AP / VP Mikrobiologie I WS 15/16
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- Monika Schmitt
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1 AP / VP Mikrobiologie I WS 15/ Achim Herrmann Sabrina Kaiser Ulrike Klein Christine Förster-Schorr Ute Walther Bernhard Henrich
2 Woche Lactobacillen Medium ansetzen 1. verdünnen 2. plattieren 1.2. Schwefelbakterien Mo Di Mi Do Fr Sa / So Medium ansetzen 1. beimpfen 2. ph, O.D., Mikroskop 1.3. Actinomyceten Medium ansetzen 1. susp., 2. Phenol 3. plattieren 1.4. Myxobakterien Medium ansetzen 1. plattieren 1.5. Rhodospirillen Medium ansetzen 1. beimpfen 1.6. Fluoreszierende Medium ansetzen Pseudomonaden 1. beimpfen 1.7. Rhizobien Medium ansetzen 1. reinigen, 2. verdünnen, 3. plattieren 1.8. Halobakterien Medium ansetzen 1. beimpfen 1.9. Bdellovibrio Medium ansetzen 2. Plaques 1. plattieren markieren 2.1. Wachstums- 1. Vorkultur Wachstums- Kolonien zählen kurve kurven 2.2. C-Quelle 1. Vorkultur Wachstums- 3. Mikroskop 4. Flüssigkulturen 2. jeden 2.Tag, ca. 4 Wochen lang Bino/Mikroskop (3. Ausstrich) (bei Wachstum: 2. Subkultur) (bei Wachstum: 4. Ausstrich) (bei Wachstum: 2. Ausstrich 3. Plaques ausstechen, plattieren nach 4-14 Tagen anschauen nach 3-4 Tagen anschauen nach 3-4 Tagen anschauen kurven 2.3. Nicotinsäure- Bestimmung 1. Vorkultur 2. waschen Testreihe 5. O.D. messen 3.1. Hitze- 1. Vorkultur Inaktivierung 4.2. E. coli in Stuhl 1. Ausstrich
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9 Woche Lactobacillen Medium ansetzen 1. verdünnen 2. plattieren 1.2. Schwefelbakterien Mo Di Mi Do Fr Sa / So Medium ansetzen 1. beimpfen 2. ph, O.D., Mikroskop 1.3. Actinomyceten Medium ansetzen 1. susp., 2. Phenol 3. plattieren 1.4. Myxobakterien Medium ansetzen 1. plattieren 1.5. Rhodospirillen Medium ansetzen 1. beimpfen 1.6. Fluoreszierende Medium ansetzen Pseudomonaden 1. beimpfen 1.7. Rhizobien Medium ansetzen 1. reinigen, 2. verdünnen, 3. plattieren 1.8. Halobakterien Medium ansetzen 1. beimpfen 1.9. Bdellovibrio Medium ansetzen 2. Plaques 1. plattieren markieren 2.1. Wachstums- 1. Vorkultur Wachstums- Kolonien zählen kurve kurven 2.2. C-Quelle 1. Vorkultur Wachstums- 3. Mikroskop 4. Flüssigkulturen 2. jeden 2.Tag, ca. 4 Wochen lang Bino/Mikroskop (3. Ausstrich) (bei Wachstum: 2. Subkultur) (bei Wachstum: 4. Ausstrich) (bei Wachstum: 2. Ausstrich 3. Plaques ausstechen, plattieren nach 4-14 Tagen anschauen nach 3-4 Tagen anschauen nach 3-4 Tagen anschauen kurven 2.3. Nicotinsäure- Bestimmung 1. Vorkultur 2. waschen Testreihe 5. O.D. messen 3.1. Hitze- 1. Vorkultur Inaktivierung 4.2. E. coli in Stuhl 1. Ausstrich
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12 Woche Lactobacillen Medium ansetzen 1. verdünnen 2. plattieren 1.2. Schwefelbakterien Mo Di Mi Do Fr Sa / So Medium ansetzen 1. beimpfen 2. ph, O.D., Mikroskop 1.3. Actinomyceten Medium ansetzen 1. susp., 2. Phenol 3. plattieren 1.4. Myxobakterien Medium ansetzen 1. plattieren 1.5. Rhodospirillen Medium ansetzen 1. beimpfen 1.6. Fluoreszierende Medium ansetzen Pseudomonaden 1. beimpfen 1.7. Rhizobien Medium