Zoologisches Institut und Museum Abteilung für Morphologie und Evolutionsforschung PD Dr. H. Tiemann und Dr. G. Jarms

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1 Zoologisches Institut und Museum Abteilung für Morphologie und Evolutionsforschung PD Dr. H. Tiemann und Dr. G. Jarms Die Verwandtschaft dreier Cubozoenarten (Tripedalia cystophora, Carybdea marsupialis und eine unbekannte Art der Cubozoa) aufgrund von Unterschieden in Morphologie, Lebenscyclus und 16s rdna-sequenz Diplomarbeit von Ilka Straehler-Pohl eingereicht am Universität Hamburg Fachbereich Biologie Betreuer: Dr. G. Jarms Zweitgutachter: PD Dr. H. Tiemann

2 Widmung Ich widme diese Arbeit meinen Eltern Edelgard und Dieter Straehler-Pohl, die mein Interesse an der Biologie schon früh erkannt und gefördert haben, sowie meinem besten Freund Beda Krieter, der immer da ist, wenn man ihn braucht. Die Finesse des Menschen...wird niemals eine Erfindung kreieren, die schöner, einfacher und genauer ist, als die der Natur, weil bei ihren Erfindungen nichts fehlt und nichts überflüssig ist. Leonardo da Vinci

3 Inhaltsverzeichnis I. Einleitung II. Material und Methode Versuchstiere und Kulturbedingungen Tiermaterial Kulturbedingungen Fütterung Färbungen Lebendquetschpräparate Histologische Schnitte Betäubung Fixierung Parafineinbettung für histologische Schnitte Mikrotom-Semidünnschnitte Färbung der Parafin-Semidünnschnitte s rdna-sequenzierung DNA-Isolation Überprüfung der DNA-Menge durch Elektrophorese PCR Vorbereitung der PCR PCR (Polymerase-Chain-Reaktion Elektrophorese zum PCR-Check PCR-Aufreinigung Seqenzierung Alignment 20 III. Ergebnisse Beschreibungen der untersuchten Arten Tripedalia cystophora Polyp Dauerstadien Vegetative Vermehrung Metamorphose Jungmeduse Fütterung der Medusen Carybdea marsupialis Polyp Dauerstadien 36

4 Vegetative Vermehrung Metamorphose Metamorphose mit Restbildung Reste und Restregeneration Gestielte Reste Kugelige Reste Doppelköpfigkeit bei Polypen Jungmeduse Fütterung der Medusen Unbekannte Cubozoenart Polyp Zweikammeriger Gastralraum Dauerstadien Vegetative Vermehrung Kriechpolypen Intratentakuläre Teilung Metamorphose Jungmeduse Fütterung der Medusen Temperatur-Licht-Versuche T. cystophora C. marsupialis Spec. indet s rdna-sequenzierung DNA-Isolation PCR und deren Aufreinigung Sequenzierungs- und Alignmentprodukte 69 IV. Diskussion: Vergleich der Polypen, der vegetativen Vermehrung und der Dauerstadien der drei untersuchten Cubozoaarten T. cystophora C. marsupialis Spec. indet Vergleich der Metamorphosen und Restbildung der drei untersuchten Cubozoenarten T. cystophora C. marsupialis Spec. indet. 76

5 4.3. Vergleich der Jungmedusen der untersuchten Arten T. cystophora C. marsupialis Spec. indet Temperatur-Licht-Versuche T. cystophora C. marsupialis Spec. indet Die Metamorphose der Cubozoen und die Restbildung von C. marsupialis im Vergleich mit der Medusenbildung der Hydrozoen und der Strobilation bei Scyphozoen 4.6. Die Verwandtschaft der drei untersuchten Cubozoenarten zueinander Identifizierung von spec. indet 88 V. Anhang Merkmalsvergleiche der untersuchten Arten Histologische Schnitte Metamorphose von T. cystophora Restbildung bei C. marsupialis Zysten von spec. indet Verbreitung der Cubozoa Welttemperaturkarten Sequenzierungsprodukte Alignmentprodukte Sekundärstruktur der 16s rrna von spec. indet. 102 VI. Zusammenfassung VII. Literatur VIII. Danksagungen

6 I. Einleitung: Einleitung: Ein Teil der Cnidaria zeichnet sich durch metagenetische Lebenszyklen aus, die eine sessile Lebensform und eine pelagische Lebensform beinhalten. Die sessile Lebensform hat die Fähigkeit sich vegetativ zu vermehren und die pelagische Lebensform zu bilden, welche in der Lage ist sich sexuell fort zu pflanzen. Die sessilen Stadien sind vor allem Polypen und die pelagischen vor allem Medusen. Drei der vier Klassen weisen diesen Generationswechsel auf, und zwar die Hydrozoen, die Scyphozoen und die Cubozoen, während bei den Anthozoen nur der sessile Polyp vorkommt. Die Medusenbildung bei den Hydrozoen durch Knospenbildung und bei den Scyphozoen durch Strobilation ist seit langem gut untersucht. Nur bei den Cubozoen, die lange als Cubomedusae zu den Scyphozoen gezählt wurden, war die Medusenbildung lange Zeit ungeklärt, da die Polypen zur näheren Klärung des Rätsels fehlten. Erst OKADA (1927) erbrachte mit seiner Aufzucht der Primärpolypen von Carybdea rastoni aus Planulalarven den Beweis, daß eine Polypengeneration überhaupt vorhanden war. WERNER konnte zusammen mit CUTRESS und STUDEBAKER 1971 den Lebenszyklus der Cubomeduse von T.cystophora aufklären, indem sie die Cubopolypen aus Planulalarven zogen und deren Entwicklung über die Medusenbildung hinaus beobachteten. Die Medusenbildung von T. cystophora erfolgte über eine Totalmetamorphose des Polypen, ohne das Hinterlassen eines regenerierbaren Restes. Nachdem diese Art der Medusenbildung von CUTRESS & STUDEBAKER (1973) für C. marsupialis und von ARNESON & CUTRESS (1976) für Carybdea alata bestätigt worden war, errichtete WERNER 1976 für die Cubomedusae eine neue Klasse - die Cubozoa. Hauptargument dafür war der hydrozoenähnliche Habitus der Polypen und die Metamorphose, die nicht wie die Strobilation der Scyphozoen einen regenerierbaren Rest hinterließen. Aufgrund der Ähnlichkeit der Cubo- mit den Hydrozoenpolypen siedelte WERNER (1983) die Cubozoen zwischen die Hydrozoen und Scyphozoen an. Keiner der Autoren, die sich bis dato mit den Lebenszyclen der Cubozoen befaßten 1

7 (WERNER, CUTRESS & STUDEBAKER, 1971, CUTRESS & STUDEBAKER, 1973, ARNESON & CUTRESS, 1976, YAMAGUCHI & HARTWICK, 1980, LASKA-MEHNERT, 1985, HARTWICK, 1991, STANGL, 1997), verglich die Lebenszyklen der Cubozoen miteinander. Die vorliegende Arbeit soll dies nachholen. In dieser Arbeit sollen die Morphologien und Lebenszyklen von drei Cubozoenarten (T. cystophora, C. marsupialis und eine unbekannte Cubozoenart) untersucht und verglichen werden, um Rückschlüsse auf die Verwandtschaft der Arten untereinander ziehen zu können. Außerdem soll nach Möglichkeit ein neues Licht auf die Verwandtschaft der Cubozoen mit den Scyphozoen geworfen werden. Zur Unterstützung der Interpretation der Verwandschaftsverhältnisse werden zu den morphologischen Ergebnissen, noch die Ergebnisse aus der Sequenzierung der 16s rdna der drei Arten hinzugezogen. 2

8 II. Material und Methode: 2.1. Versuchstiere und Kulturbedingungen: Tiermaterial: Für die Untersuchungen wurden mir von Herrn Dr. Gerhard Jarms mehrere Polypenstammkulturen von Tripedalia cystophora Conant,1898, Carybdea marsupialis Linnaeus, 1758 und einer unbekannten Cubozoenart, die von ihm bei C im Wärmeschrank oder im Kulturraum bei Tageslicht gehalten wurden, zur Verfügung gestellt Kulturbedingungen: Polypen: Die Polypen wurden nach Arten getrennt, auf Uhrgläsern in 150 ml Glasschalen in natürlichem Meerwasser der Salinität 36 /oo gehältert. Um Verdunstung zu vermeiden, wurden die Schalen mit aufliegenden Glasdeckeln verschlossen. Von jeder Art wurden je vier Kulturen angelegt, die unter verschiedenen Temperatur und Lichtbedingungen gehalten wurden: C - Dunkelwärmeschrank C - beheiztes Tageslichtaquarium im Kulturraum (keine direkte Sonneneinstrahlung) C - Dunkelwärmeschrank Raumtemp. - im Kulturraum bei Tageslicht ohne direkte Sonneneinstrahlung 3

9 Raumtemp. - (ab April) am Fenster im Kulturraum mit temporärer, direkter Sonneneinstrahlung in den Morgenstunden (Ostlage); durch die Sonne kurzfristige Erwärmung der Kulturen auf Werte um C, sonst C C - Dunkelwärmeschrank Medusen: Die Medusen von T. cystophora und C. marsupialis wurden aus der Polypenkulturschale in einen, nach Anregung von Herrn Dr. G. Jarms gebauten, Wasserkreisel gegeben und ebenfalls bei Zimmertemperatur gehältert. Wasserkreisel: elektrische Luftpumpe Luftschlauch mit Ausströmregulation blaue 1ml Pipettenspitze 250 ml Becherglas Kunststoff-Petrischale Petroleum-Brenner Messer Abb. 1: Wasserkreisel; B= 250ml Becherglas; KP= Kunststoff-Petrischale; L= Luftschlauch; LS= regulierbarer Luftstrom; Ps= blaue 1ml Pipettenspitze; WS= Wasserströmung 4

10 Der Wasserkreisel besteht aus einem 250 ml Becherglas, das zu 4/5 mit Seewasser gefüllt ist und einer Kunststoff-Petrischale als Abdeckung gegen zu starke Verdunstung (s. Abb. 1). In die Petrischale wird mit ein Loch gebrannt (über Petroleum-Brenner erhitzen und mit Messer ein Loch in das weiche Material stechen) und eine blaue 1ml- Pipettenspitze, mit der Spitze nach unten, schräg in die Durchbruchstelle eingepaßt, während der Kunststoff noch warm und formbar ist. Um die Pipettenspitze herum wird das Loch oberflächlich mit Parafilm abgedichtet. Ein Luftschlauch mit Luftstromregulator wird in die Pipettenspitze gesteckt. Die gesamte Konstruktion wird auf das Becherglas gesteckt und der Luftstrom so reguliert, daß das Wasser anfängt, kreiselnd zu zirkulierend. Zur Probe werden Artemiennauplien in den Planktonkreisel pipettiert. Die Nauplien sollten kreiselnd in die Tiefe driften und am Boden angelangt wieder durch die Strömung nach oben geschraubt werden. Ist dem nicht so, muß der Luftstrom verstärkt werden Fütterung: Polypen: Die Polypen aller drei Arten wurden über den gesamten Beobachtungszeitraum 1-2mal die Woche mit Artemiennauplien gefüttert. Nach jeder Fütterung schloß sich ein Wasserwechsel an. Medusen: Die Medusen von T. cystophora und der unbekannten Cubozoenart wurden täglich mit Artemiennauplien und übers Wochenende mit langlebigen Tisbenauplien gefüttert. Degenerierende Medusen von T. cystophora, die die normale Nahrungsaufnahme verweigerten, wurden mit einer Suspension homogenisierter frischer oder gefrorener Gonaden von Mytilus edulis ernährt. Die Medusen wurden dazu in ein mit Meerwasser gefülltes Blockschälchen überführt und die Nährlösung in konzentrierter Form auf den Boden des Blockschälchens pipettiert. Die Medusen wurden einzeln nacheinander auf den Nahrungsbrei gesetzt. Nach ca. 30 min war die Nahrungsaufnahme i.d.r. beendet. 5

11 Den Medusen von C. marsupialis wurden Anfangs lebende Artemiennauplien angeboten. Da die Nahrungsaufnahme verweigert wurde, wurde probeweise mit Mytilus-Gonadenbrei und mit homogenisierten Artemien gefüttert. 6

12 2.2. Färbungen: Lebendquetschpräparate: Neutralrot in Seewasser Histologische Schnitte: Betäubung: 7% MgCl2 in Seewasser Fixierung: Die Fixierung für die verwendeten Parafinschnitte erfolgt nach ROMEIS (1985) mit 80 c heißem Bouin schen Gemisch Parafineinbettung für histologische Schnitte: Die Parafineibettung erfolgt nach ROMEIS (1985) mit Benzylbenzoat als Intermedium. Bei besonders kleinen Präparaten wie den Cubopolypen und jungen Medusen, ist folgendes zu beachten: Damit die Tiere, die während der Einbettungsvorbereitung durch das zu verwendende Benzylbenzoat vollkommen transparent werden, während der weiteren Bearbeitung auch gesehen werden können, färbt man sie vor jeglicher Behandlung für 10 min in einer Lösung aus Eosin gelblich und Aqua dest. Vor der Einbettung werden die Nummern der Einbettungsschälchen notiert, deren Ausrichtung festgelegt und abgezeichnet (s. Abb.2), um die Schnittseite der darin einzubetteten Objekte auch bei einer Positionsveränderung wieder zu finden. 7

13 a) b) Abb. 2: a)einbettungsschälchen mit eingebetteten Objekten; b)parafinblock mit markierten Teilblöckchen, Objekte spiegelverkehrt; Objekte bei a) und b) vergrößert dargestellt; EbS = Einbettungsschälchen; Obj = Objekt; Pipetten und Einbettungsschälchen werden mit in den Wärmeschrank zum Temperaturausgleich zwischen Arbeitsgerät und Paraplast gestellt. Das eigentliche Einbetten sollte unter der Stereolupe geschehen, da sich die Ausrichtung der winzigen Objekte per bloßem Auge als recht schwierig erweist. Um das Erstarren des Paraplast heraus zu zögern, sollte die objekttragende Glasplatte der Stereolupe mit den übrigen Arbeitsgeräten im Wärmeschrank erhitzt werden. Das schnelle Abkühlen der Glasplatte wird durch ein darunter gelegtes Papiertuch verhindert. 63 C heißes Paraplast wird im Wärmeschrank in ein Einbettungsschälchen gegossen damit das Paraplast nicht zu schnell erstarrt. Die Objekte sollten gleichzeitig mit der temperierten Pipette aus dem flüssigen Paraplast heraus pipettiert und zügig, systematisch verteilt in das flüssige Paraplast im Einbettungsschälchen pipettiert werden. Die Ausrichtung der Objekte wird mit einer über dem Alkoholbrenner erhitzten Präpariernadel unter der Stereolupe korrigiert. Das ganze muß sehr zügig erfolgen, da das Paraplast bei Verlassen des Temperaturschrankes recht schnell erstarrt Mikrotom-Semidünnschnitte: Die Mikrotom-Semidünnschnitte erfolgt nach ROMEIS (1985). Die Schnittdicke wird auf 6µm festgelegt. 8

14 Färbung der Parafin-Semidünnschnitte: Plasma und Kernfärbung mit Kernechtrot und Lichtgrünorange als Gegenfärbung erfolgt nach ROMEIS (1985). 9

15 s rdna-sequenzierung: DNA-Isolation: Gesäubertes Tiermaterial (4-5 Polypen der jeweiligen Art) Sterile 1,5 ml tubes tube - Racket Geltubes Homogenisator 20 µl, 200 µl, 1000µl Meßpipetten + -spitzen Vortex HOM-buffer µl Proteinase K 20-40µl (stock: 10 mg/ml, Endkonz mg/ml) Phenol-Chloroform-Isoamylalkohol (25:24:1) 240 µl 5M NH4Acetat 0.1 Vol. 100% Ethanol 2.0 Vol. kalt 70% Ethanol 1ml low TE-Puffer 20-5µl Elektrophorese: Elektrophorese-Schlitten mit Trapho 0,8% Agarose-Gel (0,5µl Ethidiumbromid/100ml Agarosegel) 1xTBE-Puffer 6xFicoll λ/hind III-Marker Die gesäuberten 4-5 Polypen werden samt Seewasser in einem 1,5 ml tube bei 3000 rpm 5 min zentrifugiert, um das Seewasser hinterher komplett mit einer Pipette abziehen zu können. Auf die Polypen wird 40 µl Proteinase K zum Proteinverdau und 200 µl HOM-buffer gegeben. Mit dem vorher gewaschenen und desinfizierten Homogenisatorstäbchen werden die Tiere nun so lange zerrieben, bis keine kompletten Tiere mehr sichtbar sind. 10

16 Das ganze wird ca. 1min gevortext, bis kein Gewebe mehr erkennbar ist und dann für 45 min (oder länger) zum Verdauen in einen Wärmeschrank bei 55 C gestellt, danach wieder kurz gevortext und weitere 10 min in den 55 C-Wärmeschrank gestellt. Unter dem Abzug: Der Verdau-Suspension wird 240 µl (also 1 Vol. Suspens) Phenol-Chloroform- Isoamylalkohol zugegeben, um die Verdauungsprodukte bis auf die DNA aus der wäßrigen Suspension zu lösen Das Gemisch wird 1min gevortext und in ein Geltube umgefüllt und bei rpm und 4 C 20 min zetrifugiert. Das Gel im tube liegt mit seiner Dichte genau zwischen der großen Dichte des Phenol-Chloroform-Isoamylalkohols und der geringen Dichte der wäßrigen Phase, so daß die Trennung der beiden Phasen dank des Gels sehr sauber, ohne einsaugen der Interphase, erfolgen kann und kein Volumenverlust auftritt. Unter dem Abzug: Die obere, klare, wäßrige Phase wird in ein neues tube pipettiert. Für die DNA-Fällung (Präzipitation) werden 24 µl (also 0.1V0l) und 600 µl kaltes 100% Ethanol (also etwas mehr als 2 Vol.) hinzugefügt. Das ganze wird vorsichtig vermischt. Die DNA wird bei -20 C für mindestens 2h (oder besser über Nacht)gefällt und danach bei 4 C in der Zentrifuge bei full speed (ca rpm) für min aufgetaut. Zur Überprüfung, wo sich das DNA-Pellett im tube befindet, wird das tube gegen eine Lichtquelle gehalten und nach einer minimalen Lichtreflexion im tube gesucht (Staubkorngröße!). Dabei sollte man die Richtung, in die das Pellet durch die Zentrifugalkraft gedrückt wurde, beachten. Das Acetat/Ethanol-Gemisch wird abgezogen (Vorsicht: DNA-Pellet nicht mit abziehen!!!) und zur Sicherheit in ein neues tube gefüllt und bei -80 C eingefroren. Auf das DNA-Pellet wird langsam und vorsichtig 1 ml 70% Ethanol pipettiert (Das DNA- Pellet darf nicht aufgewirbelt werden!). Das Ganze wird einige Minuten stehen gelassen, damit der Wasseranteil im Ethanol das restliche Acetat von der DNA abzieht. Danach wird das Etanolgemisch weitere 10 min bei full speed zentrifugiert. 11

17 Das Ethanol wird dann auf ein Papiertuch abgegossen (hängt der Alkohol tröpfchenweise an der Tubewand, dann ist dies ein Zeichen für benetzbare DNA- Fragmente - wichtig, falls das Pellet vorher nicht gesichtet wurde). Das DNA-Pellet wird bei 37 C ca. 10 min im Brutschrank getrocknet. (Papiertuch über das offene tube im Brutschrank legen!) Der Alkohol muß verdampft sein, bevor das Pellet mit 20 µl low TE-Puffer resuspendiert wird. Die Resuspension ca. 10 min stehen lassen, dann gegen das tube schnippen und die an der Wand hängenden Tropfen mit der Handzentrifuge hinunter zentrifugieren (Tropfen deuten wieder auf DNA-Fragmente hin). 3µl DNA-Suspension werden mit 0,5 µl Gel-Auftragspuffer (mit Bromphenolblau angefärbt) in ein neues 0,5 ml tube pipettiert und für das Agarose-Gel verwendet. Die übrige DNA wird bei -20 C eingefroren Überprüfung der DNA-Menge durch Elektrophorese: Mit dem λ/hind III-Marker wird abgeschätzt, wieviel DNA in der Suspension vorhanden ist. Dazu wird eine Agarose-Gelplatte mit 65 C heißem, flüssigem 0.8% Agarosegel gegossen, in welches ein Geltaschen(Slot-)kamm eingehägt wird. In dem Agarosegel befindet sich Ethidiumbromid (0,5µl/100ml), ein im UV-Licht leuchtender Farbstoff, der die DNA-Fragmente anfärbt, während sie durch das Gel laufen. Die erstarrte Gelplatte wird in einen Elektrophorese-Schlitten eingehängt, vollständig mit 1xTBE-Puffer bedeckt und der Taschenkamm entfernt. Der λ/hind III-Marker wird auf C erhitzt und gevortext. Die Slots werden nacheinander mit den vorbereiteten Proben geladen. Links von den Proben wird 1µl λ/hind III-Marker(+Auftragspuffer) und rechts von ihnen 2µl λ/hind III-Marker(+Auftragspuffer) geladen. Der Gel-Auftragspuffer erhöht die Dichte der zu ladenden Substanzen, so daß sie nach der Ladung in die Slots nicht von dem TE-Puffer verdriftet werden können. Das Bromphenolblau markiert sichtbar den Weg des Auftragspuffers im Gel. Sind die Slots geladen, wird eine Spannung von V angelegt. Die Laufrichtung der Substanzen ist dabei zu beachten (vom negativen zum positiven Pol), damit die Substanzen nicht versehentlich vom Gel herunter laufen. 12

