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1 Herausgegeben von Netzwerk Zeitgemäße (+Selektive) Entwurmung beim Pferd

2 Empfehlungen zur Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung beim Pferd 1.2 K. Pfister 1) 2), A. Becher 1), 3), M. Menzel 4), 1), M. Scheuerle1), 5) 1) Vormals: Vergleichende Tropenmedizin und Parasitologie, Tierärztliche Fakultät, LMU München 2) Parasite Consulting GmbH, Bern 3) dr becher griesbauer gmbh, Straubing 4) Tierarztpraxis Thurmading, Pleiskirchen 5) Labor ParaDocs, Ismaning Inhalt Inhalt... 1 Über die Autoren... 6 Abkürzungsverzeichnis Vorwort Geschichte der Entwurmung Parasiten im Verdauungstrakt nach Häufigkeit ihres Vorkommens: Kleine Strongyliden (Cyathostominae) Erreger Morphologie Vorkommen Entwicklung Pathogenese - Pathologie Klinik Immunologie Diagnostik Resistenzlage Therapie Prophylaktische Maßnahmen Bewertung der konventionellen, strategischen Entwurmung Seite 1

3 Spulwürmer (Parascaris equorum) Morphologie Vorkommen Entwicklung Pathogenese Pathologie Klinik Immunologie Diagnostik Resistenzlage Therapie Prophylaktische Maßnahmen Magendasseln (Gasterophilus spp.) Morphologie Vorkommen Entwicklung Pathogenese - Pathologie Klinik Diagnostik Resistenzlage Therapie Prophylaktische Maßnahmen Bandwürmer (Anoplocephala spp.) Morphologie Vorkommen Entwicklung Pathogenese - Pathologie Klinik Diagnostik Resistenzlage Therapie Prophylaktische Maßnahmen Pfriemenschwänze (Oxyuris equi) Morphologie Seite 2

4 Vorkommen Entwicklung Pathogenese - Pathologie Klinik Diagnostik Resistenzlage Therapie Prophylaktische Maßnahmen Große Strongyliden Morphologie Vorkommen Entwicklung Pathogenese - Pathologie Klinik Immunologie Diagnostik Resistenzlage Therapie Prophylaktische Maßnahmen Prophylaxe und Arzneimittelrecht Lungenwürmer (Dictyocaulus arnfieldi) Morphologie Vorkommen Entwicklung Pathogenese - Pathologie Klinik Diagnostik Resistenzlage Therapie Prophylaktische Maßnahmen Leberegel (Fasciola hepatica) Morphologie Vorkommen Seite 3

5 Entwicklung Pathogenese - Pathologie Klinik Diagnostik Resistenzlage Therapie Prophylaktische Maßnahmen Zwergfadenwurm (Strongyloides westeri) Morphologie Vorkommen Entwicklung Pathogenese - Pathologie Immunologie Klinik Diagnostik Resistenzlage Therapie Prophylaktische Maßnahmen Koproskopische Diagnostik von Endoparasiten beim Pferd Probenentnahme Wann soll eine Kotprobe gesammelt werden? Wie soll eine Kotprobe gesammelt werden? Untersuchendes Labor Diagnostikmethoden Kombiniertes-Sedimentations-Flotations-Verfahren McMaster-Verfahren: Quantitativer Nachweis der Eizahl pro Gramm Kot Eizahlreduktionstest Sedimentation nach Benedek Trichterauswanderungsverfahren nach Baermann-Wetzel Klebestreifen-Abklatsch-Methode Larvenkultur nach Roberts und O Sullivan Strongylus vulgaris-dna-nachweis mittels real-time PCR Seite 4

6 Anwendung der Methode der Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung im Alltag einer Pferdepraxis Definition Erstes Jahr (Pferde ab ca. 3 Jahre) Diagnostik Behandlung Kategorisierung Zweites Jahr und Folgejahre (Pferde ab ca. 3 Jahre) Parasitologische Quarantäne Schema der Untersuchung der Kotproben in Beständen mit jungen Pferden ( bis ca. 3 Jahre) Die Anwendung der Methode der Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung aus der Sicht eines Pferdepraktikers Grundvoraussetzungen Datenverarbeitung Erinnerungssystem Patienten- und Besitzerrelevante Daten Bestätigung über teilweise Entbindung von der Schweigepflicht Praktische Tipps zur Vorgehensweise bei der Probennahme und beim Versand: Externes veterinärmedizinisches Labor oder Hauslabor? Weitere praxisrelevante Aspekte Koppelhygiene Mistentsorgung Quarantäne aus praxisrelevanter Sicht Kommunikation mit dem Pferdebesitzer Vergütung tierärztlicher Leistungen -Preisempfehlung Schlussfolgerungen aus der Praxis für die Praxis : Schlussfolgerungen von der Wissenschaft für die Praxis Arbeitsgemeinschaft Zeitgemäße (+Selektive) Entwurmung beim Pferd e.v Literatur: Seite 5

7 Über die Autoren Prof. Dr. Kurt Pfister Quelle: K. Pfister FTA für Parasitologie, Dip EVPC Past-Präsident European Vet. Parasitology College 1974 Vet. med. Staatsexamen, Tierarzt, Vetsuisse Fakultät Bern 1978 Promotion Dr. med. vet Habilitation - Privatdozent: Universität von Neuchâtel 1988 Außerordentlicher Professor für Vet. Parasitologie, Vetsuisse Fakultät Bern 1993 Gründung von Labor Pfister: Privates Forschungs- und Diagnostiklabor 1998 Technischer Direktor Biokema SA, Lausanne 2001 Ord. Professor für Vet. Parasitologie / Vergl. Tropenmedizin, LMU München 2003 Gründungsmitglied European Veterinary Parasitology College Präsident European Veterinary Parasitology College Seite 6

