Cytomatix der präsynaptischen Aktiven Zone: molekulare Organisation und Funktion

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1 September 2008 XIV. Jahrgang D F ISSN Cytomatix der präsynaptischen Aktiven Zone: molekulare Organisation und Funktion Mitochondrien: von der frühen Evolution zu den altersassoziierten Erkrankungen M. Parkinson Zukünftige Therapieoptionen aus der Grundlagenforschung

2 9,2 00 M arc h Eig C a ht ll f of h G o the öt ra Ge ting b rm en str an Me act Ne eti uro ng s sci en ce So cie ty Symposia Plenary Speakers u The clinical importance of spreading depression in migraine and acute neuronal injury u Christian Elger (Bonn, Germany) Epilepsy and it s models: progress or wrong track? (Zülch Lecture) u Neural computation by retinal circuits u Microglia: the big player in pathology u Unraveling the mechanisms of dopamine dysfunctions in neuropsychiatric disorders: from worm to (wo)men u Peter Fromherz (Munich, Germany) Semiconductor chips for neurophysiology (Roger Eckert Lecture) u Drosophila senses: genetic dissection of neural circuitry and processing u Generation of cellular diversity in the forebrain u Spinal cord injury research: from bench to bedside u Martin Heisenberg (Würzburg, Germany) The fly s self and its brain (Ernst-Florey Lecture) u The fine-scale structure of the cortical network: implications for its dynamics and function u Neuroplasticity and neuroprotection in neuro- degenerative disease: models and mechanisms u Stress and cognition: from structure to function u Atsushi Iriki (Saitama, Japan) Neuroscience of primate intellectual evolution (Otto-Creutzfeldt Lecture) u The arthropod central complex: evolutionary, developmental, genetic and functional aspects bil in synapse formation and plasticity du u Peter Jonas (Freiburg, Germany) Mechanisms of fast signaling in Ab u Caught in the net? Extracellular matrix molecules ng u Animal models of psychiatric illnesses: u :G from risk genes to the pathophysiological mechanisms ido u Cellular mechanisms of cortical network oscillations GABAergic interneurons Ni u Mechanics in the nervous system kk ha u Multicellular representations of spatio-temporal u Nikos Logothetis (Tübingen, Germany) Electrical microstimulation and fmri h, perception and behaviour Fre ibu u Evolution of peptide signalling in the nervous system rg u Autophagic cell death: identification, pathways, u Peter Mombaerts (Frankfurt, Germany) Olfaction targeted and roles in neural development and disease u New insights into Alzheimer s disease: modeling neurodegeneration causes and consequences u Networks on Chips Spatial and temporal activity dynamics of functional networks u Plasticity and function of amygdala and fear-circuitry: molecular, cellular and behavioral mechanisms u Goal-directed behavior the neural basis of planning and choice u Restoring retinal vision u Molecular analysis of axonal and dendritic branching Chaired by Prof. Dr. Mathias Bähr Local Organization Registration, Abstract Submission, Prof. Dr. Mathias Bähr and Exhibition Professor of Neurology Deadline for submission of poster Head of the Department of Neurology abstracts and early registration is University of Göttingen Medical School October 15, For information Robert-Koch-Str. 40 on abstract submission and registration D Göttingen please visit the meeting s website: Tel.: Fax: nwg2009@med.uni-goettingen.de Neurowissenschaftliche Gesellschaft e.v. Stipends Max Delbrück Center for The German Neuroscience Society provides Molecular Medicine stipends for young qualified investigators. Robert Roessle Str. 10 The deadline for application is October 15, D Berlin Phone: Please send the application including Fax: u short CV gibson@mdc-berlin.de u copy of the abstract u list of publications u letter of recommendation from a senior scientist (German Neuroscience Society) to Neurowissenschaftliche Gesellschaft e.v. be r ne :O cto ad li 214 De Gestaltung: Eta Friedrich, 15, Homepage: 3/08

3 In h a l t Inhalt 215 Ed i t o r i a l Ein Blick zurück hilft auf dem Weg nach vorn 216 Zum Titelbild: Typische ragged red fiber (RRF, zerlumpte rote Faser), dargestellt mittels Trichrom-Gomori-Färbung in einer Muskelbiopsie (s. Beitrag Kloppstock u. Bender S. 234) n... Neurowissenschaftliche Gesellschaft Vorstand der Amtsperiode 2007/2009 Präsident: Prof. Dr. Mathias Bähr, Göttingen Vizepräsident: Prof. Dr. Sigrun Korsching, Köln Schatzmeister: Prof. Dr. Andreas Draguhn, Heidelberg Generalsekretär: Prof. Dr. Ulrich Dirnagl, Berlin Sektionssprecher Computational Neuroscience: Prof. Dr. Ad Aertsen, Freiburg Entwicklungsneurobiologie/Neurogenetik: Prof. Dr. Michael Frotscher, Freiburg Klinische Neurowissenschaften: Prof. Dr. Hans-Peter Hartung, Düsseldorf Kognitive Neurowissenschaften: Prof. Dr. Niels Birbaumer, Tübingen Molekulare Neurobiologie: Prof. Dr. Eckart Gundelfinger, Magdeburg Neuropharmakologie und -toxikologie: Prof. Dr. Rainer Schwarting, Marburg Systemneurobiologie: Prof. Dr. Ulf Eysel, Bochum Verhaltensneurowissenschaften Prof. Dr. Uwe Homberg, Marburg Zelluläre Neurobiologie: Prof. Dr. Hanns Hatt, Bochum Ha u p t a r t i k e l Tobias Mittelstaedt, Elena Álvarez-Barón und Susanne Schoch 217 Die Cytomatrix der präsynaptischen Aktiven Zone: molekulare Organisation und Funktion Thomas Klopstock & Andreas Bender 224 Mitochondrien: von der frühen Evolution zu den altersassoziierten Erkrankungen des Menschen Vincent Ries, Candan Depboylu, Oscar Arias-Carrión, 234 Wolfgang H. Oertel und Günter U. Höglinger M. Parkinson Zukünftige Therapieoptionen aus der Grundlagenforschung Ar t i k e l d e s Qu a r t a l s Lawrence Rajendran, Anja Schneider, Georg Schlechtingen, Sebastian 242 Weidlich,Jonas Ries, Tobias Braxmeier, Petra Schwille, Jörg B. Schulz, Cornelia Schroeder, Efficient Inhibition of the Alzheimer s Disease b-secretase by Membrane Targeting St e l l e n m a r k t 241 Po r t r ä t History is (also) telling stories! 244 Fo r s c h u n g s f ö r d e r u n g Das Gehirn als Ziel von entzündlichen Prozessen 248 Na c h r i c h t e n a u s d e r Ne u r o w i s s e n s c h a f t l i c h e n Ge s e l l s c h a f t Jugend forscht Sonderpreis der Neurowissenschaftlichen Gesellschaft Protokoll der Mitgliederversammlung FENS Forum Stipendien für die Göttinger Jahrestagung Na c h r i c h t e n a u s d e r DFg Fünfte Ausschreibung im Programm Klinische Studien 253 Einrichtung eines neuen Schwerpunktprogramms Integrative Analysis of Olfaction 253 Bü c h e r Hirnforschung und Erziehung Eine pädagogische Auseinandersetzung 253 mit neurobiologischen Erkenntnissen Au s b l i c k 254 Impressum 254 3/08 215