18 Die Substanzen werden, je nach Größe der Gelplatten, min laufen gelassen, damit sich der λ/hindiii-marker und die DNA-Fragmente aufsplitten können. Nach min wird die Elektrophorese abgeschaltet und das Gel bei UV-Durchlicht (Schutzmaske, um Augen- und Hautschäden zu vermeiden!) angesehen und mit einer speziellen Gel-Polaroid-Kamera fotografiert. Mit Hilfe der Fotografie wird die vorhandene DNA-Menge und -Qualität abgeschätzt. Dazu werden die unterschiedlich intensiv fluoreszierenden Balken der DNA mit den Leuchtintensitäten der λ/hindiii-balken verglichen und die Richtwerte in einer DNA- Mengenabschätzungs-Tabelle (s. Tab. 1) abgelesen. Die Qualität ist aus der Klarheit des einzelnen im oberen Drittel des Laufweges befindlichen Balkens ersehen. Tab. 1: DNA-Mengenabschätzungs-Tabelle: Gel-Auftrag (λ/hindiii-marker): 4µl 2µl 1.5µl 1µl bp % 800ng 400ng 300ng 200ng ng 188ng 141ng 94ng ng 76ng 57ng 38ng ng 52ng 39ng 26ng ng 36ng 27ng 18ng ng 20ng 15ng 10ng ng 16ng 12ng 8ng ng 4ng 3ng 2ng Die sieben Zeilen der Tabelle entsprechen den sieben Balken des im Gel aufgetrennten λ/hindiii-markers. 13

19 PCR: PCR-Standardreaktionsansatz von 25µl Vol pro sample: Arbeitslösung: Mastermix 10xAmplifikationspuffer (AMP) =Endkonz. 2mM MgCl2 = Endkonz. 2,5 mm dntps =Endkonz. Arbeitslösung 16s-L-Eleutheria-Primer [5pmol/µl] (20mer: GAC TGT TTA CCA AAA ACA TA; 52 C Reaktionstemperatur) Arbeitslösung 16s-H-Aurelia-Primer [5pmol/µl] (18mer: CAT AAT TCA ACA TCG AGG; 51 C Reaktionstemperatur) Taq DNA Polymerase [5units/µl](0,7units/sample; 0,14µl/sample) ddh2o autoklaviert Arbeitslösung: DNA Template DNA Suspens der zu untersuchenden Arten [0,005µg/µl] ddh2o autoklaviert in tubes Sonstiges: PCR rack auf Eis autoklaviert PCR tubes und Deckel Eleutheria DNA stock [0,005µg/µl] als positiv Kontrolle ddh2o autoklaviert in tubes für Blank-Probe PCR-Temperaturprogramm: meth file #60 (#17-93 C/2,5 min #61-92 C/30s; 35x : 50 C/30s; ramp 1min 72 C/30s #6-72 C/5min #1 - storage 15 C) 16s-PCR-Agarosegelelektrophorese: 1,4% Agarosegel 1xTBE-Puffer PCR-Produkte 6xFicoll 100bp ladder (DNA-Längenstandard) 14

20 Vorbereitung der PCR: Alles auf Eis! Zunächst werden Arbeitslösungen der zu verwendenden DNA-Proben hergestellt. Die Arbeitslösungen sollen eine Konzentration von 0,005µg/µl DNA enthalten: T. cystophora: Konz. stock-lösung: [0,010µg/µl DNA] Soll: [0,005µg/µl DNA] (5µl DNA stock =) 0,050µg DNA : 0,005µg DNA = 10 10µl Arbeitslösung- 5µl DNA stock = 5µl ddh2o autoklaviert Also 5µl DNA stock + 5µl ddh2o autoklaviert. C.marsupialis: Konz. stock-lösung: [0,030µg/µl] Soll: [0,005µg/µl] (3µl DNA stock =) 0,090µg DNA : 0,005µg DNA = 18 18µl Arbeitslösung - 3µl DNA stock = 15 µl ddh2o autoklaviert Also 3µl DNA stock + 15µl ddh2o autoklaviert Unbekannte Art.: Konz. stock-lösung: unbekannt Also wird die original stock-lösung für die PCR ohne Verdünnung verwendet. Die DNA-Arbeitslösungen werden in sterile Tubes pipettiert und bis zur Verwendung auf Eis gelegt. Zur Herstellung des Mastermix, werden die Mengen der Lösungen pro sample berechnet. Dann wird die Gesamtmenge der Lösungen für die 9 Proben + ein Zusatz-sample (zur Sicherheit, wegen der möglichen Pipettiefehler!) errechnet. Da es 10 sample sind, und die Menge des Mastermix sich auf 25µl - 10µl DNA-template = 15µl Mastermix/sample belaufen soll, muß man eine Gesamtmenge von 150µl Mastermix berechnen: 15

21 25,0µl 10xAMP-Puffer (2,5µl/sample) + 5,0µl MgCl2 (0,5µl/sample) +10,0µl fw Primer (5 -L-Eleutheria) (1µl/sample) +10,0µl rv Primer (3 -H-Aurelia) (1µl/sample) +10,0µl dntps (1µl/sample) + 1,4µl Taq Polymerase (0,14µl/sample) 61,4µl Lösung +88,6ml ddh2o autoklaviert 150µl Mastermix (15µl/sample) Bevor der Mastermix in ein steriles Tube pipettiert wird, werden die PCR-Probentubes vorbereitet, da der Mastermix nach der Herstellung schnell verbraucht werden muß. In das PCR-rack (auf Eis) werden 9 autoklavierte PCR-tubes, also je zwei tubes für die drei DNA-Arbeitslösungen, die Eleutheria-Positiv-Kontrolle und ein tube für die Blank, gestellt. In die tubes werden zuerst die entsprechende Menge ddh2o mit einer Pipettenspitze und dann die entsprechende Menge DNA-Arbeitslösung mit stets wechselnden (!) Pipettenspitzen pipettiert: C.marsupialis: 1µl DNA + 9µl ddh2o 4µl DNA + 6µl ddh2o Unbekannte Art.: 1µl DNA + 9µl ddh2o 4µl DNA + 6µl ddh2o T.cystophora: 1µl DNA + 9µl ddh2o 4µl DNA + 6µl ddh2o Eleutheria pos. Kontr.: 5µl DNA + 5µl ddh2o 10µl DNA + 0µl ddh2o Blank: 0µl DNA + 10µl ddh2o 16

22 Die Reihenfolge der DNA-Proben ist sehr entscheidend zur späteren Ergebnisinterpretation. Da die PCR-tubes vor der PCR nicht beschriftet werden dürfen, muß die Reihenfolge, sowie die Anordnung der tubes im rack genauestens notiert werden. Nun wird der Mastermix hergestellt. Es ist darauf zu achten, daß der Mix hinterher gut gemischt wird, indem das tube so lange mit den Fingern geflippt wird, bis es schäumt. Mit stets wechselnden Pipettenspitzen (Vermeidung der Kontamination der Proben mit Fremd-DNA) werden nun jeweils 15µl des Mixes in die Proben pipettiert (Alles steht auch weiterhin auf Eis!). Danach werden die tubes mit den dazugehörigen, zusammenhängenden Deckeln dicht verschlossen. Die Lochlasche an der Deckelkette sollte dabei immer nach rechts weisen, damit auch bei der Herausnahme der tubes aus dem rack die Probenreihenfolge klar bleibt PCR (Polymerase-Chain-Reaktion): Nach Inbetriebnahme der PCR-Apparatur wird die Programmnummer und die Menge in µl der einzelnen sample eingegeben: PCR-Temperaturprogramm: meth file #60 (#17-93 C/2,5 min #61-92 C/30s; 35x : 50 C/30s; ramp 1min 72 C/30s #6-72 C/5min #1 - storage 15 C) Die Apparatur wird von dem Programm auf 93 C hoch geheizt. Es wird abgewartet, bis die Temperaturanzeige 85 C angibt, dann stellt man die tubes, in zu beachtender Reihenfolge, direkt von dem geeisten rack in die Apparatur und schließt diese. Das Programm dauert ca. 2h. 17

23 Das Programm #60 beinhaltet folgende Unterprogramme: #17: in diesem wird die Apparatur auf eine Anfangstemperatur von 93 C geheizt, welche 2,5 min gehalten wird. Mit der Temperatur werden unerwünschte, unkontrollierte Reaktionen unterbunden. #61: die Temperatur wird auf 92 C verringert, 30s gehalten, um dann auf 50 C abzusinken. Die 50 C werden 30s gehalten und dann langsam innerhalb von 1min auf 72 C erhöht, welche wiederum 30s gehalten werden, um dann wieder auf 50 C zu sinken etc. - insgesamt 35 Zyklen. 50 C ist die Temperatur, bei der die beiden Primer an die DNA andocken und die Synthetisierung mit der Taq Polymerase gestartet wird. Bei 72 C kann man sicher sein, daß die Primer sich vollständig von der DNA trennen und die Synthetisierung unterbrochen wirde. So läuft die Synthetisierung der 16s rdna kontrolliert ab. #6: die Temperatur wird 5min lang auf 72 C gehalten, um jegliches Andocken der Primer zu unterbinden und die DNA-Synthese zu stoppen. #1: ist ein storage-programm, bei dem das PCR-Produkt bei konstant 15 C bis zur Entnahme gelagert wird Elektrophorese zum PCR-Check: Das PCR-Produkt wird anschließend mit der schon bekannten Elektrophorese überprüft (S. DNA-Isolation). Dazu wird ein 1,4% Agarosegel mit enthaltenem Ethidiumbromid gegossen. In die Slots werden in der selben Reihenfolge der PCR-tubes erst mit je 2µl der Cubozoen- Produkte und dann mit je 2µl der Eleutheria-Produkte zum Vergleich mit jeweils 0,5µl Gel-Auftragspuffer geladen. Der rechts und links von den Proben aufgetragene Marker ist diesmal ein 100bp ladder, an dem man die Zahl der Basenpaare in der 16s rdna der Proben, also deren Länge, abschätzen kann. Es werden je 1,5µl des Markers mit Gelauftragspuffser geladen. Die Blank wird in den Slot rechts vom Marker geladen. Die Elektrophorese wird bei 100V laufen gelassen, und zwar solange bis sich der Marker deutlich aufgespalten hat. 18

24 Das Gel wird anschließend bei UV-Licht angesehen und mit der Gelkamera photographiert. Das PCR-Produkt wird bei gutem Ergebnis anschließend aufgereinigt PCR-Aufreinigung: QIAquick PCR Purification Kit: PB-Puffer QIAquick spin Säulen 2µl Sammel-tube PE-Puffer EB-Puffer (10mM Tris-Cl, ph 8,5) 1,5µl tubes Um die PCR-Produkte von Primern, Nucleotiden, Polymerasen und MgCl2-Salzen zu säubern und damit die 16s rdna in Reinform zu erhalten, muß sie aufgereinigt werden. Man kann dies entweder über eine Gel-Aufreinigung machen, oder das selbe direkt über ein QIAquick PCR Purification Kit für Mikro-Zentrifugen erreichen. Da die zweite Methode zeitsparender ist, wurde diese durchgeführt. Zu den 23µl PCR-Produkt werden gut 5 Volumen (ca. 125µl) PB-Puffer gegeben. Man plaziert nun eine QIAquick spin Säule in ein 2µl Sammeltube. Um die DNA zu binden, wird das PB-Puffer/PCR-Produkt-Gemisch in die Spin-Säule gegeben und bei rpm 30-60s zentrifugiert. Die ins Sammel-tube gedrückte Flüssigkeit wird nach dem Zentrifugieren weggegossen, und die Spin-Säule wieder in das Sammeltube plaziert. Um die DNA, die an die Säulenmembran gebunden ist, zu waschen, gibt man 0,75µl PE-Puffer auf die Säulenmembran und zentrifugiert nochmals bei rpm 30-60s. Die Flüssigkeit in dem Sammeltube wird nach dem Zentrifugieren wieder verworfen und das Ganze danach nochmals 1min bei Höchstgeschwindigkeit zentrifugiert. Nun wird die Spin-Säule in ein steriles 1,5µl tube gesteckt. Um die DNA von der Säulenmembran zu lösen und in das sterile tube zu waschen, gibt man 50 µl EB-Puffer genau (!) auf das Zentrum der Membran und zentrifugiert das Ganze für 1min bei 13000rpm. Die DNA befindet sich nun im 1,5µl tube und die Spin-Säule kann entsorgt werden. 19

25 Die Menge des aufgereinigten PCR-Produkts wird mit Hilfe der Agarosegel- Elektrophorese überprüft und anhand des zu verwendenden λ/hindiii-markers abgeschätzt. Das gereinigte PCR-Produkt wird bei -20 C gelagert Seqenzierung: Hardware: ABI PRISM TM 310 System Software: Datacollection-Software (Datenaufnahme) Analysis (Sequenzanalyse) Navigator TM (Sequenzbearbeitung und -vergleich) Die Sequenzierung der isolierten 16s rdna-stränge der untersuchten Arten wurde von der Arbeitsgruppe von Prof.Dr. Bernd Schierwater im Institut für Tierökologie und Zellbiologie in Hannover durchgeführt. Die Sequenzierung erfolgte nach dem SANGER-Verfahren (s. Didesoxy- Kettenabbruchverfahren: LOTTSPEICH/ZORBAS, 1998) mit fluoreszierend markierten Primern im ABI PRISM TM 310 System-Sequenzierungsautomat. Die vom ABI PRISM TM 310 System mit der Hilfe vom Sequence-Analysis-Programm erstellten Sequenzen werden in das Navigator TM -Programm eingespeist, überprüft und korrigiert Alignment: Software: GENEDOC (Sequenzvergleiche) NCBI BLAST (Sequenzvergleichsprogramm in der NCBI-Gendatenbank) Die korrigierten Sequenzen werden anschließend alignt, das heißt paarweise verglichen und nach homologen und identischen Sequenzen gesucht. Dazu werden die Sequenzen in GENEDOC importiert, untereinander angeordnet und solange gabs eingefügt und gegeneinander verschoben, bis homologe und identische Sequenzabfolgen in Blocks untereinander stehen. Die Sequenzen werden an beiden Enden so gekappt, daß alle Sequenzen gleich anfangen und gleich 20

26 enden, um zu gewährleisten, daß die gleichen DNA-Abschnitte miteinander verglichen werden. Die so alignten und bearbeiteten Sequenzen werden paarweise in das BLAST- Programm von NCBI eingespeist. BLAST berechnet nun die prozentualen Anteile homologer und darin enthaltener identischer Abschnitte der verglichenen 21

27 III. Ergebnisse: 3.1. Beschreibungen der untersuchten Arten: Tripedalia cystophora: Polyp: Abb. 3: Ausgewachsener Polyp von T. cystophora mit Kriechpolypenknospe H= Hypostom; K= Polypenknospe; PB= Peridermbecher; T= Tentakel Die Polypen von T.cystophora haben eine radiärsymmetrische, sackförmige Gestalt, welche sich in Fußscheibe, Stiel mit Magenregion und Mundfeld gliedert (s. Abb.3). Das Mundfeld ist von einem einreihigen Tentakelkranz umgeben. Die Anzahl der Tentakel schwankt bei ausgewachsenen Polypen zwischen 6 und 9. Die Tentakel sind,durch Cnidenbatterien am terminalen Ende, kapitat und mit geldrollenartig übereinander angeordneten Entodermzellen gefüllt. Die Endköpfchen der Tentakel enthalten Nesselkapseln ( kleine, schlanke, heterotriche microbasische Eurytelen), die in der Cnidenbildugszone im mittleren Rumpfbereich gebildet werden. Neben den schlanken Eurytelen sind noch große, ovoide über den Polypenkörper verteilt. Der gesamte Körper, wie auch die Tentakel sind äußerst kontraktil. Die Tentakel können vollständig in den Körper eingezogen werden. Innerhalb des Tentakelkranzes liegt das Hypostom mit der Mundöffnung. Das Hypostom kann bis zu 0,3 mm lang ausgestülpt werden oder ganz in den Körper eingezogen werden. Bei der Nahrungsaufnahme ist durch die extrem erweiterte Mundöffnung gut zu erkennen, daß der Magenraum zwar anfangs stark aufgefaltet 22

28 ist, diese Auffaltung sich aber nach der Körperstreckung verliert und sich keinerlei Gastralsepten im Gastralraum befinden. Die Fußscheibe wird von einem kleinen, deformierbaren Peridermbecher umschlossen, mit welchem die Polypen am Untergrund festgeheftet sind. Das Periderm wird nach der Kriechphase der Jungpolypen von der Epidermis des Fußes abgeschieden und erhärtet sich dann im Salzwasser. Die Polypen selbst können die Bodenhaftung bei Bedarf aufgeben, indem sie aus dem Peridermbecher kriechen und diesen andernorts wieder neu abscheiden. Die Farbe der Polypen variiert von einem kräftigen Fleischton bis zu einem leuchtenden Orangerot nach der Aufnahme von Artemiennauplien. Die Größe bewegt sich zwischen 0,5 mm im kontrahierten Zustand bis zu 1 mm im vollständig gestreckten Zustand Dauerstadien: a) b) Abb. 4: Zyste von T. cystophora: a) Seitenansicht, b) Aufsicht D = Detritus; PB = Periderm; PH = Peridermhülle Verändern sich die Lebensbedingungen konstant in eine für den Polypen ungünstige Richtung (Kälte, starker Lichteinfall...), werden Dauerstadien in Form von Zysten ausgebildet. Der Polyp zieht sich so weit wie möglich in seinen Peridermbecher zurück, nimmt ein kugeliges Aussehen an und umgibt sich mit einer transparenten Schleimhülle, die in den Peridermbecher übergeht (s. Abb. 4). Die Zyste ist durch den Peridermbecher fest mit dem Untergrund verbunden. Der Farbton der Zyste variiert nur schwach:.sehr helles Rosé bei gut gefütterten Polypen.elfenbeinfarben bei nicht gefütterten Polypen 23

29 Anfangs ist die kontrahierte Körperform noch sichtbar, da sich das Licht in den Eurythelen in den Tentakelspitzen bricht. Bleiben die Bedingungen aber über längere Zeit schlecht, transfomieren sich die Konturen zu einer gleichförmigen Kugel. Verbessern sich die Bedingungen innerhalb einer Woche, regeneriert sich der Polyp über einen Zeitraum von 5-7 Tagen. Bleiben die Bedingungen über mehr als 14 Tage ungünstig, stirbt die Zyste ab, verfärbt sich schwarz-braun und wird innerhalb weniger Tage von Bakterien zersetzt Vegetative Vermehrung: Abb. 5: Kriechpolyp von T. cystophora; TT = Tastertentakel Die Polypen von T. cystophora leben stets solitär. Die vegetative Vermehrung findet durch Knospen statt, welche von gut ernährten, ausgewachsenen Polypen (Körperlänge zwischen 0,8-1,0 mm, zwischen 6 und 8 Tentakel) gebildet werden. In der Regel entsteht nur eine Knospe oder es entstehen zwei Knospen gleichzeitig an einem Polypen, aber es wurden an einzelnen Tieren sogar fünf bis sechs Knospen gezählt. Die Knospen erscheinen als Wölbungen der Epidermis unterhalb des Peridermbecherrandes, wo sich auch die Cnidenbildungszone befindet. Es findet ein nach außen gerichtetes Wachstum sowohl des Entoderms als auch des Ectoderms statt. Die Mesogloea wird dabei zwischen den beiden Epithelien mit nach außen gedrückt. Über sie wandern vom Mutterpolypen fertige Cniden in den sich bildenden Knospenkörper ein. Es findet ein verstärktes Wachstum des Ectoderm im basalen Bereich der sich bildende Wölbung statt. Der basale Bereich der Knospe wird vom Ectoderm gegen den Mutterpolypen abgekapselt, bis nur noch ein kleiner Steg aus Mesogloea und Entoderm das innere Knospengewebe mit dem des Mutterpolypen verbindet. Zum 24

30 Schluß schließt sich das Ectoderm unterhalb der Knospe und durchtrennt den Verbindungssteg. Sobald die Polypenknospe dieses Stadium erreicht hat,sie ist ca. 0,2 mm groß und hat zwei Tentakel gebildet, löst sie sich vom Mutterpolypen und kriecht aus dessen Peridermbecher heraus. Der Kriechpolyp von T. cystophora hat eine kegelförmige Gestalt. Der aborale Pol ist spitz und der orale Pol läuft stumpf aus. Ein Peridermbecher ist noch nicht vorhanden aber die Mundöffnung ist bereits ausgebildet. Der Körper hat nach der Ablösung eine Länge von 0,2 mm im kontrahierten Zustand und kann sich bis zu einer Länge von 0,6 mm entspannen. Ein sehr junger Kriechpolyp besitzt zumindest 2 kapitate, massive Tentakel, welche schlanke, heterotriche, microbasische Eurythelen in ihrer Spitze aufweisen. Die Tentakel sind gegenüberstehend am Rand des Hypostoms angeordnet. Ein Tentakel wird zum Kriechen wie ein Taststock vor dem Körper ausgestreckt (s. Abb. 5) und Muskelwellen im Tastertentakel bewerkstelligen die kriechende Bewegung. Der Kriechpolyp ist mit dem Hinterende vor Kriechbeginn festgeheftet, streckt dann den Körper und danach den Tastertentakel vollständig über den Boden aus. Sobald der Tastertentakel in seiner gesamten Länge den Boden berührt, wird die Bodenhaftung des Hinterleibs gelöst, der Körper auf 0,3 mm kontrahiert und passiv hinter dem Tastertentakel her gezogen. Bei Änderung der Kriechrichtung wird der Tentakel, der in die Wunschrichtug weist zum neuen Tastertentakel (s. Abb. 6a). Während seiner mobilen Phase bildet der Kriechpolyp noch zwei zusätzliche Tentakel aus. Die Kriechpolypen können bereits Nahrung zu sich nehmen. Sie fressen Artemiennauplien, die an den Tentakeln hängen bleiben, die nicht zum Vorwärtsgleiten benutzt werden. Die Beute ist ein Stück länger als der Kriechpolyp, wird von diesem aber problemlos bewältigt. Der Nauplius wird mit dem Hypostom am Hinterende erfaßt und der Kriechpolyp schiebt sich dann über die Artemie. Das zuerst geschluckte Hinterende wird bis zur Verflüssigung angedaut, bevor der Kopf verschlungen wird. Die Kriechphase endet nach 2-3 Tagen. Bleiben die Bedingungen günstig, verändert der Polyp seine Position nicht. Neben den Kriechpolypen mit der bereits beschriebenen Anatomie, sind Kriechpolypen mit zwei Köpfen mit je zwei Tentakeln und zwei Rümpfen gefunden worden. Die Kriechpolypen waren am Fuß und am Stiel miteinander verwachsen. 25