8 Dr. rer. biol. vet. Miriam Scheuerle Quelle: M. Scheuerle Gründungsmitglied der Arbeitsgemeinschaft Zeitgemäße Selektive Entwurmung e.v Abschluss Biologie-Studium an der FAU, Erlangen 2009 Promotion zum Dr. rer. biol. vet am Lehrstuhl für Vergleichende Tropenmedizin und Parasitologie, Ludwig-Maximilians-Universität München: Anthelmintic resistance of Haemonchus contortus and the FAMACHA -method as a tool to delay the development of anthelmintic resistance 2009 Wissenschaftlicher Mitarbeiter am Lehrstuhl für Vergleichende Tropenmedizin und Parasitologie der LMU München 2012 Leitung des Diagnostikzentrums am Lehrstuhl für Vergleichende Tropenmedizin und Parasitologie Seit 2013 Gründungsmitglied und Koordinatorin des Netzwerkes "Zeitgemäße Entwurmung beim Pferd" Wissenschaftliche Mitarbeiterin an der Klinik für Wiederkäuer mit Ambulanz und Bestandsbetreuung, LMU München /2016 Stellvertretende Laborleitung im Analytischen Labor Alomed, Radolfzell-Böhringen Geschäftsführerin bei Labor ParaDocs in Ismaning Seite 7

9 Dr. med. vet. Anne Becher, Dipl. Wirtschaftsmedizinerin Quelle: A. Becher Gründungsmitglied der Arbeitsgemeinschaft Zeitgemäße Selektive Entwurmung e.v Approbation zum Tierarzt an der LMU, München Teilzeitassistenz in Rinder und Pferdepraxen 2010 Promotion am Lehrstuhl für Vergleichende Tropenmedizin und Parasitologie: "Untersuchungen zur Einführung der Selektiven Anthelminthischen Therapie beim Pferd im Raum Salzburg" 2011 Externe Koordinatorin der AG Pferdeparasitosen des Lehrstuhls für Vergleichende Tropenmedizin und Parasitologie der LMU München Seit 2013 Gründungsmitglied und Koordinatorin des Netzwerkes "Zeitgemäße Entwurmung beim Pferd" Seit 2016 Vermittlung von Wissen über Pferdeparasitosen an Pferdebesitzer mit den online Projekt Seite 8

10 Dr. med. vet. Marcus A. Menzel, FEI-Vet (Jumping and Dressage) Quelle: M. Menzel Praktischer Tierarzt und Inhaber der Tierarztpraxis Thurmading, FEI Tierarzt Zusatzbezeichnung und Weiterbildungsermächtigung für Zahnheilkunde (Pferde) Zusatzbezeichnung und Weiterbildungsermächtigung für Tierärztliche Betreuung von Pferdesportveranstaltungen Gründungsmitglied der Arbeitsgemeinschaft Zeitgemäße Selektive Entwurmung e.v Approbation zum Tierarzt an der LMU, München 2006 Übernahme und seither Inhaber der Tierarztpraxis Thurmading Mitglied der AG Pferdeparasitosen des Lehrstuhls für Vergleichende Tropenmedizin und Parasitologie der LMU München 2013 Promotion am Lehrstuhl für Vergleichende Tropenmedizin und Parasitologie: "Selektive Entwurmung der Pferde in einer oberbayerischen Pferdepraxis: Einführung sowie wissenschaftliche und betriebswirtschaftliche Analyse" Seit 2013 Gründungsmitglied des Netzwerkes "Zeitgemäße Entwurmung beim Pferd" Seite 9

11 Abkürzungsverzeichnis EpG ERP EZRT Eier pro Gramm Kot egg reappearance period Eizahlreduktionstest Seite 10

12 Vorwort Autoren: A. Becher, M. Menzel, M. Scheuerle Pferde zeitgemäß entwurmen, was heißt das? Eine schwierige Frage, zu der sogar Experten unterschiedliche Antworten liefern. Die Antworten werden aber nicht nur durch neue wissenschaftliche Ergebnisse beeinflusst sondern - wie sonst im menschlichen Leben auch - durch ethische Gesichtspunkte, Ängste, berufspolitische Entwicklungen und auch durch wirtschaftliche Interessen. Wichtig in der aktuellen Diskussion ist uns, dass diese Einflüsse klar angesprochen werden und eindeutig zwischen diesen und den wissenschaftlichen Erkenntnissen differenziert wird. Auf Seiten der Ethik stehen sich teilweise widersprechende Schlagworte im Raum: Verantwortung für die Gesundheit des einzelnen Pferdes, Verantwortung für die langfristige Erhaltung der Wirksamkeit der Medikamente für alle Pferde d.h. Vermeidung von Resistenzentwicklung und Verantwortung für den Schutz der Umwelt. Außerdem stellen sich folgende Fragen: Was ist unter medizinisch korrektem Vorgehen zu verstehen? Welchen Stellenwert hat dabei die Diagnostik und welchen die medikamentöse Prophylaxe / Therapie? Wie ist das Konzept der evidenced based veterinary medicine dabei einzuordnen? Eine allgemeingültige Antwort zu diesen Fragen gibt es nicht. Wie jeder einzelne Pferdetierarzt zu diesen Punkten steht, kann nur er selber entscheiden. Auch die Frage nach den eigenen unterschwelligen Ängsten, die beim Thema Wurmbekämpfung vorhanden sind, kann jeder nur für sich selber beantworten: Die Angst vor der Kolik? Die Angst vor dem Kollegen, der eine andere Empfehlung ausspricht? Die Angst vor dem Kunden, der die Schuld für die Erkrankung seines Pferdes auf den Tierarzt abschieben möchte oder einfach nur unzufrieden ist? Die Angst vor dem Richter, der über Haftungsansprüche entscheiden muss? Auf der anderen Seite müssen sich auch die Experten die Frage stellen, wie sie mit den Ängsten der Praktiker umgehen. Werden diese durch die eigene Darstellung der Thematik abgebaut oder Seite 11