4 Ed i t o r i a l Ein Blick zurück hilft auf dem Weg nach vorn In dieser Ausgabe von Neuroforum finden Sie den ersten Beitrag einer neuen Serie: biographische Interviews mit bekannten Neurowissenschaftlern aus Deutschland. Diesen Beiträgen liegen ausgiebige Interviews zugrunde, die wir über einen mehrtägigen Zeitraum vorbereitet und als Videos aufgezeichnet haben. Dieses Material wird archiviert und soll die Grundlage für eine langfristige Dokumentation der Neurowissenschaften in Deutschland werden. Wir beginnen mit Professor Georg W. Kreutzberg, Max-Planck-Direktor in Martinsried, seit 2000 im Ruhestand und von 1999 bis 2001 Präsident der Neurowissenschaftlichen Gesellschaft. Dieses Projekt ist eine Pilotstudie, die durch die großzügige Förderung der Gemeinnützigen Hertie-Stiftung ermöglicht wurde. Bisher haben wir drei Wissenschaftler interviewt, die unterschiedliche Bereiche der Neurowissenschaften repräsentieren: Professor Gerhard Neuweiler aus München ist Zoologe, der sich mit der Echoortung der Fledermäuse auseinander gesetzt hat, Professor Johannes Dichgans aus Tübingen ist Neurologe, der eine Klinik leitete, und sich mit klinisch orientierter Forschung unter anderem zu Ataxien und zu Hirntumoren beschäftigt hat, und schließlich Professor Georg W. Kreutzberg aus München, ein Zellbiologe und Neuropathologe, der über axonalen Transport und über Mikrogliazellen geforscht hat. Alle drei haben offiziell ihre wissenschaftliche Karriere bereits beendet, sind jedoch in vielen wissenschaftlichen und öffentlichen Bereichen aktiv und präsent. Als gefragte Referenten berühren sie in ihren Vorträgen Aspekte, die die Hirnforschung in einem größeren Zusammenhang innerhalb unserer Gesellschaft sehen. Ihre Meinung, geprägt durch viele Jahre neurowissenschaftliche Forschung und aktives Mitgestalten auch von öffentlichen Debatten, ist noch heute für politische Entscheidungen von großer Bedeutung. In den Gesprächen spannen wir eine großen Bogen von der Ausbildung bis hin zu den wichtigsten wissenschaftlichen Entdeckungen, hinterfragen die entscheidenden Impulse auf ihrem Weg in die Hirnforschung, gehen auf das Lehrer Schüler Verhältnis aus beiderseitiger Sicht ein und zeichnen so einen durch Erfolg gekrönten Lebensweg auf, der unbeirrbar auch von Enttäuschungen und Fehlentscheidungen konsequent verfolgt wurde. Wir haben drei bis vier Stunden Filmmaterial von jedem Interview. Die Aufnahmen wurden von Stephan Röder aufgezeichnet, einem professionellen Kameramann, der an an der Hochschule für Film und Fernsehen Babelsberg studiert und für Film und Fernsehen gearbeitet hat. Die Interviews wurden von Professor Rosemarie Grantyn, Zellphysiologin am Institut für Neurophysiologie der Charité Berlin, in Zusammenarbeit mit mir vorbereitet und geführt. Wir planen, das Material zu bearbeiten, und diese Filme sollen in absehbarer Zeit über die Neurowissenschaftliche Gesellschaft erhältlich sein. Ich bin überzeugt, dass diese Interviews gerade für junge Leute am Anfang ihrer wissenschaftlichen Karriere hoch interessant und aktuell sind, zeigen sie doch, dass diese erfahrenen, senioren Wissenschaftler mit ähnlichen Fragen und Problemen konfrontiert waren wie die jungen Wissenschaftler heute. Sie sind ihren Weg gegangen, haben Entscheidungen getroffen, haben gezweifelt und sich geirrt. Am Ende blicken sie auf eine beeindruckende und sehr erfolgreiche Wissenschaftlerkarriere und ein langes Leben zurück. Wir hoffen, dass dieses Pilotprojekt weitergeführt werden kann und haben die Vision, langfristig ein Archiv aufzubauen, in dem über die Grenzen unseres Landes hinaus bekannte deutsche Neurowissenschaftler ihre Lebensgeschichten erzählen. Zweifellos haben uns diese alten Damen und Herren noch etwas zu sagen. Was können sie uns mitgeben auf unserem Weg heute, welche Impulse setzen? Wie gefällt Ihnen unser neues Projekt? Haben Sie Anregungen und Ideen? Dazu interessiert uns auch Ihre Meinung als Leser. Wir sind gespannt auf Ihre Kommentare. Helmut Kettenmann Herausgeber Neuroforum 216 3/08

5 Susanne Schoch et al. Die Cytomatrix der präsynaptischen Aktiven Zone: molekulare Organisation und Funktion Tobias Mittelstaedt, Elena Álvarez-Barón und Susanne Schoch Zusammenfassung Die Weiterleitung eines elektrischen Stimulus von einer Nervenzelle zur nächsten erfolgt an spezialisierten zellulären Schnittstellen, den Synapsen. An chemischen Synapsen erfolgt die Signalübertragung durch die Fusion synaptischer Vesikel mit der präsynaptischen Membran und die Freisetzung darin enthaltener Neurotransmitter in den synaptischen Spalt. Im Gegensatz zu anderen sekretorischen Prozessen erfolgt diese Freisetzung extrem schnell, streng kontrolliert und örtlich begrenzt, gleichzeitig jedoch dynamisch reguliert. Der spezialisierte Bereich der Präsynapse, in dem die Fusion stattfindet, heißt Aktive Zone. Ultrastrukturelle Untersuchungen haben gezeigt, dass sie exakt gegenüber dem postsynaptischen Neurotransmitterrezeptionsapparat liegt, und dass an der Plasmamembran auf beiden Seiten des synaptischen Spalts eine elektronendichte Struktur ausgebildet ist. Dieses elektronendichte Material wird an der Präsynapse als Cytomatrix an der Aktiven Zone (CAZ) oder präsynaptisches Netz bezeichnet. Bis heute wurden fünf Proteinfamilien identifiziert, deren Mitglieder spezifisch an der Aktiven Zone angereichert sind: Munc13s, RIMs, ELKS, Bassoon/Piccolo und Liprin-a. In den letzten Jahren haben die Ergebnisse genetischer, biochemischer, struktureller und physiologischer Untersuchungen erste Einblicke in die Funktion dieser Proteine und ihrer Beteiligung an der Regulation der Fusion synaptischer Vesikel, der Vermittlung verschiedener Formen synaptischer Plastizität und der strukturellen Organisation der Aktiven Zone geliefert. Abstract The Cytomatrix of presynaptic active zones: molecular organization and function Neurons transmit signals to their target cells at specialized contact sites called synapses. At chemical synapses this signal propagation is mediated by the fusion of neurotransmitterfilled synaptic vesicles with the