31 Da die beiden Köpfe entgegengesetzte Richtungen anstrebten, war kein koordiniertes Vorwärtskommen möglich und die doppelköpfigen Kriechpolypen hefteten sich nach 3 Tagen fest. Die Metamorphose dieser Doppelpolypen konnte noch nicht beobachtet werden. a) b) c) Abb. 6: Kriechpolypen von T. cystophora: a) normale Kriechpolypen, der linke Kriechpolyp wechselt gerade die Richtun und wechselt dabei auch den Tastertentakel; b) Doppelköpfiger Kriechpolyp in der Kriechphase; c) Doppelköpfiger Kriechpolyp bei der Festsetzung; F = Fuß; H = Hypostom; R = Rumpf; T = Tentakel; TT = Tastertentakel Metamorphose: Wenn der Polyp eine Körperlänge von 0,8-1,0 mm erreicht hat und seine Tentakelzahl zwischen 6 und 9 liegt, ist er ausgewachsen und bildet Knospen(s.Abb. 7a). Bleiben die Bedingungen günstig, beginnt der Polyp mit einer Metamorphose, die den Cubopolypen vollständig in eine Cubomeduse verwandelt und somit das Polypendasein beendet (s. Abb 7 und Anhang: Metamorphose von T. cystophora). Die Metamorphose kann aber auch durch Erhöhung der Temperatur von 20 C auf 26

32 26-28 C kontrolliert ausgelöst werden. Der Metamorphose geht eine gesteigerte Kriechpolypen-Produktion voraus. Zuerst ist an dem Polypen eine terminale Furchung zu erkennen, die den Polypen in vier Quadranten einteilt und die radiäre Symmetrie aufhebt (s. Abb. 7b). Die Tentakel werden zum Zentrum der Mundscheibe hin verschoben. Die Basen der Tentakel im gleichen Quadranten verschmelzen miteinander und die Tentakel selber werden resorbiert (s. Abb 7c). In den Lücken zwischen den verschmolzenen Tentakelbasen werden vier Ansätze von Medusenprimärtentakel sichtbar. Vor der vollständigen Resorption der Polypententakel, entstehen in deren Basen Pigmentflecken an der zur Mundöffnung gewandten Seite. Die Pigmentflecken konzentrieren sich an sechs Stellen. Fünf dieser runden Pigmentfelder bilden einen Kreis um ein sechstes Pigmentfeld im Zentrum des Kreises. Das Mundfeld um das Hypostom beginnt sich kreisförmig einzusenken. Die Tentakelbasen sind zu diesem Zeitpunkt kegelförmig und die primären Medusententakel haben sich so weit entwickelt, daß ihre Größe der, der kegelförmigen Tentakelbasen entspricht (s. Abb. 7d). Die Metamorphose hat jetzt ein Stadium erreicht, in dem die pigmentierten, kegelförmigen Resorbtionsprodukte bereits empfindlich auf starken Lichteinfall reagieren und sich zusammen mit den Medusententakeln kontrahieren (s. Abb. 7e). In der nach außen weisenden Wölbung entstehen Statolithen. Die ehemaligen Polypententakelbasen sind zu Rhopalien geworden. Die Metamorphose beanspruchte bis zu diesem Entwicklungsstadium einen Zeitraum von 24 h. Seitlich am Rumpf des Polypenkörpers ist jetzt eine oberflächliche Horizontalfurche zu erkennen(s. Abb 7f). Sie teilt den Polypenkörper in ein aufgequollenes, braunesoberteil und einen milchig weißen Stiel, welcher noch vom Peridermbecher umgeben ist. In der weiteren Entwicklung quillt der Teil oberhalb des Stiels immer mehr auf, wird durchscheinend gelblich braun und der Stiel schrumpft innerhalb des Peridermbechers immer mehr ein. 27

33 Abb. 7: Metamorphose des Polypen von T. cystophora zur Meduse; df = dorsale Furchung; eh = einsinkendes Hypostom; H = Hypostom; KP = Kriechpolyp; LF = Längsfurche; mo = medusoides Oberteil; MÖ = Mundöffnung; MPt = Medusenprimärtentakel; MSt = Medusensekundärtentakel ; MTA = Medusententakelansätze;; NW = Nesselwarzen; ohf = oberflächliche Horizentalfurche;PB = Peridermbecher; pu = polypoides Unterteil; Rh = Rhopalium; StR = Stielrecht; T = Tentakel; vtb = verschmolzenetentakelbasen; V = Velarium 28

34 Die Rhopalien werden kugelig rund, gestielt und werden, durch das kontinuierliche Größenwachstum, weiter auf die äußeren Seiten der sich bildenden Exumbrella verschoben. Die primären Medusententakel werden länger und auf ihrer Oberfläche beginnen erste ringförmig um die Tentakel angeordnete Nesselbatterien sichtbar zu werden. Das Hypostom ist tief in den Körper eingesenkt und als vierlippiges Manubrium der zukünftigen Meduse zu erkennen. Auf der Oberfläche der Exumbrella werden erhabene Nesselstreifen sichtbar, die im Laufe des Größenwachstums zu kleinen rundlichen Nesselpolstern auseinander gezogen werden. Der Stiel wird allmählich zurückgebildet (s, Abb. 7g). Beginnt die fertige, transparente Umbrella pulsierende Bewegungen auszuführen, löst sich die entstandene Jungmeduse kurze Zeit später vom Peridermbecher und schwimmt recht schnell mit rhythmischen Kontraktionen davon (s. Abb. 7h). Zurück bleibt nur der unförmige Peridermbecher, der schon bald von Bakterien zersetzt wird, aber kein Rest. Der gesamte Vorgang der Metamorphose bis zur Ablösung der Jungmeduse dauerte 6 Tage Jungmeduse: Abb. 8: EU = Exumbrella; LF = Längsfurche; M = Manubrium; NW = Nesselwarzen; PT = Primärtentakel; Rh = Rhopalium; SU = Subumbrella; V = Velarium Die Medusen von T. cystophora haben eine tetraradiale Symmetrie. Die frisch abgelöste Meduse besteht aus einer gelblich braunen, transparenten Umbrella, vier braun/weiß geringelten Tentakeln und einem Fußscheibenrest. Der kleine Fußscheibenrest sitzt genau über dem Gastralraum der Umbrella und bildet 29

35 den Abschluß des Apex. Er ist saugnapfähnlich geformt und verschwindet im Laufe der weiteren Entwicklung zur adulten Meduse. Die Umbrella hat einen perradialen Durchmesser von 1,5 mm und mißt 1,2 mm in der Höhe. Nach 1-2 Tagen mißt die Umbrella nur noch 1,3 mm im Durchmesser und etwa 1,0 mm in der Höhe. Diese anfängliche Schrumpfung wird aber nach einigen Tagen durch kontinuierliches Größenwachstum wieder ausgeglichen. Die Seiten einer frischabgelösten Umbrella messen an der Basis 0,8mm und an der Spitze 0,4mm. Diese leicht pyramidale Form verliert sich aber schon innerhalb des ersten Tages, wenn das Dach leicht in die Umbrella eingesenkt wird und das glockenartige durch ein fallschirmartiges Aussehen ersetzt wird. Die interradialen Ecken werden durch Längsfurchen gekennzeichnet, die sich vom Dach der Umbrella bis zu den Pedalien erstrecken (s. Abb. 8). Auf der Exumbrella befinden sich viele rundliche Nesselwarzen, die aus runden, holotrichen Isorhizen bestehen. Die Nesselwarzen sind nach einem charakteristischen Muster angeordnet, da sie aus acht Nesselbatterie-Streifen entstehen, die sich bei der frisch abgelösten Meduse jeweils auf beiden Seiten der Interradialfurchen befinden. Die Streifen verjüngen sich zur Schirmspitze hin, so daß die durch Größenwachstum der Umbrella entstehenden Nesselwarzen auch gestaffelt von der Basis zur Spitze kleiner werden ( Basisnähe = 0,1 mm, Mitte = 0,08 mm, Spitze = 0,06 mm). Im unteren Drittel der Exumbrella entspringrn vier gestielte, perradiale Rhopalien dem Ektoderm. Die Rhopalien umfassen zwei Linsenaugen, vier seitliche um die Linsenaugen verteilte Grubenaugen und einem rückseitigen Statolithen. Die Augen schauen Richtung Schirm. Die Rhopalien werden erst nach ein bis zwei Wochen in eine, von einer Epidermisfalte gebildeten Sinnesnische in die Exumbrella eingesenkt. Die vier Tentakel der Meduse sind an der Unterseite des Schirms an den vier interradialen Eckpunkten lokalisiert. Ihre Basen werden von kurzen, im Querschnitt runden Pedalien gebildet. Im entspannten Zustand weisen die Tentakel eine perlenkettenartige Struktur auf. In regelmäßigen Abständen wechseln sich längere, schmale, weiße Abschnitte mit kürzeren, linsenförmigen, braunen Wülsten ab. 30

36 Die linsenartigen Wülste sind mit Nesselbatterien bestückt, die aus großen, ovoiden, microbasischen Eurytelen bestehen. Kontrahieren sich die Tentakel, verlieren sich die weißen Abschnitte zwischen den prominenten braunen. Nach 2-3 Tagen sind beidseits der Pedalien kurze Zapfen zu sehen, die im Laufe der nächsten 2-3 Wochen zu Sekundärpedalien mit Sekundärtentakel auswachsen(s. Abb.7i), so daß an jedem Eckpunkt drei einzelne Pedalien mit je einem einzelnen Tentakel sitzen. Das fallschirmartige Aussehen des Medusenschirms wird durch ein quader- bis würfelförmiges abgelöst. Die Öffnung des Subumbrellaraums wird von einem Velarium irisblendenartig verengt. Durch den transparenten Schirm ist das vierlippige Manubrium gut zu erkennen. Es mißt 0,6 mm in der Länge, was der Hälfte der Schirmhöhe entspricht. Im Manubrium liegt die Mundöffnung, welche den Eingang zum Gastralraum darstellt. Der Gastralraum wird durch vier Gastralsepten in vier Gastraltaschen geteilt. Vier längliche Gastralfilamentansätze am Gastralraumboden sind quadratisch mit interradialen Längsseiten um die Basis des Manubriums angeordnet. Bei der ausgewachsenen Meduse treten erst die Gastralfilamente und später die Gonaden in Erscheinung. Die Meduse ist nach ca. 1 Monat ausgewachsen (Schirmdurchmesser 15-20mm, s. Abb. 9) und nach ca. 3 Monaten geschlechtsreif. a) b) Abb. 9: Ausgewachsene von T. cystophora: a) Sicht auf die Schirmöffnung b) Seitenansicht M = Manubrium; P = Pedalium; Rh = Rhopalium; T = Tentakel 31

37 Fütterung der Medusen:. in unbewegtem Seewasser: Die Jungmedusen wurden anfangs täglich nur mit Artemiennauplien und übers Wochenende mit langlebiger Tisbe gefüttert. Die meisten Jungmedusen verweigerten nach einigen Tagen die Futteraufnahme und degenerierten (Reduktion erst der Tentakel, dann der Umbrella und zum Schluß der Rhopalien). Das Problem konnte mit einer Suspension homogenisierter Gonaden von Mytilus edulis behoben werden. Die direkt auf die Nährlösung gesetzten Medusen sogen durch Kontraktion ihres Schirms die Suspension in ihren Subumbrellaraum und sortierten mit dem Manubrium die Futterpartikel heraus. Nach Sättigung des Futterbedarfs schwammen die Medusen aus dem Nährlösungsbereich. Nach einigen Fütterungen mußten die Medusen nicht mehr einzeln auf die homogenisierten Gonaden gesetzt werden, sie schwammen selbständig auf die Nährlösung zu und ließen sich darauf nieder. Nach vollständiger Regeneration wurden die Medusen wieder mit Artemien und Tisbe gefüttert.. in bewegtem Wasser: Um natürlichere Bedingungen zu schaffen, wurden die Medusen in einen Wasserkreisel gegeben (s. Abb 1). Lebende Artemien wurden in geringer Menge ebenfalls in den Kreisel pipettiert. Die Medusen benutzen die Wasserströmung, um darin bewegungslos schweben zu können. Die Tentakel werden dabei wie Schwebefortsätze verwendet und nur wenig waagerecht vom Körper ausgestreckt (s. Abb. 10). 32

38 Abb. 10: In bewegtem Wasser schwebende Meduse von T. cystophora in typischer Beutefanghaltung; LF = Längsfurche; NW = Nesselwarzen; PT = Primärtentakel; Rh = Rhopalium; StA = Sekundärtentakelansatz Bei Futterbedarf werden die Tentakel wie Fangleinen in voller Länge in Bögen über die Umbrella gestreckt. Bleibt Beute an den Tentakeln hängen, lassen sich die Medusen nach Aufnahme der Beute mit dem Manubrium meistens zum Boden absinken. Sie drehen sich auf den Rücken, entspannen die Tentakel und ruhen für eine kurze Zeitspanne, bevor sie wieder in den Zirkulationsstrom schwimmen. Einige Tiere wurden dabei beobachtet, wie sie statt sich absinken zu lassen, sich mit ihrem dorsalen Zapfen an der gläsernen Wand des Kreisels fest hefteten und dort auch einige Zeit ruhten. 33

39 Carybdea marsupialis: Polyp: Abb. 11: C. marsupialis: Ausgewachsener Polyp mit Knospe und Kriechpolyp D = Detritus; H= Hypostom; K= Knospe; KP= Kriechpolyp; P= Peristom; Die Polypen von C.marsupialis haben eine Größe von 1,0mm im kontrahierten Zustand und bis zu 2,8mm im vollständig gestreckten, gut ernährtem Zustand. Sie haben eine radiärsymmetrische, vasenförmige Gestalt, welche sich in Fußscheibe, Stiel, Rumpf mit Magenregion und Mundfeld gliedert (s. Abb. 11). Das Mundfeld ist von einem einreihigen Tentakelkranz umgeben. Die Anzahl der Tentakel schwankt bei ausgewachsenen Polypen zwischen 9 und 24. Die Tentakel sind terminal durch eine eingewanderte Cnide kapitat und mit geldrollenartig übereinander angeordneten Entodermzellen gefüllt. Die Endköpfchen der Tentakel enthalten eine solitäre Nesselkapsel (Stenotele). Neben den Stenotelen sind noch ovoide, heterotriche microbasische Eurytelen über den Polypenkörper verteilt. Im Hypostom sind keine Stenotelen zu finden, aber die Dichte von sehr kleinen ovoiden Eurytelen ist groß. Besonders deutlich zu sehen, sind die Stenotelen, die um die Körpermitte einen Cnidengürtel bilden, der sich genau in der Cnidenbildungszone befindet. 34

40 Der gesamte Körper, wie auch die Tentakel sind äußerst kontraktil. Die Tentakel können bis auf die kapitate Spitze in den Körper eingezogen werden. Bei Fensterhaltung werden in den Tentakeln über die gesamte Länge Zooxanthellen sichtbar. Innerhalb des Tentakelkranzes liegt das Hypostom mit der Mundöffnung. Das Hypostom kann bis zu 0,5 mm lang ausgestülpt oder ganz in den Körper eingezogen werden. Die Mundöffnung ist, wie auch die gesamte Magenregion des Polypen, äußerst dehnbar. Bei der Nahrungsaufnahme ist durch die extrem erweiterte Mundöffnung gut zu erkennen, daß der Magenraum zwar stark aufgefaltet ist, diese Auffaltung sich aber nach der Körperstreckung verliert und sich keinerlei Gastralsepten im Gastralraum befinden. Es ist kein Peridermbecher vorhanden. Der Polyp haftet mit seiner bloßen Fußscheibe am Substrat. Die Polypen selbst können diese Bodenhaftung zum aktiven Ortswechseln lösen und später erneut aktivieren. Werden die (ausgewachsenen) Polypen allerdings durch Fremdeinwirkungen von ihrem Standort gelöst, sind sie nicht mehr in der Lage, sich fest zu heften. So hefteten sich umgesetzte Polypen während des gesamten Beobachtungszeitraums nicht mehr an. Die Farbe der Polypen variiert von einem milchigen rosa (s. Abb. 12) bis zu einem leuchtenden orangerot nach der Aufnahme von Artemiennauplien. Bei Tageslichthaltung überzieht sich der Körper mit einer rotbräunlichen Pigmentierung, die am Hypostom intensiver ist als am restlichen Körper. Abb. 12: Polyp von C. marsupialis; F = Fuß; H = Hypostom; R = Rumpf; T = Tentakel 35

41 Dauerstadien: a) b) Abb. 13: Zysten von C. marsupialis: a) Zyste mit Sicht auf noch vorhandene Mundöffnung b) Zwei Zysten: 1) Sicht auf ehemaliges Mundfeld 2) Seitenansicht; Fb = Fußbereich; hb = hypostomaler Bereich; PH = Peridermhülle; St = stenotele Verändern sich die Lebensbedingungen drastisch in eine für die Polypen ungünstige Richtung (Hitze, Kälte, starker Lichteinfall etc.), werden Dauerstadien in Form von Zysten ausgebildet. Der Polyp kugelt sich ab und umgibt sich mit einer transparenten Schleimhülle. Die Bodenhaftung wird aufgegeben, die Zyste ist verdriftbar. Der Farbton der Zyste ist sehr variabel und vom aktuellen Farbton des abgekugelten Polypen abhängig: weißlich bei Dunkelhaltung fleischfarbig bei Raumhaltung dunkel rotbraun bei Fensterhaltung (s. Abb. 13) Anfangs ist die kontrahierte Körperform des Polypen noch gut erkennbar - kugeliger Körper, extrem kontrahierte Tentakel, Peristom mit meist erweiterter Mundöffnung (s. Abb. 13a) - bleiben die Bedingungen aber über längere Zeit ungünstig, wird der Polyp zu einer gleichförmigen Kugel. Verbessern sich die Bedingungen, regeneriert sich der Polyp innerhalb einer Woche, bleiben die Bedingungen über 14 Tage konstant schlecht, stirbt die Zyste ab ( erkennbar an der schwarz-braunen Färbung) und wird innerhalb von 2-3 Tagen von Bakterien zersetzt. 36

42 Vegetative Vermehrung: Die vegetative Vermehrung findet durch Knospen statt, welche an gut ernährten, ausgewachsenen Polypen (Körperlänge 1-2 mm, zwischen 9 und 16 Tentakel) entstehen. Es werden nur ein bis zwei Knospen gleichzeitig an einem Polypen gebildet. Die Knospen erscheinen als Wölbungen der Epidermis unterhalb des Tentakelkranzes in der Körpermitte, wo sich auch der Cnidengürtel befindet. Die Knospenbildung verläuft genau wie bei T. cystophora. Sobald die Polypenknospe ausgereift ist ( ca. 0,3 mm groß ist und vier bis sechs Tentakel gebildet hat ), löst sie sich vom Mutterpolyp und kriecht davon. Im Ruhezustand beträgt die Körperlange 0,3 mm, gestreckt kann sie aber bis zu 2 mm betragen. Abb. 14: C. marsupialis: Kriechpolyp mit einer Körperlänge von 0,5 mm Eur= Eurytele; Stn= Stenotele Der Kriechpolyp von C. marsupialis hat eine wurmförmige Gestalt, bei der, der aborale Pol spitz und der orale Pol stumpf ausläuft. Der Kopf ist deutlich vom Rumpf abgesetzt (s. Abb.14). Eine Mundöffnung ist vorhanden. Es wird kein Tastertentakel ausgebildet. Der Kopf mit den vier bis sechs Tentakeln wird während des Kriechens erhoben voran getragen. Die Tentakel des Kriechpolypen sind im Gegensatz zu den seßhaft gewordenen Polypen nicht kapitat, da die stenotelen Nematocysten noch nicht in die Tentakel eingewandert sind, sondern an deren Basen verbleiben. Die übrigen Stenotelen sitzen bei den Kriechpolypen am Hinterende unter der Epidermis auf der Mesogloea (s. Abb. 14). Sie sind unter dem Binokular, gut zu erkennen. Ein Quetschpräparat lieferte den genauen Befund. Bei starker, taktiler Reizung zieht sich der Kriechpolyp zu einer kleinen Kugel zusammen und die Stenotelen, die durch die Kontraktion nun rund um die Kugel 37

