Parasitosen. und Mykosen des Igels

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1 Parasitosen und Mykosen des Igels

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3 Parasitosen und Mykosen des Igels

4 Dora Lambert Hrsg. von Pro Igel e.v. und Arbeitskreis Igelschutz Berlin e.v.

5 Parasitosen und Mykosen des Igels Eine Bestimmungshilfe für koproskopische Untersuchungen mit zahlreichen Abbildungen 1. Auflage, überarbeitete Neuausgabe

6 Bibliografische Information der Deutschen Nationalbibliothek Die Deutsche Nationalbibliothek verzeichnet diese Publikation in der Deutschen Nationalbibliografie; detaillierte bibliografische Daten sind im Internet über abrufbar. Alle Rechte vorbehalten 1. Auflage, Überarbeitung der Erstausgabe des AKI Berlin e.v., Stand Februar 2018 Pro Igel e.v., Lindau/B. und Arbeitskreis Igelschutz Berlin e.v. Titelbild: Reinhard Tierfoto Hans und Nils Reinhard, Heiligkreuzsteinach Redaktion: Ulli Seewald, Münster/Westf. Satz: Pamela Kröhl, Niestetal; Ulli Seewald, Münster/Westf. Umschlaggestaltung: Pamela Kröhl, Niestetal Druck und Bindung: Häuser KG, Köln ISBN Mit Beilage: Kotuntersuchung am eigenen Mikroskop ISBN Zuschriften und Kritik an Pro Igel e.v., Aktuelle Informationen im Internet unter

7 Vorwort Dora Lambert, langjähriges Mitglied und Beirat bei Pro Igel e.v. für den Themenkomplex Igelparasiten, hat sich über viele Jahre darum verdient gemacht, die Identifikation von Igelparasiten und den Nachweis von Parasitenbefall beim Igel durch eine Bildersammlung für jedermann schlüssig und verständlich zu dokumentieren. Mit akribischer Sorgfalt hat sie das Bildmaterial zusammengetragen und immer wieder ergänzt und detailliert beschrieben. Parallel arbeitete sie sich in die wissenschaftliche Literatur ein und kontaktierte Parasitologen an Universitäten, um das Wissen über Parasitosen und Mykosen des Igels zu vertiefen und zu erweitern. Auch wissenschaftliche Aussagen und Publikationen hinterfragte und diskutierte sie aufgrund ihrer Praxiserfahrung auf die ihr eigene liebenswürdige Weise kritisch, stets sachlich, logisch durchdacht und ergebnisoffen, was ihr viel Anerkennung eintrug. Sie trug so zu neuen Erkenntnissen bei, stets das hilfsbedürftige Wildtier Igel und die richtige Igelhilfe im Blick. Zunächst war es ein Ordner mit Papierabzügen ihrer ausgezeichneten Fotos, die so manchen Igelpfleger voran brachten, der noch unerfahren mit dem Nachweis von Endoparasiten und deren Stadien war oder Ektoparasiten und unbekannte Teile im Igelkot bestimmen wollte. In mühevoller Handarbeit stellte Dora Lambert seit 1995 Jahr um Jahr Ordner um Ordner zusammen, die sie über ihren Heimatverein, den Arbeitskreis Igelschutz Berlin e.v., herausgab und verkaufte. Ab 2015 stellte die Fachfrau bei Bestellungen auf Ausdrucke von Scans um, weil das weniger zeitaufwändig war. Im Jahr 2017 bot sie ihre kompletten Unterlagen Pro Igel e.v. an, damit ihr Werk auch zukünftig der Nachwelt bzw. der Igelhilfe erhalten bliebe, wenn sie die Arbeit nicht mehr leisten könne. Der Vorstand von Pro Igel e.v. zögerte nicht, Frau Lambert Lebenswerk sofort in die Schriftenreihe IGELWISSEN kompakt aufzunehmen, als dessen fünften Band wir das bewährte Praxis-Handbuch mit dankenswerter Unterstützung durch den Arbeitskreis Igelschutz Berlin e.v. vorlegen. Wie vielen Igeln Dora Lambert durch ihr hohes Engagement geholfen hat, ist nicht zu schätzen, aber sie hat der Igelhilfe durch ihre exzellente Arbeit zweifellos einen unschätzbaren Dienst geleistet! Münster/Westf. im Februar 2018 Ulli Seewald (Vorsitzende Pro Igel e.v.)

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9 V Inhaltsverzeichnis Kapitel 1 Einleitung und Arbeitsweise 1.1 Einleitung Arbeitsweise Schnellmethode ohne Anreicherung Anreicherungsverfahren Flotationsverfahren Sedimentation Auswanderverfahren... 3 KAPITEL 2 Ektoparasiten 2.1 Flöhe (Archaeopsylla erinacei) Zecken (Ixodes sp.) Fliegenmaden Milben Nagemilben (Caparinia tripilis) Grabmilbe (Sarcoptes sp.) Haarbalgmilbe (Demodex erinacei ) Herbstgrasmilben (Neotrombicula autumnalis) KAPITEL 3 Endoparasiten 3.1 Lungenwurm (Crenosoma striatum) Haarwürmer (Capillaria spp.) Kokzidien (Isospora rastegaievae) Darmsaugwurm (Brachylaemus erinacei) Bandwurm (Hymenolepis erinacei) Kratzer Plagiorhynchus cylindraceus Nephridiorhynchus major Geißeltiere (Giardia sp.) Rollschwänze (Physaloptera clausa) Darmegel unbekannter Gattung

10 VI Inhaltsverzeichnis KAPITEL 4 Mykosen 4.1 Mykosen der Haut Trichophytie Igel mit Mischinfektion Hefedermatose Hauterkrankung, verursacht durch Hefen der Gattung Candida Scopulariopsis Mykosen des Verdauungstraktes Hefepilze der Gattung Trichosporon Hefepilze der Gattung Candida KAPITEL 5 Darmpassanten Ballaststoffe 5.1 Gregarinen Fadenalgen Regenwurmborsten Teile einer Feder Insektenteile Zwergfadenwurm Strongyloides sp Mehlwurmhaut Pflanzenteile Abschnitte von Haaren Futtermilben Pollenkörner (Blütenstaub) Pollenkörner im Igelkot gefunden Pollenkörner von Gräsern entnommen Harnkristalle Banane Avocado KAPITEL 6 Anhang 6.1 Parasitologische Begriffe Literaturverzeichnis Stichwortverzeichnis Danksagung...149

11 Einleitung Arbeitsweise 1 KAPITEL 1 Einleitung und Arbeitsweise 1.1 Einleitung Arbeitsweise Einleitung Zielsetzung dieser Arbeit ist, Anfängern koproskopischer Untersuchungen ein Hilfsmittel in die Hand zu geben, das das Erkennen von Parasiten und Mykosen des Igels erleichtert. Bei der Vorbereitung der Präparate für die Mikroskopie wurde absichtlich auf die aufwendigen klassischen (für exakte Arbeiten sicherlich unerlässlichen) Methoden verzichtet, um mit möglichst einfachen Mitteln und schnell ausreichende Ergebnisse zu erhalten. I.) Nachweis der Endoparasiten: Es wurde teilweise mit Nativpräparaten gearbeitet (geleeartige, durchfallähnliche Kotanteile bevorzugt verwenden), überwiegend jedoch wurde aus Kotprobe und wenig Leitungswasser eine nicht zu dünnflüssige Suspension hergestellt und unter Berücksichtigung der Eigenschaften der zu bestimmenden Objekte die Probe zum Mikroskopieren entnommen. Dabei ist zu beachten, dass: 1. die Larven des Lungenwurms zum Auswandern neigen und sich überwiegend im Flüssigkeitsanteil befinden, 2. die Darmsaugwurm-Eier und teilweise auch die Haarwurm-Eier sich am Boden absetzen, weil sie spezifisch schwerer als Wasser sind, 3. die Kokzidien-Oozysten, die spezifisch leichter als die Parasiten-Eier sind, sich nicht so schnell am Boden absetzen. 4. Will man die Würmer, die nach antiparasitärer Behandlung ausgeschieden werden, erwischen, muss man schon mit dem Zahnstocher in der Kotprobe nach ihnen suchen. Man findet sie natürlich nur, wenn man auf das allgemein zur Entfernung störender Ballaststoffe empfohlene Sieben der aufgeschlemmten Probe verzichtet. Diese Methode hat den Nachteil, dass Ballaststoffe mit parasitenähnlichem Aussehen zu Verwechslungen führen können. Darum sind auch Mikrophotos von diesen so genannten Pseudoparasiten Bestandteil dieser Bilderserie. II.) Nachweis der Mikromyceten (Sproßpilze/Hefen): Das Erkennen von Mikromyceten setzt das Vorhandensein eines Brutschrankes oder einer ähnlichen Einrichtung voraus, weil für die Bildung von Pseudomycel oder echtem Mycel, bzw. zur Vermehrung der Hefezellen das Aufbewahren des Präparates bei konstanter Temperatur von ca. 29 C empfehlenswert ist. Der Einfachheit halber wurde als Nährboden der mit Leitungswasser suspendierte Igelkot benutzt. Die Beurteilung erfolgte nach 24 und 48 Stunden Brutzeit bei 29 C.

12 2 Einleitung Arbeitsweise 1 Da diese Arbeitsweise nicht den klassischen Methoden entspricht, die geeignete Nährböden und steriles Arbeiten vorschreiben, muss mit Fehlinterpretationen und Fremdinfektionen z.b. aus der Luft gerechnet werden. Trotzdem ist das Ergebnis recht zufriedenstellend. Bei der Entscheidung, ob mit einem Pilzmittel behandelt werden muss, sollte jedoch immer vorrangig der Gesundheitszustand und das Verhalten des Igels (Futterverweigerung, knirscht mit den Zähnen, usw.) in Betracht gezogen werden. Im Zweifelsfall sollten weitergehende Untersuchungen durchgeführt werden. 1.2 Arbeitsweise Schnellmethode ohne Anreicherung Dieses Verfahren, ein einfaches Sedimentationsverfahren, hat sich in der Praxis bewährt. Eine geringe Kotprobenmenge wird mit so viel Wasser angerührt, dass beim Stehenlassen noch Flüssigkeitsanteile zu erkennen sind. Mit dieser Suspension sie sollte mindestens eine Stunde stehen wird wie folgt gearbeitet: 1. Zum Mikroskopieren wird mit Hilfe einer Einwegspritze vom Boden des Gefäßes ein Tropfen auf den Objektträger gebracht und zwischen Objektträger und Deckglas gleichmäßig verteilt. 2. Mit einem Holzspieß (Zahnstocher) sucht man in der Kotsuspension nach ausgeschiedenen Würmern oder Wurmteilen, um sie zur Identifizierung unter dem Mikroskop zu betrachten. 3. Zur Förderung des Wachstums von evtl. im Kot vorhandenen Hefepilzen stellt man die angerührte, zur Vermeidung der Austrocknung abgedeckte Probe ein bis zwei Tage in den Brutschrank (29 C). Sind Hefe- oder Sprosszellen, echtes oder Pseudomycel zu erkennen, liegt evtl. eine Mykose vor. In diesem Fall sind weiterführende Untersuchungen nötig, da nicht alle Hefepilze im Kot pathogen sind Anreicherungsverfahren Ziel der Anreicherungsverfahren ist es, die Ausscheidungen der Parasiten von den anderen Kotbestandteilen zu trennen und zu konzentrieren. Die Tabelle zeigt, welche Methode zum Nachweis der verschiedenen parasitischen Gebilde geeignet ist. Verfahren Sedimentation Flotation Auswander- Verfahren nachweisbar sind: Darmsaugwurm-Eier Brachylaemus erinacei Haarwurm-Eier Capillaria spp. Kratzer-Eier Nephridiorhynchus major Kokzidien-Oozysten Isospora rastegaievae Haarwurm-Eier Capillaria spp. Lungenwurm-Larven Crenosoma striatum (bei hochgradigem Befall) Bandwurm-Eier Hymenolepis erinacei Magenwurm-Eier Physaloptera clausa Geißeltier-Zysten Giardia spp. Lungenwurm-Larven Crenosoma striatum