13 unbewusst oder bewusst gefördert? Auch hier gibt es wieder keine allgemeinverbindlichen Antworten. Berufspolitisch ist der drohende Verlust des Dispensierrechts im Moment eher unwahrscheinlich, die neue Version der TäHAV aber in ein vieldiskutiertes Thema. Der verantwortungsvolle Umgang mit Arzneimitteln wird dabei von Seiten der beteiligten Verbände immer wieder gefordert. Ebenso wie oben erwähnt kann jeder Pferdepraktiker nur selber entscheiden, was er jeweils unter einem verantwortungsvollen Umgang mit den Anthelminthika versteht. Die Industrie dagegen muss gewinn-orientiert arbeiten und der Gewinn wird auch durch den Verkauf von Wurmkuren erwirtschaftet. Genauso klar ist auch, dass jedwede Fortbildungsmaßnahme für Tierärzte, die durch die Pharmaindustrie gesponsert wird, mit Mitteln aus dem jeweiligen Marketingbudget finanziert wird. Marketing hat immer die Förderung des Verkaufs zum Ziel. Marketing funktioniert sehr gut, indem die die emotionale Ebene angesprochen wird. So werden bei den Pferdebesitzern und Tierärzten z.b. gezielt Ängste provoziert, indem schon geringe Befallsintensitäten mit Endoparasiten in einen engen Zusammenhang mit Kolik gebracht werden. Obwohl dies wissenschaftlich nicht bewiesen ist, werden dazu Bilder von hochgradig verwurmten Tieren gezeigt, die besonders gut Emotionen ansprechen aus rein betriebswirtschaftlicher Sicht ein durchaus sinnvolles Vorgehen. Trotzdem ist es ein Tabubruch, dies hier offen anzusprechen. Auch hier muss jeder einzelne Tierarzt selber entscheiden, wie weit er sich vor allem emotional von der Vorgehensweise der Industrie beeinflussen lässt. Eine einzige richtige Antwort auf die Frage, was Zeitgemäße Entwurmung ist, gibt es nicht. Jeder Tierarzt, der Pferde behandelt, muss eine Antwort finden, die zu ihm selber passt. Für diese muss er unter allen oben genannten Gesichtspunkten, der Kenntnis wissenschaftlicher Ergebnisse und der parasitologischen Grundsätze, die er sich in seiner Basis-Ausbildung angeeignet hat, die Verantwortung übernehmen. Seite 12

14 Das Autoren-Team dieses Textes sieht seine Aufgabe darin, Informationen zu liefern und Empfehlungen auszusprechen. So soll dem Leser geholfen werden, eine eigene Antwort zu finden. Diese Informationen und Empfehlungen bauen auf teilweise jahrzehntelanger Beschäftigung mit dem Thema, wissenschaftlicher Arbeit und praktischer Erfahrung in der Tierarztpraxis auf. Sie stellen ausdrücklich keine Leitlinie dar, da diese durch alle deutschen Experten gemeinsam entwickelt werden müsste. Seite 13

15 Geschichte der Entwurmung Autoren: A. Becher, M. Scheuerle, K. Pfister Die größte klinische und pathologische Bedeutung in parasitologischer Hinsicht hatte beim erwachsenen Pferd bis in die 1960er Jahre der Befall mit den sog. Großen Strongyliden. Vor allem Strongylus vulgaris, der thrombo-embolische Koliken verursachen kann, bereitete den Pferden massive Probleme. Dadurch hervorgerufene Krankheiten führten nicht selten zum Tod. Bei Jungtieren bereitete Parascaris equorum ähnlich folgenschwere Probleme. Eine entscheidende Verbesserung brachten in den 1960er Jahren die ersten, neu entwickelten Benzimidazol-Präparate. Nach wie vor stellte damals jedoch S. vulgaris die größte Gefahr für das einzelne Pferd dar, weshalb das in den USA entwickelte interval dose programme zur gezielten Bekämpfung dieses Parasiten eingeführt wurde (Drudge und Lyons, 1966). Dieses Entwurmungsschema hat sich dann als sog. Strategische Entwurmungsmethode etabliert. Um eine Eiausscheidung von S. vulgaris zu verhindern, wurde ein Behandlungsintervall von acht Wochen empfohlen, da die damals verfügbaren Benzimidazol-Präparate zu Beginn im Vergleich zu heutigen Substanzen mäßig bis gut wirkten. Diese Behandlungsstrategie war erfolgversprechend und wurde in den folgenden Jahren dann auch praktisch weltweit übernommen. In der Folge wurden die empfohlenen Behandlungsintervalle dann schrittweise an die verbesserte Wirksamkeit der Benzimidazole und an neu entwickelte Wirkstoffe wie Pyrantel und die makrozyklischen Laktone (Ivermectin, Moxidectin) angepasst. Die Einführung von Ivermectin in den 1980er Jahren hatte schließlich zur Folge, dass S. vulgaris weitgehend eliminiert werden konnte. Seite 14

16 In der Folge rückten andere durch Parasiten hervorgerufene Krankheitsbilder in den Fokus der Pferdeparasitologie. Dazu zählen insbesondere die Kleinen Strongyliden bei allen Alterskategorien der Pferde und die Spulwürmer bei den Jungpferden. Auch gegen die Spulwürmer erwies sich von Anfang an das interval dose programme als sehr erfolgreicher Ansatz. Allerdings wurden die Intervalle in der Praxis teilweise bis auf vier Wochen oder noch weniger verkürzt und dabei nicht selten ausschließlich makrozyklische Laktone verwendet. In den letzten Jahren wurde vermehrt über Fälle von Spulwurminfektionen berichtet, die eine Resistenz gegen Ivermectin und Moxidectin entwickelt hatten (Pfister und Rattenhuber, 2007). Schwerwiegende klinische Symptome bis zum Tod von Fohlen und Jährlingen können die Folge sein. Für erwachsene Pferde wurde das interval dose programme vorrangig zur Bekämpfung der Kleinen Strongyliden (hierzulande die zahlenmäßig dominierende Wurmart) übernommen. Bei dieser Parasitengruppe entwickelten sich ebenfalls ziemlich rasch Resistenzen, die allerdings wegen der relativ geringen Pathogenität der Kleinen Strongyliden bisher keine oder nur sehr begrenzte klinische Folgen nach sich ziehen. Mittlerweile wird bereits im Beipackzettel einiger Benzimidazol-Präparate auf deren mangelhafte Wirksamkeit hingewiesen. Kürzlich wurden in einem Bestand in England bei Kleinen Strongyliden Resistenzen gegen alle derzeit verfügbaren Anthelminthika nachgewiesen (Trawford und Burden, 2011). Da nach derzeitigem Kenntnisstand keine neuen Anthelminthika für Pferde in Entwicklung sind und sich die Resistenzprobleme weiter ausbreiten, bzw. laufend verstärken, besteht Notwendigkeit, die bisherigen Entwurmungsmethoden und -strategien zu überprüfen und nach alternativen Behandlungskonzepten zu suchen. Seite 15