43 angeordnet sind, ragen mit dem Cnidocil voran ein kleines Stück, senkrecht zur Kugelachse, aus der Epidermis heraus - ähnlich in der Funktion wie Igelstachel. Bei erneuter Reizung werden die Abfeuerungsmechanismen der Cniden aktiviert. Bleibt eine erneute Reizung aus, streckt sich der Polyp nach einer Weile wieder und kriecht weiter. Freßvorgänge konnten auch bei diesen Kriechpolypen beobachtet werden. Sie fangen die Beute nicht mit ihren Tentakeln, es sieht eher so aus, als ob die Beutetiere rein zufällig an den Kriechpolypen (Cniden am Hinterleib) hängenbleiben. Kriechpolypen setzen sich mit Hilfe von Muskelwellen, die vor allem im Mittelteil des Körpers erkennbar sind, in Bewegung - ähnlich wie bei einer Made, nur wesentlich langsamer. Der erhobene Kopf des Polypen bestimmt die Kriechrichtung, das Hinterteil wird passiv hinterher gezogen. Die Kriechphase kann bis zu 2 Tage dauern. Während dieser Zeitspanne werden keine neuen Tentakel ausgebildet. Ist die Kriechphase beendet, wandern die Cniden in die Tentakel ein und die um das Hinterende angeordneten Stenotelen werden als Cnidengürtel zur Mitte des Körpers verlagert. Bleiben die Bedingungen günstig, verändert der Polyp seine Position nicht. Cubopolypen leben stets solitär. Aber bei C.marsupialis kommt es häufig zu Bildungen von Aggregaten. Die Tochterpolypen, die durch Knospung kurz unterhalb des Tentakelkranzes entstehen, entfernen sich nicht vom Mutterpolypen, sondern bleiben nahe seiner Fußscheibe liegen, und heften sich an dem sie umgebenden Detritus fest Metamorphose: Durch Erhöhung der Temperatur von C auf C wird die Metamorphose ausgelöst. Der Metamorphose geht eine gesteigerte Kriechpolypenproduktion voraus (s. Abb. 15a). Die Metamorphose von C. marsupialis beginnt mit einer Streckung des Polypen, besonders der Stielregion durch Längenwachstum, die im Extremfall zur Vervierfachung der ursprünglichen Körperlänge führen kann. Der Stiel ist dabei transparent und geht in den opaquen Rumpf über. Das Hypostom wird ballonartig vorgestülpt. 38

44 Die Tentakel werden an vier Eckpunkten am Rand des furchungsfreien Hypostoms zusammengefaßt (s. Abb. 15b). Ihre Basen verschmelzen und die freien Tentakelenden werden resorbiert. Noch während der Anfangsphase der Resorption, werden pigmentierte Felder in den verschmelzenden Tentakelbasen auf der Mundseite sichtbar. Zwei sich gegenüberliegende Medusententakelansätze bilden sich zwischen den verschmelzenden Tentakelbasen. Sind die Tentakel vollständig eingeschmolzen, haben sich die Pigmentfelder an sechs Punkten verdichtet und zu zwei Linsenaugen und vier sie einfassende Becheraugen entwickelt. An der Rückseite der umgewandelten Tentakelstümpfe bilden sich Statolithen. Aus den Tentakelbasen sind Rhopalien geworden. Während die Rhopalien aus einer anfangs spitzkegeligen Form in eine gestielte, kugelige übergehen, wachsen zwei sich gegenüberliegende Ansätze von Medusenprimärtentakel zwischen den Lücken der Rhopalien aus(s. Abb. 15c). Der Polypenkörper oberhalb des Stiels zieht sich ein wenig elypsoid auseinander. Von oben gesehen befinden sich die Medusenprimärtentakel an den Längsseiten der Elypse. Das aufgewölbte Hypostom erfährt die selbe Streckung, so daß die ursprünglich kreisförmige Mundöffnung nun schlitzförmig ist (s. Abb. 15d). Eine Furche um das Hypostom beginnt sich einzusenken. Die Färbung des Polypen ändert sich von den Tentakeln abwärts von milchig weiß zu gelblich braun. Seitlich am Rumpf des Polypen entsteht eine schwache horizontale, oberflächliche Furche, die rund um den Polypen verläuft. Sie teilt den Polypen in ein dunkler gefärbtes, aufgequollenes Oberteil, welches transparenter wird, und ein milchiges Unterteil (s. Abb. 5d). Die Furche markiert die Grenze zwischen dem metamorphisierenden Oberteil und dem noch polypoiden Unterteil. Während die Furche durch die fortschreitende Metamorphose immer weiter zum Fußteil des ehemaligen Polypen verschoben wird, entstehen in den Interradien einzelne Gastralfilamente an der inneren Basis des sich bildenden Manubriums (s.anhang: Histologische Schnitte, Abb. ). Sie sind entodermale, fingerförmige Auswüchse der Gastrodermis mit einer mesogloealen Achse. Die Primärmedusententakel wachsen zur vollen Länge aus. Die Tentakel sind von wulstigen, orangebraunen Ringen umgeben, die Nesselbatterien enthalten (s. Abb. 15e). 39

45 Die Tentakel werden während der Endphase der Metamorphose in die sich einsenkende Furche um das Hypostom gesteckt und befinden sich bis zur Ablösung meist geschützt im sich bildenden Subumbrellarraum. Erst in der Endphase der Metamorphose erhält der entstehende Medusenköper eine sichtbar tetraradiale Symmetrie. Auf der Oberfläche der Exumbrella werden große, erhabene Nesselwarzen sichtbar. Hat die Furche den Fuß erreicht, ist das Hypostom vollständig eingesenkt und die Transformation abgeschlossen. Die Umbrella ist langgestreckt, bräunlich transparent und beginnt mit rhythmischen Kontraktionen, die nach einer Weile die noch vorhandene Fußscheibe vom Boden lösen. Die fertige Jungmeduse schwimmt bodennah davon (s. Abb. 15f). Die Fußscheibe, die noch 1-2 Tage zu sehen ist, wird resorbiert und die Metamorphose ist abgeschlossen. Es bleibt kein Rest zurück. Die Metamorphose dauert durchschnittlich von der Streckung des Polypenkörpers bis zur Ablösung der Meduse etwa 14 Tage. 40

46 Abb. 15 a)-f): Metamorphose des Polypen C. marsupialis zur Meduse D = Detritus; eh= einsenkendes Hypostom; FSchR= Fußscheibenrest; HF= Horizontalfurche; H = Hypostom; Kn= Knospe; KP= Kriechpolyp; LF = Lateralfurchem; mo= medusoides Oberteil; MT= Medusententakel; MTA= Medusententakel-Ansatz; pu= polypoides Unterteil; Rh = Rhopalium; T= Tentakel; vtb= verschmolzene Tentakelbasen; Um= Umbrella 41

47 Metamorphose mit Restbildung: Neben der oben beschriebenen Metamorphose gibt es bei C. marsupialis noch weitere, abgewandelte Formen, die bei 45% der untersuchten, metamorphisierenden Polypen (N = 83 Polypen; 45% =37 Polypen) beobachtet wurden. Hierbei wird der Polyp nicht vollständig in eine Meduse verwandelt, sondern es bleibt ein regenerierbarer Rest zurück (s. Anhang: Restbildung bei C. marsupialis). Die Metamorphose beginnt genau wie oben beschrieben mit einer Streckung des Polypenkörpers, wobei der Stiel nicht transparent wird, sondern opaque bleibt. Während im oberen Teil des Polypen die Metamorphose wie beschrieben abläuft, wird im mittleren Stielbereich, unterhalb der Ectoderms, eine horizontale, transparente Linie sichtbar, die kreisförmig um das Entoderm verläuft. Ungefähr zu dem Zeitpunkt, zu dem die oberflächliche Horizontalfurche, die den Polypenkörper in einen oberen und unteren Teil gliedert, zu erkennen ist, hat die Linie im Stielbereich, den Stiel innerhalb der Epidermis in zwei Teile geteilt. Der Stiel besteht jetzt aus zwei opaqueweißen Teilen, die durch ein transparentes Mittelstück verbunden sind. Die oberflächliche Horizontalfurche verschiebt sich im Laufe der Metamorphose den ehemaligen Polypenkörper bis zu der transparenten Stelle hinunter. Der obere medusoide Teil des ehemaligen Polypen fängt an zu pulsieren. Direkt an der transparenten Stelle löst sich die Jungmeduse ab. Der transparente Teil des Stiels wird zurückgebildet und es bleibt ein opaquer Rest mit Fußscheibe. Die Auswertung der histologischen Schnitte (s. Anhang: Histologische Snitte, Abb. ) ergibt folgenden Befund: Bei der Restbildung findet neben des Längenwachstums der Rumpf und Stielregion des Polypen auch eine Zellvermehrung statt, die bei Ento- und Ectoderm nicht synchron wie beim Längenwachstum, sondern nacheinander abläuft. Zuerst findet eine vermehrte Teilung der entodermalen Zellen statt, die so stark sein kann, daß das opaque, entodermale Gewebe sich im Stielbereich sichtbar auffaltet(s. Abb. 16). 42

48 Abb. 16: Metamorphosepolyp von C. marsupialis mit längewachstumsbedingter Entodermauffaltung; Ec = Ectoderm; En = Entoderm; H = Hypostom; T = Tentakel Während dieses Vorgangs wandert ein Teil der Myocyten durch die Mesogloea in den Fußteil ein. Danach findet an einer oder an zwei Stellen am Stiel eine verstärkte, nach innen gerichtete Zellteilung des Ectoderms statt. Die Mesogloea wird immer weiter in das Entoderm gedrückt. Die nach innen wachsenden Ectodermzellen wirken wie eine Verschlußlinse, die Entoderm und Mesogloea soweit durchschnürt, daß nur noch ein schmaler Steg aus Mesogloea und Entoderm den oberen und unteren Teil des inneren Stiels verbindet. Noch bevor der Vorgang der Metamorphose die Zellen an der ectodermalen Verschlußlinse erreicht, wächst die schmale Öffnung im Ectoderm zu. Unterhalb der Ectodermlamelle werden die durchtrennte Mesogloea und das Entoderm komplettiert, indem sich die offenen Enden miteinander verbinden Reste und Restregeneration: Die eben beschriebene Restbildung bei der Metamorphose ist dem Prinzip nach bei allen Restbildungen gleich, kann aber vom äußeren Erscheinungsbild variabel sein. Beispielsweise kann sich unterhalb der transparenten Ectodermlamelle eine neue, zweite Fußscheibe bilden, während sich die alte vom Substrat löst und resorbiert wird. Oder es bilden sich mehrere Querlamellen im Stiel, so daß mehrere Reste entstehen. Die Trennschicht kann in unterschiedlicher Höhe am Stiel auftreten. Die entstandenen Reste sind in ihrer Form auch variabel. 43

49 Reste können kugelig oder gestielt mit und ohne kopfähnliche Verdickung, mit und ohne Haftscheibe sein. Die Form des Restes (kugelig oder gestielt) ändert sich vor der Regeneration nicht wesentlich. Hier die Beschreibung der beiden häufigsten Resttypen: Gestielte Reste: Abb. 17: Restbildung und Regeneration eines gestielten Restes; D = Detritus; ihf = innere Horizontalfurche; ohf = oberflächliche Horizontalfurche; H = Hypostom; M = Meduse; MP = Metamorphose-Polyp; rp = regenerierter Polyp TA = Tentakelansatz; tm = transparentes Mittelstück Gestielte Reste entstehen vor allem bei Polypen, die vor der Metamorphose ein starkes Längenwachstum aufweisen. Die horizontale, ectodermale Trennlinie befindet sich meist im mittleren Bereich des ausgezogenen Stiels. Die opaquen Teile ober- und unterhalb der transparenten Trennlamelle weichen optisch häufig immer weiter auseinander, so daß aus der dünnen Lamelle bald ein relativ breiter, durchscheinender ectodermaler Abschnitt zwischen dem oberen, metamorphisierenden Teil des Polypen und dem zukünftigen Rest entsteht. Die oberflächliche, horizontale Metamorphosefurche wird im Laufe der Entwicklung immer weiter den oberen, opaquen Abschnitt hinunter verschoben, bis sie an der ectodermalen Trennschicht stoppt. Ist die Medusentransformation abgeschlossen, löst sich die fertige Jungqualle vom durchsichtigen Trennstück ab und schwimmt davon. Der längliche Rest resorbiert nach und nach das ectodermale Verbindungsstück. 44

50 Noch während der Resorbtion formt sich der untere Teil des Restes zu einem schlanken Stiel aus und das obere Ende wird köpfchenartig verdickt(s. Abb. 17). Der Rest weist keine Körperöffnung auf. Ist die Resorbtion beendet, tritt optisch eine Ruhephase ein, die ein bis zwei Tage anhält. Der Rest reagiert während dieser Phase nicht auf taktile Reize. Nach ca. zwei Tagen wird oben auf dem Köpfchen ein kleiner Kegel sichtbar, der mit einer Mundöffnung versehen ist. Der regenerierende Rest reagiert nun auf mechanische Reize mit Kontraktion und erweitern der Mundöffnung. Um das Mundfeld herum erscheinen große stenotele Cniden. Das Köpfchen hat jetzt eine abgerundet tetraedrische Form. Nach einem weiteren Tag werden vier Tentakelansätze mit enthaltenen Stenotelen erkennbar, die aber vorerst nicht auswachsen. Einen halben Tag später, sind vier weitere Tentakelansätze zu sehen. Der Tentakelkranz wird im Laufe der nächsten Tage noch um die Anzahl der Tentakel ergänzt, die der ursprüngliche Polyp aufwies. Erst jetzt fangen die Tentakel an, gleichzeitig auszuwachsen. Der regenerierte Polyp hat nur etwa 1/5 seiner Ausgangsgröße. Die gesamte Regeneration dauert etwa eine Woche bis 10 Tage Kugelige Reste: Abb. 18: Restbildung und Regeneration kugeliger Reste; D = Detritus; ihf = innere Horizontalfurche; ohf = oberflächliche Horizontalfurche; H = Hypostom; M = Meduse; MÖ = Mundöffnung; MP = Metamorphosepolyp R = Rest; rp = regenerierter Polyp; TA = Tentakelansatz; tm = transparenter Mittelteil Kugelige Reste entstehen vor allem bei Polypen die kein starkes Längenwachstum aufweisen, sondern im Stielbereich kompakt bleiben. 45

51 Die horizontale Trennlinie des Stiels befindet sich dann meist im Fußbereich, welcher häufig knollenartig verdickt ist. Die ectodermale Trennschicht zwischen dem Restbereich und der zukünftigen Meduse ist meist sehr schmal, manchmal nur als dünner Strich zu erkennen. Nach Ablösung der Meduse, formt sich der Rest zu einer kompakten Kugel um und erinnert in seinem äußeren Erscheinungsbild an eine Dauerzyste, da er auch von einer transparenten Hülle umgeben ist (s. Abb. 18). Die Bodenhaftung wird allerdings nicht aufgegeben. In diesem kugeligen Zustand bleibt der Rest ein bis zwei Tage, wobei er auch nicht auf mechanische Reize reagiert. Ist diese äußerliche Ruhephase vorbei, wird eine Mundöffnung auf der Oberseite der Kugel sichtbar, die sich bei mechanischer Reizung deutlich erweitert (s. Abb. 18). Nach einem weiteren Tag befinden sich rund um die Mundöffnung vier kugelige Tentakelansätze und das Mundfeld beginnt sich kegelförmig nach oben auszuformen. Unterhalb der ehemaligen Kugel wird eine Fußscheibe erkennbar. Der Körper des Restes fängt an sich merklich zu strecken. Einen Tag später werden vier weitere Tentakelansätze sichtbar, der Mundkegel und der Fuß mit Haftscheibe sind voll ausgebildet. Im Laufe der nächsten ein bis zwei Tage wird noch die ehemalige Anzahl der Tentakel als Ansatz ergänzt, bevor die Tentakel endgültig auswachsen. Der Vorgang der Regeneration dauert etwa 8 Tage Doppelköpfigkeit bei Polypen: Ab und zu ist bei C. marsupialis ein Phänomen zu beobachten, daß die eigentlich solitären Polypen koloniehaft erscheinen läßt - die Doppelköpfigkeit, die aber reversibel ist. Sie kann drei verschiedene Ursachen haben: - doppelköpfige Kriechpolypen: Zwei Knospen an einem Polypen werden so dicht nebeneinander gebildet, daß die Gewebe der Rümpfe und Stiele der zukünftigen Kriechpolypen nicht voneinander getrennt werden und sich auch nach der Ablösung nicht voneinander trennen. Die Kriechpolypen bleiben auch bis nach der Kriechphase miteinander verbunden. 46

52 Eine Metamorphose konnte bei diesen Doppelpolypen noch nicht beobachtet werden. - unabgelöste Knospen: Aus noch ungeklärten Gründen löst sich manchmal eine Knospe nicht vom Mutterpolypen. Sie verbleibt dann als zweiter heranwachsender Kopf am Mutterpolypen (s. Abb. 19a). Bei der Metamorphose des älteren Polypen, wird die ehemalige Knospe als Kriechpolyp freigesetzt und beginnt verspätet mit der Kriechphase(s. Abb. 19b). a) b) Abb. 19: a) Doppelköpfiger Polyp durch nicht abgelöste Knospe b) Metamorphose des doppelköpfigen Polypen und Loslösung der Knospe F = Fuß; H = Hypostom; JM = Jungmeduse; K = Knospe; KP = Kriechpolyp; MT = Medusententakel; R = Rumpf; Rk = Restkörper; - gestörte Restbildung: Wird eine Metamorphose durch starke, taktile Reize oder durch absenken der Wassertemperatur gestört, bevor die Medusententakel die volle Länge erreicht haben und sich das Hypostom noch nicht eingesenkt hat, entwickelt sich das Metamorphosestadium wieder zum Polypen zurück. Dasselbe passiert bei der Metamorphose mit Restbildung, nur daß der Rest nach der Bildung der ectodermalen Trennlinie nicht mehr rückgängig zu machen ist und dieser dann auswächst. Die beiden Polypen sind dann mit den Fußteilen miteinander verbunden und eine neue Fußscheibe wird unterhalb des Verbindungsstücks gebildet, wenn dies nicht schon während der Restbildung geschehen ist (s. Abb. 20). 47

53 Diese doppelten Polypen sind schwer auszumachen, da sich um den Doppelfuß schnell Detritus ansammelt und so die Verbindungsstelle verdeckt. a) b) c) Abb.20: Doppelpolyp durch gestörte Metamorphose mit Restbildung: a) Metamorphose mit Restbildung wurde gestört; b) Metamorphose wird Rückgängig gemacht, Rest wächst gegenpolig aus; c) zwei durch den Stielbereich verbundene Polypen nach vollständigen Rückgang der Metamorphose; H = Hypostom; K = Knospe; MP = Metamorphosepolyp; PT = Polypententakel; R = Rest; Rh Rhopalium; VS = Verbindungssteg Jungmeduse: Die Medusen von C. marsupialis haben eine tetraradiale Symmetrie. Die frisch abgelöste Meduse besteht aus einem kleinen Reststiel (temporärer Zapfen) meist mit Fußscheibe, einer orangebraunen transparenten Umbrella und zwei stark geringelten, sich gegenüberliegenden Tentakeln (s. Abb. 21). Der kleine Reststiel mit der verbliebenen Fußscheibe sitzt genau über dem Gastralraum der Umbrella und bildet den Abschluß des Apex. Der Stiel wird genau wie die saugnapfartige Fußscheibe im Laufe von 2-3 Tagen nach der Ablösung vollständig resorbiert. 48

54 Abb. 21: Jungmeduse von C. marsupialis; LF = Lateralfurche; Mb = Manubrium; NW = Nesselwarzen; Rh = Rhopalium; T = Tentakel; tz = temporärer Zapfen Die Umbrella hat eine Höhe von 0,8-1,2 mm (je nach Ernährungszustand des ehemaligen Polypen) und einen perradialen Durchmesser von 0,6-1,0 mm. Die Meduse ist höher als breit und mehr pyramidal als quaderförmig. Die interradialen Ecken werden durch Längsfurchen gekennzeichnet, die sich von der Schirmöffnung bis zum apikalen Dach der Umbrella erstrecken. Der Schirm ist orangebraun gefärbt und mit 32 großen ovalen Nesselwarzen (0,14mm x 0,06mm ) bestückt, von denen jeweils vier auf jeder Seite der vier interradialen Furchen liegen. Die Nesselwarzen bestehen aus großen runden holotrichen Isorhizen, die von kleinen, atrichen Isorhizen umgeben sind. Im unteren Drittel der Exumbrella entspringen perradial vier gestielte Rhopalien aus dem Ectoderm. Die Rhopalien bestehen aus zwei Linsenaugen, vier seitlich um die Linsenaugen verteilte Grubenaugen und einem Statolithen, der sich auf der Rückseite des Rhopaliums befindet. Die Augen sind auf den Schirm gerichtet. Die beiden Tentakel der Meduse sind an der Unterseite des Schirms an zwei sich gegenüberliegenden, interadialen Eckpunkten lokalisiert. Ihre Basen werden von länglichen, im Querschnitt runden Pedalien gebildet. Im entspannten Zustand weisen sie eine perlenkettenartige Struktur auf. In regelmäßigen Abständen wechseln sich 7-8 schmale, weiße Abschnitte mit 7-8 leuchtend orangen Wülsten ab. In den weißen Abschnitten befinden sich noch je 3 kleine linsenförmige, weiße Verdickungen. In den orangen Wülsten befinden sich große ovoide heterotriche microbasische Eurytelen und in den weißen Linsen, waren kleinere heterotriche microbasische Eurytelen zu finden. 49

55 Kontrahieren sich die Tentakel, verlieren sich die weißen Abschnitte zwischen den dominierenden orangen Wülsten, die perlenkettenartige Struktur verschwindet. Die Öffnung des Subumbrellaraums wird von einem Velarium irisblendenartig verengt. Durch die Öffnung des Velariums ist das vierlippige Manubrium gut zu erkennen. Es erreicht fast ein Drittel der Schirmhöhenlänge. Im Manubrium befindet die Mundöffnung, welche den Eingang zum vierkammerigen Gastralraum darstellt. Am Boden des Gastralraums bilden vier rundliche, interradiale Gastralfilamentansätze ein Quadrat um die Basis des Manubriums. Lange, fingerförmige, mit cielienreiche Gastralfilamente münden in den oberen Eingang des Manubriums. Während des gesamten Untersuchungszeitraums erreichte keine Meduse von C. marsupialis die Geschlechtsreife. Abb. 22: Jungmeduse von C.marsupialis mit den Tentakeln am Untergrund verankert M = Manubrium; NR = Nesselringe; NW = Nesselwarzen; P = Pedalium; Rh = Rhopalium Fütterung der Medusen: Die Fütterung der jungen Medusen von C. marsupialis am zweiten Tag nach der Ablösung erwies sich als schwierig, da sie nicht wie die Medusen von T. cystophora nach der Ablösung frei umherschwimmen, sondern sich mit ihren Tentakeln am Boden verankern (s. Abb. 22). 50