presynaptic plasma membrane and the subsequent release of transmitter into the synaptic cleft. In contrast to other fusion events in the cell the fusion of synaptic vesicles is extremely fast, highly regulated and spatially restricted but also dynamically modulated. Fusion occurs only at a specialized region of the presynaptic plasma membrane, called the active zone. Ultrastructural studies have shown that the active zone is precisely aligned with the postsynaptic reception apparatus and that the plasma membrane on both sides of the synaptic cleft is marked by an electron-dense structure. In the presynaptic terminal this electron-dense cytoskeletal matrix is referred to as the cytomatrix at the active zone (CAZ). So far five protein families whose members are highly enriched at active zones have been identified: Munc13s, RIMs, ELKS, Bassoon/Piccolo und Liprina In recent years studies using genetic, biochemical, structural and electrophysiological approaches have begun to elucidate how these proteins are involved in the regulation of synaptic vesicle exocytosis, in mediating use-dependent changes during different forms of plasticity and in the structural organization of the active zone. Key words: CAZ; presynaptic cytomatrix proteins; vesicle docking; vesikel priming. Einleitung Das menschliche Gehirn besteht aus mindestens 100 Milliarden Nervenzellen, die über ein komplexes Netzwerk von Kontakten miteinander verknüpft sind. Die Kommunikation zwischen zwei Nervenzellen erfolgt an speziellen Kontaktstellen, den Synapsen. Im Schnitt verfügt jedes Neuron über etwa Synapsen, über die elektrische Impulse neuronaler Aktivität an Zielzellen weitergeleitet werden können. An chemischen Synapsen wird die Signalübertragung durch synaptische, mit chemischen Botenstoffen (Neurotransmittern) gefüllte Vesikel vermittelt. Nach der Fusion mit der präsynaptischen Plasmamembran, der so genannten Exozytose, binden die freigesetzten Neurotransmitter an spezifische Rezeptoren und erzeugen auf diese Weise ein elektrisches Signal im nachgeschalteten, postsynaptischen Neuron (Fatt und Katz 1951). Diese Form der Informationsübertragung zeichnet sich durch ihre hohe Geschwindigkeit und Präzision aus. Die Effektivität der synaptischen Übertragung wird sowohl kurzzeitig als auch lang anhaltend in gebrauchsabhängiger Weise moduliert und kann so beispielsweise schwache Signale verstärken oder auf regelmäßige starke Reize durch eine Vergrößerung der Synapse reagieren, um die vollständige Weiterleitung eintreffender Signale zu gewährleisten. Die diesen Änderungen zugrunde liegenden post- und präsynaptischen Veränderungen synaptischer Strukturen werden als ein wichtiges molekulares Korrelat der Informationsspeicherung im zentralen Nervensystem angesehen. Ein detailliertes Verständnis der molekularen Funktionsweise chemischer Synapsen ist daher von großer Bedeutung, um Einblicke in die Funktion des menschlichen Gehirns zu gewinnen. Signalübertragung und Struktur chemischen Synapsen Trotz ihrer großen morphologischen Variabilität weisen alle chemischen Synapsen eine Reihe struktureller Gemeinsamkeiten auf. Das Hauptmerkmal einer Synapse ist die räumliche Anordnung der spezialisierten Regionen an den Plasmamembranen zweier sich kontaktierenden Zellen, die nur durch den schmalen synaptischen Spalt voneinander getrennt sind (Abbildung 1A). In der präsynaptischen Nervenendigung befinden sich synaptische Vesikel in der Nähe der Plasmamembran. Auf der gegenüberliegenden, postsynaptischen Seite findet sich eine Anhäufung spezifischer Rezeptoren und assoziierter Signaltransduktionskomplexe (Zhai und Bellen 2004). Die Signalübertragung an chemischen Synapsen beruht auf einer Reihe distinkter Schritte, die jeweils streng reguliert sind. Der Prozess wird durch die Ankunft eines Aktionspotenzials in der Nervenendigung initiiert. Die dadurch hervorgerufenen Änderungen des Membranpotenzials führen zur Öffnung spannungsabhängiger Kalziumkanäle in der präsynaptischen Membran und zum Kalziumioneneinstrom in das präsynaptische Neuron. Die starke lokale Erhöhung der Kalziumionenkonzentration löst daraufhin die Fusion synaptischer Vesikel mit der Plasmamembran aus und führt zur Freisetzung der in den Vesikeln enthaltenen Neurotransmitter. Diese diffundieren durch den synaptischen 3/08 217

6 Cytomatrix der präsynaptischen Aktiven Zone: molekulare Organisation und Funktion A B C D präsynaptische Membranverdickung enthält spannungsabhängige Kalziumionenkanäle, Komponenten der Vesikelfusionsmaschinerie, Signal- und Gerüstproteine sowie Elemente des Zytoskeletts. Sie wird als präsynaptisches Netz oder Cytomatrix an der Aktiven Zone (CAZ) bezeichnet. In den letzten Jahren wurde eine Vielzahl von Proteinen identifiziert, die in der CAZ lokalisiert und an der Vesikelfusion beteiligt sind. Die meisten dieser Proteine und Proteinkomplexe sind jedoch nicht ausschließlich in der Synapse, sondern auch in anderen Zellkompartimenten zu finden. Besonderes Interesse gilt daher den Proteinen, die speziell an der Aktiven Zone angereichert und an der Regulation des Fusionsprozesses beteiligt sind, da diese die außergewöhnlichen spezifischen Funktionen der Aktiven Zone vermitteln könnten (Fejtova und Gundelfinger 2006; Schoch und Gundelfinger 2006). Abb. 1: (A) Elektronenmikroskopische Aufnahme eines Querschnitts durch die Synapse. Zu erkennen sind synaptische Vesikel (SV) in der präsynaptischen Nervenendigung, die zum Teil an der Aktiven Zone (AZ) angelagert sind. Gegenüber der Aktiven Zone erkennt man das elektronendichte Band der postsynaptischen Dichte (PSD). (B-D) Schemata verschiedener Modellvorstellungen der Anordnung elektronendichter Strukturen an der Aktiven Zone. (B) Rekonstruktion einer Aktiven Zone der neuromuskulären Endplatte des Frosches (Harlow et al. 2001). Synaptische Vesikel docken an der motorischen Endplatte Skelettmuskel innervierender Axone an einer Reihe von Rippen an (ribs, grün), die über Balken (beams, blau) miteinander verbunden und durch Zapfen (pegs, rot) in der präsynaptischen Membran verankert sind. (C) Modell einer Aktiven Zone zentralnervöser Synapsen basierend auf elektronenmikroskopischen Daten von konventionell präpariertem (Aldehyd fixiertem) Gewebe (Zhai und Bellen 2004). Demnach weisen Aktive Zonen ein abgerundetes, hexagonales Raster von kegelförmigen, elektronendichten