13 Einleitung Arbeitsweise Flotationsverfahren Mit Hilfe dieses Konzentrationsverfahrens lassen sich zahlreiche Igelparasiten und deren Entwicklungsstadien nachweisen. In Lösungen mit höherem spezifischem Gewicht (z.b. Salzlösungen) schwimmen Eier bzw. Entwicklungsstadien der Endoparasiten mit einer geringen Dichte an der Oberfläche. Man verrührt eine Kotmenge in der Flotationslösung im Verhältnis 1:10 und lässt diese 20 bis maximal 30 Minuten ruhen, danach wird umgehend eine Probe von der Suspensionsoberfläche entnommen und mikroskopiert Sedimentation Dieses Konzentrationsverfahren wird erfolgreich zum Nachweis der Entwicklungsstadien von Igelparasiten eingesetzt. Aus der Kotprobe und Leitungswasser wird eine Suspension hergestellt. Spezifisch schwere Parasitenstadien sinken zu Boden des Gefäßes und reichern sich dort an. Die Suspension wird durch ein Sieb der Maschenweite µm in ein hohes, schmales Becherglas gegossen. Der Siebrückstand wird mit Leitungswasser nachgespült, bis das Becherglas gefüllt ist und dieses lässt man dann für drei Minuten stehen. Das nach mehrfachem Aufschwemmen und Abgießen zuletzt gewonnene Sediment kann nun mikroskopiert bzw. analysiert werden Auswanderverfahren Larven des Lungenwurms (Crenosoma striatum) sind mit dem Auswanderverfahren gut nachweisbar. Bei hinreichender Menge Flüssigkeit wandern die Larven aus dem Kot; da sie nicht schwimmen können, sinken sie zu Boden. Für das Verfahren wird ein Glastrichter benötigt, an dessen Ende ein mit einer Klemme verschließbarer Schlauch angesetzt ist. Dieser Trichter wird mit Wasser gefüllt. Ein Sieb mit Gazeeinlage wird eingelegt, eine Kotprobe von ca. 5 g in das Sieb gegeben und der Trichter so weit mit Wasser aufgefüllt bis Kontakt zur Probe besteht. Nach einer Wartezeit von 12 bis 24 Stunden bei Raumtemperatur öffnet man die Klemme am Schlauch vorsichtig und trägt einen Tropfen auf einen Objektträger, der am Mikroskop ohne Deckglas untersucht wird. 1

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15 KAPITEL 2 Ektoparasiten Flöhe Ektoparasiten Flöhe (Archaeopsylla erinacei) Zecken (Ixodes sp.) Fliegenmaden Milben Flöhe (Archaeopsylla erinacei) Der Igelfloh besitzt am Kopf auf jeder Seite einen aus ca. 2 Stacheln bestehenden Stachelkamm, die sogenannten Genalctenidien und am ersten Brustsegment einen Stachelkamm, das Pronotalctenidium, von dem auf jeder Seite ca. 3 Stacheln zu erkennen sind. Diese Ctenidien können differentialdiagnostisch verwertet werden. 2 Igelfloh Archaeopsylla erinacei, Weibchen, in 10%iger KOH aufgehellt und in Glycerin fixiert Pronotalctenidium Genalctenidium 1000 µm Mikroskopvergrößerung 24fach

16 6 Ektoparasiten Flöhe Die Flohentwicklung: Nur die Adulten leben auf dem Igel. Das Weibchen beginnt etwa 1 Tag nach der Begattung mit der Eiablage (insgesamt mehrere hundert Eier). Diese sind 0,5 x 0,3 mm groß, vorerst durchscheinend, später porzellanartig und mit bloßem Auge gut sichtbar. Die Eier werden in der Außenwelt (Igelnest) abgelegt. Je nach Temperatur und Luftfeuchtigkeit schlüpfen nach 4 12 Tagen die stark beborsteten, mit beißenden Mundwerkzeugen versehenen Larven. Diese leben von organischen Abfällen, z. B. vom Kot der Flöhe. Das Larvenwachstum erfolgt in 3 Stadien. Die Drittlarve spinnt einen losen Kokon, in dem sie sich zur Puppe häutet. Die Puppenruhe dauert 4 14 Tage, kann sich aber auch über mehrere Monate erstrecken. Kürzeste Entwicklungszeit: 18 Tage. Der Igelfloh ist nicht wirtsspezifisch, er bevorzugt jedoch das Blut des Igels. 2 Igelfloh Archaeopsylla erinacei, Hinterteil des Weibchens, in 10%iger KOH aufgehellt und in Glycerin fixiert 1000 µm Mikroskopvergrößerung 64fach

17 Flöhe Ektoparasiten 7 Extremitätenenden: 2 gebogene Krallen µm Mikroskopvergrößerung 64fach Igelfloh, in 10%iger KOH aufgehellt u. in Glycerin fixiert Kopf : Pronotalctenidium am 1. Brustsegment 1000 µm Mikroskopvergrößerung 64fach

18 8 Ektoparasiten Flöhe Igelfloh, in 10%iger KOH aufgehellt und in Glycerin fixiert Kopf: Genalctenidium am Kopf µm Mikroskopvergrößerung 160fach

19 Flöhe Ektoparasiten 9 Flöhe sind kleine, 1 8 mm lange, flügellose Insekten (Igelfloh: 2,5 3 mm). Am Kopf und am ersten Brustsegment können je nach Art Stachelkämme, sog. Ctenidien, ausgebildet sein, welche differentialdiagnostisch verwertet werden können. Igelfloh: Genalctenidium: 2 Stacheln auf jeder Seite Archaeopsylla erinacei Pronotalctenidium: ca. 3 Stacheln auf jeder Seite Hundefloh: Genalctenidium: ca. 8 Stacheln auf jeder Seite Ctenocephalides canis Pronotalctenidium: ca. 9 Stacheln auf jeder Seite Katzenfloh: Genalctenidium: ca. 8 Stacheln auf jeder Seite Ctenocephalides felis Pronotalctenidium : ca. 9 Stacheln auf jeder Seite 2 Vogelfloh: ohne Genalctenidium Ceratophyllus sp. Pronotalctenidium: mindestens 12 Stacheln auf jeder Seite Menschenfloh: Pulex irritans ohne Genal- u. Pronotalctenidien b a GC c PC a = Igelfloh b = Hundefloh c = Katzenfloh GC = Genalctenidium PC = Pronotalctenidium

20 10 Ektoparasiten Flöhe Igelfloh Archaeopsylla erinacei, Männchen, in 10%iger KOH aufgehellt u. in Glycerin fixiert µm Mikroskopvergrößerung 24fach Igelfloh Archaeopsylla erinacei, Hinterteil des Männchens, in 10%iger KOH aufgehellt u. in Glycerin fixiert 1000 µm Mikroskopvergrößerung 64fach

21 Flöhe Ektoparasiten 11 Igelfloh (Archaeopsylla erinacei) Larve Aus den ca. 0,5 0,6 x 0,3 0,4 mm großen Floheiern schlüpfen je nach Temperatur und Luftfeuchtigkeit nach 4 12 Tagen die stark beborsteten, augenlosen Larven. An dem ventral (Unterseite) mit beißenden Kauwerkzeugen versehenen Kopf der Larve befinden sich dorsal (Oberseite) 2 Antennen. Der Körper der Larve zeigt eine artspezifische Segmentierung. Das letzte, hintere Segment ist dorsal mit feinen Sinneshaaren besetzt, die, wie auch die Antennen, der Orientierung dienen, ventral erkennt man zwei zapfenähnliche Gebilde. Die durchsichtige Haut, die die Larve umschließt, wird bei der Häutung vom Kopf her abgestreift. Nach 2 Häutungen spinnt die Drittlarve mit Hilfe ihrer Speicheldrüse dann einen seidigen Kokon, in dem sich das Puppenstadium befindet. Flohlarven benötigen zur Entwicklung Proteine. Diesen Bedarf decken sie durch den Verzehr von Kot der Flöhe, der noch sehr viel unverdautes Blut enthält µm Mikroskopvergrößerung 24fach

22 12 Ektoparasiten Flöhe Igelfloh Archaeopsylla erinacei, Kopf der Flohlarve Antenne, dorsal 2 Kauwerkzeug, ventral 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach Flohlarve hinten, lateral (Seitenansicht) Darm 1000 µm Mikroskopvergrößerung 64fach

23 Flöhe Ektoparasiten 13 Igelfloh Archaeopsylla erinacei, Flohlarve hinten, ventral µm Mikroskopvergrößerung 64fach Floh-Ei Das Ei ist noch durchscheinend, die Larve im Ei ist gut zu erkennen Foto Herbert Domaischel 500 µm Mikroskopvergrößerung 100fach

24 14 Ektoparasiten Zecken Zecken (Ixodes sp.) Zeckenbefall beim Igel Beim Igel ist vor allem die Schildzecke Ixodes hexagonus, die sog. Igelzecke, anzutreffen, aber auch die Schildzecke Ixodes ricinus, der Holzbock, kann auf dem Igel zu finden sein. Die Zecken sitzen überwiegend an den weich behaarten Körperstellen wie Kopf und Bauch. Besonders im Schwanzbereich und an den Hinterbeinen sind manchmal massenhaft Babyzecken: Larven (nur 3 Beinpaare) und Nymphen (schon 4 Beinpaare aber noch ohne Geschlechtsöffnung) dieses Parasiten anzutreffen. Aber auch zwischen den Stacheln sind Zecken zu finden. Die Igelzecke ist, wie alle zur Unterklasse der Acari zählenden Arthropoden (Gliederfüßler), getrennt geschlechtlich. Sie ist ein Nestparasit des Igels, an dem alle Entwicklungsstadien Blut saugen. Sie ist jedoch nicht wirtsspezifisch, bevorzugt aber das Blut des Igels. Das mit Blut des Wirtes vollgesogene Weibchen legt nach der Begattung ca Eier ab und stirbt danach, die Männchen sterben unmittelbar nach der Begattung. Die Entwicklung vom Ei über ein Larvenstadium (mit 3 Beinpaaren) und ein Nymphenstadium (schon 4 Beinpaare aber noch ohne Geschlechtsöffnung) zur Imago (geschlechtsreifes Stadium) dauert bei der einwirtigen (Larve, Nymphe und Imago auf dem gleichen Wirt) Zecke Ixodes hexagonus etwa 8 12 Wochen. Für die Häutung zum nächsten Stadium und zur Eiablage ist grundsätzlich eine Blutmahlzeit erforderlich.