56 Abb. 23: Fresshaltung der jungen Medusen von C. marsupialis; EU = Exumbrella; GF = Gastralfilamente; LF = Lateralfurche; M = Manubrium; NW = Nesselwarzen; PT = Primärtentakel Rh = Rhopalium;; SU = Subumbrella Die Aufnahme von umherschwimmenden Artemiennauplien wurde verweigert. Das Umsetzen der Medusen in einen Wasserkreisel sollte das feie Umherdriften der Medusen gewährleisten. So sollte die Aufnahme von zugesetzten Artemiennauplien erleichtert werden. Der Versuch mißlang, da sich die Medusen mit dem abwärts führenden Strudel absinken ließen und sich am Boden verankerten. Die Degeneration setzte mit der Reduktion des Schirms und der Tentakel ein. Am dritten Tag nach der Ablösung wurden die Medusen in einem Blockschälchen auf einen Nahrungsbrei aus homogenisierten Mytilus-Gonaden gesetzt, was bei degenerierenden Medusen von T. cystophora funktioniert hatte. Die Medusen verankerten sich wieder mit den Tentakeln am Boden und fingen dann an, ihre Umbrella umzustülpen. Der Apex der Umbrella wurde tief engesenkt und das Manubrium wurde zwischen den Tentakeln vorgestreckt (s. Abb. 23a). Einige Tiere krempelten ihren Schirm sogar komplett um, so daß die Tentakel aus der nun entgegen gesetzt liegenden Öffnung ragten und das Manubrium den gegenüberliegenden Abschluß bildete. Die Subumbrella lag außen und die Exumbrella mit den Rhopalien innen (s. Abb. 23b). Aus dem Manubrium aller Tiere ragten die Gastralfilamente direkt in die Nährlösung und ein kontinuierlicher Wasserstrom transportierte die Futterpartikel in Richtung Manubrium. Der Wasserstrom wurde durch die Cilien auf den Gastralfilamenten erzeugt. Nach einer halben Stunde war die Nahrungsaufnahme abgeschlossen und die Umbrellen wieder in Ausgangsposition gebracht. Am nächsten Tag waren alle Tiere tot. 51

57 Die nächste Generation Medusen wurde auf dieselbe Art, aber diesmal mit einem Futterbrei aus homogenisierten Artemien gefüttert. Diese Fütterungsmethode erwies sich als erfolgreicher Unbekannte Cubozoenart: Die unbekannte Cubozoenart wird im folgenden Text als spec. indet. bezeichnet werden Polyp: a) b) Abb. 24: a) u. b) Polyp von spec. indet.; CG = Cnidengürtel; H = Hypostom; MÖ = Mundöffnung; T = Tentakel; F = Fuß; R = Rumpf Die Polypen sind bei guter Fütterung (1-2 mal wöchentlich) bis zu 1,8mm lang mit einem Durchmesser von 0,2 bis 0,8mm bei totaler Kontraktion. Der Polypenkörper hat die Gestalt einer radiärsymmetrischen, griechischen Amphore und gliedert sich in Stiel mit Fußscheibe, Rumpf, Tentakelkranz und Hypostom (s. Abb. 24). Der Stiel ist meist deutlich vom bauchigen Körper abgesetzt. Um den größten Körperdurchmesser verläuft ein klar erkennbares Cnidenband, das hauptsächlich aus großen Stenotelen besteht. Die Untersuchungen ergaben, daß das Cnidenband die Cnidenbildungszone markiert. Der Tentakelkranz trennt wie ein Gürtel den Körper vom meist kuppelartig aufgewölbten Hypostom, welches nicht vollständig eingezogen werden kann. 52

58 Furchen teilen temporär das Hypostom in vier gleich große Quadranten. Der Polyp erhält dadurch vorübergehend eine tetraradiale Symmetrie. Die Tentakel sind massiv. Ihre Zahl beträgt durchschnittlich 22, nur ein Polyp hatte 35 Tentakel. Die Tentakel sind äußerst kontraktil und lassen sich vollständig in den Körper einziehen. Da die Tentakel im Kranz häufig alternierend nach oben und unten gestreckt, oder ausgestreckt und eingezogen sind, entsteht der fälschliche Eindruck zweier ineinander greifender Tentakelkränze. Das Endköpfchen der Tentakel wird durch eine einzelne, große Stenotele gebildet. Nach Gebrauch abgestoßene Tentakelstenotelen werden durch neue ersetzt, welche sich an der Basis der Tentakel befinden, wohin sie aus der Cnidenbildungszone eingewandert sind. In den geldrollenartig übereinander angeordneten Entodermzellen sind über die gesamte Länge der Tentakel Zooxanthellen verteilt. Zooxanthellen befinden sich auch im oberen Abschnitt des Gastralraums und im Entoderm an der Mundöffnung, so daß die Mundöffnung durch einen charakteristischen dunklen Ring gekennzeichnet ist. Der Stiel ist transparent bis milchig, der Rumpf je nach Fütterungszustand weißlich bis fleischfarben mit einer schmutzig wirkenden Tönung, die durch Zooxanthellen in der Epidermis hervorgerufen wird. Die Körperzooxanthellen verlieren sich, genau wie die Zooxanthellen in den Tentakeln, bei Dunkelhaltung. Das Hypostom ist bräunlich gelb gefärbt Zweikammeriger Gastralraum: Der Magenraum ist septenlos aber durch eine Art Verschlußblende in zwei Kammern geteilt. Diese Verschlußblende ist entodermalen Ursprungs mit einer mesogloealen Achse und sitzt kurz oberhalb des Tentakelkranzes (s. Anhang: Histologische Schnitte, Abb. ). Die Öffnung wird je nach Bedarf erweitert oder verschlossen. Die Kuppel des Hypostoms fungiert als eine Art Vorhof zum Gastralraum. Das ist besonders gut bei der intratentakulären Teilung zu sehen, da das Hypostom bis zur völligen Transparenz gedehnt ist. 53

59 Abb. 25: Ausflimmern unverdaulicher Reste aus dem Hauptgastralraum in den hypostomalen Gastralvorhof bei Unknown; H = Hypostom; K = Knospe; T = Tentakel; ur = unverdauliche Reste; VÖ = Verschlußblendenöffnung; vur = vereinigte unverdauliche Reste Unverdauliche Reste werden nach und nach durch Cilien aus dem Gastralraum in den Vorhof geflimmert. Im Vorhof werden die Reste mit Schleim umhüllt und später gesammelt durch die dort befindlichen Cilien ausgestrudelt (s. Abb. 26). Die Verschlußblende wird für jedes Verdauungsreststück geöffnet und sofort nach dessen Durchtritt wieder verschlossen(s. Abb. 25). 54

60 a) b) Abb. 26: Ausstrudeln eines unverdaulichen Restes aus dem gastrodermalen Vorhof a) unverdaulicher Rest als rötlicher Schatten durch das Hypostom erkennbar b) ausstrudeln des unverdaulichen Restes H = Hypostom; MÖ = Mundöffnung; St = Stiel; TK = Tentakelkranz; ur = unverdaulicher Rest Dauerstadien: Verändern sich die Lebensbedingungen über längere Zeit in eine für den Polypen ungünstige Richtung (Wärme, Kälte, Dunkelheit...), werden Dauerstadien in Form von Zysten ausgebildet. Der Polyp kugelt sich ab, umgibt sich mit einer transparenten Schleimhülle und verankert sich mit Schleimfäden am Substrat (s. Anhang: Zysten von spec. Indet). Die Körperform des Polypen ist sofort nach der Zystenbildung nicht mehr erkennbar. Auch Zooxanthellen sind nicht mehr sichtbar. Die Verankerungsfäden sind von der Unterseite der Zyste bis zu 0,5 cm über das Substrat gespannt. Werden die Schleimfäden durch äußere Einflüsse vom Substrat gelöst, werden sie bei unbewegtem Wasser neu ausgebildet. Bei Wasserbewegung driftet die Zyste so lang umher, bis sie auf einen neuen Untergrund trifft, wo sie sich erneut verankern kann - es wurden auch Zysten gefunden, die sich an der Kamhaut der ruhigen Wasseroberfläche verankert hatten. Verbessern sich die Bedingungen, regeneriert sich der Polyp innerhalb der Schleimhülle und kriecht aus dieser heraus (Die Regeneration dauert eine Woche). Die verankerte, transparente Schleimhülle bleibt zurück, wird von Bakterien in kurzer 55

61 Zeit abgebaut und der Polyp beginnt sofort mit der Produktion von Kriechpolypen. Nach ein paar Tagen werden wieder Zooxanthellen in den Tentakeln sichtbar. Es wurde beobachtet, daß diese Dauerstadien sogar 4h Trockenfall überlebten. Bleiben die Bedingungen konstant schlecht, kann die Zyste bis zu drei Monate überdauern, wobei die Regeneration des Polypen immer länger dauert. Verbessern sich die Bedingungen erst nach 1,5 Monaten braucht der Polyp drei Wochen zur Regeneration statt der anfänglichen 7 Tage. Nach über drei Monaten unverträglicher autökologischer Faktoren starben die Zysten ab und wurden innerhalb einer Woche von Bakterien zersetzt. Lebendige Zysten haben eine hellrosa bis fleischige Farbe, tote oder absterbende sind schmutzig weiß bis dunkelbraun Vegetative Vermehrung: Die Polypen leben stets solitär. Die vegetative Vermehrung findet auf zwei verschiedene Arten statt: 1.) durch Knospung entstehende Kriechpolypen und 2.) durch intratentakuläre Teilung Kriechpolypen: Die eine Art der vegetativen Vermehrung findet durch Kriechpolypen, die durch Knospen, welche an gut ernährten, ausgewachsenen Polypen (Körperlänge zwischen 1-1,5 mm, Tentakel) entstehen, statt. 56

62 Abb. 27: Kriechpolyp von spec. indet.; Ect = Ectoderm; Ent = Entoderm; St = Stenotelen; T = Tentakel Es entsteht nur eine Knospe maximal zwei Knospen gleichzeitig an einem Polypen. Die Knospungszone befindet sich direkt im Cnidengürtel, also in deren Bildungszone. Der Knospungsvorgang entspricht dem selben Prinzip wie bei T. cystophora und C. marsupialis. Sobald die Polypenknospe das Stadium der Ablösung erreicht hat ( ca. 0,3 mm groß ist und fünf Tentakel gebildet hat ), trennt sie sich vom Mutterpolyp und kriecht davon. Der Kriechpolyp von spec. indet. hat eine wurmförmige Gestalt, bei der der aborale Pol spitz und der orale Pol stumpf ausläuft. Der Kopf ist deutlich vom Rumpf abgesetzt und wird während der Kriechphase vom Boden erhoben vor sich her getragen(s. Abb. 27). Eine Mundöffnung ist vorhanden. Wurde die Kultur bei Licht gehalten, ist die innere Mundregion sowie die Mundöffnung durch Zooxanthellen dunkel pigmentiert. Um das Hypostom sind kreisförmig 5-7 massive Tentakel angeordnet, in welchen sich bei Lichthaltung schon Zooxanthellen befinden. Während der Kriechphase werden keine zusätzlichen Tentakel ausgebildet. Die Tentakelzahl wie auch die Körperlänge sind vom Ernährungszustand des Mutterpolypen abhängig. In den Tentakelspitzen befinden sich während der Kriechphase noch keine Cniden, aber an den Tentakelbasen sind große solitäre Stenotele zu erkennen. Am spitzen Hinterende fallen Ansammlungen von großen Stenotelen auf, die unter dem Binokular gut erkennbar auf der Mesogloea liegen. Im kontrahierten Zustand des Kriechpolypen beträgt die Körperlänge 0,3 mm. Sie kann aber bis zu 3,0 mm im entspannten Zustand betragen. Die Kriechphase endet i.d.r. nach 2-3 Tagen und die Stenotelen an den Tentakelbasen wandern nach der Festsetzung des Kriechpolypen in die Spitzen der Tentakel ein. Die Nesselkapseln, die während der mobilen Phase am Hinterende des Polypen beobachtet wurden, werden in das obere Drittel des Rumpfes verlagert und bilden einen Cnidengürtel. Bei Temperaturen über 25 C verlängert sich die Kriechphase auf 7-10 Tage. Nach dem 3. Tag der andauernden Kriechphase wandern die Stenotelen in die Tentakel ein. Ab dem 5. Tag werden neue, bereits mit Cniden bestückte Tentakel gebildet. 57

63 Intratentakuläre Teilung: Nach der Metamorphose der älteren Polypen einer Kultur lassen sich zahlreiche intratentakuläre Teilungen bei den jüngeren Polypen derselben Kultur beobachten. Die Teilung beginnt mit einer starken Vergrößerung des bereits kuppelartig aufgewölbten Hypostoms (s. Abb. 28a). Das Hypostom wird bis zur totaler Transparenz gedehnt. Die Mundöffnung ist nicht mehr erkennbar, aber der schlitzförmig verengte Durchlaß zum Magenraum ist durch das glasklare Hypostom deutlich sichtbar. Danach zieht sich der Polyp elypsoid auseinander. Eine vertikale Teilungsfurche an den Längsseiten des Polypen wird sichtbar (s. Abb. 28b). Die Furche vertieft sich an der Fußscheibe schneller als in der Mundregion. Noch während des Teilungsprozesses weichen die beiden entstandenen Fußscheiben auseinander und entfernen sich zusehends, während die beiden entstehenden Polypen noch über das Hypostom miteinander verbunden sind(s. Abb 28c). Die Teilung ist vollständig, wenn das hypostomale Gewebe oben mittig aufreißt und aus einer Mundscheibe zwei werden. Die beiden Polypen unterscheiden sich deutlich sichtbar in der Größe. Der Ursprungspolyp ist immer größer als der neuentstandene (s. Abb. 28d). Bei guter Ernährung teilen sich die Ursprungspolypen mehrfach. Es sind auch gleichzeitige Dreifachteilungen beobachtet worden. 58

64 Abb. 28: Intratentakuläre Teilung bei den Polypen vonspec. Indet.; H = Hypostom; hgb = hypostomale Gewebebrücke; K = Knospe; MÖ = Mundöffnung; VÖ = Verschlußlblendenöffnung; vtf = vertikale Teilungsfurche Die Knospenbildung wird während der Teilungsphase nicht eingestellt (s. Abb. 28c). Die intratentakuläre Teilung ist nicht auf ausgewachsene Polypen beschränkt, sie wurde auch bei frisch festgesetzten Polypen beobachtet. Die Teilung dauert nur wenige Stunden. 59

65 Metamorphose: Gezielt eingesetztes Kaliumjodid löst genau wie manipulierte Temperaturen oder Trockenheit keine Metamorphose aus. Etwa vier Wochen vor der Metamorphose geht dieser eine Massernproduktion von Kriechpolypen voraus. Hunderte von Kriechpolypen bevölkern die Kulturen, so daß es zu regelrechten Kriechpolypen-Haufen kommt. Die Metamorphose beginnt mit der selben Furchung des Hypostoms, die auch häufiger, temporär ohne Metamorphose auftritt und oben schon beschrieben wurde (s. Abb. 29a). Das Hypostom behält nicht die kuppelartige Form bei, sondern flacht sich ab. Durch die Furchungen erhält das abgeflachte Hypostom die Form eines vierblättrigen Kleeblatts (s. Abb. 29b). Der Stiel zieht sich lang aus, wird dabei transparent und der Rumpf ist deutlich vom Stiel abgesetzt und opaque(s. Abb. 29c). Je nach Haltungsbedingungen sind die metamorphosierenden Polypen weiß (s. Abb. 29 d-g, dunkle Raumhaltung) oder grünlich gelb (s. Abb. 29c, helle Raumhaltung). Die Tentakel werden am Rand des Kleeblatts zusammengezogen und konzentrieren sich an vier Eckpunkten, wo ihre Basen verschmelzen und der Rest resorbiert wird. Die hypostomale Furchung wird wieder aufgehoben und das Hypostom ballonartig vorgestülpt (s. Abb. 29 c u.d). Noch vor Abschluß der Resorption erscheinen an der mundzugewandten Seite der verschmolzenen Tentakelbasen Pigmentflecken, die in der weiteren Entwicklung zu zwei Linsenaugen und vier Becheraugen werden. An der mundabgewandten Seite entstehen Statolithen (s. Abb. 29 f). Seitlich am Rumpf wird eine schwache, oberflächliche Horizontalfurche sichtbar, die den Rumpf in ein metamorphosierendes Oberteil und ein polypoides Unterteil teilt. Das Oberteil erhält die Form eines Quaders und gibt somit seine radiärsymmetrische Gestalt auf. Nach der vollständigen Transformation der Polypententakel in vier Rhopalien, erscheinen die Ansätze von vier Medusententakel in den Lücken zwischen den Rhopalien. Die Rhopalien gehen aus einer spitzkegeligen in eine gestielte, kugelige Form über. 60

66 Abb. 29: Metamorphosestadien der unbekannten Cubozoenart bei verschiedenen Polypen fotografiert; (Fotos: Dr. Gerhard Jarms) eh = sich einsenkendes Hypostom; H = Hypostom; K = Knospe; M = Manubrium; MF = Metamorphosefurche; MT = Medusententakel; MTA = Medusententakelansatz; NW = Nesselwarze; ohf = oberflächliche Horizontalfurche; PF = Pigmentfelder; Rh = Rhopalium; SuR = Subumbrellaraum; vtb = verschmolzene Tentakelbasen Eine quadratische Furche bildet sich um das Hypostom, welches in den Rumpf eingesenkt wird (s. Abb. 29g). An der Basis des zukünftigen Manubriums entstehen in den Interradien einzelne Gastralfilamente. 61

67 Das milchige Weiß des transformierenden Oberteils der dunklerstehenden Polypen wechselt zu einem Gelbton, der Gelbton der heller gehaltenen Polypen vertieft sich zu einem bräunlichen Gelb (s. Abb. 29h). Während die Medusententakel zur vollen Länge auswachsen, wird die Horizontalfurche am Rumpf durch die Metamorphose bis zum Stiel verschoben. Die Erscheinung der entstehende Umbrella wechselt von gelblich opaque zu gelblich transparent. Auf ihrer Oberfläche sind viele kleine Nesselwarzen zu erkennen. Ist das Manubrium vollständig eingesenkt, fängt die Umbrella an, rhythmisch zu pulsieren und der Stiel wird nach und nach absorbiert. Die Meduse löst sich vom Untergrund, sobald der Stiel vollständig resorbiert ist und schwimmt zügig davon (s. Abb. 29i). Die Metamorphose dauert ca. eine Woche Jungmeduse: Die Medusen von spec. indet. sind tetraradiärsymmetrisch. Die Schirmhöhe der frisch abgelösten Meduse beträgt 0,7 mm und der perradiale Durchmesser 0,56 mm. Die Umbrella ist gestreckt pyramidal geformt. Aufgrund dieser sich nach oben verjüngenden Form beträgt die untere Breite einer Seite des Schirms 0,4mm und oben 0,28mm. Die Mesogloea ist stark entwickelt. Die opaque Subumbrella ist klein. Es befinden sich viele, sehr kleine Nesselwarzen ( = 0,03-0,04 mm)auf der Exumbrella. Die Nesselwarzen bestehen aus ovoiden heterotrichen mikrobasischen Eurytelen und einzelnen runden holotrichen Isorhizen. Die vier perradialen Rhopalien sind noch nicht in eine Sinnesnische eingebettet. Das Manubrium mißt etwa ein Drittel der Umbrella. Im Gatralraum sind durch die transparente Exumbrella fingerförmige Gastralfilamente zu erkennen. Die Meduse besitzt von Anfang an vier Tentakel, welche recht glatt erscheinen, aber auch ein farbiges Ringmuster aufweisen (s. Abb. 30). Es alternieren schmale orangebraune mit breiten weißen Abschnitten. Ringförmige Nesselbatterien umgeben lückenlos die gesamte Tentakellänge. 62

68 a) b) Abb.30: a) Junge Meduse von spec. indet. mit einem Artemiennauplius als Größenvergleich; b)meduse im Durchlicht AN = Artemiennauplius; M = Manubrium; NW = Nesselwarze; Rh = Rhopalium; SuR = Subumbrellaraum; T = Tentakel (Fotos: Dr. Gerhard Jarms) Die Nesselbatterien bestehen aus ovoiden holotrichen Isorhizen, ovoiden atrichen Isorhizen und vereinzelten ovoiden heterotrichen mikrobasischen Eurytelen. Die sich nach unten hin verjüngenden Tentakel enden in einer tropfenförmigen Spitze. Degeneriert die junge Meduse, werden als erstes die Rhopalien, später die Tentakel und am Schluß der Schirm reduziert Fütterung der Medusen: Die Medusen wurden mit Artemiennauplien gefüttert. Nach drei Tagen verweigerten die Medusen die Futteraufnahme und degenerierten. Da die Medusen von spec. indet. nur einmal und zwar am Anfang des Beobachtungszeitraums auftraten, konnte kein alternatives Futtermittel gefunden werden. 63