ansetzen 1. reinigen, 2. verdünnen, 3. plattieren 1.8. Halobakterien Medium ansetzen 1. beimpfen 1.9. Bdellovibrio Medium ansetzen 2. Plaques 1. plattieren markieren 2.1. Wachstums- 1. Vorkultur Wachstums- Kolonien zählen kurve kurven 2.2. C-Quelle 1. Vorkultur Wachstums- 3. Mikroskop 4. Flüssigkulturen 2. jeden 2.Tag, ca. 4 Wochen lang Bino/Mikroskop (3. Ausstrich) (bei Wachstum: 2. Subkultur) (bei Wachstum: 4. Ausstrich) (bei Wachstum: 2. Ausstrich 3. Plaques ausstechen, plattieren nach 4-14 Tagen anschauen nach 3-4 Tagen anschauen nach 3-4 Tagen anschauen kurven 2.3. Nicotinsäure- Bestimmung 1. Vorkultur 2. waschen Testreihe 5. O.D. messen 3.1. Hitze- 1. Vorkultur Inaktivierung 4.2. E. coli in Stuhl 1. Ausstrich
13 ERGEBNISSE MBI WS 15/16 GRUPPE : 2.1. Wachstumskurven Stamm [min -1 ] g [min] 2.3. Nicotinsäure-Bestimmung A. Eichkurve: # Nicotins.[ ng / ml] OD600 NaOH [ml] B. Nicotinsäure in Bier: Bier- Verdünnung Nicotins.-Konz. [ ng / ml] in der Verdünnung Nicotins.-Konz. [ ng / ml] in unverdünntem Bier 3.1. Inaktivierung durch Hitze A. Titer: Stamm OD600 Keimzahl [ Z / ml] B. Inaktivierung: Inaktivierungsrate k [min -1 ] Inaktivierung durch UV Licht A. Titer: B. Inaktivierung: Stamm OD600 Keimzahl [ Z / ml] K-12 JM109 CSR603 Stamm K-12 ( r= 41cm) JM109 (r = 82cm) CSR603 (r = 164cm) Inaktivierungsrate [sec -1 ] t für N = N o/10 6 [sec]
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15 (20 min 1 cm) 35 ml
16 Woche Lactobacillen Medium ansetzen 1. verdünnen 2. plattieren 1.2. Schwefelbakterien Mo Di Mi Do Fr Sa / So Medium ansetzen 1. beimpfen 2. ph, O.D., Mikroskop 1.3. Actinomyceten Medium ansetzen 1. susp., 2. Phenol 3. plattieren 1.4. Myxobakterien Medium ansetzen 1. plattieren 1.5. Rhodospirillen Medium ansetzen 1. beimpfen 1.6. Fluoreszierende Medium ansetzen Pseudomonaden 1. beimpfen 1.7. Rhizobien Medium ansetzen 1. reinigen, 2. verdünnen, 3. plattieren 1.8. Halobakterien Medium ansetzen 1. beimpfen 1.9. Bdellovibrio Medium ansetzen 2. Plaques 1. plattieren markieren 2.1. Wachstums- 1. Vorkultur Wachstums- Kolonien zählen kurve kurven 2.2. C-Quelle 1. Vorkultur Wachstums- 3. Mikroskop 4. Flüssigkulturen 2. jeden 2.Tag, ca. 4 Wochen lang Bino/Mikroskop (3. Ausstrich) (bei Wachstum: 2. Subkultur) (bei Wachstum: 4. Ausstrich) (bei Wachstum: 2. Ausstrich 3. Plaques ausstechen, plattieren nach 4-14 Tagen anschauen nach 3-4 Tagen anschauen nach 3-4 Tagen anschauen kurven 2.3. Nicotinsäure- Bestimmung 1. Vorkultur 2. waschen Testreihe 5. O.D. messen 3.1. Hitze- 1. Vorkultur Inaktivierung 4.2. E. coli in Stuhl 1. Ausstrich
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18 Bioassay X - X 0 = Y x [S] 1. lineare Beziehung zwischen Dosis und Wirkung 2. genetische Stabilität der relevanten Eigenschaft des Teststammes 3. gute Meßbarkeit einer Stoffwechselleistung, die von der Konzentration der Testsubstanz abhängt Trübung O.D. Säurebildung Titration
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20 Röhrchen 1 bis 7 können mit derselben Pipette beimpft werden. Für Röhrchen 8 bis 12 eine frische Pipette verwenden!