Partikeln (gelb) auf, zwischen denen sich synaptische Vesikel anlagern können. Sie stehen mit langen filamentösen Strängen (blau) mit dem präsynaptischen Zytoskelett in Verbindung, und sind durch faserartige Strukturen miteinander verbunden (pink). (D) Rekonstruktion der elektronendichten Strukturen einer hippocampalen CA1-Synapse in unfixiertem, schockgefrorenem Gewebe (Siksou et al. 2007). Hier bilden die elektronendichten Bereiche (gelb) unregelmäßige Strukturen innerhalb der Aktiven Zone (grün), an denen synaptische Vesikel angedockt sind (blau). Weitere, nicht gedockte Vesikel stehen über filamentöse Stränge (pink) mit der Aktiven Zone in Verbindung. SV, synaptische Vesikel; AZ, Aktive Zone; PSD, postsynaptische Dichte. Spalt und binden an die entsprechenden postsynaptischen Rezeptoren. Je nach Art der Transmittersubstanz und der postsynaptischen Detektionsmaschinerie wird so in der Postsynapse ein erregendes, hemmendes oder modulierendes Signal ausgelöst. Ein besonderes Merkmal dieses exozytotischen Fusionsprozesses ist, dass er nur an einem spezialisierten räumlich begrenzten Bereich der präsynaptischen Plasmamembran, der sogenannten Aktiven Zone (AZ), stattfindet. Auf der postsynaptischen Seite der Synapse liegen die Rezeptoren ebenfalls in einem definierten Bereich der Plasmamembran, der als postsynaptische Dichte (PSD) bezeichnet wird (Südhof 2004). Die präsynaptische Aktive Zone liegt der postsynaptischen Dichte genau gegenüber. In elektronenmikroskopischen Aufnahmen sind auf beiden Seiten der Synapse elektronendichte Strukturen an der Zellmembran zu erkennen (Abbildung 1A). In exzitatorischen Synapsen, in denen der vorrangige Neurotransmitter Glutamat ist, ist diese Verdickung auf der postsynaptischen Seite besonders ausgeprägt. Sie setzt sich aus den verschiedenen Rezeptoren für Glutamat, assoziierten Signalproteinen und Komponenten des Zytoskeletts zusammen und wird durch eine Vielzahl von Gerüst- und Adapterproteinen zusammengehalten und organisiert (Sheng und Hoogenraad 2007). Dieser Komplex aus hunderten einzelner Proteine kann seine Struktur und Zusammensetzung während der Entwicklung und in Reaktion auf synaptische Aktivität dynamisch verändern. Die Die präsynaptische Aktive Zone Die zum Teil sehr hohe Geschwindigkeit des Verbrauchs und der darauf folgenden Neubildung synaptischer Vesikel in der Synapse machen sowohl eine präzise Kontrolle der zugrunde liegenden molekularen Prozesse als auch eine hohe Organisation der präsynaptischen Nervenendigung erforderlich. Dieser Zyklus synaptischer Vesikel kann in mehrere einzelne Schritte unterteilt werden. Zunächst lagern sich die Vesikel spezifisch an der Aktive Zone der Plasmamembran an (docken). Dort untergehen sie einen Reifungsprozess (priming), der sie fusionsbereit macht. Dies ermöglicht die unmittelbare Fusion mit der Plasmamembran und Ausschüttung der enthaltenen Transmittersubstanzen nach Einfluss von Ca 2+. Anschließend werden Teile der präsynaptischen Membran, in denen sich auch die membranständigen Proteine der ehemaligen Vesikel befinden, wieder internalisiert. Diese durch endozytotische Prozesse entstandenen, recycelten Vesikel werden erneut mit Transmitter befüllt und in den Kreislauf zurückgeführt. Damit der Zyklus reibungslos abläuft, muss unter anderem sichergestellt sein, dass (a) synaptische Vesikel spezifisch an der Aktiven Zone andocken, (b) sich die fusionsbereiten synaptischen Vesikel in enger Nachbarschaft zu den spannungsabhängigen Kalziumkanälen befinden und (c) unter Bedingungen hoher synaptischer Aktivität ein ausreichender Nachschub an synaptischen Vesikeln gewährleistet ist. Des Weiteren muss die Aktive Zone in der Lage sein, ihre Zusammensetzung, Organisation und Funktion dynamisch auf Änderungen in der Stärke der synaptischen Aktivität anzupassen und dadurch Informationen über die Intensität empfangener Signale durch Veränderungen 218 3/08

7 der Effektivität synaptischer Weiterleitung speichern zu können. Ein Verständnis der Ultrastruktur und Zusammensetzung der Aktiven Zone ist daher von großer Bedeutung. Eine elegante Studie, in der die neuromuskuläre Nervenendigung des Froschs mittels tomografischer Elektronenmikroskopie untersucht wurde, zeigte die Aktive Zone als eine regelmäßige Anordnung, in der synaptische Vesikel mit spannungsabhängigen Kalziumkanälen durch sogenannte Zapfen (pegs), Rippen (ribs) und Balken (beams) verbunden waren (Abbildung 1B; Harlow et al 2001). Elektronenmikroskopische Untersuchungen an Vertebraten zeigten die präsynaptische Aktive Zone in fixiertem Gewebe ursprünglich als eine regelmäßige Anordnung von elektronendichten kegelförmigen Partikeln, die ca. 50 nm in das Zytoplasma hineinragen und von deren Spitzen aus filamentöse Stränge weit in die Nervenendigung hineinreichen (Abbildung 1C; Zhai und Bellen 2004). Diese Kegel sind durch ein Netzwerk aus zytoskelettalen Fasern vernetzt. Die synaptischen Vesikel sind meist in der Nähe der kegelförmigen Verdickungen lokalisiert. Um Artefakte durch die Fixierung des Gewebes zu verringern, wurde in neueren Untersuchungen das Gewebe ohne Fixierung unter hohem Druck eingefroren. In Synapsen der CA1-Region des Hippocampus der Ratte konnte die oben beschriebene regelmäßige Anordnung kegelförmiger Partikel mit dieser Methode nicht bestätigt werden. Vielmehr waren die elektronendichten Verdickungen unregelmäßig über die Fläche der Aktiven Zone verteilt (Siksou et al. 2007). Synaptische Vesikel wurden jedoch auch mit dieser Methode in unmittelbarer Nachbarschaft zu den kegelförmigen Partikeln gefunden (Abbildung 1D). In den letzten Jahren wurde eine Vielzahl von Proteinen identifiziert, die mit der Cytomatrix an der Aktiven Zone assoziiert sind. Die meisten dieser Proteine finden sich jedoch auch in anderen Kompartimenten der Zelle und sind nicht spezifisch an der präsynaptischen Aktiven Zone lokalisiert. Bis jetzt sind nur fünf Proteinfamilien bekannt und funktionell untersucht, die speziell an der CAZ angereichert sind: UNC13/Munc13, RIMs (Rab3-interacting molecule), Bassoon und Piccolo/Akzonin, ELKS/Bruchpilot und Liprin-a (Schoch und Gundelfinger 2006). Durch direkte Protein-Protein-Interaktionen bilden diese Proteine zusammen mit vielen weiteren Bindungspartnern, die nicht spezifisch an der Synapse lokalisiert sind und zum Teil an weniger spezifischen