17 Parasiten im Verdauungstrakt nach Häufigkeit ihres Vorkommens: Autoren: A. Becher, M. Scheuerle, K. Pfister Kleine Strongyliden (Cyathostominae) Erreger Mehr als 60 Arten, meistens in Mischpopulationen Morphologie Eier: ca. 140 x 40 µm groß, Form und Größe unter dem Mikroskop nicht von den Eiern der Großen Strongyliden zu unterscheiden Larve III: ca µm lang, fadenförmiges Hinterende (siehe Abbildung 2) Erwachsende Nematoden: 0,4 cm 3 cm, weißlich bis rötlich Abbildung 1: Larven von Kleinen und Großen Strongyliden; Quelle: K.Pfister Seite 16

18 Vorkommen In Deutschland je nach Untersuchungsregion und Alter in bis zu 98,4 % der Bestände nachgewiesen (Becher et al., 2010; Hinney, 2009; Hinney et al., 2011; Wirtherle et al., 2004) Entwicklung Abbildung 2: Entwicklungszyklus der Kleinen Strongyliden; Quelle: A. Becher Die erwachsenen Würmer befinden sich im Darmlumen oder auf dem Epithel im Zäkum und Kolon und legen dort Eier, die mit dem Kot ausgeschieden werden. Bei günstigen Bedingungen (warm und feucht) schlüpfen nach frühestens zwei Tagen die Larven I (siehe Abbildung 2) und ernähren sich von Fäkalbakterien. Die Larve I häutet Seite 17

19 sich zur Larve II und später zur Larve III (infektiöses Stadium), die die Haut der Larve II als Scheide behält. Dieses Stadium kann sich in feuchtem Milieu im Normalfall bis zu einem Meter (im Ausnahmefall mehrere Meter) vom Kothaufen wegbewegen oder aber mechanisch verstreut werden. Die Entwicklung auf der Weide wird bei kalten bis frostigen Temperaturen (<10 C) und trockener Hitze unter- bzw. abgebrochen. Bei einem Feuchtigkeitsgehalt von > 20% können die Larven II und III jedoch bis zu vier Monate im Kotballen überleben. Bei günstigen Bedingungen wandert die Larve III dann auf die Grasspitzen (siehe Abb. 1), wo sie besser von Pferden aufgenommen wird (Hasslinger, 1981). Trocknet die Weide jedoch ab, so ziehen sie sich in die Grasnarbe zurück. In Deutschland sind die Umweltbedingungen für Larven und Eier i. A. so günstig, dass sie den Winter in geringeren Mengen im Erdreich der Koppeln überleben können. Wird die Larve III vom Pferd mit dem Gras aufgenommen, verliert sie im Dünndarm die Scheide und wandert im Zäkum und Kolon in die Mukosa oder Submukosa ein. Dort wird sie bindegewebig eingekapselt und häutet sich zur Larve IV (siehe Abbildung 3). Nach ein bis zwei Monaten kehrt sie in das Darmlumen zurück und entwickelt sich zum adulten, geschlechtsreifen Nematoden. Seite 18

20 Abbildung 3: Abgekapselte L VI von Kleinen Strongyliden in der Mukosa; Quelle: K.Pfister Eine Besonderheit der Larve III ist ihre Fähigkeit, in eine sog. Hypobiose (Entwicklungsstillstand) eintreten zu können. In diesem Zustand kann sie sehr lange (Monate) in der Darmwand verbleiben. Dieses Phänomen tritt im Spätherbst und während des Winters auf und garantiert dadurch dem Parasiten das Überleben von einer Weideperiode zur nächsten (Teil der Überlebensstrategie). Die Entwicklung von der Aufnahme von infektiösen Larven III bis zur Eiausscheidung durch die adulten Nematoden (Präpatenz) dauert je nach Art zwischen 5,5-14 Wochen. Durch die Hypobiose kann sich dieser Zeitraum allerdings erheblich verlängern. Pathogenese - Pathologie Die adulten Würmer befinden sich im Darmlumen bzw. auf dem Darmepithel und schädigen dabei unter anderem die obersten Zellschichten. Einige Arten der Kleinen Strongyliden können auch die Kapillaren direkt schädigen. Insgesamt haben die adulten Würmer jedoch nur eine untergeordnete, bzw. kaum eine klinisch - pathologische Bedeutung. Seite 19

21 Abbildung 4: Larven von Kleine Strongyliden in der Submukosa; Quelle: K.Pfister Größere Bedeutung für die Pathogenese haben die in die Mukosa und Submukosa eindringenden bzw. bereits eingedrungenen Larven (siehe Abbildung 4), da sie eine entzündliche Reaktion mit all ihren Folgen auslösen können (siehe Abbildung 5) (Pfister et al., 1988). Bei massiven Infektionen kann sich durch die Stadien in der Darmwand sogar eine klinisch relevante Typhlokolitis entwickeln. Am Ende des Winters können je nach Befall sehr viele hypobiotische Larven gleichzeitig aus der Darmwand zurück ins Darmlumen wandern. Dadurch entstehen Epithelschäden mit entzündlichen Reaktionen und einem beträchtlichen Protein- und Flüssigkeitsverlust im Darmlumen. Dieses Phänomen wurde auch im Zusammenhang mit anthelminthischen Behandlungen, bei der die adulten Nematoden aus dem Darm entfernt werden, beschrieben (Pfister et al., 1988). Seite 20