69 3.2. Temperatur-Licht-Versuche: T. cystophora: Die Temperatur-Licht-Versuche ergaben, daß die Polypen von T. cystophora eine Temperaturtolleransspanne von C haben. Kurzfristige Temperaturerniedrigungen unter 18 C bis 10 C werden toleriert. Bei dauerfristigen Temperaturen unter 18 C gehen die Polypen in Dauerstadien über. So auch bei dauerfristigen Temperaturen über 30 C. Das Optimum, erkennbar an der regelmäßigen Produktion von Kriechpolypen, liegt bei C. Ab C wird bei den älteren Polypen nach zwei bis drei Wochen die Metamorphose ausgelöst. Die Polypen in den Dunkelschränken fraßen und bildeten Knospen, so lange die Temperaturen über 18 C lagen. Je höher die Temperatur war, desto mehr Kriechpolypen wurden gebildet. Die Polypen in den Fensterkulturen veränderten ihr Ausehen und ihr Verhalten in den ersten zwei Wochen nicht. Die Körperfarbe blieb gleich hell, die Tentakel waren entspannt, die Futteraufnahme und Knospung verlief ohne sichtbare Änderungen. In der dritten Woche waren die Kulturen in den Morgenstunden direktem Sonnenlicht ausgesetzt. Zwei Drittel der Polypen enzystierten sich, die übrigen blieben unverändert, aber die Knospungen wurden eingestellt. In der vierten Wochen waren alle Polypen enzystiert C. marsupialis: Die Temperatur-Licht-Versuche ergaben, daß die Polypen von C. marsupialis eine Temperaturtoleranzspanne von 10 C bis 30 C haben (Optimum: C). Bei längerfristigen Temperaturerniedrigungen unter 10 C und bei längerfristigen Temperaturerhöhungen über 30 C gehen die Polypen in Dauerstadien über. Sie sind was Lichtintensitäten angeht empfindlicher. Die Kulturen in den Dunkelschränken fraßen und bildeten Knospen, solange die Temperaturen über 15 C lagen. Die Zahl der Kriechpolypen erhöhte sich mit der Temperatur. 64

70 Bei den Fensterkulturen wurden nach einer Woche (ohne direkte Sonneneinstrahlung) Zooxanthellen in den Tentakeln der Poypen sichtbar. Die Tentakel waren entspannt, die Futteraufnahme und die Knospung verliefen wie bisher. Nach der zweiten Woche waren die Polypen mit einer orangeroten Pigmentierung überzogen, die nicht auf Zooxanthellen zurückgeführt werden konnte, da sich die Zooxanthellen auf das Hypostom und die Tentakel beschränkten, was ein Quetschpräparat ergab. Die Tentakel waren entspannt, die Futteraufnahme und die Knospung verliefen wie bisher. Ab der dritten Woche waren die Kulturen in den Morgenstunden direkter Sonneneinstrahlung ausgesetzt. Der Farbton der Polypen vertiefte sich zu einem kräftigen rotbraun. Das Hypostom und die Tentakel waren durch die Zooxanthellen intensiver gefärbt als der restliche Körper. Die Tentakel waren nicht mehr völlig entspannt. Die Futteraufnahme erfolgte wie bisher, die Knospung wurde aber eingestellt. Ab der vierten Woche (2. Woche direkter Sonneneinstrahlung) wurde die Futteraufnahme eingestellt, die Pigmentierung der Polypen ging in ein dunkles Braun am Kopf über und die Tentakel waren kontrahiert. Am Ende der vierten Woche waren 75% der Polypen in den Fensterkulturschalen enzystiert. In der fünften Woche waren in allen Kulturen ausschließlich Dauerstadien zu finden Spec. indet.: Die Temperatur-Licht-Versuche ergaben, daß die Polypen von spec. indet. eine Temperaturtoleranz von C haben. Kurzfristige Temperaturerhöhungen über 28 C werden toleriert, bei längerfristigen Temperaturen über 28 C gehen die Polypen in Dauerstadien über. Sie bilden dann mit Schleimfäden verankerte, schleimumhüllte Zysten. Dasselbe passiert bei dauerfristigen Temperaturen unter 15 C. Das Optimum liegt bei C. Auf Grund der Zooxanthellen sind sie sehr lichtliebend. Im Dunkelschrank verkümmern sie nach und nach. 65

71 Die Polypen sind aufgrund der Zysten bis zu einem gewissen Grad trockenfallresistent. Eine vierstündige Trockenperiode überstanden die Polypen enzystiert. Drei Tage nach dem Trockenfall-Versuch krochen die Polypen aus den Zysten. Bei den Kulturen, die direkt am Fenster gehalten wurden, überzog sich der gesamte Körper mit einer grüngelben bis helloliv bräunlichen Pigmentierung, die zum Teil auf Zooxanthellen zurück zu führen war. Der Körper war intensiver gefärbt als das Hypostom. Der dunkle Zooxantellen-Ring um die Mundöffnung vertiefte sich in seinem Farbton. Die Tentakel blieben voll ausgestreckt, Futteraufnahme und Knospung verliefen weiter wie in der ersten Woche. In der zweiten und dritten Woche verstärkte sich lediglich die Farbtiefe der Pigmentierung und die Zahl der Kriechpolypen erhöhte sich. Ab der vierten Woche (zweite Woche direkter Sonneneinstrahlung in den Morgenstunden), gingen etwa zwei Drittel der adulten Polypen temporär für ein paar Stunden in eine Kriechphase über, bei der der Cnidengürtel zum Fußende verschoben wurde. Die Tentakel waren entspannt, aber nicht vollständig ausgefahren. Die Futteraufnahme fand auch weiterhin statt. Die Kriechpolypenproduktion hatte sich im Vergleich zu der ersten Woche verdoppelt s rdna-sequenzierung: DNA-Isolation: Tab. 2: DNA-Mengenabschätzungen: Gel-Auftrag Art C. marsupialis T.cystophora spec. indet. Datum Polypenanzahl 4 Polypen 5 Polypen 4 Polypen Suspens-Menge 3µl 3µl 2µl λ/hindiii-menge 1,5µl 1,5µl 1,5µl DNA-Menge ca. 0,033µg/µl ca. 0,010µg/µl es war nichts im Gel zu erkennen 66

72 1.) 2.) 1.) 2.) 3.) Abb. 31: Abb. 32: 1.) 1,5µl λ/hindiii-marker und 1.) 2µl Cubozoa spec- 2.) 3µl C. marsupialis-dna-suspens 2.)3µl T. cystophora-dnaim Agarosegel Suspens und 3.) 1,5µl λ/hindiii-marker im Agarosegel Die obersten, schmalen Balken von Abb. 31 u. 32 entsprechen sehr großen DNA- Fragmenten, die nicht ins Gel eingewandert sind. Die zweiten Balken entsprechen der zu untersuchenden 16s rdna; die hellen Wolken unterhalb der zweiten Balken entsprechen der RNA PCR und deren Aufreinigung: Der 100bp ladder spaltet sich während der Elektrophorese in zehn Balken auf, die die Basenpaaranzahl der zu untersuchenden PCR-Produkte kennzeichnen. Der unterste Balken gibt 100 Basenpaare an. Der zweite 200 und so weiter bis 1000 Basenpaare. Die Längen der PCR-Produkte von C. marsupialis und T. cystophora liegen beide zwischen 500 und 600 Basenpaaren (s. Abb. 33 u. 34), während die Länge des PCR- Produkts von Cubozoa spec. bei ca. 600 Basenpaaren liegt. Die Eleutheria-DNA wurde als positiv Kontrolle ebenfalls aufgetragen, da ihre Basenpaaranzahl bekannt ist - sie liegt bei 600 bp. Die Blank, die rechts vom rechten Marker liegt, ist nicht zu sehen. 67

73 Abb. 33: Auf Agarosegel mit 100bp ladder: 1)und 2) C. marsupialis; 3) und 4) Cubozoa spec; 5) und 6) T. cystophora; 7) und 8) Eleutheria pos. Kontr.; 9) Blank Nach der PCR-Aufreinigung wurde die Menge der 16s rdna mit Hilfe des λ/hindiii- Markers abgeschätzt. 1.) 2.) 3.) 4.) Abb. 34: Agarosegel mit λ/hindiii-marker: 1) Cubozoa spec; 2) und 3) T. cystophora; 4) C. marsupialis 68

74 Tab. 3: Übersicht über die Ergebnisse der DNA-Isolation und der PCR mit Aufreinigung Klasse Cubozoa Art C. marsupialis T. cystophora Cubozoa spec Datum ,030µg/µl 0,010µg/µl 0,003µg/µl Datum Produkt 0,075µg/µl 0,075µg/µl 0,100µg/µl Cycle 35 meth file #60: #17-93 C/2,5min #61-92 C/0,5min; 50 C/0,5min; ramp 1min; 72 C/0,5min (35X) #6-72 C/5,0min #1-15 C storage Paar Eleutheria-L/Aurelia-H Datum DNAstock PCR- Primer- Aufreinigung Storage QIAquick PCR Purification Kit -20 C Sequenzierungs- und Alignmentprodukte: Nach der Korrektur der Sequenzierungsprodukte ergab sich für T. cystophora eine Sequenzlänge von 477 bp, für C. marsupialis eine Sequenzlänge von 482 bp und für spec. indet eine Sequenzlänge von 498 bp (s.anhang: Sequenzierungsprodukte). Mit Hilfe der mir von W. SCHROTH zur Verfügung gestellten Sekundärstruktur von Aurelia aurita wurde die Sekundärstruktur von spec. indet. (s. Anhang: Abb. : spec. indet.: Sekundärstruktur) erstellt. Anhand der Sekundärstruktur von spec. indet. wurden charakteristische Muster (konservierte stems und loops: z. B. stem/loop IX) in den 69

75 Sequenzen von T. cystophora und C. marsupialis gefunden. Mit Hilfe dieser Muster wurden die Alignments mit allen vier Arten erstellt Im Zuge des Alignments wurden die DNA-Stränge auf folgende Sequenzlänge gekürzt (s.anhang: Alignmentprodukte): T. cystophora: 402 bp C. marsupialis: 400 bp spec. indet: 421 bp Aurelia aurita: 422 bp Tab. 4: Vergleich der prozentualen Anteile von homologen und identischen Sequenzen der paarweise alignten 16s rdna-sequenzen der unetrsuchten Arten - Aurelia aurita diente als Außengruppe Art Aurelia aurita C. marsupialis T. cystophora spec. indet. homolog identisch homolog identisch homolog identisch homolog identisch Aurelia aurita % 22% 20% 17% 23% 19% C. marsupialis 25% 22% % 82% 46% 41% T. cytophora 20% 17% 100% 82% % 51% spec. indet. 23% 19% 46% 41% 60% 51% - - Die Sequenzierten 16s rdna Stränge wurden nach dem Alignment in NCBI BLAST eingespeist und paarweise miteinander verglichen. BLAST berechnete in Prozent die Länge der homologen und der identischen Basenpaare im Vergleich zu der Gesamtlänge der verglichenen DNA-Stränge (s. Tab. 4). 70

76 IV. Diskussion: 4.1. Vergleich der Polypen, der vegetativen Vermehrung und der Dauerstadien der drei untersuchten Cubozoaarten: Die Vergleiche nehmen sowohl bezug auf die Beschreibungen der Arten im Ergebnisteil als auch auf die Merkmalsvergleichstabellen im Anhang T. cystophora: Die Befunde in der Morphologie des Polypen von T. cystophora stimmen mit den Befunden von WERNER (1971,1975) und CHAPMAN (1978) überein. Eine erhöhte Knospungsrate wurde von WERNER (1975) bei Temperaturen von C beobachtet. In den für diese Arbeit beobachteten Kulturen stieg die Knospungsrate erst bei Temperaturen ab 24 C merklich an, ähnlich wie bei den beobachteten Polypen der anderen beiden Arten. Die Erhöhung der Knospungsraten war immer ein Hinweis auf eine anschließende Metamorphose der älteren Polypen. Die Kriechpolypen und Zysten entsprechen genau den Beobachtungen WERNERS (1975) C. marsupialis: Der Körperbau der Polypen von C. marsupialis entspricht den Beschreibungen von WERNER (1993) und STANGL (1997). WERNER beschrieb 1975 das Dauerstadium der Polypen von C. marsupialis als rein inaktives, abgekugeltes Stadium ohne Enzystierung also ohne Peridermhülle. Die von mir gemachten Beobachtungen widersprechen den Befunden von WERNER, da eine durchsichtige Umhüllung des abgekugelten Polypen vor allem bei längerfristiger Enzystierung deutlich sichtbar ist. Die Befunde über die Kriechpolypen von C. marsupialis stimmen in den meisten Fällen mit denen von STANGL (1997) überein. Allerdings beschreibt sie die Lage der Stenotelen als über den ganzen Körper verteilt. Die Lage der Stenotelen in allen von mir untersuchten Kriechpolypen von C. marsupialis war auf zwei Regionen festgelegt: Die Basen der Tentakel, wo die Stenotelen bereits in der Knospe lokalisiert sind, und das Körperhinterende. 71

77 Weiterhin schreibt STANGL (1997), daß die Dauer der Kriechphase zwischen 3 und 7 Tagen liegt. Dieser Befund weicht deutlich von den in dieser Untersuchung gemachten Ergebnissen von 2-3 Tagen Kriechphase, die auch WERNER (1993) beschreibt. Auch beobachtete STANGL (1997) die Bildung eines funktionellen Hypostoms mit Mundöffnung und Fähigkeit der Polypen, Artemien zu fangen und aufzunehmen, erst nach der Festheftung. Diese Beobachtungen konnten durch die hier vorliegenden Ergebnisse widerlegt werden. Auch WERNER (1993) beschrieb die Fähigkeit der Kriechpolypen, Futter während der mobilen Phase auf zu nehmen. Vergleicht man die Polypen von C. marsupialis mit den Polypen von T. cystophora, dann fällt auf, daß die Polypen zwar beide dem Grundbauplan der Cubopolypen (solitärer Polyp mit zwei Körperepitelien mit dünner Mesogloea, massiven kapitaten Tentakel, septenlosem Gastralraum, Epithelmuskelzellen, Myocyten in der Mesogloea etc.)entsprechen(werner 1993), aber doch deutliche Unterschiede zueinander aufweisen. Der Körpergrößen- und Tentakelzahlunterschied ist erheblich, C. marsupialis ist mit 2,8 mm fast dreimal größer als T. cystophora und hat mit 24 Tentakeln bis zu 15 Tentakel mehr( s. Anhang: Merkmalsvergleiche der untersuchten Arten). Der Fuß von C. marsupialis ist nackt, während die Fußregion von T. cystophora von einem Peridermbecher umgeben ist. C. marsupialis weist Endosymbionten auf, T. cystophora nicht. Während sich in den Tentakelspitzen von C. marsupialis nur eine solitäre Stenotele befindet, weisen die Tentakelspitzen von T. cystophora schlanke heterotriche mikrobasische Eurytelen auf. Der Cnidentyp der Tentakelspitzen von C. marsupialis fehlen dem Cnidom von T. cystophora und umgekehrt. Die ovoiden heterotrichen mikrobasischen Eurytelen in zwei Größenklassen, der ungegliederte Gastralraum und das vollständig einziehbare Hypostom sind die deutlichsten Gemeinsamkeiten der beiden Polypenarten. Die Dauerstadien umgeben sich beide mit peridermalen Schleimhüllen und die Strukturen der Polypen sind in beiden Zysten anfangs noch erkennbar. Beide Zystenarten werden nach einer Woche zu strukturlosen Kugeln, welche nach nur zwei bis drei Wochen ungünstiger Lebensbedingungen absterben. Allerdings ist die Zyste von C. marsupialis verdriftbar, während die Zyste von T. cystophora durch den Peridermbecher am Substrat verankert ist. 72

78 Die Kriechpolypentypen unterscheiden sich genau wie die festgehefteten Polypen deutlich in der Größe, in der Tentakelzahl, im gesamten Habitus. Beide kriechen mit Hilfe von Muskelwellen, C. marsupialis kriecht mit seinem Rumpf, während T. cystophora seinen Tastertentakel als Kriechinstrument nutzt. Beide Kriechpolypen sind aufgrund vorhandener Mundöffnungen in der Lage zu fressen, wobei die Beute von T. cystophora mit den cnidenbestückten Tentakeln gefangen wird und C. marsupialis die Beute mit Hilfe der Körpercniden mangels Tentakelcniden fängt Spec. indet.: Der Habitus von spec. indet. scheint dem Schema der meisten Cubopolypen zu folgen: Vasenartige Form mit klarer Gliederung, massive kapitate Tentakel mit einer solitären stenotelen Nematocyste in der Spitze und Fußregion ohne Peridermbecher. Sowohl die Polypen von Carybdea alata (ARNESON & CUTRESS, 1976), von Carybdea sivikisi (HARTWICK 1991), von Chironex fleckeir (YAMAGUCHI & HARTWICK 1980) und auch die hier untersuchten Polypen von C. marsupialis zeigen diesen Habitustyp. Nur T. cystophora weicht von diesem Schema ab. Die Polypen von spec. indet. lassen sich bei Dunkelhaltung kaum von C. marsupialis Polypen unterscheiden. Da die Größenangaben (s. Anhang: Merkmalsvergleiche der untersuchten Arten) Maximalgrößen sind, kann die Größe nicht als Unterscheidungsmerkmal gelten. Die Tentakelanzahl unterscheidet sich auch nicht wesentlich. Auch die Polypen von C. marsupialis wölben ihr Hypostom von Zeit zu Zeit kuppelartig auf. Das Cnidom von spec. indet. ist mit dem von C. marsupialis identisch. Unterschiede werden bei Lichthaltung deutlicher. Zooxanthellen treten bei beiden Arten auf. Die Pigmentierung durch Zooxanthellen bei spec. indet. überzieht den gesamten Körper, wobei das Hypostom bis auf die Mundöffnung (charakteristischer Ring) ausgespart wird. Die Pigmentierung durch Zooxanthellen bei C. marsupialis betrifft vor allem das Hypostom und die Tentakel. Wichtigstes Unterscheidungsmerkmal ist der horizontal durch eine Verschlußlinse zweigeteilte Gastralraum (s. Anhang: Histologische Schnitte, Abb. 35). Der Gastralraum der Polypen sowohl von C. marsupialis als auch von T. cystophora ist ungeteilt. 73

79 Ob diese horizontale Zweiteilung des Gastralraums auch bei einem der anderen bekannten Cubopolypen auftritt, konnte nicht geklärt werden, da auf den detaillierten Körperbau der Polypen in der bereits zitierten Literatur nicht näher eingegangen wird. Die Zweiteilung des Gastralraums in einen Vorhof und eine Hauptkammer könnte der Erhaltung des enzymatischen Milieus im Verdauungstrakt dienen. Würden die anfallenden Verdauungsreste während des Verdauungsvorgangs in das umgebende Meerwasser abgegeben werden, würde die Konzentration der Verdauungsenzyme durch eintretendes Meerwasser stark herabgesetzt werden. Durch die in den Gastralraum eingefügte Verschlußblende können Verdauungsreste zuerst in eine Art Vorhof geflimmert werden. Nach Verschluß der Blende können die Verdauungsreste, ohne Konzentrationsverlust der gastrodermalen Enzyme in der Hauptkammer, ins Meerwasser gestrudelt zu werden. Der Vorhof würde so als Milieu- Schleuse dienen. Die Zyste von spec. indet. weicht in ihrer Erscheinungsform und Verankerungsmethode deutlich von den Zysten der beiden anderen Arten ab. Sie zeigt durch ihre Hemisessilität mehr Plastizität. Ein zystenähnliches Dauerstadium wird von HARTWICK (1991) bei den Polypen von Chironex fleckeri bei einer Erniedrigung der Salinität des Kulturwassers beschrieben. Die sessilen Polypen waren stark kontrahiert und reagierten auf keine Reize. Sie überstanden in dieser Form mindestens zwei Wochen und regenerierten wieder bei Erhöhung der Salinität des Kulturwassers. Auf das genaue Aussehen der Zysten und ihre Haftung am Substrat geht HARTWICK nicht weiter ein. Die Kriechpolypen von spec. indet. sind deutlich länger als die von C. marsupialis, sonst gleichen sie aber den Kriechpolypen der bekannten Arten. Der Habitus der Kriechpolypen von T. cystophora bildet wieder eine Ausnahme. Nach den Metamorphosevorgängen in der Population von spec. indet. kann die Restpopulation außer durch Kriechpolypen auch durch intratentakuläre Teilung vergrößert werden. Diese Art der Vermehrung ist bisher nur bei den Anthozoen und Hydrozoen bekannt und noch nicht für die bekannten Cubozoenpolypen beschrieben. Die Befunde dieser Arbeit ergaben, daß es diese Teilungen bei T. cystophora und C. marsupialis nicht gibt. 74

80 4.2. Vergleich der Metamorphosen und Restbildung der drei untersuchten Cubozoenarten: T. cystophora: Die Metamorphose von T. cystophora verläuft genau nach dem von WERNER (1975, 1983, et al., 1971) beschriebenen und von LASKA-MEHNERT (1985) ergänzten Schema. Die Metamorphose des Polypen in die Meduse ist vollständig - es wird kein regenerierbarer Rest zurückgelassen (s. Anhang: Metamorphose von T. cystophora) C. marsupialis: Die beobachteten makroskopischen Phasen der restlose Metamorphose von C. marsupialis stimmen größtenteils mit den detaillierten Beschreibungen von STANGL(1997) überein, allerdings beschreibt sie die Entstehung von vier Medusententakelansätzen, von denen meist nur zwei während der Metamorphose zu Medusententakeln auswachsen. Die beiden anderen wachsen erst bei der fertigen Jungmeduse aus. In den für diese Arbeit beobachteten Metamorphosen, wurden lediglich zwei Medusententakelansätze und nie mehr pro metamorphosierendem Tier gefunden. Auch WERNER (1983) beschreibt, daß bei C. marsupialis während der Metamorphose nur zwei Medusententakel angelegt werden. Die Metamorphose von C. marsupialis unterscheidet sich deutlich von der T. cystophoras. Der Metamorphose von C. marsupialis geht eine längenwachstumsbedingte Streckung des Körpers, besonders des Stielbereichs, voraus. T. cystophora zeigt dieses Längenwachstum nicht. Der Metamorphose geht eher eine Abflachung des Körpers voraus (WERNER, 1975). Der Abflachung folgt eine Furchung vor allem der Oberfläche des Körpers, die den Polypen in vier Quadranten teilt. Die Furchung entsteht durch Auffaltung des polypoiden Entoderms (WERNER, 1983) und findet bei der Metamorphose von C. marsupialis nicht statt. Der transfomierende Polyp von C. marsupialis stülpt zu Anfang der Metamorphose sein Hypostom ballonartig nach außen, während das Hypostom von T. cystophora bis zum Erscheinen der vertikal einsinkenden Ringfurche in den Körper eingezogen ist. Bei beiden Arten werden die Basen der Tentakel am Rand des Hypostoms an vier 75