Fusionsprozessen Abb. 2: Proteindomänenstruktur der CAZ-angereicherten Proteinfamilien. Farbig hervorgehoben wurden konservierte und funktionelle Bereiche. Munc13-Proteine enthalten zwei bzw. drei C2-Domänen und eine Diacylglycerol bindende C1-Domäne, und weisen einen Bereich hoher Homologie, die MUN-Domäne, am C-Terminus auf. RIMs setzten sich aus einer Zinkfinger- (Zn), einer PDZ- und zwei C2-Domänen zusammen. ELKS-Proteine bestehen aus mehreren Doppelwendel (coiled coil/cc)-domänen und einem isoform-spezifischen C-Termini. Der C-Terminus des Drosophila ELKS-Homologs Bruchpilot weist keine Ähnlichkeit zu anderen CAZ-spezfischen Proteinen auf. Die beiden Multidomänenproteine Piccolo und Bassoon weisen zehn Homologieregionen (PBH1-10) auf, darunter zwei Zinkfingerdomänen und drei Doppelwendel (CC)-Domänen. Des Weiteren finden sich am N-Terminus von Piccolo eine prolinreiche Sequenz (Q), am C-Terminus eine PDZ- und zwei C2-Domänen. Die Struktur der Liprin-a-Proteine ist zwischen den Familienmitgliedern konserviert und weist neben einem Doppelwendel (CC)-Bereich drei SAM-Domänen auf. U, Munc-Homologie-Domäne; Zn, Zinkfingerdomäne; PDZ, PDZ Proteinbindedomäne; CC, Doppelwendeldomäne; SAM, SAM Interaktionsdomänen (Sterile-a-Motiv) ROTA-ROD + PHYSIOCAGE Seit über 30 Jahren zählen Panlab- Produkte zu den richtungsweisenden Technologien in der Verhaltensforschung. Innovative Produktentwicklungen in enger Zusammenarbeit mit dem Anwender, die Verwendung hochwertiger Materialien und ein vorbildlicher Applikationsservice sind seit jeher die Grundlage für das unternehmerische Selbstverständnis. Last but not least: Panlab-Produkte bieten immer ein gutes Preis-Leistungsverhältnis. Panlab Rota-Rod Das Standard-Produkt für die Verhaltensforschung: Für Ratten oder Mäuse Mikroprozessor gesteuert Konstante Geschwindigkeit oder steigendes Tempo Sedacom Datenerfassungssoftware enthalten Panlab Physiocage Ein komplexes, modulares System mit vielfältigen anwendungsspezifischen Erweiterungs- und Kombinationsmöglichkeiten: O 2 /CO 2 -Messung Food & Drink Activity Rearing METABOLISM 2.0 Software Hugo Sachs Elektronik Harvard Apparatus GmbH Grünstrasse1 D March-Hugstetten Germany Tel (+49)(0) Fax sales@hugo-sachs.de 3/ Your challenges One solution HARVARD APPARATUS

8 Cytomatrix der präsynaptischen Aktiven Zone: molekulare Organisation und Funktion Abb. 3: Netzwerk der Interaktionen spezifischer synaptischer Proteine an der Aktiven Zone. Durchgezogene Striche zeigen direkte Interaktionen der beiden Proteine an, gepunktete Linien schließen eine simultane Bindung mehrerer Proteine an der entsprechenden Stelle aus. Ca 2+ /CAM, Ca 2+ /Calmodulinb; b-untereinheit des Kalziumkanals; Dyn, Dynamin. in anderen Bereichen der Zelle beteiligt sind, ein Netzwerk an der Aktiven Zone (Abbildung 3). Funktionelle Studien in neuronalen Primärzellen und die Analyse von transgenen Mäusen haben gezeigt, dass die CAZ-angereicherten Proteine eine wichtige Rolle bei der Regulation der Fusion synaptischer Vesikel spielen. Des Weiteren sind sie an Modifikationen der Freisetzungseffektivität beteiligt, die manchen Formen der kurz- und langfristigen Modulation synaptischer Plastizität (synaptic plasticity) zugrunde liegen. Die Cytomatrix an der Aktiven Zone Bei den CAZ-angereicherten Proteinen handelt es sich um große Proteine, die jeweils aus einer Vielzahl von Protein-Protein-Interaktionsdomänen zusammengesetzt sind (Abbildung 2). In den letzten Jahren wurden durch Studien in verschiedensten Tierstämmen, vom Fadenwurm Caenorhabditis elegans (Nematoda) über die Fruchtfliege Drosophila melanogaster (Insecta) bis hin zu Säugetieren neue Erkenntnisse darüber gewonnen, an welchen Prozessen der präsynaptischen Aktiven Zone die einzelnen Proteinfamilien beteiligt sind. UNC13/Munc13. Die UNC13/Munc13- Proteinfamilie gehört zu den am detailliertesten charakterisierten Komponenten der CAZ. UNC13 wurde in einer Studie mit der Selektion nach Nematoden der Art Caenorhabditis elegans mit unkoordinierten Bewegungen (UNCoordinated movement) identifiziert (Maruyama und Brenner 1991). In Säugern finden sich vier Munc13-Gene (Munc13-1 bis -4). Die Domänenstruktur der Munc13-Proteine unterscheidet sich nur im N-Terminus voneinander. Dort weisen Munc13-1 und ubmunc13-2, eine ubiquitär exprimierte Munc13-2-Variante dieser ansonsten gehirnspezifischen Proteinfamilie, eine Bindestelle für Ca 2+ /Calmodulin und für die ebenfalls CAZ-angereicherten arim-proteine auf. In ihrer zentralen und C-terminalen Region enthalten alle Munc13-Proteine eine C1-Domäne, die mit dem sekundären Botenstoff Diacylglycerol (DAG) interagiert, sowie zwei sogenannte C2-Domänen und einen Bereich hoher Homologie zwischen allen Munc13-Proteinen, die MUN-Domäne (Koch et al. 2000). Munc13 ist essenziell für den Reifungsprozess synaptischer Vesikel zu einem fusionsbereiten Zustand (dem Priming). Dies konnte in Munc13-defizienten Fadenwürmern, Fruchtfliegen und Mäusen gezeigt werden (Brose et al. 2000). Diese sogenannte Priming-Aktivität von Munc13 wird durch den C-Terminus des Proteins, der die MUN- und eine C2-Domäne beinhaltet, vermittelt (Stevens et al. 2005). Elektronenmikroskopische Untersuchungen an Munc13-Nullmutanten des Nematoden C. elegans zeigten, dass sich in Abwesenheit von Munc13 weniger synaptische Vesikel unmittelbar an der Aktiven Zone befinden (Weimer et al. 2006). Dies deutet darauf hin, dass die membrankontaktierenden synaptischen Vesikel das morphologische Korrelat fusionsbereiter Vesikel darstellen. Die Munc13-Isoformen spielen weiterhin eine Rolle bei der Regulation der kurzfristigen präsynaptischen Plastizität. Interessanterweise unterscheiden sich Munc13-1 und ub- Munc13-2 jedoch in dieser Hinsicht: Während Synapsen, die nur Munc13-1 enthalten, auf eine Serie von Aktionspotenzialen mit einer kurzzeitigen Abschwächung ihrer Aktivität (Kurzzeitdepression) reagierten, zeigten Synapsen mit ubmunc13-2 eine Verstärkung (Rosenmund et al. 2002). Hierbei ist die Interaktion mit Ca 2+ /Calmodulin essenziell für die Funktion von Munc13 in der Ausprägung der kurzfristigen synaptischen Plastizität (Junge et al. 2004). Die Generierung transgener Knock-In-Mäuse, die ein Fusionsprotein aus Munc13-1 und dem fluoreszierenden Protein EYFP exprimieren, ermöglichte zum ersten Mal Untersuchungen bezüglich der Dynamik eines CAZ-angereicherten