22 Abbildung 5:geschädigtes Darmepithel; im Bild rechts: deutlich manifeste Enteritis infolge massivem Befall mit Kleinen Strongyliden; Quelle: K.Pfister Es gilt jedoch festzuhalten, dass - sowohl in Bezug auf die adulten Würmer, wie auch auf die Larven - die Befallsstärke entscheidend für das Ausmaß der pathologisch - anatomischen Veränderungen und somit auch für die klinische Bedeutung ist (Stratford et al., 2011). Klinik Larvale Cyathostominose: Dieses Krankheitsbild wird durch die gleichzeitige Auswanderung von vielen hypobiotischen Stadien aus der Darmwand verursacht. Es tritt vorwiegend zwischen Oktober und Mai bei Fohlen, Jährlingen und Jungtieren bis zu sechs Jahren auf. Die Auslöser für die gleichzeitige Auswanderung sind komplex; unter anderem kann auch eine Behandlung mit Makrozyklischen Laktonen eine larvale Cyathostominose auslösen. Als Symptome sind Kolik, akuter - später persistierender - Durchfall, Fieber, subkutane Ödeme, Gewichtsverlust, häufig eine Leukozytose mit Neutrophilie und Hypalbuminämie sowie eine Mikrozytose zu nennen. Je nach vorherigem Befall sind keine oder nur relativ wenig Strongylideneier im Kot nachweisbar. Das Krankheitsgeschehen kann einen letalen Verlauf nehmen. Seite 21

23 Chronische Diarrhöe: Durchfälle von bis zu acht Wochen Dauer, die intermittierend sein können, treten in allen Altersstufen auf. Zusätzlich können Hypalbuminämie und Neutrophilie vorhanden sein. Im Kot sind Eier und Larven der Kleinen Strongyliden nachweisbar. Gewichtsverlust-Syndrom: Bei einem massiven Befall mit Kleinen Strongyliden kann es das ganze Jahr hindurch bei Jungtieren zu Abmagerung und Entwicklungsverzögerungen kommen. Zusätzlich können ein raues Haarkleid sowie ein gering- bis mittelgradiger Durchfall auftreten. Immunologie Gegen die Kleinen Strongyliden entwickelt das Pferd eine unvollständige Immunität. Auf Grund dessen scheiden erwachsene Tiere wesentlich weniger Eier aus als Jungtiere. Reinfektionsversuchte haben gezeigt, dass sensibilisierte Tiere weniger klinische Symptome zeigen und in ihnen mehr Larven in das Stadium der Hypobiose eintreten, als bei naiven Pferden. Außerdem wird die Fruchtbarkeit der Weibchen gehemmt. Dies könnte auch die Beobachtung erklären, dass Pferde mit belastetem Immunsystem (Leistung, Cortisonbehandlung, Krankheit) vermehrt Strongylideneier ausscheiden. Diagnostik Eine Infektion mit adulten Würmern kann durch eine Untersuchung des Kots mittels Flotations-Verfahren bzw. Kombiniertem-Sedimentations-Flotationsverfahren oder McMaster-Verfahren nachgewiesen werden (siehe Kapitel Diagnostik). Im Falle der larvalen Cyathostominose ist eine ätiologische Diagnose wegen der fehlenden oder schwachen Eiausscheidung oft schwierig. Manchmal werden mit dem Kot Seite 22

24 jedoch sichtbar Larven ausgeschieden. Auch eine Biopsie der Rektumschleimhaut kann durchgeführt werden. Resistenzlage Resistenzen gegen Benzimidazol-Derivate wurden in Deutschland wiederholt nachgewiesen (Bauer, 1983; Beelitz und Gothe, 1997; Reuber, 1999; Traversa et al., 2009). In einzelnen Beständen gibt es Anzeichen von Resistenz gegen Pyrantel (Becher und Pfister, 2010). Über Resistenzen gegen Makrozyklische Laktone (Ivermectin, Moxidectin) liegen derzeit für Deutschland keine Berichte vor. Seite 23

25 Strategische Entwurmung und Resistenzentwicklung Wenn einzelne Würmer resistent sind (und folglich ein Teil der Wurmpopulation die anthelminthische Behandlung überlebt), werden ausschließlich die Eier von überlebenden (d.h. resistenten) Würmern auf die Koppel ausgeschieden. Mit jeder weiteren sog. strategischen Entwurmung (siehe Seite 14) aller Pferde des Bestandes wird die Resistenzentwicklung beschleunigt und in der Folge werden die Pferde auf der Weide zunehmend mit resistenten Larven konfrontiert. Um eine Beschleunigung der Resistenzentwicklung zu vermeiden, sollten absolut keine Entwurmungen mit Substanzen durchgeführt werden, gegen die eine Resistenz besteht, da ansonsten ausschließlich Eier von resistenten Würmern auf die Koppel ausgeschieden werden. Aus diesem Grund ist auch die sog. Dose and move Methode, (d. h. die gesamte Pferdegruppe vor dem Auftrieb auf eine neue, d.h. nicht kontaminierte Koppel, zu entwurmen) abzulehnen. Auch eine während der Stallhaltungszeit durchgeführte "strategische Entwurmung" kann Resistenzen fördern und ist deshalb abzulehnen. Seite 24