25 Zecken Ektoparasiten 15 Schildzecke Ixodes Ein Schild aus besonders starrer Cuticula bedeckt den ganzen Rücken der Männchen aber nur einen Teil des Rückens der Weibchen, Nymphen und Larven. Nymphe, in Glycerin fixiert, dorsal (Oberseite) µm Mikroskopvergrößerung 24fach

26 16 Ektoparasiten Zecken Schildzecke Ixodes, Nymphe, in Glycerin fixiert, ventral (Unterseite) = Taster = fühlerförmige, mit Sinnesorganen besetzte Anhänge der Mundwerkzeuge = Cheliceren u. = Bestandteile der Mundwerkzeuge, die dem Skarifizieren Hypostom (Einritzen) der Haut und dem Verankern in der Haut dienen = Hallersches Organ = Geruchsorgan = Anus = Stigmenplatte = Öffnung der Trachee (Atemröhre) nach außen µm Mikroskopvergrößerung 24fach

27 Zecken Ektoparasiten 17 Schildzecke Ixodes, Nymphe, in Glycerin fixiert, Kopf (Capitulum), dorsal µm Mikroskopvergrößerung 160fach Zeckenkopf, ventral 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach

28 18 Ektoparasiten Zecken Schildzecke Ixodes, Nymphe, in Glycerin fixiert Extremitätenenden - 1 Haftlappen unter 2 gebogenen Krallen µm Mikroskopvergrößerung 160fach Hallersches Organ 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach

29 Zecken Ektoparasiten 19 Schildzecke Ixodes, Nymphe, in Glycerin fixiert Stigmenplatte µm Mikroskopvergrößerung 160fach Anus 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach

30 20 Ektoparasiten Fliegenmaden Fliegenmaden (z. B. Lucilia spp.) Einige Fliegenarten (z. B. die Goldfliegen Lucilia spec., Brust und Hinterleib metallischgrün glänzend) legen ihre Eier gern in Wunden und auf kleinen, schwachen Tieren ab. Sie bevorzugen dabei Genitialund Analgegend, Kopf und Körperfalten, also Stellen, wo Körperflüssigkeiten zu finden sind oder wo Verletzungen vorliegen. Aus den von Lucilia-Arten abgelegten Eiern schlüpfen nach einer Zeit, die je nach Temperatur zwischen 8 Stunden und 3 Tagen betragen kann, Larven (Maden), die sich von sich zersetzenden organischen Stoffen, z. B. von Entzündungsprodukten, ernähren. Die Maden schädigen durch ihre Sekrete nicht nur krankes Gewebe, von dem sie sich ernähren, sondern auch gesundes. An den Befallsstellen kommt es meist zu bakteriellen Infektionen. Die Fliegenlarven kriechen auch in Körperöffnungen, eine genaue Untersuchung des Igels ist unbedingt erforderlich, jede Made muss gefunden und entfernt werden. Dieser kleine, schwache Igel lag 2 Tage in der Sonne auf einer Rasenfläche. Aus den Fliegeneiern sind schon Larven geschlüpft und sind massenhaft an den oben erwähnten Stellen des Körpers zu finden. Fliegenmaden

31 Fliegenmaden Ektoparasiten 21 Fliegenmaden 2 Fliegenmaden

32 22 Ektoparasiten Fliegenmaden Fliegenmade (ca. 3 mm lang, erst vor kurzer Zeit aus dem Ei geschlüpft) Der zylindrische Körper ist hinten abgeflacht und zum Kopfteil hin zugespitzt, die Körpersegmente sind mit ringförmig angeordneten, nach hinten gerichteten, kurzen Dornen besetzt µm Mikroskopvergrößerung 24fach Dornenbesatz

33 Fliegenmaden Ektoparasiten 23 Fliegenmade Kopfteil der ca. 3 mm langen Made, die erst vor kurzer Zeit aus dem Ei geschlüpft ist µm Mikroskopvergrößerung 160fach Kopfteil einer ca. 8 mm langen Fliegenmade, in Glycerin fixiert 1000 µm Mikroskopvergrößerung 64fach

34 24 Ektoparasiten Milben 2. 4 Milben Weltweit sind mehr als Milbenarten verbreitet, nur ein kleiner Teil dieser Artenvielfalt ist beim Igel zu finden. wie zum Beispiel Nagemilben der Gattung Caparinia, Grabmilben der Gattungen Sarcoptes und Notoedres, sowie Haarbalgmilben der Gattung Demodex Nagemilben (Caparinia tripilis) 2 Bild 1 6: Igel mit Befall von Nagemilben Caparinia tripilis Die Milben sehen ohne Vergrößerung betrachtet wie kleine sandfarbene Körnchen aus, beim genauen Hinsehen kann man erkennen, dass sich diese kleinen Sandkörnchen bewegen. Beim Betrachten des Igels fallen die Milben zuerst im Nasen-, Ohren- und Schwanzbereich auf (Bild 1, 2 und 4 6), aber auch zwischen den Stacheln kann man sie bei starkem Befall erkennen (Bild 3). Die Milben ernähren sich von Hautschuppen, Talgresten, Lymphe und Entzündungsprodukten. Bild 1 Bild 2

35 Milben Ektoparasiten 25 Milbenbefall beim Igel Nagemilbe Caparinia tripilis 2 Bild 3 Bild 4

36 26 Ektoparasiten Milben Milbenbefall beim Igel Nagemilbe Caparinia tripilis 2 Bild 5 Bild 6

37 Milben Ektoparasiten 27 Bei den Männchen sind die 4 Beinpaare lang und überragen die Körperoberfläche, an den 8 Extremitätenenden befinden sich je eine glockenförmige Haftscheibe auf kurzem, ungegliedertem Stiel. Am hinteren Körperrand sind 2 zapfenartige, mit Borsten versehene Lappen zu erkennen µm Mikroskopvergrößerung 160fach

38 28 Ektoparasiten Milben Bei den Weibchen befindet sich nur am 1. und 2. Beinpaar je eine glockenförmige Haftscheibe auf kurzem, ungegliedertem Stiel, diese 4 vorderen Beine sind lang wie bei den Männchen. Das 3. Beinpaar ist etwas kürzer, an ihm befinden sich je 2 lange Borsten. Das 4. Beinpaar ist wesentlich kürzer und überragt die Milbenoberfläche kaum, an den Enden befinden sich ebenfalls nur Borsten, diese sind jedoch nicht so kräftig und nicht so lang wie die Borsten am 3. Beinpaar µm Mikroskopvergrößerung 160fach

39 Milben Ektoparasiten 29 Nagemilbe Caparinia tripilis Mundkegel stumpf, etwa so lang wie breit 2 Extremitätenenden mit glockenförmiger Haftscheibe an kurzem Stiel

40 30 Ektoparasiten Milben Nagemilbe Caparinia tripilis, Weibchen Extremitätenenden 3. und 4. Beinpaar mit Borsten 2 Die Entwicklung der Milben vom Ei über ein Larvenstadium (haben nur 3 Beinpaare) und zwei Nymphenstadien (haben bereits 4 Beinpaare, sind aber noch ohne Geschlechtsöffnung) bis zum Adultstadium dauert ca. 3 Wochen. Alle Entwicklungsstadien sind auf dem Igel zu finden. Ein geringgradiger Befall verläuft nahezu symptomlos, bei stärkerem Befall waren borkige Hautveränderungen im Bereich des Kopfes und Stachelausfall zu beobachten, teilweise kam es auch zu Entzündungen des äußeren Gehörgangs und der inneren Ohrmuschel mit Sekretabsonderung und Krustenbildung. Da Nagemilben auf der Hautoberfläche ihrer Wirte parasitieren, können diese Milben mit Hilfe der Klebestreifenmethode nachgewiesen werden.

41 Milben Ektoparasiten 31 Liegt ein massiver Befall mit Nagemilben vor (besonders wenn die Schwanzregion betroffen ist), werden bei der Kotuntersuchung meistens die Milben, ihre Entwicklungsstadien und eventuell auch Milben- Eier im Kot gefunden. In diesem Fall beachte man die morphologischen Eigenschaften, um Verwechslungen mit Futtermilben zu vermeiden. Milbenlarve, im Igelkot gefunden, daneben Ei vom Capillaria aerophila µm Mikroskopvergrößerung 160fach Milben-Ei, im Igelkot gefunden 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach

42 32 Ektoparasiten Milben Nagemilbe Caparinia tripilis, Weibchen im Igelkot gefunden µm Mikroskopvergrößerung 160fach Männchen, im Igelkot gefunden 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach

43 Milben Ektoparasiten 33 Nagemilben Caparinia tripilis µm Mikroskopvergrößerung 64fach 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach

44 34 Ektoparasiten Milben Nagemilben Caparinia tripilis tote Milben nach Behandlung von der Haut entnommen µm Mikroskopvergrößerung 160fach

45 Milben Ektoparasiten Grabmilbe (Sarcoptes sp.) Grabmilben der Gattung Sarcoptes legen Bohrgänge bis ins Stratum germinativum (Beginn der oberen Schicht) der Epidermis (Haut) an und verursachen so infolge von entzündlichen Reaktionen die Räude. Lediglich die weiblichen Nymphen und die Männchen gelangen an die Hautoberfläche. Nach dem Kopulieren häuten sich die Nymphen zu adulten Weibchen und beginnen neue Bohrgänge zu graben, in denen sie ihre Eier ablegen. Etwa 3 Wochen dauert die Entwicklung vom Ei bis zum geschlechtsreifen Weibchen, die Männchen benötigen für diese Entwicklung etwa 12 Tage. Die Weibchen der Grabmilbe Sarcoptes erreichen eine Größe von µm, sie besitzen 8 Stummelbeine, von denen nur die beiden vorderen Beinpaare die Körperoberfläche deutlich überragen. Am 1. und 2. Beinpaar befinden sich tulpenförmige Haftscheiben an langen ungegliederten Stielen, die wie auch die Borsten an den 4 Hinterbeinen der Verankerung in den Bohrgängen dienen. Die Männchen werden µm groß, sie besitzen am 1., 2. und 4. Beinpaar tulpenförmige Haftscheiben. Wie bei den Weibchen überragen auch hier nur die vorderen 4 Beine den runden Körper. Die Grabmilben besitzen abgerundete Mundkegel, die Rückenfläche ist mit zahlreichen Borsten, Dornen und Schuppen besetzt. Die Symptome der Erkrankung sind Dermatitis mit Krustenbildung, Ekzembildung, Unruhe infolge Juckreiz. Milben können Hautpilze (Trichophyton sp.) übertragen. 2 Igel mit Mischinfektion Befund der parasitologischen Untersuchung: Befund der mykologischen Untersuchung: Grabmilben Sarcoptes sp. und Nagemilben Caparinia tripilis Trichophyton mentagrophytes