Proteins (Kalla et al. 2006). Messungen an individuellen Synapsen ergaben, dass selbst an der Aktiven Zone gebundenes Munc13-1-EYFP schnell und kontinuierlich aus der Aktiven Zone verschwindet und wieder eingebaut wird. Diese Beobachtungen verdeutlichen, dass es sich bei der präsynaptischen Aktiven Zone um eine hoch dynamische Struktur handelt. RIM. RIMs bilden eine Familie von Gerüstproteinen, die durch ihre Bindung zu dem kleinen neuronalen Vesikelprotein Rab3 entdeckt wurden (Rab Interacting Molecule, Wang et al. 1997). Während Nematoden nur ein RIM- Gen enthalten (UNC10), weisen Wirbeltiere vier Gene auf. RIM1 und RIM2 codieren für große Proteine mit einer Vielzahl struktureller Domänen: eine N-terminale Zinkfinger-Domäne, eine zentrale PDZ-Domäne, ein kurzes prolinreiches Motiv und zwei C-terminale C2-Domänen. RIM3 und RIM4 hingegen bestehen nur aus kurzen individuellen N- terminalen Sequenzen und einer C2-Domäne. Durch die Nutzung verschiedener Promotoren im RIM2-Gen kommt es zur Generierung dreier Varianten des Proteins, von denen nur die RIM2a-Form alle Proteindomänen enthält (Wang et al. 2000). RIMs interagieren mit einer Vielzahl synaptischer Proteine, wie z.b. den CAZ-angereicherten Proteinen Munc13, ELKS und Liprin-a, den b-untereinheiten der spannungsabhängigen Kalziumkanäle und RIM-Bindungsproteinen (RIM-BPs) (Schoch und Gundelfinger 2006; Kiyonaka et al. 2007). Durch diese Interaktionen stellen RIMs ein Bindeglied zwischen synaptischen Vesikeln, den Komponenten der Cytomatrix an der Aktiven Zone und Kalziumkanälen dar (Abbildung 3). Elektronenmikroskopische Untersuchungen an C. elegans bekräftigen die Interaktion von RIM mit Proteinen der Aktiven Zone. Zum einen konnte gezeigt werden, dass UNC10/RIM in der Nähe der elektronendichten Projektionen der Aktiven Zone lokalisiert ist, des Weiteren ist in UNC10/ RIM defizienten Tieren die Zahl der an der Membran lokalisierten synaptischen Vesikel in der Nähe dieser Strukturen sogar reduziert (Weimer et al. 2006). Mäuse, die defizient für RIM1a sind, weisen einen schwächeren Phänotyp auf. Allerdings ist die Menge an Munc13-1 in den Gehirnen der Mäuse um 220 3/08

9 Susanne Schoch et al % reduziert und Munc13-1 wird nicht richtig an der präsynaptischen Aktiven Zone angereichert (Schoch et al. 2002). Die beobachtete Reduktion an Munc13-1 in der Synapse korreliert mit einer Abnahme der Anzahl fusionsbereiter synaptischer Vesikel (Calakos et al. 2004). RIM1a-Nullmutanten zeigen weiterhin Defizite in präsynaptischen Formen kurz- und langfristiger synaptischer Plastizität (Castillo et al. 2002; Schoch et al. 2002). Eine systematische Verhaltensanalyse der RIM1a defizienten Mäuse ergab weiterhin, dass das Protein bei bestimmten Lernprozessen von Bedeutung ist (Powell et al. 2004). Während weder RIM1a- noch RIM2a-Nullmutanten letal sind, sterben Mäuse, denen beide arim-isoformen fehlen direkt nach der Geburt (Schoch et al. 2006). Diese Tiere weisen weiterhin mehrere Merkmale auf, die oft als Konsequenz von Defekten in der synaptischen Transmission gefunden werden, wie z.b. eine Vergrößerung des Brustkorbs und eine Komprimierung der Wirbelsäule, sowie eine Zunahme der Verzweigung präsynaptischer Motorneurone und der Anzahl an unregelmäßig verteilten motorischen Synapsen an Muskelfasern. Synapsen ohne arims können noch Neurotransmitter freisetzen, jedoch ist die durch den Einstrom von Kalziumionen induzierte Vesikelfusion stark reduziert (Abbildung 4). Eine kürzlich veröffentlichte Studie identifizierte RIM1 als ein Zielprotein der E3 Ubiquitin-Ligase SCRAPPER, die an die präsynaptische Membran gebunden ist und dort spezifisch Proteine der Präsynapse ubiquitiniert. Das Polyubiquitinsignal führt zu einer Degradation der Zielproteine in den Proteasomen der Synapse. Dieser kontinuierliche Abbau präsynaptischer Proteine, die in erforderlichem Maße ersetzt werden, begünstigt die hohe Dynamik der Aktiven Zone, einer Voraussetzung für die synaptische Plastizität (Yao et al. 2007). ELKS/CAST/ERC/Bruchpilot. Die Proteine der ELKS - Familie wurden sowohl als Komponente des unlöslichen prä- und postsynaptischen Komplexes als auch als Bindungspartner für RIMs identifiziert (Ohtsuka et al. 2002; Wang et al. 2002) und nach ihrem hohen Gehalt an den Aminosäuren Glutamat (E), Leuzin (L), Lysin (K) und Serin (S) benannt (Synonyme: CAST, ERC, Rab6-interacting protein). Während Invertebraten nur ein ELKS- Gen enthalten, wurden im Wirbeltiergenom zwei ELKS-Gene entdeckt, die jedoch sehr homolog sind. Interessanterweise werden durch alternatives Spleißen des C-Terminus von ELKS1 zwei unterschiedliche ELKS1-Varianten generiert: ELKS1a (ERC1a), das nur außerhalb des Gehirns vorkommt, sowie ELKS1b, das ebenso wie ELKS2 (CAST) ausschließlich in Neuronen exprimiert wird (Abbildung 2). Neben mehreren aneinander gereihten Doppelwendel (coiled-coil)-domänen, über die ELKS mit a-liprinen und jeweils entweder Piccolo oder Bassoon interagieren kann, enthalten die beiden neuronal exprimierten Proteine ein spezifisches C-terminales PDZ-Interaktionsmotiv, das die Bindung an RIMs und das synaptische Protein Syntenin-1 vermittelt (Schoch und Gundelfinger 2006). ELKS-Proteine stellen durch ihre direkten Wechselwirkungen mit den anderen CAZ-angereicherten Proteinen ebenso wie RIM eine zentrale Komponente dieses Proteinnetzwerkes dar. Interessanterweise unterscheidet sich das ELKS-Homolog in Drosophila, Bruchpilot, in seiner Struktur von den Wirbeltier-ELKS-Proteinen: Die N-terminalen 480 Aminosäuren weisen eine bis zu 67%ige Homologie zu Maus und C. elegans ELKS auf. Hingegen konnten in diesen Organismen keine homologen Sequenzen zu den verbleibenden 1260 Aminosäuren gefunden werden, die geringe Ähnlichkeit zu zytoskelettalen Proteinen zeigen (Abbildung 2). Fruchtfliegen, in denen die Menge an Bruchpilot durch RNA-Interferenz vermindert wurde, weisen morphologische und funktionelle Defekte auf, die in einem Phänotyp mit stark eingeschränkten Flugvermögen resultieren (Wagh et al. 2006). Die Deletion eines großen Teils des Bruchpilotgens bewirkt, dass die Entwicklung der Tiere nach dem Durchlaufen des Larvenstadiums stockt, und keine Verpuppung eingeleitet wird. An den Aktiven Zonen der neuromuskulären Nervenendigung führt die Unterdrückung der Bruchpilotexpression zu einem Ausbleiben der charakteristischen elektronendichten