26 Strategische Entwurmung / Nachhaltige Entwurmung und Arzneimittelrecht Verordnung über tierärztliche Hausapotheken (TÄHAV; Stand März 2018) 12 Abgabe der Arzneimittel an Tierhalter durch Tierärzte (1) Arzneimittel, die für den Verkehr außerhalb der Apotheken nicht freigegebene Stoffe oder Zubereitungen aus Stoffen enthalten oder auf Grund ihres Verabreichungsweges oder ihrer Indikation apothekenpflichtig sind, dürfen von Tierärzten an Tierhalter nur im Rahmen einer ordnungsgemäßen Behandlung von Tieren oder Tierbeständen abgegeben werden. (2) Eine Behandlung im Sinne des Absatzes 1 schließt insbesondere ein, dass nach den Regeln der veterinärmedizinischen Wissenschaft 1.die Tiere oder der Tierbestand in angemessenem Umfang vom Tierarzt untersucht worden sind, 2.die Anwendung der Arzneimittel und der Behandlungserfolg vom Tierarzt kontrolliert werden und 3.im Falle der Behandlung mit einem Arzneimittel mit antibakterieller Wirkung eine klinische Untersuchung vom Tierarzt durchgeführt wird. (3) Als Tierbestand gelten auch Tiere verschiedener Eigentümer oder Besitzer, wenn die Tiere gemeinsam gehalten oder auf Weiden zusammengebracht werden. Seite 25

27 Therapie Im Falle von klinischen Symptomen bei der Larvalen Cyathostominose: Folgende Anthelminthika können gegen Larven von Kleinen Strongyliden in der Darmwand eingesetzt werden: Fenbendazol: 7,5 mg/kg KG per os an den Tagen 1-5, und (falls keine Resistenzen vorliegen, muss jedoch vorgängig zwingend abgeklärt werden!) Moxidectin: 0,4 mg/kg KG per os an den Tagen 0, 10, 20 und 30 (cave: Erhöhung des Selektionsdrucks) Die anthelminthische Therapie sollte stets durch eine symptomatische Behandlung des Durchfalls und Flüssigkeitsverlusts sowie einer Gabe von Antiphlogistika ergänzt werden. Die anthelminthische Therapie kommt jedoch oft zu spät, so dass die Prognose im Allgemeinen vorsichtig zu stellen ist. Im Falle von klinischen Symptomen bei Chronischer Diarrhöe und Gewichtsverlust: Folgende Wirkstoffe stehen zur Verfügung: Pyrantel: 6,6 mg/kg KG per os (nur gegen Adulte falls keine Resistenzen vorliegen - dies muss vorgängig zwingend abgeklärt werden!) Moxidectin: 0,4 mg/kg KG per os; bessere Wirksamkeit gegen die Larven in der Darmwand Ivermectin: 0,2 mg/kg KG per os Kontrolle des Therapieerfolgs: Eizahl-Reduktionstest (siehe Kapitel Diagnostik) Seite 26

28 Strongylideneiausscheidung Untersuchungen haben gezeigt, dass Pferde innerhalb eines befallenen Bestands unterschiedliche Mengen an Strongylideneiern ausscheiden (Becher et al., 2010; Nielsen et al., 2006). Dies liegt daran, dass innerhalb einer Population die Wurmbürde unterschiedlich ist (Anderson und May, 1982; Matthews, 2012). Wenn die Eiausscheidung innerhalb einer Pferdepopulation analysiert wird, ergibt sich daher immer ein ähnliches Bild wie im Beispielbestand in Abbildung 6. Eier pro Gramm Kot Pferd 1 bis 27 Abbildung 6: : Beispielbestand: Strongylidenei-Ausscheidung im Sommer 2008; Quelle: A.Becher Ein Großteil der Pferde scheidet gar keine Eier aus (Pferd 1 17, Abb. 6), ein weiterer Anteil scheidet nur geringe Mengen an Strongylideneiern aus (Pferd 18 22,Abbildung 6) und ein kleiner Teil der Pferde (ca. 10 %) ist hauptsächlich für die Kontamination der Weiden und Koppeln mit Strongylideneiern verantwortlich (Matthews, 2012) (Pferd 23 27,Abbildung 6). Wiederholte Untersuchungen haben gezeigt, dass es immer dieselben erwachsenen Pferde sind, die entweder keine Eier bzw. eine geringe Anzahl von Eiern aber hohe Mengen an Strongylideneiern ausscheiden (Becher et al., 2010; Döpfer et al., 2004; Nielsen et al., 2006). Dieses Merkmal der Strongylidenei-Ausscheidung wird als egg-shedding-consistency bezeichnet und ist schematisch in Abbildung 7 dargestellt. Seite 27

29 Abbildung 7: Schematische Darstellung der sog. strongyle egg shedding consistency ; Quelle: A.Becher Seite 28

30 Die Strongylidenei-Ausscheidung eines Bestandes zeigt außerdem eine saisonale Dynamik: Im Winter geht sie - auf Grund von steigender Anzahl von Larven in Hypobiose - zurück, um im Frühjahr wieder anzusteigen und im Hochsommer auf Grund von Neuinfektionen ihren Höhepunkt zu erreichen. Auch das Alter des Pferdes hat einen Einfluss auf die Höhe der Eiausscheidung von Strongyliden. Unbehandelte Fohlen scheiden erst in der zweiten Hälfte der Weideperiode hohe Zahlen an Strongylideneiern aus. In der zweiten und dritten Weidesaison kann sich diese hohe Eiausscheidung je nach Infektionsdruck fortsetzen, zeigt aber deutliche Schwankungen in der Höhe. Mit zunehmendem Alter und sich entwickelnder Immunität nimmt die Strongylidenei-Ausscheidung jedoch wieder ab. Bei sehr alten Pferden kann sie dann wieder zunehmen (Döpfer et al., 2004). Prophylaktische Maßnahmen Ziel der Prophylaxe ist es heutzutage 1. eine Infektion, bzw. Reinfektion mit einer großen Anzahl von infektiösen Larven zu verhindern und 2. gleichzeitig eine weitere Ausbreitung der Resistenzentwicklung zu verzögern oder zu verhindern. 3. die Weidekontamination zu verringern. An dieser Stelle muss explizit darauf hingewiesen werden, dass wegen der Vielfalt der Arten der Kleinen Strongyliden und deren unterschiedlichen Entwicklungsstadien Seite 29