46 36 Ektoparasiten Milben Grabmilbe Sarcoptes sp., Weibchen ventral µm Mikroskopvergrößerung64fach Mundkegel rund, 1. und 2. Beinpaar mit tulpenförmigen Haftscheiben an langen ungegliederten Stielen 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach

47 Milben Ektoparasiten 37 Grabmilbe Sarcoptes sp. Extremitätenenden mit tulpenförmiger Haftscheibe an langem ungegliedertem Stiel 2 Rückenfläche mit Dornenbesatz

48 38 Ektoparasiten Milben Haarbalgmilbe (Demodex erinacei ) Mikroskopaufnahme einer Haarbalgmilbe Größe dieser Milbe ca. 0,3 mm 2 Diese langgestreckte, zigarrenförmige Milbe mit 4 Paar stummelförmigen Beinen ist wirtsspezifisch, sie schmarotzt in den Talgdrüsen der Haarbälge. Die Übertragung erfolgt mit ziemlicher Sicherheit ausschließlich von der Mutter auf die Igelbabys beim Saugen am mütterlichen Gesäuge, die Demodikose beginnt daher meist im Kopfbereich. 100 µm, Mikroskopvergrößerung 400fach Probeentnahme: Hautgeschabsel von den haarlosen Stellen (in diesem Fall vom Igelhals). Foto Dru Burdon

49 Milben Ektoparasiten 39 Haarbalgmilbe Demodex erinacei, Mundwerkzeuge und 4 Paar stummelförmige Beine 2

50 40 Ektoparasiten Milben Herbstgrasmilben (Neotrombicula autumnalis) Die Nymphen und die adulten Herbstgrasmilben N. autumnalis leben im Erdboden und ernähren sich von verrottetem organischem Material. Jedoch die Larven dieser Milben leben parasitisch, haben aber keine Wirtsspezifität. Die gelblichen, meist aber orange-roten sechsbeinigen Larven sind 0,2 0,3 mm lang, vollgesogen kann ihre Körpergröße um das zwei- bis dreifache anwachsen. Larve µm Mikroskopvergrößerung 64fach Die Weibchen legen zahlreiche Eier in feuchten Böden ab. Die Larven schlüpfen im Sommer und Herbst, wandern dann an Grashalmen oder an anderen Pflanzen 5 bis 20 cm hoch, versammeln sich dort an den höchsten Stellen manchmal bis zu Hunderten und warten auf einen geeigneten Wirt. Sie befallen Nagetiere, Säugetiere, Vögel (vor allem Bodenläufer) und Menschen. Die Larven setzen sich an dünnhäutigen Stellen fest, mit den Cheliceren ritzen sie die obersten Hautschichten an, lysieren diese mit Hilfe von Speicheldrüsenenzymen, um sich von dem verflüssigten Wirtsgewebe zu ernähren. Die bevorzugten Stellen beim Igel sind: Achselhöhlen, Milchleiste, Lippen- und Augengegend, Nasenrücken und Ohrmuscheln. An diesen dünnen, feuchtwarmen Hautstellen siedeln sie sich oft in großer Zahl an. Sie sitzen dabei dicht zusammen in kleinen oder größeren Ansammlungen. Die Nahrungsaufnahme beim Wirt dauert etwa eine Woche, danach lassen sich die Larven zu Boden fallen und entwickeln sich weiter über mehrere achtbeinige Lymphenstadien zu den Adulti. Zur Überwinterung ziehen sich Nymphen und Adulti tief in den Boden zurück.

51 Milben Ektoparasiten 41 Larven von Herbstgrasmilben Neotrombicula autumnalis Am Capitulum (Köpfchen) befinden sich zwei Paar Mundwerkzeuge, die zahnartigen Cheliceren und die gedrungenen Palpen, deren letztes Segment Klauen trägt. 2 Am Ende der sechs ebenfalls stark beborsteten Beine befinden sich Klauen.

52 2 42 Ektoparasiten Milben

53 Lungenwurm Endoparasiten 43 KAPITEL 3 Endoparasiten 3.1 Lungenwurm (Crenosoma striatum) Haarwürmer (Capillaria spp.) Kokzidien (Isospora rastegaievae) Darmsaugwurm (Brachylaemus erinacei) Bandwurm (Hymenolepis erinacei) Kratzer Geißeltiere (Giardia spp.) Rollschwänze (Physaloptera clausa) Darmegel unbekannter Gattung Ein massenhafter Befall mit Endoparasiten des Darmtraktes ist oft die Ursache für Appetitlosigkeit und Gewichtsabnahme. Durchfälle, manchmal mit Blut vermischt, können die Folge sein. Ein Befall mit Endoparasiten, die in der Lunge leben, verursacht Atemprobleme, die bei einem Massenbefall lebensbedrohlich sein können. Derart geschwächte Igel, die meist tagsüber herumlaufend oder -liegend gefunden werden, können ohne die Hilfe der Menschen nicht überleben. 3.1 Lungenwurm (Crenosoma striatum) Die schachtelhalmförmigen Lungenwürmer Crenosoma striatum parasitieren in den Bronchien und Bronchiolen. Die Weibchen erreichen eine Größe von mm, die Männchen sind 5 15 mm lang. Am Vorderende ist die Kutikula (äußere Hautschicht) aufgebläht und zeigt im Ösophagusbereich eine schachtelhalmförmige Struktur. Eigene Beobachtungen: Bei einem Igel, der kurz nach der Aufnahme in der Igelstation mit Schaum vor dem Mund verstarb, wurden in den Bronchien und in den Brochiolen Lungenwürmer in großer Menge gefunden. In den Bronchien befanden sich Wurmknäule, die aus ca. 10 Würmern bestanden. Teilweise Nekrose der Lunge war zu erkennen. Crenosoma striatum Weibchen 12 mm lang, Männchen 5 mm lang 2fache Vergrößerung 3

54 44 Endoparasiten Lungenwurm Crenosoma striatum Wurm ausgeschieden ca. 12 Stunden nach der ersten sc. Levamisol-Injektion µm Mikroskopvergrößerung 32fach Crenosoma striatum Weibchen Vorderende (original: ohne Deckglas aufgenommen) 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach

55 Lungenwurm Endoparasiten 45 Crenosoma striatum Weibchen Vorderende (mit Deckglas aufgenommen) 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach Crenosoma striatum Wurmabschnitt des weiblichen Wurmes (Larven in Ei-Hüllen im Wurm) µm Mikroskopvergrößerung 160fach

56 46 Endoparasiten Lungenwurm Die Kutikula (Haut) ist aufgerissen, in den Uterushörnern sind massenhaft Crenosoma-Larven in den transparenten Ei-Hüllen zu erkennen µm Mikroskopvergrößerung 160fach

57 Lungenwurm Endoparasiten 47 Crenosoma striatum Weibchen Vulvaregion 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach 3

58 48 Endoparasiten Lungenwurm Crenosoma striatum Weibchen Hinterende und Wurmabschnitt µm Mikroskopvergrößerung 160fach

59 Lungenwurm Endoparasiten 49 Crenosoma striatum Wurmausscheidung nach Medikamenteneinwirkung: Ein Tag nach der ersten sc. Levamisol-Injektion wurden Lungenwürmer hoch gehustet, verschluckt und mit dem Kot ausgeschieden. Beim Knicken dieses weiblichen Lungenwurms riss die Haut auf und mehrere Entwicklungsstadien der Larven konnten beobachtet werden. Bild 1: Larven in der Ei-Hülle im Wurm Bild 2 9 : Entwicklungsstadien der Larve I in der Ei-Hülle Bild 10 u. 11: geschlüpfte Larve I 3 Bild µm Mikroskopvergrößerung 160fach

60 50 Endoparasiten Lungenwurm geschlüpfte Larve I zwischen noch nicht voll entwickelten Larven in der Ei-Hülle Bild µm Mikroskopvergrößerung 160fach 3 Entwicklung der Larven in der Ei-Hülle Bild 3

61 Lungenwurm Endoparasiten 51 unvollständige Larve in der Ei-Hülle neben dem Crenosoma-Wurm Bild 4 3 Entwicklung der Larve in der Ei-Hülle Bild 5

62 52 Endoparasiten Lungenwurm Entwicklung der Larve in der Ei-Hülle 3 Bild 6 Entwicklung der Larve in der Ei-Hülle Bild 7

63 Lungenwurm Endoparasiten 53 Entwicklung der Larven in der Ei-Hülle Bild 8 3 Entwicklung der Larven in der Ei-Hülle Bild 9

64 54 Endoparasiten Lungenwurm Crenosoma striatum Larve I (vorzeitig aus der Ei-Hülle geschlüpft) 3 Bild 10 Crenosoma striatum Larve I (aus der Ei-Hülle geschlüpft) Bild 11

65 Lungenwurm Endoparasiten 55 Die Larven I des Lungenwurmes Crenosoma striatum entwickeln sich im Wurm in einer sehr dünnen, elastischen, transparenten Ei-Hülle. Sie sind in dieser Form im Schleim der Bronchien und der Trachea nachweisbar. Durch Hochhusten und Verschlucken gelangen sie in den Verdauungstrakt. Auf diesem Wege schlüpfen sie aus der Ei-Hülle. Larve I im Igelkot gefunden vor antiparasirärer Behandlung 3 Crenosoma striatum Larven I in großer Menge 100 µm Mikroskopvergrößerung 400fach 1000 µm Mikroskopvergr0ößerung 64fach

66 56 Endoparasiten Lungenwurm Crenosoma striatum Larven I in großer Menge µm Mikroskopvergrößerung 160fach Crenosoma striatum Larven I in großer Menge 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach

67 Lungenwurm Endoparasiten 57 Entwicklungszyklus des Lungenwurmes Crenosoma striatum 3 Die von dem Lungenwurm ausgeschiedenen Eier, die die Larve I des Crenosoma striatum enthalten, werden vom Igel hoch gehustet und verschluckt und gelangen so in den Verdauungstrakt. Auf diesem Wege schlüpfen die Larven I aus den Eiern und werden mit dem Kot ausgeschieden. In der Außenwelt dringen sie in den Fuß von Gehäuse- oder Nacktschnecken ein. Dort entwickeln sie sich über eine Larve II innerhalb von 3 Wochen zur infektiösen Larve III. Der Igel nimmt die Larve III beim Verzehr des Zwischenwirts, der Schnecke, auf. Die bei der Verdauung freiwerdende Larve gelangt vom Darm über Lymphkapillarien und die Hohlvene in das Herz und von dort in die Lunge, wo sie sich nach 3 Wochen zum adulten Wurm entwickelt hat, der nun seinerseits, in den Bronchien parasitierend, die Larve I enthaltende Eier ausscheidet.