Verdickungen (T-bars) und damit einhergehend zu einer Reduktion der Dichte der Kalziumkanäle. Weiterhin lässt sich eine Verminderung der aktionspotenzialinduzierten Neurotransmitterfreisetzung und Veränderungen in der kurzzeitigen synaptischen Plastizität beobachten (Kittel et al. 2006). Diese Ergebnisse deuten daraufhin, dass Bruchpilot entscheidend an den molekularen Prozessen beteiligt ist, die die Kopplung zwischen synaptischen Vesikeln und Kalziumkanälen gewährleisten, und damit eine wichtige Rolle für die Organisation und Funktion der Aktiven Zone spielt. Ob es sich hierbei um eine generelle Funktion der ELKS-Proteine handelt, ist noch nicht geklärt, da ELKS-defiziente C. elegans keine funktionelle Störungen aufweisen (Deken et al. 2005) und bisher noch keine Untersuchungen an ELKS-defizienten Mäusen veröffentlicht wurden. Piccolo und Bassoon. Bassoon und Piccolo/Akzonin sind im Gegensatz zu den übrigen CAZ-angereicherten Proteinen nicht evolutionär konserviert und nur in Vertebraten zu finden. Die beiden Proteine sind extrem groß (420 und 530 kda) und bestehen aus einer Vielzahl verschiedener Protein- Protein-Interaktionsdomänen (Schoch und Gundelfinger 2006). Bassoon und Piccolo weisen zehn Regionen hoher Sequenzhomologie auf (Piccolo Bassoon Homologie Domänen, PBH), u.a. zwei N-terminale Zinkfinger und mehrere Doppelwendel Domänen (coiled coil). Des Weiteren verfügt Piccolo an seinem C-Terminus über eine PDZ- und zwei C2-Domänen, die eine Fine Science Tools GmbH Im Weiher 12 D Heidelberg, Germany Tel: +49 (0) Fax: +49 (0) Web: 3/08 221

10 Cytomatrix der präsynaptischen Aktiven Zone: molekulare Organisation und Funktion gewisse Homologie zu den RIM C2-Domänen aufweisen (Abbildung 2). In den letzten Jahren wurden für eine Reihe der strukturellen Domänen Interaktionspartner identifiziert, wie z.b. das ebenfalls CAZ-angereicherte ELKS, Proteine der CtBP-Familie (C-terminal Binding Protein/Connected to Bassoon and Piccolo), zu der auch das in der Retina und cochlearen Haarsinneszellen exprimierte Ribeye gehört, PRA1 (prenylated Rab acceptor), GIT1 (Gprotein coupled receptor kinase-interacting protein, ein GTPase aktivierendes Protein für ARF-GTPasen), sowie Komponenten des Aktin-Zytosekeletts. Piccolo bindet an Abp1, das wiederum mit Actin und Dynamin interagiert, und eine Störung dieser Wechselwirkung beeinflusst die clathrinabhängige Endozytose beim Recycling synaptischer Vesikel (Abbildung 3). Somit könnte Piccolo über seine Protein-Interaktionen eine funktionelle Verbindung der CAZ mit dem dynamischen Aktin-Zytoskelett und dem Recycling der synaptischen Vesikel an den Randzonen der Aktiven Zone bilden (Fenster et al. 2003). Die C2A-Domäne Piccolos fungiert als Kalziumionensensor (Garcia et al. 2004). Sie weist zwar nur eine geringe Affinität für Kalziumionen auf, bei einer Bindung führen sie jedoch zu einer Konformationsänderung und Dimerisierung Piccolos. Die Piccolo-C2A-Domäne wurde vor kurzem sogar mit der Regulation von Suchtverhalten in Verbindung gebracht. A B C Neben der verstärkten Expression von Piccolo im Nucleus accumbens mit Methamphetaminen (METH) behandelter Mäuse führte die Überexpression der Piccolo-C2A-Domäne in vitro zu einer Reduktion der zellulären Reaktion auf METH. Dies könnte auf eine Funktion beim Einbau von Dopamin-Transportern in die präsynaptische Membran hinweisen (Cen et al. 2008). Aufgrund der bisher identifizierten Protein-Protein-Interaktionen Piccolos und seiner biochemischen Eigenschaften ist zu vermuten, dass Piccolo als integrative Schaltstelle für Signale fungiert, die die Exo- und Endozytose synaptischer Vesikel regulieren. In Mäusen, die eine verkürzte Variante von Bassoon exprimeren, war ein signifikanter Anteil glutamaterger Synapsen inaktiv, während in den restlichen Synapsen keine funktionellen Unterschiede zu Kontrollsynapsen gefunden wurden (Altrock et al. 2003). Funktionelle und inaktive Synapsen unterschieden sich nicht in ihrer Morphologie. Trotz dieses begrenzten Defektes entwickelten die mutanten Tiere einen epileptischen Phänotyp, der mit der Vergrößerung des Hippocampus und der Großhirnrinde sowie einer Reduktion der Neuronendichte in Schicht V des Kortex einher geht (Angenstein et al. 2008). Interessanterweise stehen die bandförmigen CAZ-Strukturen von Photorezeptoren in der Retina (Ribbons) und den inneren Haarzellen der Cochlea in den bassoondefekten Mausmutanten nicht Abb. 4: Phänotyp des RIM1a/RIM2a-Doppelknockouts (DKO), der Defekte in der synaptischen Signalweiterleitung aufweist. (A) Charakteristische Körperhaltung neugeborener RIM1a/RIM2a-DKO-Mäuse. Die Wirbelsäule ist im Vergleich zum Wildtyp-Embryo stark gekrümmt und gestaucht sowie der Brustkorb erweitert. Diese Merkmale werden häufig auch bei anderen Mauslinien beobachtet, deren synaptische Signalweiterleitung gestört ist. (B) Veränderte Morphologie der neuromuskulären Axonendigung beim RIM1a/RIM2a-DKO. Die fluoreszente Markierung der Axone (Antikörper gegen Neurofilament-Proteine) und der postsynaptischen Rezeptoren (Bungarotoxin bindet an Acetyl-Cholin-Rezeptoren) verdeutlicht die verstärkte Ausbreitung der neuromuskulären Innervation im Zwerchfell neugeborener RIM1a/RIM2a-DKO-Mäuse. Maßstabsbalken: 200µm (C) Reduktion der Amplitude eines ausgelösten, erregenden postsynaptischen Potenzials (EPSP) an der neuromuskulären Nerverendigung von RIM1a/RIM2a-DKO-Tieren. (D) An RIM1a/RIM2a-DKO-Synapsen lösen nur 20% der ankommenden Aktionspotenziale eine Weiterleitung des Signals aus. D mehr mit der Aktiven Zone in Verbindung. Vielmehr bewegen sie sich frei im Zytoplasma der Präsynapse, deren Transmitterfreisetzung stark gestört ist. Bassoon scheint hier demnach eine essenzielle Rolle bei der Verankerung der Ribbons mit der Aktiven Zone zu spielen (Dick et al. 2003; Khimich et al. 2005). Liprin-a. Obwohl a-liprine nicht ausschließlich an der präsynaptischen Aktiven Zone lokalisiert sind, deuten Untersuchungen in C. elegans und Drosophila daraufhin, dass die Proteinfamilie entscheidend an ihrer strukturellen Organisation und dem Zusammenbau beteiligt ist (Zhen und Jin 1999; Kaufmann et al. 2002; Stryker und Johnson 2007). Die vier Liprin-a1-4-Varianten in Säugetieren, Liprin-a, sowie die homologen Proteine syd-2 in C. elegans und Dliprin in Drosophila zeichnen sich durch eine außergewöhnlich starke evolutionäre