81 Ecken zusammen gefaßt, zu Rhopalien transformiert und der distale Teil der Tentakel resorbiert. Während bei T. cystophora vier Medusententakelansätze zwischen den Rhopalienanlagen entstehen, werden bei C. marsupialis nur zwei Ansätze für Primärmedusententakel angelegt. Bei beiden Arten markiert eine oberflächliche Horizontalfurche den Übergang des differenzierten medusoiden Gewebes in undifferenziertes Polypengewebe. Die restlose Metamorphose beansprucht bei C. marsupialis 14 Tage und ist damit eine Woche länger als die von T. cystophora. Die Restbildung bei Cubozoen wurde bisher von allen Autoren (WERNER, 1975, 1983, et al., 1971, ARNESON & CUTRESS, 1976, STUDEBAKER & CUTRESS, 1973, YAMAGUCHI & HARTWICK, 1980, LASKA-MEHNERT, 1985, STANGL, 1997), die sich mit den Lebenscyclen der Cubozoen beschäftigten, verneint. Nach den vorliegenden Ergebnissen müssen diese Erkenntnisse nun relativiert werden, da zumindest eine Art, nämlich C. marsupialis, Restbildung bei der Metamorphose betreibt. Fast die Hälfte der untersuchten Metamorphosepolypen von C. marsupialis hinterließen regenerierbare Reste (s. Anhang: Restbildung bei C. marsupialis). Die mögliche, daraus resultierende phylogenetische Bedeutung wird weiter unten diskutiert Spec. indet: Die Metamorphose von spec. indet. weist vom Erscheinungsbild sowohl Merkmale von C. marsupialis als auch von T. cystophora auf. Die Metamorphose von spec. indet. beginnt mit der selben Abflachung und Furchung des Hypostoms, die auch bei T. cystophora zu beobachten sind, wobei die Furchung bei T. cystophora den gesamten Körper einbezieht. Die anschließende Streckung des Stielbereichs bei spec. indet. gehört, genau wie das ballonartige Ausstülpen des Hypostoms, auch in das Metamorphoseschema von C. marsupialis. Zwischen den entstehenden Rhopalien bilden sich vier Medusenprimärtentakel, was wieder dem Schema von T. cystophora entspricht. T. cystophora gibt gleich zu Anfang der Metamorphose ihre Radiärsymmetrie auf, während C. marsupialis die kreisrunde Form des Rumpfes sichtbar erst in der Endphase der Metamorphose verliert. Der Rumpf von Spec. indet. nimmt schon nach Bildung der Rhopalien eine sichtbare tetraradiale Symmetrie an. 76

82 Die Metamorphose dauert sowohl bei spec. indet. als auch bei T. cystophora etwa eine Woche. Eine Restbildung wurde nicht beobachtet, kann aber noch nicht ausgeschlossen werden, da die Metamorphose während des Beobachtungszeitraums nur einmal stattfand. Einige metamorphosierende Polypen wiesen Merkmale auf, die auch bei restbildenden Polypen von C. marsupialis auftraten (großes Längenwachstum des Rumpfes mit opaquem Stiel). Die Metamorphose von spec. indet. ähnelt sehr den Metamorphosen von C. alata (ARNESON & CUTRESS, 1976) und Ch. fleckeri. Auch bei C. alata wird schon nach der Rhopalienbildung die Tetraradiärsymmetrie deutlich sichtbar und es werden genau wie bei Ch. Fleckeri vier Medusenprimärtentakel gebildet. Bei beiden Arten wird aber das vorausgehende Längenwachstum, das sowohl bei C. marsupialis als auch bei spec. indet zu beobachten ist, nicht erwähnt Vergleich der Jungmedusen der untersuchten Arten: T. cystophora: Die Morphologie der beobachteten Jungmedusen entsprach den Beschreibungen WERNERS (1975). Im Cnidom der Nesselwarzen der Jungmedusen erwähnt WERNER noch den basitrichen Typ der Isorhizen, der in den hier untersuchten Medusen nicht gefunden wurde. WERNER schreibt aber auch, daß die basitrichen Isorhizen bei älteren Medusen nur noch vereinzelt zu finden sind, so daß das Fehlen dieser Nematozystenform mit dem Alter der Medusen zusammenhängen könnte C. marsupialis: Die Morphologie der untersuchten Jungmedusen von C. marsupialis sind weitgehend mit den Beobachtungen von STANGL (1997) identisch. Die Schirmdurchmesserangaben von STANGL weichen zwar von den hier vorliegenden Ergebnissen ab, die Größe einer frisch abgelösten Meduse ist aber immer abhängig vom Ernährungszustand und Alter des ehemaligen Polypen und ist somit relativ. STANGL erwähnt keine atrichen Isorhizen in den Tentakeln der Jungmedusen, welche auch in den Tentakeln der hier untersuchten Tiere nicht gefunden wurden aber von 77

83 AVIAN et al. (1997) beschrieben wurden. AVIANS et al. Angaben über die Nematozysten in den Schirmnesselwarzen (Zitat: euryteles > holotrichs > atrichs [uncommon] ) weichen stark von den für diese Arbeit gemachten Beobachtungen und denen von STANGL (1997) ab, da die Nesselwarzen von atrichen Isorhizen umgebene holotriche Isorhizen enthielten und keinerlei Eurytelen gefunden wurden. Die Abweichung der Ergebnisse könnte am Alter der untersuchten Medusen liegen, da Avian im Gegensatz zu STANGL und mir nur ausgewachsene Medusen untersuchte. HEEGER (1994) gibt nur zwei Nematozystentypen (holotriche Isorhizen, heterotriche mikrobasische Eurytelen) in der ausgewachsenen Meduse von C. marsupialis an. Vergleicht man die Jungmedusen von C. marsupialis und T. cystophora miteinander, fällt auf, daß sich die beiden frisch abgelösten Medusen nicht wesentlich in der Größe unterscheiden, obwohl das bei den Polypen der beiden Arten der Fall ist. Der Schirm von C. marsupialis ist pyramidal und der von T. cystophora würfelig geformt. Auf beiden Schirmen liegen beidseitig der Interradialfurchen Nesselwarzenstreifen, die charakteristische Muster bilden. Die Primärtentakelzahl der beiden Arten ist zwar unterschiedlich, die perlenkettenartige Struktur aber sehr ähnlich. Die Länge des Manubriums ist trotz gleichen Schirmhöhen unterschiedlich, was sich mit den verschiedenen Freßverhalten erklären läßt. C. marsupialis ist offensichtlich im frühen Medusenstadium ein Detritusfresser. Die Futterpartikel werden direkt von den cilienreichen, durch das kurze Manubrium ausgestreckten Gastralfilamenten in den Magen eingestrudelt. T. cystophora fängt die lebende Beute mit den Tentakeln und schiebt sie sich mit diesen direkt in das relativ lange Manubrium. Das Cnidom der Jungmedusen von C. marsupialis und T. cystophora ist sehr ähnlich, es fehlen T. cystophora nur die atrichen Isorhizen in den Nesselwarzen Spec. indet.: Die Jungmeduse von spec. indet. ist im Vergleich zu den frischabgelösten Medusen von C. marsupialis und T. cystophora nur etwa halb so groß. Ihre Schirmform gleicht eher der von C. marsupialis als der von Tripedalia. Die Nesselwarzen von spec. indet. sind sehr klein und in Reihen über den ganzen Schirm verteilt, während die Nesselwarzen der beiden anderen Arten nur beidseitig der Interadialfurchen angelegt sind. 78

84 Die Tentakelzahl beträgt wie bei T. cystophora vier, die Struktur der Tentakel ist aber nicht perlenkettenartig, wie bei den beiden anderen Arten, sondern mehr oder weniger glatt. Die Cniden von spec. indet unterscheiden sich in ihrer Verteilung sehr von der Cnidenverteilung in T. cystophora und C. marsupialis. In den Nesselwarzen der beiden Carybdeiden herrschen Isorhizen vor, während in den Nesselwarzen von spec. indet. Isorhizen nur vereinzelt vorkommen und vor allem Eurytelen zu finden sind. In den Tentakeln von spec. indet. befinden sich drei Cnidentypen, während in den Tentakeln der beiden anderen Arten nur Eurytelen gefunden wurden. Mit C. marsupialis hat spec. indet. noch die bereits vorhandenen Gastralfilamente und das kurze Manubrium gemein. Ob das ein Hinweis auf die Nahrungsökologie ist, bleibt zu überprüfen. Beim Vergleich der Polypen- und Kriechpolypenmorphologie, waren große Ähnlichkeiten zwischen C. marsupialis und spec. indet. zu erkennen, während T. cystophora auch im Vergleich mit anderen Arten eine Ausnahme darstellte. Im Vergleich der Metamorphosen hielten sich die Gemeinsamkeiten zwischen den Arten die Waage, wobei zwischen T. cystophora und C. marsupialis die wenigsten Gemeinsamkeiten gefunden werden konnten. Bei den Jungmedusen haben die beiden eben genannten Arten mehr übereinstimmende Merkmale gemein als spec. indet. mit einer der beiden Arten. Es fällt auf, daß die Tentakelcniden der Polypen aller drei Arten nicht im Cnidom der Medusen gefunden werden. Dies ist offensichtlich auch bei allen anderen Cubozoenarten, bei denen die Polypen beschrieben wurden so (ARNESON & CUTRESS, 1976, YAMAGUCHI & HARTWICK, 1980, HARTWICK, 1991). Stenotelen und schlanke heterotriche mikrobasische Eurytelen scheinen der Polypengeneration vorbehalten zu sein. 79

85 4.4. Temperatur-Licht-Versuche: T. cystophora: Die Ergebnisse der Temperatur-Versuche entsprechen den Erwartungen, da das Vorkommen von T. cystophora auf die vor allem tropischen Gebiete wie Jamaica und Puerto Rico (WERNER 1975), Nord Australien und Indonesien (CLELAND & SOUTHCOTT. 1996) und ein subtropisches Gebiet wie Süd-Japan (UCHIDA 1970) beschränkt ist(s. Anhang: Verbreitung der Cubozoa). In diesen Zonen fällt auch im Winter die Temperatur nie unter 18 C (s. Anhang: Weltemperaturkarten). Da in diesen Gebieten die Sonneneinstrahlung sehr stark ist, erscheint es zunächst etwas ungewöhnlich, daß die Polypen von Tripedalia so empfindlich auf direktes Sonnenlicht reagieren. WERNER beschrieb 1971, daß die Planulae von T. cystophora dunkle Anheftugsstellen bevorzugten, und1975, daß in Puerto Rico und Jamaica die Biotope, in denen die Medusen von Tripedalia anzutreffen waren, stets Mangroven- Inseln waren, wo sich die Medusen vorzugsweise im Halbschatten aufhielten. Er äußerte ebenfalls die Vermutung, daß die Polypen wohl an den Stelzwurzeln der Mangroven im flachen Wasser (gehäuftes Vorkommen der Jungmedusen) leben. Da sich die Stelzwurzeln auch im Schatten befinden, könnte das erklären, warum die Polypen mit keinem bis indirektem Licht zurechtkommen, aber direkte Sonneneinstrahlung nicht vertragen und mit Encystierung reagieren. Die Zysten von T. cystophora sind durch den Peridermbecher fest mit dem Substrat verbunden und lassen sich nur mit einigem Aufwand vom Substrat lösen. Dies würde ebenfalls für den Lebensraum Mangrovenstelzwurzel sprechen. Die äußeren Bedingungen, vor allem die Salinität, schwanken häufiger in einem Mangrovenwald, die indirekte Lichteinstrahlung bleibt aber mehr oder weniger konstant. Eine verdriftbare Zyste würde da eher Nachteile bringen, da die Wahrscheinlichkeit, aus dem Schatten in die Sonne geschwemmt zu werden, sehr hoch ist C. marsupialis: Die Meduse von C. marsupialis ist ein Flachwasserbewohner (HEEGER 1994). Sie ist im Mittelmeer und im Pazifik in der philippinischen See (HEEGER 1994), in der Karibik und an der Westküste von Afrika (WILLIAMSON 1996) verbreitet (s. Anhang: Verbreitung der Cubozoen). Die Temperaturen in diesen Gebieten reichen von C im Winter im 80

86 Mittelmeer bis zu 30 C im Sommer in der Karibik (s. Anhang: Welttemperaturkarten). C. marsupialis hat demnach eine sehr breite Temperaturtoleranz. Dies wurde auch durch die Temperaturversuche bestätigt, wo sich die Polypen von C. marsupialis erst unterhalb von 10 C enzystierten und ab C mit der Metamorphose begannen. C. marsupialis hat eine größere Toleranz gegenüber Lichtintensitäten als T. cystophora, da sich bei hellen Standorten 1.) in den Polypen Zooxanthellen entwickeln, sich die Polypen 2.) mit lichtaktiven Pigmenten schützen und 3.) bei direkter Sonneneinstrahlung die Enzystierung der Polypen ca. zwei Wochen später erfolgte als bei T. cystophora. Dunkle Standorte, sogar Standorte mit vollkommenen Lichtausschluß beeinträchtigen die Lebensweise der Polypen von C. marsupialis genauso wenig wie die von T. cystophora. Auch die Polypen von Chironex fleckeri bevorzugen nach HARTWICK (1991) dunkle Habitate, wie z.b. Steinunterseiten, wurden aber auch vereinzelt auf der Oberseite von lebenden Muscheln oder auf freien Flächen gefunden. Die verdriftbare Zyste zeigt, daß der Standort der Polypen von C. marsupialis nicht so entscheidend ist wie bei T. cystophora. Die Medusen von C. marsupialis kommen mit Licht besser zurecht, als die von T. cystophora. Ihre Medusen wurden im offenen Wasser und sogar zweimal auf dem offenen Meer in der Sargasso-See angetroffen (HEEGER 1994). Allerdings beschreibt WERNER(1994), daß sich die Medusen von C. marsupialis in der Morgen- und Abenddämmerung an der Wasseroberfläche aufhalten, sich aber bei vollem Tageslicht und bei völliger Dunkelheit zu Boden absinken läßt, was der Tagesrhythmik der Beutetiere (Zooplankton) entsprechen könnte Spec. indet: Die Polypen von spec. indet. liegen in ihrer Temperaturtoleranzspanne zwischen den Polypen von C. marsupialis und T.cystophora. Die Verbreitung könnte ähnlich wie die von C. marsupialis sein, da spec. indet. auch mit kühleren Standorten zurecht kommt und winterlichen Kälteeinbrüchen durch dreimonatige Enzystierfähigkeit überdauern könnte. Die starke Zooxanthellenentwicklung, die entstehende Körperpigmentierung und die hohe Aktivität der Polypen bei direkter Sonneneinstrahlung lassen auf ein sonnenexponiertes natürliches Habitat schließen, daß auch durch Tiden ausgezeichnet sein könnte, da die Zysten mehrere Stunden Trockenfall überleben. 81

87 Die Verankerung der Zysten kann durch äußere Einwirkungen oder von selbst gelöst werden. Die Anheftung durch die Schleimfäden wird von der Zyste auf dem nächsten verankerungsfähigen Substrat wieder aktiviert. Dies stellt die Zyste von spec. indet. in ihren Möglichkeiten zwischen die permanent verankerte Zyste von T. cystophora und die frei verdiftungsfähigen Zyste von C. marsupialis. Sie ist also in der Lage, den ungünstigen Lebensbedingungen nach Bedarf durch Verdiftung aus zu weichen. Die Metamorphose von spec. indet. ist nicht durch Wärme gezielt auslösbar und scheint licht- und/oder jahreszeitabhängig zu sein. Die einzige Metamorphose, die beobachtet wurde fand in der Sommerzeit der Nordhalbkugel statt. Ein Polyp von Nausithoe hagenbecki, der auf den selben Lebenden Steinen von spec. indet. gefunden wurde, folgt in seinem Lebenszyklus dem selben jahreszeitlichen Rhythmus (JARMS 2001). Die Philippinen wurden als eventueller Fundort der Lebenden Steine vom Personal des Hagenbecker Aquariums angegeben. Diese Angaben sind eher unwahrscheinlich, da in den Breiten der Philippinen kein jahreszeitlicher Klimawechsel stattfindet und die Temperaturen meist über dem Maximum der Toleranz der Polypen liegt. In Südostasien käme Japan als Verbreitungsgebiet in Frage, da es auf der Nordhalbkugel liegt, es einen jahreszeitlichen Temperaturwechsel gibt und die Temperaturen im Sommer nicht die Toleranz überschreiten. Global gesehen wären noch das Mittelmeer, die Westküste Nordafrikas und die Ostküste der USA zwischen Pennsylvania und North Carolina möglich. 82

88 4.5. Die Metamorphose der Cubozoa und die Restbildung von C. marsupialis im Vergleich mit der Medusenbildung der Hydrozoa und der Strobilation der Scyphozoa: Nach WERNER (1994) ist die Medusenbildung der Hydrozoa ein meist lateraler Knospungsvorgang am Hydranten des Polypen, der aus aktiver Vermehrung der I-Zellen hervor geht. Die junge Medusenanlage ist durch einen kleinen Verbindungssteg mit dem Mutterpolypen verbunden. Die einsetzenden Differenzierungsvorgänge in der birnenförmigen Medusenknospe beeinflussen das Dasein des Mutterpolypen nicht. Zuerst bilden sich entodermale Gastraltaschen. Dann senkt sich zwischen den Gastraltaschen ein ectodermaler, hohler Glockenkern in den Knospenkörper ein. Da Manubrium wird durch Einstülpen des Ectoderms in den basalen Teil des holen Glockenkerns gebildet. Die Verbindung des Glockenkernhohlraums zur Außenwelt wird durch das Durchbrechen der distalen Ectodermplatte erreicht. Aus den distalen Zipfeln der Gastraltaschen und dem umgebenden Ectoderm wachsen die Primärmedusententakel aus. Für die Hydromedusenknospe wird völlig neues Gewebe produziert und der Mutterpolyp wird in die weiteren Organbildungsprozesse nicht mit einbezogen. Anders bei der Metamorphose der Cubozoa, wo bereits vorhandenes Gewebe transformiert (z.b. Palisaden- zu Plattenepithelien) wird und Organe des Polypen umgewandelt werden (z.b. Tentakelbasen zu Rhopalien). Einige Organe des ehemaligen Polypen behalten auch nach der Transformation ihre alte Funktion (z.b. Hypostom/Manubrium). Der Polyp wird ganz oder bis auf einen Rest in die Meduse umgewandelt. Die Medusenbildung der Hydrozoen unterscheidet sich also erheblich von der Metamorphose der Cubozoen. AX (1995) schreibt, daß die Umwandlung des pelagischen Hydrozoenpolypen Eirene hexanemalis vergleichbar der vollständigen Metamorphose des Cubopolypen in die Meduse ist. Der Polyp von Eirene hexanemalis wird während der Medusenbildung vollständig verbraucht. Es handelt sich aber auch bei dieser Medusenbildung um eine Knospung, die aus dem Fuß hervorgeht. Sämtliche Organe der Meduse werden wie oben beschrieben neu gebildet und der distale Bereich des Polypen wird resorbiert. Die Metamorphose der Cubozoen beginnt immer am distalen Ende des Polypen und breitet sich in basaler Richtung aus. 83

89 Das von Ax angeführte Beispiel ist also keineswegs mit der Cubozoenmetamorphose vergleichbar. Die Umwandlungsprozesse der Strobilation der Scyphozoa starten, wie die Metamorphoseprozesse der Cubozoen, am distalen Ende der Polypen und breiten sich in Richtung des basalen Endes aus (CALDER, 1982, KROIHER ET AL., 2000). CALDER (1982) beschreibt eine Verlängerung der Calyx, also des Rumpfes, im frühen Stadium der Strobila bei Stomolophus meleagris, die auch bei der frühen Metamorphose von C. marsupialis und spec. indet. beobachtet wurde. Bei der monodisken Strobilation der Rhizostomae und Semeostomae wird das Peristom und das Hypostom des Polypen zur Subumbrella und zum Mundrohr der Ephyra, die Seitenflächen unterhalb des Tentakelkranzes des Polypen werden zur Exumbrella der zukünftigen Meduse (WERNER, 1994, ARAI, 1996, KROIHER ET AL., 2000). Auch bei den Cubozoen wird das Mundfeld und das Hypostom des Polypen während der Metamorphose zur Subumbrella und Manubrium der Meduse. Die Seitenflächen des Polypen werden zur Subumbrella der Meduse. Der Gastralraum der Rhizostomaenpolypen geht in den der zukünftigen Meduse über (WERNER, 1994), genau wie das bei der Umwandlung der Cubozoenpolypen der Fall ist. Sowohl bei den strobilierenden Scyphopolypen als auch bei den metamorphosierenden Cubopolypen, wird der sich in Metamorphose befindliche distale Teil, durch eine Ringfurche und einsetzende Pigmentierung, von dem basalen Teil abgegrenzt (HOFMANN ET AL.,1978, LASKA-MEHNERT, 1985). Die Basis der perradialen Tentakel der Scyphopolypen werden während der Strobilation zu 8 Sinneskolben, Rhopalien, umgebaut. Der distale Teil der Tentakel und eventuell vorhandene interradiale Tentakel werden resorbiert (CALDER, 1973, 1982, HOFMANN ET AL., 1978, WERNER, 1994, ARAI, 1996). Nach einem ähnlichen, etwas abgewandelten Schema läuft die Bildung der Rhopalien der Cubozoen ab, nur daß hier alle Tentakelbasen an der Bildung von 4 Rhopalien beteiligt sind. Die Rhopalien bleiben nicht wie bei den Scyphozoen Randsinnesorgane, sondern werden im Laufe der weiteren Entwicklung auf die äußeren Seiten der Exumbrella verlegt. Bei den Scyphopolypen bleibt nach der Strobilation ein kleiner Rest zurück, der zu einem Polypen auswächst, der meist kleiner ist als der Ursprungspolyp (KROIHER ET AL., 2000). Die Metamorphose von C. marsupialis schien LASKA-MEHNERT (1985) vergleichbar mit der monodisken Strobilation von Cassiopea andromeda, nur daß nach ihren 84