31 sowie dem begrenzten anthelminthischen Potential eine totale Elimination im einzelnen Bestand gar nicht, bzw. nie möglich ist. Darüber hinaus muss betont werden, dass eine Totalelimination aller Würmer aus Gründen der kontinuierlichen Stimulation der körpereigenen Immunabwehr heutzutage auch nicht mehr wünschenswert ist. Eine Reduktion der Anzahl der aufgenommenen Larven III kann nur indirekt erfolgen. Da eine Bekämpfung der Larven auf der Weide nicht möglich ist, muss verhindert werden, dass eine große Anzahl von Wurmeiern auf die Weide kommt. Dies kann durch i) eine Reduktion der Eiausscheidung der Pferde, z. B. durch die Zeitgemäße (+Selektive) Entwurmung (siehe Kasten) und ii) aufwändige weidehygienische Maßnahmen erfolgen. Wichtig ist zu beachten, dass die hygienischen Bedingungen im Bestand die Eiausscheidung wesentlich beeinflussen können: wenn Paddocks, Ausläufe und Koppeln regelmäßig abgemistet werden, reduziert sich normalerweise die Anzahl der Pferde, die entwurmt werden müssen. Idealerweise sollten Koppeln alle zwei Tage abgemistet werden, um so die Wurmeier bereits vor dem Schlüpfen zu entfernen bzw. das Auswandern der Strongylidenlarven zu verhindern. Bei kaltem Wetter (<10 C) oder trockener Hitze kann dieses Intervall verlängert werden. Ein Einfluss von anderen weidehygienischen Maßnahmen auf die Höhe der Eiausscheidung konnte bisher nicht festgestellt werden. In jedem Fall kontraproduktiv ist das Abschleppen der Weiden bei feuchtem Wetter, da dies zu einer weiteren Verteilung der Larven über die Koppeln führt. Ebenso zu verwerfen ist das Ausbringen von Kalk, da erwiesener Maßen durch die erreichten Konzentrationen die Larvenkontamination nicht beeinflusst wird. Hingegen Seite 30

32 reduziert eine Wechselbeweidung mit Rindern oder Schafen den Infektionsdruck massiv. Dies wird jedoch in Deutschland kaum praktiziert. Bewertung der konventionellen, strategischen Entwurmung Vor dem dargestellten Hintergrund der wissenschaftlich untersuchten Eiausscheidung und Epidemiologie der Kleinen Strongyliden macht eine weiterführende Anwendung des interval dose programs mit zwei bis vier strategischen Entwurmungen pro Kalenderjahr kaum mehr bzw. überhaupt keinen Sinn. Hinzu kommt noch, dass bei Anwendung dieses Programms sehr oft keinerlei Kontrollen des medizinischen Erfolgs (der Wirksamkeit) oder von eventuellen Resistenzen stattfinden. Postuliert man die Abtötung aller Stadien im Pferd als Ziel der Entwurmung, so versagt auch dieses Argument als Begründung für das interval dose programme. Eine einmalige Gabe von Benzimidazol-Derivaten (sofern noch wirksam!), Pyrantel oder Ivermectin (wie bei dieser Methode empfohlen) tötet lediglich die adulten Würmer ab. Die (pathogenen) Larvenstadien in der Darmwand können selbst durch eine fünftägige Gabe von Fenbendazol oder eine einmalige Behandlung mit Moxidectin nicht vollständig abgetötet werden. Das Fazit lautet deshalb: - für eine Reduktion der Kontamination der Koppeln mit Strongylideneiern ist selbst eine zwei- bis viermalige strategische Entwurmung der Pferde mit hoher Eiausscheidung nicht ausreichend. - eine Entwurmung der Pferde mit geringer oder keiner Eiausscheidung ist absolut überflüssig und nicht Ziel führend. Seite 31

33 Selektive Anthelminthische Therapie Auf der Grundlage der egg-shedding-consistency wurde die Methode der Selektiven Entwurmung entwickelt (Becher et al., 2010; Duncan und Love, 1991; Gomez und Georgi, 1991). Sie zielt nur auf die Strongyliden ab. Mit dieser Methode werden nur diejenigen Pferde entwurmt, deren quantitative Strongylidenei-Ausscheidung über einem bestimmten Schwellenwert liegt. International wurde der Grenzwert von 200 EpG (Eier pro Gramm Kot, hier Strongylideneier) festgelegt und ist seit langem in Einsatz. Dadurch kann die Kontamination der Weiden mit Strongylideneiern erheblich und folglich auch der Einsatz von Anthelminthika deutlich reduziert werden. Da in der Regel viele Pferde eines Bestandes Werte < 200 EpG aufweisen, bedeutet dies, dass fast nie alle Pferde des Bestandes gleichzeitig entwurmt werden müssen. Nach wiederholten koproskopischen Untersuchungen im ersten Untersuchungsjahr können die Pferde aufgrund der egg-shedding-consistency in die drei Kategorien geringe Eiausscheider, schwankende Eiausscheider und hohe Eiausscheider eingeteilt werden (Siehe Abbildung 8). In der Folge kann die Anzahl der Kotproben reduziert werden, die nötig sind, um Aussagen über die Eiausscheidung einzelner Pferde im Laufe der kommenden Koppelsaison zu treffen. Die Erfahrung zeigt im Einklang mit der eggshedding-consistency -, dass es bei den meisten Pferden ausreicht, nach dem 1. Jahr der Selektiven Entwurmung zwei Kotproben pro Weidesaison zu untersuchen - dies wird in Dänemark praktiziert. Im ersten Jahr sollten zur Einordnung der Pferde in die drei Kategorien geringe Eiausscheider, schwankende und hohe Eiausscheider allerdings mindestens vier Kotproben (adäquat über die Weidesaison verteilt) untersucht werden. Seite 32