Konservierung aus. Dabei bestehen alle Liprin-a-Proteine aus einer N-terminalen Doppelwendelstruktur (coiled coil Domäne) und drei C-terminalen SAM- Domänen (Sterile-a-Motiv; Abbildung 2). Über die SAM-Domänen interagieren Liprin-a mit einer Vielzahl von Proteinen, wie z.b. den LAR-Rezeptorprotein Tyrosin-Phosphatasen (LAR-RPTPs), dem MAGUK-Protein CASK, der Ca 2+ /Calmodulin abhängigen Proteinkinase II (CaMKII), b-liprinen und ATP (Schoch und Gundelfinger 2006; Spangler und Hoogenraad 2007; Stryker und Johnson 2007). Die N- terminale coiled coil Domäne ermöglicht die Bildung eines Liprin-a-Dimers und bindet an die CAZ-Protein RIM und ELKS sowie an das Motorprotein KIF1A und, wie auch Piccolo, an GIT1 (Abbildung 3). Der C-Terminus der Vertebraten Liprin-a-Proteine interagiert weiterhin mit dem Gerüstprotein GRIP (Glutamat Rezeptor interagierendes Protein). Durch ihre Bindungspartner sind a-liprine direkt mit essenziellen Komponenten der Aktiven Zone und der postsynaptischen Dichte sowie der Maschinerie für vesikulären Transport verknüpft. Liprin-a/syd-2 defiziente Mutanten in C. elegans zeigen eine diffuse Verteilung synaptischer Vesikel, starke Störungen in der Morphologie der Aktiven Zone und Beeinträchtigungen in der synaptischen Transmission (Zhen und Jin 1999). Das Drosophila Liprin-a-Homolog Dliprin-a ist ebenfalls zur Aufrechterhaltung, bzw. dem korrekten Zusammenbau der Aktiven Zone notwendig und spielt eine Rolle in der Ausbildung neuer synaptischer Verknüpfungen an der neuromuskulären Kontaktstelle (Kaufmann et al. 2002). Dliprin-a-Mutanten weisen des Weiteren sowohl Defizite in der synaptischen Transmission auf, die auf einen präsynaptischen Defekt hindeuten (Kaufmann et al. 2002), als auch Veränderungen im Transport synaptischer Vesikel auf (Miller et al. 2005). In Wirbeltierneuronen ist Liprin-a 222 3/08

11 Susanne Schoch et al. an der Aktiven Zone mit ELKS und RIM kolokalisiert und scheint ebenfalls für die Morphogenese und Funktion von Synapsen von Bedeutung zu sein (Dunah et al. 2005). Schlussbemerkungen In den letzten Jahren hat das Zusammenwirken von genetischen, physiologischen, biochemischen und strukturellen Untersuchungen unser Wissen über die Rolle der CAZ-angereicherten Proteine in der Regulation des Zyklus synaptischer Vesikel und der Organisation der CAZ wesentlich erweitert. Munc13, RIM, ELKS, Piccolo, Bassoon und Liprin-a bilden ein zusammenhängendes Netzwerk, das mit den synaptischen Vesikeln, spannungsabhängigen Ca 2+ -Kanälen, Elementen des Zytoskeletts und Proteinen, die an der Exo- und Endozytose der Vesikel beteiligt sind, eng verknüpft ist. Die bis dato gewonnenen funktionellen Erkenntnisse der einzelnen CAZangereicherten Proteine deuten daraufhin, dass sie an einer Reihe unterschiedlicher Prozesse beteiligt sind: z.b. spielen Munc13 und RIM sowohl eine Rolle beim Reifungsprozess synaptischer Vesikel als auch in den molekularen Mechanismen, die der kurzzeitigen und lang anhaltenden präsynaptischen Plastizität zugrunde liegen; Piccolo scheint an der Regulation der Exo- und Endozytose beteiligt zu sein. Bei allen CAZ-angereicherten Proteinen handelt es sich um große Mulitdomänenproteine. Für viele dieser Domänen sind jedoch noch keine Bindungspartner oder anderweitige Funktionen bekannt. Es steht daher zu vermuten, dass das CAZ-Netzwerk noch nicht komplett ist. Auch die molekularen Mechanismen, die dem Zusammenwirken der CAZ-angereicherten Proteine mit den übrigen Prozessen im Kreislauf synaptischer Vesikel zugrunde liegen und die die vielfältigen Funktionen der CAZ vermitteln, sind noch im Detail aufzuschlüsseln. Dies gilt ebenso für den Aufbau, die Aufrechterhaltung und die dynamische Modulation der Struktur und Organisation der Aktiven Zone. Die in den letzten Jahren gewonnenen Indizien geben jedoch bereits einen groben Einblick in die mögliche Funktionsweise dieser hochkomplexen Struktur. Kurzbiografien Tobias Mittelstaedt: geboren 1978; Biologiestudium in Düsseldorf und Bonn. Seitdem Promotion am Institut für Neuropathologie der Universität Bonn. Elena Álvarez-Barón: geboren 1980 in Palencia, Spanien; abgeschlossenes Pharmaziestudium ( ) mit anschließendem Diplom in Pharmazeutischer Chemie ( ) an der Universidad Complutense Madrid, seit 2005 Promotion am Institut für Neuropathologie der Universität Bonn Master of Business Administration an der Universiad Nacional de Educación a Distancian (UNED) Madrid. Susanne Schoch: geboren 1969; Chemiestudium in Heidelberg und Köln Promotion am Institut für Genetik der Universität Köln. Danach Postdoc im Labor von Prof. Thomas Südhof am Center for Basic Neuroscience, UT Southwestern Medical Center in Dallas (TX, USA). Seit 2003 Leiterin einer Emmy-Noether-Nachwuchsgruppe am Institut für Neuropathologie der Universität Bonn. Korrespondenzadresse Dr. Susanne Schoch Institut für Neuropathologie, Universität Bonn Sigmund-Freud-Str. 25, Bonn Tel./Fax: +49 (0) /-19110, susanne.schoch@uni-bonn.de Literatur Schoch, S. und Gundelfinger, E.D. (2006): Molecular organization of the presynaptic active zone. Cell Tissue Res 326 (2): Siksou, L., Rostaing, P., Lechaire, J.P., Boudier, T., Ohtsuka, T., Fejtova, A., Kao, H.T., Greengard, P., Gundelfinger, E.D., Triller, A. und Marty, S. (2007): Three-dimensional architecture of presynaptic terminal cytomatrix. J Neurosci 27 (26): Stryker, E. und Johnson, K.G. (2007): LAR, liprin alpha and the regulation of active zone morphogenesis. J Cell Sci 120 (Pt 21): Wagh, D.A., Rasse, T.M., Asan, E., Hofbauer, A., Schwenkert, I., Durrbeck, H., Buchner, S., Dabauvalle, M.C., Schmidt, M., Qin, G., Wichmann, C., Kittel, R., Sigrist, S.J. und Buchner, E. (2006): Bruchpilot, a protein with homology to ELKS/CAST, is required for structural integrity and function of synaptic active zones in Drosophila. Neuron 49 (6): Zhai, R.G. und Bellen, H.J. (2004): The architecture of the active zone in the presynaptic nerve terminal. Physiology (Bethesda) 19: Eine vollständige Literaturliste kann bei den Autoren angefordert werden. Danksagung Wir danken Magdalena Zürner, Michel Bauer und Albert Becker für hilfreiche Kommentare zum Manuskript, sowie der Deutschen Forschungsgemeinschaft für die Förderung im Rahmen von Einzelanträgen und SFB-Projekten. Unser besonderer Dank gilt Thomas Südhof für die stetige wissenschaftliche Unterstützung. 3/08 223