68 58 Endoparasiten Haarwürmer 3.2 Haarwürmer (Capillaria spp.) Die Darmhaarwürmer Capillaria erinacei und C. ovoreticulata parasitieren im Magen und im Darm. Die Weibchen erreichen eine Größe von 4 20 mm, die Männchen sind mit 3,4 15 mm nur geringfügig kleiner. Die Lungenhaarwürmer Capillaria aerophila schmarotzen in den Bronchien. Die Weibchen erreichen eine Größe von mm, die Männchen sind etwas kleiner. Wegen ihres geringen Durchmessers von nur 0,1 mm werden sie als Haarwürmer bezeichnet. Massenhafte Ausscheidung von Darmhaarwürmern ca. 12 Stunden nach der ersten sc. Levamisol-Injektion µm Mikroskopvergrößerung 60fach Zur Identifizierung der Würmer müssen die Eier, die sich in den Würmern befinden, bei 640facher Vergrößerung betrachtet werden

69 Haarwürmer Endoparasiten 59 Massenhafte Ausscheidung von Darmhaarwürmern ca. 12 Stunden nach der ersten sc. Levamisol-Injektion 1000 µm Mikroskopvergrößerung 64fach µm Mikroskopvergrößerung 64fach Zur Identifizierung der Würmer müssen die Eier, die sich in den Würmern befinden, bei 640facher Vergrößerung betrachtet werden

70 60 Endoparasiten Haarwürmer Darmhaarwurm Capillaria erinacei Eier im Wurm µm Mikroskopvergrößerung 160fach

71 Haarwürmer Endoparasiten 61 Darmhaarwurm Capillaria erinacei Vorderende Eier im Wurm 3

72 62 Endoparasiten Haarwürmer Darmhaarwurm Männchen Hinterende µm Mikroskopvergrößerung 160fach

73 Haarwürmer Endoparasiten 63 Lungenhaarwurm Capillaria aerophila Eier im Wurmabschnitt 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach 3 Capillaria aerophila Ei Die netzartige Strukturierung der Ei-Oberfläche ist erkennbar

74 64 Endoparasiten Haarwürmer Capillaria aerophila, geplatztes Ei 3 Ei vom Capillaria aerophila zwischen Eiern vom Capillaria erinacei 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach

75 Haarwürmer Endoparasiten 65 Die Oberfläche der Capillaria-Eier hat eine netzartige Strukturierung, was sie u.a. von den Trichuris-Eiern unterscheidet, die eine Schale mit glatter Oberfläche haben. Lungenhaarwurm-Ei Capillaria aerophila Größe: µm lang Form: zitronenförmig, Seitenwände gebaucht, Polpfröpfe vorspringend Darmhaarwurm-Ei Capillaria ovoreticulata Größe: µm lang Form: Seitenwände parallel,zwei, wie in einen Flaschenhals eingesenkte Polpfröpfe Farbe: meist dunkelbraun 3 Darmhaarwurm-Ei Capillaria erinacei Größe: µm lang leicht gebauchte Seitenwände, teilweise asymmetrisch, leicht vorspringende Polpfröpfe

76 66 Endoparasiten Haarwürmer Capillaria-Eier Größenvergleich links: Capillaria aerophila, rechts: Capillaria ovoreticulata 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach 3 Entwicklungszyklus der Haarwürmer Capillaria spp Die Eier der Haarwürmer werden mit dem Kot ausgeschieden. Innerhalb der Ei-Schale bildet sich im Freien nach 5 7 Wochen das infektiöse Larvenstadium. Regenwürmer können als Transportoder Stapelwirte eingeschaltet werden. Mit der Nahrung werden diese nun für den Igel infektiösen Eier aufgenommen. Darmhaarwurm Capillaria erinacei: Tage nach Aufnahme der infektiösen Eier haben sich die Würmer im Darm entwickelt und ihre Geschlechtsprodukte, die Eier, sind im Kot nachweisbar. Lungenhaarwurm Capillaria aerophila: Dieser Haarwurm, der in der Lunge parasitiert, ist anhand seiner im Kot nachweisbaren Eier ca. 3 Wochen nach Aufnahme der infektiösen Eier zu identifizieren.

77 Kokzidien Endoparasiten Kokzidien (Isospora rastegaievae) Kokzidien sind parasitisch lebende Einzeller (Protozoen). Einzeller sind die einfachsten Lebewesen des Tierreiches, sie sind mikroskopisch klein und bestehen aus einer einzigen Zelle. Beim Igel sind drei Isospora-Arten und zwei Eimeria-Arten beschrieben worden. Größere pathogene Bedeutung kommt jedoch nur Isospora rastegaievae zu. Größe der Oozysten: Isospora rastegaievae x µm I. erinacei x µm Die Oozysten der Eimeria-Arten werden bis zu 30 x 15 µm groß, sind aber extrem selten. Es ist noch unklar, ob sie echte Parasiten des Igels sind. Kokzidien Oozyste Isospora rastegaievae und Ei vom Capillaria erinacei Größenvergleich 3

78 68 Endoparasiten Kokzidien Kokzidien Oozyste Isospora rastegaievae sporulierte Oozyste Isospora rastegaievae mit 2 Sporozysten Entwicklungszyklus von Kokzidien Isospora rastegaievae 3 Mit dem Kot werden die x µm großen Oozysten ausgeschieden. In der Außenwelt sporulieren diese Oozysten innerhalb von Stunden und sind in voll sporuliertem Zustand für den Igel wieder infektiös. Sie werden mit der Nahrung oder auch beim Putzen des Haarkleides aufgenommen. Im Darm findet sowohl geschlechtliche als auch ungeschlechtliche Vermehrung statt und nach 6 10 Tagen werden wieder Oozysten ausgeschieden.

79 Darmsaugwurm Endoparasiten Darmsaugwurm (Brachylaemus erinacei) Die Darmsaugwürmer der Gattung Brachylaemus erinacei parasitieren überwiegend im Dünndarm, bei starkem Wurmbefall sind sie auch in den Gallengängen zu finden. Die bis zu 5 mm langen, zwittrigen Plattwürmer sind mit zwei Saugnäpfen, einem Mundund einem Bauchsaugnapf ausgerüstet, die der Verankerung in der Darmwand dienen. Ausscheidung von Darmsaugwürmern Brachylaemus erinacei ca. 3 Stunden nach sc. Behandlung mit Praciquantel µm Mikroskopvergrößerung 24fach

80 70 Endoparasiten Darmsaugwurm Eier im Wurm gut erkennbar 1000 µm Mikroskopvergrößerung 24fach 3 Würmer Brachylaemus erinacei Wurm links noch nicht voll entwickelt (noch keine Eier im Wurm) Wurm rechts voll entwickelt 1000 µm Mikroskopvergrößerung 24fach

81 Darmsaugwurm Endoparasiten 71 Eier im Wurm Brachylaemus erinacei 3

82 72 Endoparasiten Darmsaugwurm Darmsaugwurm Brachylaemus erinacei Der Brachylaemus gehört zu der Klasse der Trematoda, Unterklasse Digenia. Er erreicht eine Länge von ca. 5 mm und ist ein Zwitter. Dieser Wurm ist 1,6 mm lang und an der dicksten Stelle 0,8 mm breit. Er ist folglich noch in der Wachstumsphase, es sind noch keine Eier im Wurm erkennbar. 3

83 Darmsaugwurm Endoparasiten 73 Darmsaugwurm Brachylaemus erinacei Der Brachylaemus gehört zu der Klasse der Trematoda, Unterklasse Digenia. Er erreicht eine Länge von ca. 5 mm und ist ein Zwitter. Dieser Wurm ist 2,5 mm lang und an der dicksten Stelle 0,8 mm breit. Er ist noch in der Wachstumsphase, es sind bereits Eier im Wurm erkennbar. 3

84 74 Endoparasiten Darmsaugwurm Toter Darmsaugwurm Brachylaemus erinacei ausgeschieden 9 Tage nach sc. Behandlung mit Praziquantel µm Mikroskopvergrößerung 24fach Eier im toten Wurm 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach

85 Darmsaugwurm Endoparasiten 75 Toter Darmsaugwurm Brachylaemus erinacei ausgeschieden 6 Tage nach sc. Behandlung mit Praziquantel 1000 µm Mikroskopvergrößerung 40fach 3 Eier im toten Wurm

86 76 Endoparasiten Darmsaugwurm Darmsaugwurm Brachylaemus erinacei Wurmteil ausgeschieden 6 Tage nach sc. Behandlung mit Praziquantel µm Mikroskopvergrößerung 40fach Eier im Wurmteil

87 Darmsaugwurm Endoparasiten 77 dunkle (reife) und helle (unreife) Brachylaemus-Eier im Wurm 1000 µm Mikroskopvergrößerung 64fach µm Mikroskopvergrößerung 160fach

88 78 Endoparasiten Darmsaugwurm dunkle und helle Eier im Darmsaugwurm Brachylaemus erinacei 3 Ei vom Darmhaarwurm Capillaria erinacei zwischen Eiern des Darmsaugwurms Brachylaemus erinacei

89 Darmsaugwurm Endoparasiten 79 Brachyleamus-Eier 3 Brachylaemus-Ei

90 80 Endoparasiten Darmsaugwurm Brachyleamus-Eier Brachylaemus-Ei 3 Brachylaemus-Ei

91 Darmsaugwurm Endoparasiten 81 Crenosoma striatum Larve I zwischen Brachylaemus-Eiern 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach 3 Entwicklungszyklus des Darmsaugwurmes Brachylaemus erinacei Die nur µm großen Eier des Darmsaugwurmes Brachylaemus erinacei enthalten bereits ein Mirazidium (Wimperlarve), wenn sie mit dem Kot ausgeschieden werden. Diese Eier werden von verschiedenen Landschnecken aufgenommen, in denen die Weiterentwicklung bis zur Bildung von Infektionsstadien erfolgt, die der Igel zusammen mit dem Zwischenwirt, der Schnecke, aufnimmt. Der Kreis schließt sich, wenn nach 17 Tagen die adulten Darmsaugwürmer Eier ausscheiden.

