereits zum Einsatz [57]. Werden in vitro Tests mit diesen rekombinanten Allergenen durchgeführt und es kommt zur spezifischen IgE- Bindung, ist demnach eine Bindung an Kohlenhydratseitenketten ausgeschlossen und somit eine Sensibilisierung gegen Proteine nachgewiesen. 29

30 3. Material und Methoden 3.1. Patientenkollektiv Das in der vorliegenden Arbeit untersuchte Kollektiv beinhaltete n=790 Patienten der Hautklinik Universitätsklinikum Erlangen. Einschlusskriterium war eine leitlinienkonform nachgewiesene klinisch manifeste Typ I-Allergie gegen Hymenopterengift, die mit einer SIT gegen das nachgewiesene Gift therapiert wurde. Die Patientenzahlen der SIT-Einleitungen in den entsprechenden Jahren sind in Tabelle 4 abgebildet. Die individuelle Behandlungsdauer wurde bis 2007 nachverfolgt. Jahr Patientenzahlen Jahr Patientenzahlen Jahr Patientenzahlen Tabelle 4: Patientenanzahl bei SIT-Einleitung im Einleitungsjahr Hierbei waren n=468 (59,2%) Wespengiftallergiker, n=218 (27,6%) Bienengiftallergiker und n=104 (13,2%) hatten eine klinisch manifeste Allergie gegen beide Insektengifte. Es waren n=418 Männer und n=372 Frauen in dem Kollektiv enthalten. Das Alter der Patienten bei Einleitung reichte von 2 Jahren bis 77 Jahren. Der Median lag bei 36 Jahren Fragebögen und Telefoninterviews Es wurden Daten dieser Patienten aus der Patientenakte in Form von Dokumentationsbögen systematisch zusammengefasst. Der Basisdokumentationsbogen enthielt Namen, Geburtsdatum, Adresse, Geschlecht, eine Nummerkodierung zur Anonymisierung und das Insektengift, gegen welches die SIT durchgeführt wurde. Außerdem waren Ausgangsdaten 30