21 Woche Lactobacillen Medium ansetzen 1. verdünnen 2. plattieren 1.2. Schwefelbakterien Mo Di Mi Do Fr Sa / So Medium ansetzen 1. beimpfen 2. ph, O.D., Mikroskop 1.3. Actinomyceten Medium ansetzen 1. susp., 2. Phenol 3. plattieren 1.4. Myxobakterien Medium ansetzen 1. plattieren 1.5. Rhodospirillen Medium ansetzen 1. beimpfen 1.6. Fluoreszierende Medium ansetzen Pseudomonaden 1. beimpfen 1.7. Rhizobien Medium ansetzen 1. reinigen, 2. verdünnen, 3. plattieren 1.8. Halobakterien Medium ansetzen 1. beimpfen 1.9. Bdellovibrio Medium ansetzen 2. Plaques 1. plattieren markieren 2.1. Wachstums- 1. Vorkultur Wachstums- Kolonien zählen kurve kurven 2.2. C-Quelle 1. Vorkultur Wachstums- 3. Mikroskop 4. Flüssigkulturen 2. jeden 2.Tag, ca. 4 Wochen lang Bino/Mikroskop (3. Ausstrich) (bei Wachstum: 2. Subkultur) (bei Wachstum: 4. Ausstrich) (bei Wachstum: 2. Ausstrich 3. Plaques ausstechen, plattieren nach 4-14 Tagen anschauen nach 3-4 Tagen anschauen nach 3-4 Tagen anschauen kurven 2.3. Nicotinsäure- Bestimmung 1. Vorkultur 2. waschen Testreihe 5. O.D. messen 3.1. Hitze- 1. Vorkultur Inaktivierung 4.2. E. coli in Stuhl 1. Ausstrich
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25 Woche 2 Mo Di Mi Do Fr Sa / So 1.1. Lactobacillen 5. Mikroskop, ver- 6. Einzelkolonien 7. Stichkulturen dünnen, plattieren abimpfen 1.3. Actinomyceten (7.-15.Tag: 4.Sporen ausstreichen) 1.6. Fluoreszierende 3. Ausstrich Pseudomonaden 1.9. Bdellevibrio 4. Mikroskop 2.3. Nicotinsäure- 6. titrieren Bestimmung 3.1. Hitze- Inaktivierung 2. waschen, 3. Titer, Hitzebehandl. Kolonien zählen 3.2. UV- Inaktivierung verdünnen, bestrahlen 5. Kolonien zählen 4.1. Resistenz einer Subpopulation 1. Verdünnungen plattieren Kolonien zählen 4.2. E. coli in Stuhl 2. abkratzen, auswerten plattieren 5.1. Lactobacillen Morphologie Analyse Temp.- 1. Kulturen 2. O.D. messen 3. O.D. messen Optimum 3. weiterink Fermentationstyp animpfen (auswerten) Zucker- Medien ansetzen animpfen auswerten vergärung Katalase Verd.-Ausstriche Test Nitratred. animpfen Test Arginin- Spaltung 1. beimpfen 2. Neßlers Reagenz Milchsäurekonfiguration ph-kurve - Titration opt. Test Lösungen herstellen Vorversuche zum opt.test
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29 Woche 2 Mo Di Mi Do Fr Sa / So 1.1. Lactobacillen 5. Mikroskop, ver- 6. Einzelkolonien 7. Stichkulturen dünnen, plattieren abimpfen 1.3. Actinomyceten (7.-15.Tag: 4.Sporen ausstreichen) 1.6. Fluoreszierende 3. Ausstrich Pseudomonaden 1.9. Bdellevibrio 4. Mikroskop 2.3. Nicotinsäure- Bestimmung 6. titrieren 3.1. Hitze- Inaktivierung 2. waschen, 3. Titer, Hitzebehandl. Kolonien zählen 3.2. UV- Inaktivierung verdünnen, bestrahlen 5. Kolonien zählen 4.1. Resistenz einer Subpopulation 1. Verdünnungen plattieren Kolonien zählen 4.2. E. coli in Stuhl 2. abkratzen, auswerten plattieren 5.1. Lactobacillen Morphologie Analyse Temp.- 1. Kulturen 2. O.D. messen 3. O.D. messen Optimum 3. weiterink Fermentationstyp animpfen (auswerten) Zucker- Medien ansetzen animpfen auswerten vergärung Katalase Verd.-Ausstriche Test Nitratred. animpfen Test Arginin- Spaltung 1. beimpfen 2. Neßlers Reagenz Milchsäurekonfiguration ph-kurve - Titration opt. Test Lösungen herstellen Vorversuche zum opt.test