92 82 Endoparasiten Bandwurm 3.5 Bandwurm (Hymenolepis erinacei) Der Igelbandwurm Hymenolepis erinacei schmarotzt im Dünndarm, wird mm lang und bis zu 3 mm breit. Der gegliederte, darmlose Körper besteht aus dem Skolex (Kopf) und aus der Bandwurmkette. Jede reife Proglottis enthält einen vollständigen zwittrigen Geschlechtsapparat. Die letzten Proglottiden enthalten den mit Eiern gefüllten Uterus. Sie lösen sich von der Bandwurmkette ab und gelangen mit dem Kot in die Außenwelt. Proglottiden vom Hymenolepis erinacei Die ca. 3 mm breiten und ca. 1 mm langen Proglottiden sehen reiskornähnlich aus. (Zum Fotografieren aus der Kotprobe herausgenommen und auf die Oberfläche gelegt) 3fache Vergrößerung 3 Entwicklungszyklus des Igelbandwurmes Hymenolepis erinacei Die Entwicklung verläuft über verschiedene Käfer als Zwischenwirte. Im Käfer entwickelt sich aus der 6-Hakenlarve innerhalb von 21 Tagen die Finne des Bandwurmes, die für den Igel infektiös ist. Die Zeit zwischen Aufnahme der Finne und Ausscheiden von Bandwurmgliedern oder Eiern mit dem Kot, also bis zur Entwicklung zum adulten Wurm, beträgt 35 Tage.

93 Bandwurm Endoparasiten 83 Igelbandwurm - Teilstücke der gegliederten Bandwurmkette 2 ½fache Vergrößerung Teilstück der Bandwurmkette µm Mikroskopvergrößerung 24fach

94 84 Endoparasiten Bandwurm Hymenolepis erinacei Bei Bandwurmbefall sind im Kot die etwa 1 mm langen und 3 mm breiten Bandwurmglieder (Proglottiden) und/oder die ca. 75 µm großen Eier, die bereits die 6-Hakenlarve enthalten, nachweisbar. Eier von Hymenolepis erinacei µm Mikroskopvergrößerung 160fach 6-Hakenlarve im Ei

95 Kratzer Endoparasiten Kratzer Plagiorhynchus cylindraceus Lange Zeit galten die Kratzer als Unterstamm der Nemathelminthes. Elektronenmikroskopische Untersuchungen ergaben jedoch prinzipielle Unterschiede in der Morphologie, so dass die Kratzer inzwischen als eigener Stamm Acanthocephala angesehen werden. Diese getrenntgeschlechtlichen Parasiten schmarotzen im Darm ihrer Wirte. Mit Hilfe ihres vorstülpbaren Rüssels (Proboscis) verankern sie sich in der Darmwand. Eine Befragungsaktion ergab, dass in Aichach, Berlin, Dortmund, Göttingen, Mülheim, Neumünster und auch auf Jersey (Großbritannien) diese auf den Seiten abgebildeten Acanthocephalen gefunden wurden, jedoch niemals Eier des Parasiten. Bei dieser Art handelt es sich um die Palaeacanthocephalen Plagiorhynchus cylindraceus, die sich im Igel nicht bis zur Geschlechtsreife entwickeln. Der Igel infiziert sich beim Verzehr von Landasseln, die als Zwischenwirte angesehen werden. Die Kratzer verbleiben wahrscheinlich eine Weile im Darm, wo sie aber nicht geschlechtsreif werden können. Einige dieser Würmer werden im unreifen Zustand mit dem Kot ausgeschieden. Andere dieser Wurmindividuen durchbohren mit ihrem hakenbesetzten Rüssel die Darmwand. 3 6fache Vergrößerung dieses Kratzers

96 86 Endoparasiten Kratzer Mit Haken besetzter Rüssel, der sich am Vorderende des zylindrischen Körpers befindet. Dieser in eine sackförmige Scheide rückziehbare Rüssel dient zur Verankerung in der Darmschleimhaut µm Mikroskopvergrößerung 64fach Kratzer Plagiorhynchus cylindraceus (Abbildung zweigeteilt auf Seite 86/87) 1000 µm Mikroskopvergrößerung 24fach

97 Kratzer Endoparasiten 87 Für den Palaeacanthocephalen Plagiorhynchus cylindraceus, der in Singvögeln wie z.b. Staren geschlechtsreif wird, dürften Spitzmäuse in beschränktem Maße als Transportwirte infrage kommen. Die meisten Wurmindividuen dieser Art in Spitzmäusen (und besonders in Igeln) befänden sich aber in einer ökologischen Falle. 3 Diese Kratzer sehen mit dem Mikroskop betrachtet normalerweise wie dunkle, undurchsichtige Objekte aus, der hier abgebildete Kratzer (zweigeteilt auf Seite 86/87) wurde nach dem Ausscheiden von Körperflüssigkeit lichtdurchlässig.

98 88 Endoparasiten Kratzer Kratzer Plagiorhynchus cylindraceus Einige dieser Wurmindividuen durchbohren mit ihrem hakenbesetzten Rüssel die Darmwand. In der Bauchhöhle verstorbener Igel wurden am Mesenterium (Dünndarmgekröse) und an Organen (z.b. Leber) anhaftend einige dieser Kratzer, umgeben von einer Bindegewebskapsel, gefunden. Auch am Peritoneum (Bauchfell) wurden diese eingekapselten Kratzerstadien gefunden. Sie waren als ca. 2 mm lange und 1 mm dicke harte weiße Knoten zu sehen, die unter dem Mikroskop betrachtet erst nach dem Fixieren in Glycerin den artspezifischen, mit Haken besetzten Kratzerrüssel erkennen ließen µm Mikroskopvergrößerung 24fach Die Abbildung oben zeigt einen Kratzer Plagiorhynchus cylindraceus umgeben von einer Bindegewebskapsel, der bei einem Braunbrustigel postmortal mit Gewebefäden am Peritoneum anhaftend gefunden wurde. Unbehandelt ist der mit Haken bewehrte Rüssel kaum zu erkennen. Im Darm und in der Leibeshöhle kann es zu schwerwiegenden Entzündungen kommen. Auch schon bei Igelbabys (ca. 120 g KGW) wurden in der Bauchhöhle massenhaft Kratzerstadien gefunden, was mit großer Wahrscheinlichkeit die Todesursache war.

99 Kratzer Endoparasiten 89 Kratzer Plagiorhynchus cylindraceus Nach dem Fixieren des Kratzers S. 88 in Glycerin war der mit Haken bewehrte Rüssel zu erkennen µm Mikroskopvergrößerung 24fach µm Mikroskopvergrößerung 64fach

100 90 Endoparasiten Kratzer Nephridiorhynchus major In Österreich wurde mehrfach der Archiacanthocephale Nephridiorhynchus major nachgewiesen, der bis zu 30 cm groß werden kann. Für diesen Kratzer ist wahrscheinlich nur der Weißbrustigel Erinaceus concolor Endwirt. Da sich die Lebensräume des Weißbrust- und des Braunbrustigels in Österreich, der Tschechischen Republik, Polen und in den Ländern des Nordbalkans überschneiden (Überlappungszone ca. 200 km breit), sollte beobachtet werden, ob dieser Parasit dort auch beim Braunbrustigel zu finden ist. Dieser 140 mm lange Kratzer wurde in Österreich im Kot eines Weißbrustigels vor antiparasitärer Behandlung gefunden. 3 Der Kratzerrüssel (Proboscis) ist kugelförmig und mit 6 7 Reihen von gebogenen Haken besetzt 1000 µm Mikroskopvergrößerung 64fach

101 Kratzer Endoparasiten 91 Kratzer Nephridiorhynchus major Dieser besonders große Kratzer ist 270 mm lang; er wurde im Kot des gleichen Weißbrustigels (S. 90) gefunden. Der mit Haken besetzter Rüssel (Proboscis) des 270 mm langen Kratzers ist nur teilweise vorgestülpt µm Mikroskopvergrößerung 64fach

102 92 Endoparasiten Kratzer Kratzer-Ei Nephridiorhynchus major 3 Der Acanthor ist von 4 Eihüllen mit Zwischenräumen umgeben. Die zweitäußerste Eihülle zeigt viele Ausstülpungen nach außen und wirkt daher netzartig strukturiert

103 Kratzer Endoparasiten 93 Kratzer-Ei Nephridiorhynchus major Die äußeren Eihüllen sind geplatzt, der Acanthor ist noch von der innersten Eihülle umschlossen. Sie enthält Chitin und wird wahrscheinlich vom Acanthor mit Hilfe des Enzyms Chitinase durchdrungen. 3 Die Haken der Larve sind am Vorderende zu erkennen Haken des Acanthors Acanthor

104 94 Endoparasiten Kratzer Vermuteter Entwicklungszyklus des Kratzers Nephridiorhynchus major 3 Die ca µm großen, dickschaligen Eier, die bereits eine als Acanthor bezeichnete Hakenlarve enthalten, werden von den Weibchen abgesetzt und gelangen mit dem Kot des Igels ins Freie. Die Weiterentwicklung bis zur Bildung des Cystacanthen, des Stadiums, das für den Igel infektiös ist, erfolgt wahrscheinlich in Käferlarven als Zwischenwirt. Nach oraler Aufnahme von Eiern (Acanthoren) werden die Acanthorlarven im Darm der Käferlarven freigesetzt und durchbohren deren Darmwand. In der Leibeshöhle der Engerlinge entwickeln sie sich über mehrere Larvenstadien, die als Acanthella-Larven bezeichnet werden, zu den für den Igel infektiösen Larven, die er mit dem Engerling aufnimmt. Im Igel entwickeln sich dann aus den Cystacanth-Larven nach einer gewissen Zeit (Präpatenz noch nicht untersucht) die Würmer bis zur Geschlechtsreife.

105 Geißeltiere Endoparasiten Geißeltiere (Giardia sp.) Giardien gehören zu der Gruppe der Geißeltierchen. Die birnenförmigen, nur x 7 10 µm großen vegetativen Stadien (Trophozoiten) besitzen 2 Kerne und 8 freie Geißeln. Sie leben im Dünndarm ihrer Wirte und halten sich mit Hilfe einer Haftscheibe und durch Schlagen der Geißeln am Darm fest. Die Vermehrung erfolgt durch Längsteilung. Giardien bilden Dauerstadien (Zysten) aus, die 4 Kerne und filamentöse (fadenförmige) Elemente enthalten. Diese eiförmigen Zysten werden bis zu 15 µm groß und gelangen mit dem Kot ins Freie. Sie bleiben in der Außenwelt unter günstigen Bedingungen mindestens 3 Wochen lang infektiös. Die Infektion erfolgt durch orale Aufnahme der Zysten. Giardia sp. Zyste filamentöse Elemente 3 20 µm Mikroskopvergrößerung 1600fach Diagnose: Nachweis der Zysten im Kot, in frischen Kotproben werden auch die vegetativen, sich sehr schnell bewegenden Stadien gefunden. Symptome der Erkrankung: Bei starkem Befall lang andauernde Durchfälle und schleimiger Kot, Gewichtsverlust, große Unruhe. Begünstigt wird die Giardiose durch verminderten Säuregehalt des Magensaftes. Ein schwacher Befall kann symptomlos bleiben.