90 Beobachtungen Cassiopea andromeda einen regenerierbaren Stielrest zurückläßt und C. marsupialis nicht. In der hier vorliegenden Arbeit wurde die Restbildung bei der Metamorphose des Polypen von C. marsupialis, trotz gegenteiliger Berichte bereits zitierter Autoren, beobachtet. Es blieb bei 45% der untersuchten Metamorphosepolypen ein regenerierbarer Rest zurück, der zu einem kleinen Polypen auswuchs. Die Metamorphose der Cubozoen könnte demnach eine abgeleitete monodiske Strobilation sein, wie das auch der Fall bei den Stauromedusen ist (WERNER, 1994). Die restbildende Metamorphose von C. marsupialis wäre dann eine Art missing link zwischen der stielrestbildenden Strobilation der Scyphozoen und der restlosen Metamorphose der übrigen Cubozoen Die Verwandtschaft der drei untersuchten Cubozoenarten zueinander: Die Wahrscheinlichkeit, daß die Restbildung in der Metamorphose der Cubozoen homolog zu der Strobilation der Scyphozoen ist, ist nach obiger Ausführung sehr groß. Wenn man dann davon ausgeht, daß die restbildende Metamorphose von C. marsupialis ein plesiomorphes Merkmal ist, ist das Merkmal der restlosen Metamorphose von T. cystophora und anderer Cubozoen ein Symapomorphes Merkmal. Der Habitus des Polypen von C. marsupialis umfaßt einen schlauchförmigen Körper mit zwei Epithelien und dazwischen liegender Mesogloea, massive, entodermgefüllte Tentakel und einen ungeteilten, septenlosen Gastralraum. In den Tentakeln befindet sich eine solitäre Stenotele. Der Polyp von T. cystophora gleicht diesem Habitustyp, bis auf die Tentakelcniden. Die Cniden in den Tentakeln von T. cystophora sind heterotriche mikrobasische Eurytelen, die auch anfangs in den Tentakeln der Primärpolypen von C. alata (ARNESON & CUTRESS, 1976)und C. sivickisi (HARTWICK, 1991, Fig. 5B) zu finden sind, und später gegen solitäre Stenotelen ausgetauscht werden. Es ist also nicht sicher ob die Stenotele in der Tentakelspitze der ausgewachsenen Polypen plesiomorph ist. Daher werden die Tentakelcniden nicht weiter in die Verwandtschaftsbetrachtung mit einbezogen. 85

91 Der Habitus des Polypen von spec. indet. entspricht bis auf den horizontal zweigeteilten Gastralraum auch dem oben aufgeführten Habitusbild. C. marsupialis und T. cystophora haben beide einen horizontal ungeteilten Gastralraum. Nach WERNER (1993)sind die Gastralräume der anderen Cnidariaklassen entweder einheitlich ungeteilt (Hydrozoa) oder durch Septen vertikal unterteilt (Anthozoa, Scyphozoa). Bei keiner Klasse wird eine unterhalb des Hypostoms eingezogene Verschlußlamelle, die den Gastralraum horizotal unterteilt, beschrieben. Der horizontal ungeteilte Gastralraum der Cubozoen ist daher als ursprüngliches Merkmal und die zusätzliche Verschlußblende als Apomorphie anzusehen. Bei den Jungmedusen werde ich die Tentakel als zu vergleichendes Merkmal herausgreifen. Bei C. marsupialis bilden sich bei der Metamorphose nur zwei Tetakel, die später durch zwei zusätzliche Tentakel zu vier ergänzt werden. Die Jungmedusen von T. cystophora und spec. indet. bilden wie auch die Jungmedusen von C. alata und Ch. fleckeri schon in der Metamorphose vier Primärtentakel aus, die je nach Art später auch die Tentakel der ausgewachsenen Meduse bilden (C. alata, ARNESON & CUTRESS,1976),durch weitere Tentakel (T. cystophora, WERNER, 1975) ergänzt werden oder sich in viele Tentakel aufspalten (Ch. fleckeri, YAMAGUCHI & HARTWICK, 1980). Vier Tentakel bei Jungmedusen scheinen ein Grundschema der Cubozoen zu sein, daß sowohl bei Carybdeiden als auch bei Chirodropiden vertreten ist. Nun ist die Frage, ob die anfänglichen zwei Tentakel bei C. marsupialis ein plesiomorphes oder ein apomorphes Merkmal sind. Es ist eher unwahrscheinlich, daß bei C. marsupialis erst zwei von vier Tentakeln während der Metamorphose evolutiv verloren gingen, und dann später wieder in der Wachstumsphase der Jungmeduse evolutiv hinzugefügt wurden. Wahrscheinlicher ist, daß die zwei während der Wachstumsphase bei C. marsupialis hinzugefügten Tentakel, während der evolutiven Weiterentwicklung der darauf folgenden Arten, in der Metamorphose manifestiert wurden. Die Tentakel der Jungmedusen von C. marsupialis und T. cystophora sind perlenkettenartig durch Nesselbatterieringe strukturiert. Die Struktur der Tentakel der Jungmeduse von spec. indet. erscheint glatt, da die sie umgebenden Nesselbatterienringe nahezu lückenlos aneinander gefügt sind. Die Effektivität eines Tentakels mit lückenlos aneinander gefügten Nesselbatterien (als Abwehrwaffe oder Jagdinstrument) ist größer, als ein Tentakel der Aussparungen zwischen seinen Nesselringen hat. Es ist also wahrscheinlicher, daß das Abwehrsystem der Cubomedusen von der Evolution verbessert wurde, als daß es 86

92 abgerüstet wurde. Demnach ist die glatte Tentakelstruktur von spec. indet. ein apomorphes Merkmal, während die perlenkettige Struktur der Tentakel von C. marsupialis und T. cystophora plesiomorph ist. Nach diesem Schema ist C. marsupialis mit der restbildenden Metamorphose, dem horizontal ungeteiten Gastralraum und den zwei perlenkettenartigen Primärtentakeln der Jungmeduse die basalste der drei untersuchten Cubozoenarten. Höher als C. marsupialis in der evolutiven Entwicklung steht T. cystophora, die zwar den horizontal ungeteilten Gastralraum des Polypen und die perlenkettenartige Struktur der Medusententakel mit C. marsupialis gemeinsam hat, aber in der Metamorphose vier Medusenprimärtentakel bildet. Die abgeleiteste und damit evolutiv am weitesten entwickelte Art der drei untersuchten Cubozoen ist spec. indet.. Sie besitzt neben den vier Medusenprimärtentakeln (ein mit T. cystophora gemeinsames Merkmal) und deren glatter Struktur noch die horizontale Zweiteilung des Gastralraums, die bisher in keiner der Cnidariaklassen beschrieben wurde. Die Analyse der 16s rdna-stränge der drei Arten ließ folgende Schlüsse zu: Mit 25% homologen und 23% identischen Übereinstimmungen in den Basenpaarabfolgen steht C. marsupialis der Scyphozoe Aurelia aurita verwandtschaftlich näher als das T. cystophora (20% homolog, 17% identisch) und spec. indet. (22% homolog, 19% identisch) tun. C. marsupialis und T. cystophora haben 100% homologe und 82% identische Basenpaare gemeinsam, sie sind also sehr nah miteinander verwandt. Spec. indet. hat mehr Gemeinsamkeiten in der Basenabfolge mit T. cystophra (60% homolog, 51% identisch) als mit C. marsupialis (46% homolog, 41% identisch), und ist somit näher mit T. cystophora als mit C. marsupialis verwandt. Die Analyse der 16s rdna-stränge der drei Arten bestätigt also die aus den morphologischen Merkmalen gezogenen Schlüsse über die Verwandtschaftverhältnisse der drei Arten zueinander. Allerdings fällt auf, daß es bei der Verwandtschaft der drei Cubozoen mit der Scyphozoe Aurelia aurita einige Ungereimtheiten gibt. Die Verwandtschaftsgrade müßten eigentlich so gestaffelt sein, daß spec. indet. die geringsten Ähnlichkeiten aufweisen müßte, und T. cystophora ein nahezu identisches Verwandtschaftsverhältnis zu Aurelia aurita haben müßte wie C. marsupialis. T. cystophora weist aber den kleinsten Übereinstimmungsgrad (20% homolog, 17% identisch) auf. Insgesamt sind die Werte der homologen und identischen DNA-Strangabschnitte der drei Arten zu A. aurita so ähnlich, daß die Unterschiede eigentlich nicht interpretierbar sind. Das liegt an der 87

93 Methode, die nur einen sehr kleinen Teil des eigentlichen Genoms zur Analyse erfaßt. Dieser kleine Teil umfaßt nur einige hundert Basenpaare, während das ganze Genom im Megabasenpaarbereich liegt (LOTTSPEICH & ZORBAS, 1998). Diese Methode der phylogenetischen Datenerfassung ist in der Lage Richtungstrends auf zu zeigen, aber echte Verwandtschaften, die klassenübergreifend sind, werden erst mit der Entschlüsselung der gesamten Genome möglich sein Identifizierung von spec. indet: Die Identität von spec. indet. konnte nicht ausreichend geklärt werden. Der Vergleich von spec. indet. mit bereits beschriebenen Cubozoenarten hat mit dem Ausschlußverfahren folgendes ergeben: Wie erfolgreich gezeigt werden konnte, ist spec. indet. weder T. cystophora noch C. marsupialis. Spec. indet. kann weder C. alata noch Ch. fleckeri sein, da bei beiden Arten die Zahl der Polypententakel erheblich abweicht. Die Polypen von C. alata haben im ausgewachsenen Zustand eine definierte Tentakelanzahl von 16 (ARNESON & CUTRESS, 1976) und die Polypen von Chironex fleckeri bilden mehr als 40 Tentakel (YAMAGUCHI & HARTWICK, 1976), während spec. indet. nur durchschnittlich 22 Tentakel bildet. Die Meduse von Carukia barnesi besitzt keine Gastralfilamente (SOUTHCOTT, 1966), die aber bei der Jungmeduse von spec. indet. vorhanden sind. Bis auf UCHIDA (1970) macht kein Autor, der sich nur mit Cubomedusen beschäftigt, Angaben über die Morphologie von gefundenen Jungmedusen der behandelten Arten. Die Angaben von UCHIDA (1970) über die Jungmedusen von C. sivickisi sind aber so vage, daß sie keine wirklichen Vergleichsmöglichkeiten bieten. Die geringe Größe der Meduse und die Fähigkeit des Polypen niedrige Temperaturen zu tolerieren, könnten ein Hinweis auf C. sivickisi sein. Die Meduse von C. sivickisi wurde sowohl in Australien (HARTWICK, 1991), in Japan (UCHIDA, 1970) als auch in Neuseeland (HOVERD, 1985) gefunden. Die Angaben über die Temperaturtoleranz der Meduse sind sehr unterschiedlich. HARTWICK gibt an, die Medusen erfolgreich bei 24,8 C gehältert zu haben. Dagegen schreibt HOVERD, daß die Medusen von C. sivickisi bei ihm in Neuseeland nur erfolgreich bei Temperaturen unter 19 C gehalten werden konnten, da sie sonst inaktiv wurden. 88

94 Aber ob es sich bei spec. indet. wirklich um eine nördliche Population C. sivickisi handelt, wird erst bei erfolgreicher Aufzucht der ausgewachsenen Meduse zu klären sein. Es kann nicht mal ausgeschlossen werden, daß es sich bei spec. indet. um eine Chirodropidae handelt, da auch die Jungmedusen der Chirodropiden anfangs nur einen solitären Tentakel pro Pedalium pro Schirmecke besitzen (HARTWICK, 1987). 89

95 V. Anhang: 5.1 Merkmalsvergleiche der untersuchten Arten: Die Merkmale der untersuchten Arten werden tabellarisch zum Vergleich zusammen gefaßt. Es werden nur Merkmale aufgeführt, die sich bei zwei oder allen drei Arten unterscheiden. Tab. 5: Merkmalsvergleich der Polypen der untersuchten Arten Cniden im Polypenkörper Lokalisation von Körpercniden Stenotelen; ovoide, heterotriche mikrobasische Eurytelen Stenotelen an Tentakelbasen, über Körperverteilt aber konzentriert um die Körpermitte; Eurytelen über Körper verteilt und konzentriert im Hypostom schlanke und ovoide heterotriche mikrobasische Eurytelen, Stenotelen Stenotelen über Körper verteilt; Eurytelen über Körper verteilt, aber konzentriert um die Körpermitte Stenotelen, ovoide heterotriche mikrobasische Eurytelen Stenotelen an Tentakelbasen, über Körperverteilt aber konzentriert um die Körpermitte; Eurytelen über Körper verteilt und konzentriert im Hypostom Art C. marsupialis T. cystophora spec. indet. Polypengröße 2,8 mm 1,0 mm 1,8 mm Peridermbech nein ja nein er Tentakelanzahl Cniden in Tentakelspitze 1 Stenotele pro Tentakel schlanke, heterotriche Eurytelen pro Tentakel 1 Stenotele pro Tentakel Gastralraum einfach einfach zweigeteilt Temperaturtoleranz C C C (Optimum: C) (Optimum: C) (Optimum: C) Körperpigmentierung bei Lichthaltung rotbraun; Hypostom und Tentakel; Körper kaum Zoo-xanthellen in Tentakeln und Hypostom keine keine oliv-braun; Körper und Tentakel; Hypostom kaum in Tentakeln und über den ganzen Körper verteilt Tab. 6: Merkmalsvergleiche der Dauerstadien der untersuchten Arten: 90

96 Art C. marsupialis T. cystophora spec. indet. Zystenform 1. Woche: abgekugelter Polyp mit transparenter Schleimhülle 2. Woche: 1. Woche: abgekugelter Polyp mit transparenter Schleimhülle 2. Woche: gleichförmige Kugel gleichförmige Kugel gleichförmige Kugel Zystenfarbe weiß bis rotbraun elfenbein bis rosé rosa bis kräftig fleischfarben Bodenhaftung keine durch Peridermbecher max. Dauer der Enzystierung durch Verankerungsfäden 21 Tage 14 Tage 90 Tage Tab. 7: Merkmalsvergleich der jungen Kriechpolypen der untersuchten Arten: Art C. marsupialis T. cystophora spec. indet. Kriechphasendauer 2-3 Tage 2-3 Tage 2-3 Tage; Temperaturen über 25 C verlängern die Kriechphase Kriechpolypengröße 2,o mm 0,6 mm 3,0 mm Tentakelanzahl 4-6; es werden während der Kriechphase keine neuen gebildet 2; es werden während der Kriechphase 2 weitere gebildet Tastertentakel Cniden in Tentakelspitze keine 20 schlanke mikrobasische Eurytelen keine Körpercniden Lokalisation von Körpercniden Lokomotion Stenotelen; wenige ovoide mikrobasische Eurytelen Tentakelbasen und hinteres Körperende Muskelwellen der Körpermitte schlanke und ovoide mikrobasische Eurytelen über den Körper verteilt Muskelwellen im Tastertentakel 5-7; es werden während der dreitägigen Kriechphase keine neuen gebildet Stenotelen; wenige ovoide mikrobasische Eurytelen Tentakelbasen und hinteres Körperende Muskelwellen der Körpermitte Tab. 8: Merkmalsvergleich der Metamorphose und der sie begleitenden Vorgänge in den Kulturen: 91

97 Art C. marsupialis T. cystophora spec. indet. Auslösende Faktoren Temperatur (26-28 C) Temperatur (26-28 C) konnte noch nicht ausreichend geklärt werden Kriechpolypenproduktion etwas erhöht etwas erhöht Massenproduktion (hunderte) Längenwachstum der ja nein ja Polypen Furchung des nein ja ja Hypostoms Ausstülpen des ja nein ja Hypostoms Anzahl der Medusenprimärtentakel Elypsoides Verformen des erhabenen Oberteils ja nein nein Restbildung ja (45% der Metamorphosepolypen) Tab. 9: Merkmalsvergleich der Jungmedusen: nein? (kann noch nicht ausgeschlossen werden) Art C. marsupialis T. cystophora spec. indet. Schirmgröße (Höhe x 1,20 mm x 1,00 mm 1,20 mm x 1,50 mm 0,70 mm x 0,50 mm untere Breite) Schirmform leicht pyramidal fallschirmartig, gestreckt pyramidal würfelförmig Nesselwarzen auf Schirm Nesselwarzen-cniden große, ovale (0,14 mm x 0,06 mm) beidseitig der Interradialfurche ovoide holotriche Isorhizen; kleine ovoide atriche Isorizen mittelgroße, runde (0,1mm; 0,08 mm; 0,06 mm) beidseitig der Interradialfurche ovoide holotriche Isorhizen kleine, runde (0,03-0,04 mm) über den ganzen Schirm verteilt ovoide heterotriche mikrobasische Eurytelen, runde holotriche Isorhizen Tentakelanzahl Tentakelstruktur pelenkettenartig mit orangen, runden und weißen, linsenförmigen Wülsten perlenkettenartig mit braunen, linsenförmigen Verdickungen glatt mit weiß/braunem Ringelmuster Tentakelcniden ovoide heterotriche mikrobasische Eurytelen zweier Größenklassen ovoide heterotriche mikrobasische Eurytelen zweier Größenklassen holotriche Isorhizen; atriche Isorhizen; vereinzelt ovoide heterotriche mikrobasische Eurytelen Gastralfilamente ja nein ja Manubriumlänge 1/3 Schirmhöhe ½ Schirmhöhe 1/3 Schirmhöhe 5.2. Histologische Schnitte: 92

98 Abb.35: Histologische Schnitte des hypostomalen Bereichs von spec. indet.: a) Histologischer Längsschnitt des Polypen spec. indet bei 10x20facher Vergrößerung. b) Histologischer Längsschnitt der linken Hypostomhälfte mit entodermaler Verschlußblende bei 10x40facher Vergößerung. Ec = Ectoderm; En = Entoderm; H = Hypostom; K = Knospe; TA = Tentakelansatz; VB = Verschlußblende; Z = Zooxanthellen; weißer Pfeil = Abzweigung der Körpermesoglöa in die Verschlußblende 93

99 Abb. 36: Histologische Schnitte vom Metamorphosepolypen von C. marsupialis: a) Histologischer Längsschnitt des sich in Metamorphose befindlichen Kopfes des Polypen von C. marsupialis in 10x20facher Vergrößerung; b) Histologischer Längsschnitt des Habitus eines Metamorphosepolypen von C. marsupialis in 10x5facher Vergrößerung c) Histologischer Längsschnitt des Fußes eines Metamorphosepolypen mit Restbildung C = Calyx; Ec = Ectoderm; En = Entoderm; F = Fuß; GF = Gastralfilament; M = Mesoglöa; ohf = oberflächliche Horizontalfurche; Pfeil markiert das Einsetzen des nach innen gerichteten Wachstums des Ectoderms 94

100 5.3. Metamorphose von T. cystophora: Abb. 37: Metamorphose des Polypen von T. cystophora: a)furchung des Körpers (Aufsicht) b)verschmelzung der Tentakelbasen, Resorbtion der distalen Tentakelteile, Bildung von Pigmentfeldern in Tentakelbasen, einsinken des Hypostoms c)bildung der Rhopalien und Medusententakel d)bildung des Velariums e) Seitenansicht mit oberflächlicher Horizontalfurche f)jungmeduse kurz vor der Ablösung D = Detritus; dt = distaler Tentakelteil; H = Hypostom; ilf = interadiale Längsfurche; MF = Metamorphosefurche; MT = Medusententakel; ohf = oberflächliche Horizontalfurche; PF = Pigmentfelder; Rh = Rhopalium; RSt = Reststiel; St = Stiel 95

101 5.4. Restbildung bei C. marsupialis: Abb. 38: Restbildung bei der Metamorphose von C. marsupialis: a) Spätes Metamorphosestadium mit Restbildung eines Polypen von C. marsupialis b) Frisch abgelöste Jungmeduse von C. marsupialis c) Zwei Tage alte Jungmeduse von C. marsupialis, der Zapfen wurde resorbiert d) Gestielter Rest nach Ablösung der Meduse, ectodermales Verbindungsstück wird resorbiert e) Ectodermales Verbindungsstück wurde vom Rest resorbiert, Köpfchenbildung f) Aus Rest regenerierter, kleiner Polyp D = Detritus; ev = ectoderm. Verbindung; JM = Jungmeduse; Kf = Kopf; M = Manubrium; P = Pedalium; R = Rest; Rh = Rhopalium; St = Stiel; T = Tentakel; Z = Zapfen 96

102 5.5. Zysten von spec. indet.: a) b) c) Abb.: Mit Schleimfäden verankerte Zysten von spec. indet.: c) Zyste mit Schleimfäden an der Wasseroberfläche verankert; b) Zyste mit Schleimfäden am Boden verankert; c) Vergrößerte Aufnahme der Zyste aus b); P = Polyp; PH = Peridermhülle; Z = Zyste; Pfeil weist auf Schleimverankerungsfäden 97

103 5.6. Verbreitung der Cubozoa: (erstellt nach den Angaben der zitierten Autoren) 98

104 5.7. Welttemperaturkarten: (nach Beckel, 1996) 99

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