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33 Woche 2 Mo Di Mi Do Fr Sa / So 1.1. Lactobacillen 5. Mikroskop, ver- 6. Einzelkolonien 7. Stichkulturen dünnen, plattieren abimpfen 1.3. Actinomyceten (7.-15.Tag: 4.Sporen ausstreichen) 1.6. Fluoreszierende 3. Ausstrich Pseudomonaden 1.9. Bdellevibrio 4. Mikroskop 2.3. Nicotinsäure- 6. titrieren Bestimmung 3.1. Hitze- Inaktivierung 2. waschen, 3. Titer, Hitzebehandl. Kolonien zählen 3.2. UV- Inaktivierung verdünnen, bestrahlen 5. Kolonien zählen 4.1. Resistenz einer Subpopulation 1. Verdünnungen plattieren Kolonien zählen 4.2. E. coli in Stuhl 2. abkratzen, auswerten plattieren 5.1. Lactobacillen Morphologie Analyse Temp.- 1. Kulturen 2. O.D. messen 3. O.D. messen Optimum 3. weiterink Fermentationstyp animpfen (auswerten) Zucker- Medien ansetzen animpfen auswerten vergärung Katalase Verd.-Ausstriche Test Nitratred. animpfen Test Arginin- Spaltung 1. beimpfen 2. Neßlers Reagenz Milchsäurekonfiguration ph-kurve - Titration opt. Test Lösungen herstellen Vorversuche zum opt.test
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41 Woche 2 Mo Di Mi Do Fr Sa / So 1.1. Lactobacillen 5. Mikroskop, ver- 6. Einzelkolonien 7. Stichkulturen dünnen, plattieren abimpfen 1.3. Actinomyceten (7.-15.Tag: 4.Sporen ausstreichen) 1.6. Fluoreszierende 3. Ausstrich Pseudomonaden 1.9. Bdellevibrio 4. Mikroskop 2.3. Nicotinsäure- 6. titrieren Bestimmung 3.1. Hitze- Inaktivierung 2. waschen, 3. Titer, Hitzebehandl. Kolonien zählen 3.2. UV- Inaktivierung verdünnen, bestrahlen 5. Kolonien zählen 4.1. Resistenz einer Subpopulation 1. Verdünnungen plattieren Kolonien zählen 4.2. E. coli in Stuhl 2. abkratzen, auswerten plattieren 5.1. Lactobacillen Morphologie Analyse Temp.- 1. Kulturen 2. O.D. messen 3. O.D. messen Optimum 3. weiterink Fermentationstyp animpfen (auswerten) Zucker- Medien ansetzen animpfen auswerten vergärung Katalase Verd.-Ausstriche Test Nitratred. animpfen Test Arginin- Spaltung 1. beimpfen 2. Neßlers Reagenz Milchsäurekonfiguration ph-kurve - Titration opt. Test Lösungen herstellen Vorversuche zum opt.test
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44 der optische Milchsäure-Test Prinzip (0.2 mg/ml)
45 der optische Milchsäure-Test
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Woche 3 Mo Di Mi Do Fr Sa / So 5.1.6.2. opt. Test - - - - - - - - - - - - - - - 1.-8. optischer Test zur Milchsäurebestimmung - - - - - - - - - - - - - - - 5.2. Entero- 1. Ausstrich, 2. abimpfen 3. Testmedien
Vorlage zur Dokumentation der täglichen Arbeitszeit
Monat/Jahr: Januar 2016 Fr, 01 0:00 Sa, 02 0:00 So, 03 0:00 Mo, 04 0:00 Di, 05 0:00 Mi, 06 0:00 Do, 07 0:00 Fr, 08 0:00 Sa, 09 0:00 So, 10 0:00 Mo, 11 0:00 Di, 12 0:00 Mi, 13 0:00 Do, 14 0:00 Fr, 15 0:00
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Monat/Jahr: Januar 2015 Do, 01 Fr, 02 Sa, 03 So, 04 Mo, 05 Di, 06 Mi, 07 Do, 08 Fr, 09 Sa, 10 So, 11 Mo, 12 Di, 13 Mi, 14 Do, 15 Fr, 16 Sa, 17 So, 18 Mo, 19 Di, 20 Mi, 21 Do, 22 Fr, 23 Sa, 24 So, 25 Mo,
Wangerooge Fahrplan 2016
Fahrplan Dezember 2015 Januar Januar Januar Februar Februar März So, 13.12. 10.15 11.00 12.45 12.30 13.45 14.20 Mo, 14.12. 11.30 13.00 15.30 Di, 15.12. 12.30 13.05 14.45 13.30 15.00 Mi, 16.12. 14.45 16.00
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