106 96 Endoparasiten Geißeltiere Giardia sp. - Zysten 3 Giardia sp. - Zysten neben sporulierter Kokzidien-Oozyste Isospora rastegaievae

107 Rollschwänze Endoparasiten Rollschwänze (Physaloptera clausa) Beim Igel wird die Spiruridose (Spirurida = Rollschwänze) überwiegend durch Vertreter aus den Gattungen Physaloptera und Gongylonema verursacht. Die Spirurida Physaloptera clausa ( mm, mm x 1,5 2,5 mm) schmarotzen im Magen. Gongylonema mucronatum ( mm, mm x 0,5 mm) parasitiert in der Schleimhaut des Ösophagus. Auch die Spirurida Spirocerca lupi ( mm, mm) können beim Igel auftreten. Das Hinterende der Männchen ist eingerollt, daher der Name Rollschwänze. Die Weibchen setzen Eier ab, die bereits eine Larve (L 1) enthalten. Im Freien schlüpfen die Larven und werden von Zwischenwirten (Schnecken, Käfer) aufgenommen, in denen sie sich zu infektiösen L 3 entwickeln. Spirurida-Ei Physaloptera clausa 3

108 98 Endoparasiten Rollschwänze Spirurida-Eier Physaloptera clausa 3

109 Rollschwänze Endoparasiten 99 Physaloptera clausa Hinterende eines Männchens in Euparal fixiert 1000 µm Mikroskopvergrößerung 24fach spiralig aufgerolltes Hinterende eines Männchens in Glycerin fixiert µm Mikroskopvergrößerung 24fach

110 100 Endoparasiten Rollschwänze Physaloptera clausa Hinterende eines Weibchens in Euparal fixiert 3 Vorderende eines Weibchens in Euparal fixiert 1000 µm Mikroskopvergrößerung 24fach 1000 µm Mikroskopvergrößerung 24fach

111 Darmegel unbekannter Gattung Endoparasiten Darmegel unbekannter Gattung Darmegel-Ei 3 zum Größenvergleich Darmsaugwurm-Eier Brachylaemus erinacei

112 102 Endoparasiten Darmegel unbekannter Gattung Darmegel-Ei neben Wurmteilen vom Darmhaarwurm Capillaria erinacei µm Mikroskopvergrößerung 160fach

113 Mykosen der Haut Mykosen 103 KAPITEL 4 Mykosen 4.1 Mykosen der Haut Mykosen des Verdauungstraktes Mykosen der Haut Die Trichophytie ist eine krankhafte Veränderung der Haut hervorgerufen von Dermatophyten der Gattung Trichophyton. Pilze dieser Gattung sind Mycel- oder Fadenpilze, die in der parasitären Phase nur Hyphen und Arthrosporen, in der saprophytären Phase auch Luftmycel, Mikro- und Makrokonidien bilden. Als primärer Standort der Mehrzahl der Pilze, auch der pathogenen Arten, gilt der Boden. Wegen der Befähigung der Hautpilze zur saprophytären Lebensweise (von toter organischer Materie lebend) können sich die Trichophytonarten auch außerhalb des Warmblüterorganismus lebensfähig halten, und bleiben besonders in abgestorbenen Haaren und abgefallenen Borken kranker Tiere oder Menschen lange infektionsfähig. Für die Verbreitung des Pilzes sorgen u.a. Milben und Flöhe. Erkrankungen des Menschen durch Ansteckung bei Tieren rufen besonders tiefgreifende akut entzündliche Prozesse hervor. Hefepilze der Gattung Candida erzeugen von sich aus im Allgemeinen keine Dermatomykose. Pilze dieser Gattung sind Hefen, die sich vegetativ durch Sprossung vermehren. Beim Vorgang der Sprossung können sich runde bis ovale Zellformen (Blastosporen) und auch Längssprosse (Pseudohyphen) bilden. Charakteristisch für Pseudohyphen ist, dass die Längs- und Querwände der Zellen niemals wie bei den echten Hyphen einen rechten Winkel bilden. Wegbereiter für eine sekundäre Infektion mit Pilzen können, außer Bakterien und Viren, auch Ektoparasiten sein. Eine vorgeschädigte Haut, z.b. durch Milben oder durch Verletzungen, ist ein Nährboden für diese Pilze. Es bedarf prädisponierender Faktoren, damit es zu einer Erkrankung kommt. Einige Arten der Gattung Candida repräsentieren neben Bakterien und anderen Spezies (z. B. Schimmelpilzen) die normale Körperflora von Mensch und Tier. Schimmelpilze der Gattung Scopulariopsis zählen zu den primär Lebens- und Futtermittel verderbenden Hyphomyceten. Einige Arten können auch Dermatomykosen und/oder Systemmykosen bei Mensch und Tier verursachen. Wegbereiter für eine sekundäre Infektion mit diesen Pilzen können, außer Bakterien und Viren, Ektoparasiten sein. Eine vorgeschädigte Haut z.b. durch Milben oder Verletzungen ist Nährboden für die Pilze. Die Abheilung einer im Vorfeld bestehenden Hauterkrankung oder Verletzung kann durch einen Pilzbefall erschwert und/oder hinausgezögert werden. 4

114 104 Mykosen Mykosen der Haut Trichophytie Igel mit Mischinfektion Befund der mykologischen Untersuchung: Befund der parasitologischen Untersuchung: Trichophyton mentagrophytes Grabmilbe Sarcoptes sp. und Nagemilbe Caparinia tripilis Erkrankungen des Menschen durch Ansteckung bei Tieren rufen besonders tief greifende akut entzündliche Prozesse hervor Hefedermatose Hauterkrankung, verursacht durch Hefen der Gattung Candida Auf den betroffenen Hautpartien des Igels kam es zu Stachel- und Haarausfall, die Haut war entzündet und schuppig. Im Bereich des Kopfes bildeten sich mehrfach Abszesse. Blutig gekratzte Stellen waren am Kopf, am Ringmuskel und zwischen den Stacheln zu beobachten. Die mykologische Untersuchung von Hautschuppen und ausgefallenen Stacheln ergab, dass bei diesem Igel eine Infektion mit den Hefepilzen Candida farmata, Candida guilliermondii und Rhodotorula vorlag. Außerdem wurden Schimmelpilze der Gattung Alternaria und Penicillium nachgewiesen. Die Pflegeperson infizierte sich, als ein Stachel die Haut des Fingers durchstach. Erst wurde an der Einstichstelle nur eine kleine Eiterbeule beobachtet. Dieser Infektionsherd breitete sich kreisförmig aus, indem sich stäbchenförmige, ca. 1 x 2 mm große Eiterherde aneinander reihten. Die mikrobiologische Untersuchung eines Hautgeschabsels ergab, dass es sich um eine Infektion mit Hefen der Gattung Candida handelte.

115 Mykosen der Haut Mykosen 105 Dieser Igel dürfte eine Resistenzminderung gehabt haben. Es lag möglicherweise eine Vorschädigung der Haut durch Ektoparasiten vor, denn in er Regel sind Sprosspilze der Gattung Candida nur fakultativ pathogen, d.h. nur unter bestimmten Bedingungen wird eine Krankheit ausgelöst. Bei einer derartigen Hauterkrankung sollte immer auch an Milbenbefall gedacht werden. Die mikroskopische Untersuchung eines Hautgeschabsels kann die Diagnose sichern. Vertretern der Gattung Rhodotorula wird nur ein sehr geringes pathogenes Potential zugeschrieben. Die nachgewiesenen Schimmelpilze sind als Begleitflora zu werten. Begünstigend für ein Pilzwachstum ist generell eine Immunschwäche, sowie Antibiotika- und Kortikoidgabe. 4

116 106 Mykosen Mykosen der Haut Hefedermatose Hauterkrankung, verursacht durch Hefen der Gattung Candida. Auf den stachelfreien Hautstellen ist besonders starke Schuppenbildung zu beobachten. Wenn diese großflächigen Schuppen abgebürstet werden, bilden sich immer wieder neue. 4

117 Mykosen der Haut Mykosen Scopulariopsis Koloniebildung auf Dermatophyten-Selektivagar nach Taplin, Makrophoto 4fache Vergrößerung einer Einzelkolonie 4

118 108 Mykosen Mykosen der Haut Konidienträger und Konidien von Scopulariopsis, Mikrophoto 4 Krankheitsbild: Die Haut der Extremitäten zeigt krustenartige Veränderungen, die sich wie Fischschuppen ablösen lassen. Hinter den Ohren sieht man zwischen den Stacheln helle, krustige Hautschuppen. Mit diesen hinter den Ohren entnommenen Schuppen wurde der Nährboden beimpft.

119 Mykosen des Verdauungstraktes Mykosen Mykosen des Verdauungstraktes Pilze der Gattung Candida sind Hefen, die sich vegetativ durch Sprossung vermehren. Bei dem Vorgang der Sprossung können sich runde bis ovale Zellformen (Blastosporen) und auch Langsprosse (Pseudomycel) bilden. Charakteristisch für Pseudohyphen ist, dass die Längsund Querwände der Zellen niemals wie bei den echten Hyphen miteinander einen rechten Winkel bilden. An den Enden des Pseudomycels können sich auch dickwandige Chlamydosporen bilden. Einige Arten der Gattung repräsentieren neben Bakterien und anderen Spezies (z.b. Schimmelpilzen) die normale Körperflora von Mensch und Tier. Die Sprosspilze der Gattung Candida können grundsätzlich jedes Organ befallen, Primärherde sind im Bereich des oberen Respirations- und Digestionstraktes anzutreffen. Die Candidose des Verdauungstraktes wird fast ausnahmslos durch Candida albicans verursacht. Pilze der Gattung Trichosporon sind Hefen, die sich durch Sprossung (Bildung von Blastosporen) und durch Fragmentierung der Hyphen (Bildung von Arthrosporen) vermehren. Aus den Sporen entwickelt sich Mycel. Im Gegensatz zum Pseudomycel bilden beim echten Mycel die Längsund Querwände einen rechten Winkel. Gelegentlich verursachen Sposspilze der Gattung Trichsporon Systemmykosen, wobei z.b. der Verdauungstrakt und/ oder andere innere Organsysteme des Körpers befallen sein können Hefepilze der Gattung Trichosporon Sichere Aussagen sind ohne weitergehende Untersuchungen nicht möglich. echtes Mycel (Septierung gut erkennbar) 4

120 110 Mykosen Mykosen des Verdauungstraktes Bildung von Arthrosporen Hefepilze der Gattung Candida Sichere Aussagen (Candida sp. oder nichtpathogene Hefen) sind ohne weitergehende Untersuchungen nicht möglich. Blastosporen und Pseudomycel 4 zum Größenvergleich Ei von Capillaria aerophila

121 Mykosen des Verdauungstraktes Mykosen 111 Pseudomycel und Blastosporen Pseudomycel und Blastosporen Pseudomycel, Blastosporen und Clamydosporen 4

122 112 Mykosen Mykosen des Verdauungstraktes Candida albicans Koloniebildung auf Sabouraud 2%-Glucose-Agar, Makrophoto (auf grünem Untergrund, damit die weißen Kolonien gut sichtbar sind) Blastosporen von Candida albicans in der Kultur 4 weitergehende Untersuchung zur Identifizierung: Keimschlauchtest

123 KAPITEL 5 Gregarinen Darmpassanten Ballaststoffe Darmpassanten Ballaststoffe Gregarinen Fadenalgen Regenwurmborsten Teile einer Feder Insektenteile Zwergfadenwurm Mehlwurmhaut Pflanzenteile Abschnitte von Haaren Futtermilben Pollenkörner (Blütenstaub) Harnkristalle Banane Avocado Bei der mikroskopischen Diagnostik von Parasitosen und/oder Mykosen des Igels findet man häufig Bestandteile, die nicht ganz einfach zuzuordnen sind und die Diagnose erschweren können. Um Fehlinterpretationen zu vermeiden, sind auch Bilder von diesen Kotanteilen, die den Darm nur passieren, Bestandteil der Bildersammlung. 5.1 Gregarinen sind parasitisch lebende Einzeller, aber keine Parasiten des Igels und für ihn als Fehlwirt nicht pathogen. Der Igel nimmt die Einzeller mit ihren Wirten (Käfer und Würmer) auf, sie passieren den Darm und werden mit dem Kot ausgeschieden. 5

124 114 Darmpassanten Ballaststoffe Gregarinen Gamont mit Sporozysten Sporozyste 5

125 Fadenalgen Darmpassanten Ballaststoffe 115 Gregarinen Gamont mit Sporozysten Sporozyste im gleichen Kot gefunden, in dem auch Regenwurmborsten nachgewiesen wurden 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach 5.2 Fadenalgen Sind derartige Fäden im Igelkot nachweisbar, kann man davon ausgehen, dass dieser Igel wahrscheinlich Schnecken gefressen hat und mit diesen die für ihn unverdaulichen Fadenalgen aufgenommen hat. 5

126 116 Darmpassanten Ballaststoffe Regenwurmborsten 5.3 Regenwurmborsten Regenwürmer besitzen in jedem Segment ihres Körpers (außer dem vordersten Segment) 8 Borsten, die entweder zu 4 Paaren oder einzeln über den Querschnitt verteilt sind. Diese ragen nur wenig über die Körperoberfläche hervor und sind unterschiedlich groß. 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach µm Mikroskopvergrößerung 160fach

127 Teile einer Feder Darmpassanten Ballaststoffe Teile einer Feder Igel, die noch sehr spät im Jahr aktiv sind oder die zu früh erwachen, finden kaum natürliche Nahrung. Im Spätherbst und Winter sind wirbellose Tiere wie Käfer, Raupen und Würmer nicht verfügbar. Um ihren Hunger zu stillen, fressen Igel vermutlich dann vermehrt auch Aas, etwa von einem Vogel. Die unten abgebildeten Federteile wurden im Kot eines Igels gefunden, der im Februar aus dem Winterschlaf aufgewacht war und, weil es noch keine Insekten gab, wahrscheinlich von einem toten Vogel gefressen hat µm Mikroskopvergrößerung 64fach µm Mikroskopvergrößerung 160fach

128 118 Darmpassanten Ballaststoffe Teile einer Feder Teile einer Feder 500 µm Mikroskopvergrößerung 100fach 5

129 Insektenteile Darmpassanten Ballaststoffe Insektenteile Die wichtigsten Nahrungstiere des Igels als Insektenfresser sind Käfer. Reste der Chitinpanzer von Käfern und andere unverdauliche Bestandteile von Insekten passieren den Darm und dienen als Ballaststoffe. 500 µm Mikroskopvergrößerung 100fach µm Mikroskopvergrößerung 40fach

130 120 Darmpassanten Ballaststoffe Insektenteile Insektenteile 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach µm Mikroskopvergrößerung 160fach

131 Zwergfadenwurm Darmpassanten Ballaststoffe Zwergfadenwurm (Strongyloides sp.) Gelegentlich findet man die Larven des Zwergfadenwurm Strongyloides im Igelkot. Strongyloides ist lediglich ein Darmpassant, kein Endoparasit des Igels. Wäre der Igel Hautwirt für den Zwerfadenwurm, würden sich die Larven im Igel zu adulten Würmern entwickeln und embryonierte Eier wären im Igelkot nachweisbar. Das ist nicht der Fall. Bei nicht antiparasitär behandelten Igelpfleglingen, in deren Kot zunächst Larven von Strongyloides nachgewiesen wurden, war bei mehrmaligen Kotkontrolluntersuchungen kein Befund mehr festzustellen. Rhabditiforme Larve im Igelkot gefunden Hinterende der Larve 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach 5

132 122 Darmpassanten Ballaststoffe Mehlwurmhaut 5.7 Mehlwurmhaut Igelpfleglinge, insbes. handaufgezogene Jungtiere, erhalten in menschlicher Obhut gelegentlich einige Mehlwürmer. Im Kot solcher Igel sind bei der mikroskopischen Untersuchung unverdauliche Rückstände dieser Ergänzungsnahrung nachweisbar, z.b. die Haut von Mehlwürmern µm Mikroskopvergrößerung 160fach

133 Pflanzenteile Darmpassanten Ballaststoffe Pflanzenteile sind im Igelkot zu finden, wenn Ballaststoffe, z.b. Haferflocken dem Futter zugesetzt wurden. 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach 5

134 124 Darmpassanten Ballaststoffe Abschnitte von Haaren 5.9 Abschnitte von Haaren Abschnitte von Haaren, die im Igelkot gefunden wurden 5

135 Futtermilben Darmpassanten Ballaststoffe Futtermilben Futtermilben werden u.a. mit Trockenfutter aufgenommen, das ein Nahrungsbestandteil bei der Zufütterung von freilebenden Igeln vor dem Winterschlaf oder auch bei der Ernährung von Igelpfleglingen ist. Im Kot sind im Allgemeinen nur Teile der Futtermilben nachweisbar. Um Verwechslungen mit der Nagemilbe Caparinia tripilis, die besonders wenn die Schwanzregion befallen ist in der Kotprobe nachweisbar sein kann, zu vermeiden, sollte man sich den Milbenrest genau ansehen. Die meist noch gut erhaltenen Mundwerkzeuge unterscheiden sich deutlich von denen der Nagemilbe, ebenso wie die Extremitätenenden, die bei den Futtermilben keine Haftscheiben haben. Außerdem kann man in den Kotproben, die Futtermilbenreste enthalten, auch Milbeneier unterschiedlicher Reifegrade finden. Bild 1 u. 2: Reste von Futtermilben im Igelkot gefunden Bild 3 5: Futtermilben im Trockenfutter gefunden Bild 6 9: Futtermilben-Eier (unterschiedliche Reifestadien) im Igelkot gefunden Bild10: Futtermilben-Ei im Trockenfutter gefunden 5 Bild µm Mikroskopvergrößerung 160fach

136 126 Darmpassanten Ballaststoffe Futtermilben Bild µm Mikroskopvergrößerung 160fach 5 Bild µm Mikroskopvergrößerung 160fach

137 5.10 Futtermilben Futtermilben Darmpassanten Ballaststoffe 127 Futtermilbe Mundkegel lang und spitz Bild µm Mikroskopvergrößerung 160fach Extremitätenende einer Futtermilbe: Kralle an langem, gegliedertem Bein 5 Bild 5

138 128 Darmpassanten Ballaststoffe Futtermilben Futtermilben-Ei, im Igelkot gefunden Bild 6 5 Bild 7

139 Futtermilben Darmpassanten Ballaststoffe 129 Futtermilben-Ei, im Igelkot gefunden Bild µm Mikroskopvergrößerung 160fach Futtermilben-Eier, im Igelkot gefunden Bild µm Mikroskopvergrößerung 160fach Futtermilben-Ei, im Trockenfutter gefunden 5 Bild µm Mikroskopvergrößerung 160fach

140 130 Darmpassanten Ballaststoffe Pollenkörner 5.11 Pollenkörner (Blütenstaub) Pollen werden an Nahrungstieren haftend insbesondere im Frühling mit der natürlichen Insektennahrung aufgenommen und passieren den Magen- Darmtrakt. Als unverdauliche Bestandteile findet man daher bei der mikroskopischen Untersuchung häufig Pollenkörner im Igelkot, die einigen Parasitenausscheidungen zum Verwechseln ähnlich sehen Pollenkörner im Igelkot gefunden 5

141 Pollenkörner Darmpassanten Ballaststoffe 131 Pollenkörner im Igelkot gefunden 5

142 132 Darmpassanten Ballaststoffe Pollenkörner Pollenkörner im Igelkot gefunden 5

143 Pollenkörner Darmpassanten Ballaststoffe 133 Pollenkörner im Igelkot gefunden 5

144 134 Darmpassanten Ballaststoffe Pollenkörner Pollenkörner im Igelkot gefunden 5

145 Pollenkörner Darmpassanten Ballaststoffe Pollenkörner von Gräsern entnommen 5

146 136 Darmpassanten Ballaststoffe Pollenkörner Pollenkörner von Getreide (Roggen) entnommen Pollenkorn von einer Kiefer entnommen 5

147 Pollenkörner Darmpassanten Ballaststoffe 137 Pollenkörner von einer Linde entnommen Pollenkorn von einem Ahorn entnommen Pollenkörner von einer Birke entnommen 5

148 138 Darmpassanten Ballaststoffe Pollenkörner Pollenkorn von einem Haselnuss-Strauch entnommen Pollenkorn von einem Zaubernuss-Strauch entnommen Pollenkörner von einer Kastanie entnommen Pollenkörner von einer Eiche entnommen 5

149 Pollenkörner Darmpassanten Ballaststoffe 139 Pollenkörner von einem Säulenwacholder entnommen 5

150 140 Darmpassanten Ballaststoffe Harnkristalle 5.12 Harnkristalle Wenn der Igel gleichzeitig mit dem Kot auch Urin absetzt, kann man bei der mikroskopischen Kotuntersuchung Kristalle finden, bei denen es sich um Bestandteile des Urins handelt. Ammoniummagnesiumphosphat (Tripelphosphat) Der Nachweis von Phosphaten im Urin ist nur von geringer diagnostischer Bedeutung. Tyrosin Sind diese Kristalle zu finden, liegt möglicherweise eine Leberinsuffizienz vor. 5

151 Banane Darmpassanten Ballaststoffe 141 Wenn ein Igel Reste von Bananen oder Avocado findet und davon frisst, findet man im Kot diese unverdaulichen Bestandteile Banane 1000 µm Mikroskopvergrößerung 64fach µm Mikroskopvergrößerung 400fach

152 142 Darmpassanten Ballaststoffe Avocado 5.14 Avocado 100 µm Mikroskopvergrößerung 160fach 5

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