34 Wenn die Pferde im Winter keinen Zugang zu den Koppeln haben, können sie diese auch nicht mit Strongylideneiern kontaminieren. Deshalb ist im Rahmen der Selektiven Entwurmung eine Untersuchung und Behandlung in diesem Zeitraum nicht indiziert. Vielmehr ist im März/ April der optimale Zeitpunkt, um im Zeitraum des Koppelaustriebs die erste Kotprobe im Rahmen der Selektiven Entwurmung zu untersuchen. Die Eiausscheidung nimmt ab diesem Zeitpunkt wieder zu und erreicht normalerweise im Hochsommer ihren Höhepunkt. Deshalb wird empfohlen, ab dem zweiten Jahr der Selektiven Entwurmung bei Pferden der Kategorie geringe Ausscheider in den Monaten Juli oder August die zweite Kotprobe zu untersuchen (Siehe Abbildung 8). Ist ein Pferd nach dem 1. Jahr der Selektiven Entwurmung als schwankender Eiausscheider klassifiziert worden, sollen auch im 2. Jahr nochmals drei bis vier Kotproben untersucht werden (Siehe Abbildung 8). Seite 33

35 Abbildung 8: Schematische Darstellung der Kategorisierung der Pferde nach dem 1. Untersuchungsjahr bezogen auf Strongyliden; Quelle: M.Menzel Seite 34

36 Bis zu einem Alter von drei Jahren eignet sich die Selektive Entwurmung, sofern die jungen Pferde in einer höheren Frequenz untersucht werden. Junge Pferde scheiden in der Regel noch wesentlich mehr Strongylideneier aus als adulte Tiere. Es gibt jedoch auch Hinweise, dass ältere und kranke Pferde wieder vermehrt Eier ausscheiden. Deshalb sollten auch Pferde der Gruppe geringe Ausscheider im Krankheitsfall und im fortgeschrittenen Alter zusätzlich untersucht werden. Im Rahmen der Selektiven Entwurmung können alle Wirkstoffe zur Entwurmung gegen Kleine Strongyliden eingesetzt werden, solange sie wirksam sind (vgl. Eizahlreduktionstest, Kapitel Diagnostik). Hohe Eiausscheider sollten ab dem zweiten Jahr des Selektiven Entwurmungsprogramms (bzw. im ersten Jahr ab der 3. Probe > 200 EpG) während der Weidesaison kurz vor Ablauf der egg-reappearance period (ERP) der einzelnen Wirkstoffe kontinuierlich entwurmt werden (ERP: Pyrantel und Benzimidazol-Derivate: sechs Wochen, Ivermectin: acht Wochen; Moxidectin: 12 Wochen. Siehe Abbildung 8). Als Alternative ist jeweils die Beprobung im Abstand ERP + 2 Wochen nach der letzten Entwurmung mit entsprechenden Konsequenzen möglich. Ziel ist es, die Eiausscheidung zuverlässig zu reduzieren, um den Infektionsdruck für die gesamte Herde zu senken. Es ist bisher nicht erforscht, ob bei diesen Tieren die Eiausscheidung mittelfristig ohne kontinuierlichen Arzneimitteleinsatz wesentlich reduziert werden kann. Deshalb kann der zusätzliche Einsatz von Kotproben (außer im Rahmen von EZRT) wirtschaftliche in Frage gestellt werden. Zusätzlich sollten Maßnahmen ergriffen werden, die das Immunsystem stärken. Seite 35

37 Refugium Pferde, die nur wenige Strongylideneier ausscheiden und deshalb nicht entwurmt werden, spielen eine wichtige Rolle im Hinblick auf die Verzögerung der Resistenzentwicklung: Die Würmer in diesen Pferden kommen nicht mit dem Anthelminthikum in Kontakt, d. h. sie haben keine Gelegenheit zur weiteren Selektion auf Resistenz. Diese Würmer befinden sich daher in einem sog. Refugium, d.h. sie sind in einem Schutzraum vor dem Selektionsdruck durch die anthelminthische Behandlung. Werden nach der Selektiven Entwurmung von Pferden mit hoher Eiausscheidung trotzdem Eier von resistenten Würmern ausgeschieden, kommt es auf der Koppel zu einer Durchmischung mit den Wurmeiern der nicht resistenten Würmer aus dem Refugium. Eine Resistenz entwickelt sich dadurch wesentlich langsamer, als wenn im Rahmen einer sog. strategischen Entwurmung aller Pferde eines Bestands sämtliche empfindlichen Würmer abgetötet werden und dann nur noch Eier von resistenten Würmern ausgeschieden werden. Seite 36

38 Spulwürmer (Parascaris equorum) Morphologie Eier: ca. 100 µm groß, rund, braune dicke Schale (siehe Abbildung 9) Larven: weißlich, kürzer als adulte Stadien Adulte Nematoden: weißlich, adulte Weibchen bis 44 cm und Männchen bis 28cm Abbildung 9: links unten Ei von Parascaris equorum und in der Mitte oben Strongyliden; Quelle Labor ParaDocs Vorkommen In Jungtierbeständen kommen Prävalenzen bis zu 70% vor. Ein Befall von erwachsenen Pferden ist sehr selten. Seite 37

39 Entwicklung Die adulten Würmer siedeln im Jejunum und legen die mit dem Kot ausgeschiedenen Eier, die bis 5 Jahre in der Außenwelt infektionstüchtig sein können. In diesen entwickelt sich in der Außenwelt innerhalb von zwei bis drei Wochen die infektiöse Larve III. Durch orale Aufnahme larvenhaltiger Eier infiziert sich das Pferd auf der Weide oder im Stall. Im Magen schlüpfen die Larven und wandern in Zäkum und Kolon aus dem Darm via Vena cava in die Larven in die Leber, wo sie das Leberparenchym durchqueren. Von dort führt die Körperwanderung der Larven auf dem Blutweg via Herz nach ca. 2 Wochen in die Lungen. Von dort aus erreichen sie über die Alveolen und den Bronchialbaum die Trachea, werden hoch gehustet und danach abgeschluckt. Im Jejunum erfolgt schließlich die Häutung zum adulten Spulwurm. Der Zeitraum von der Infektion bis zur Eiausscheidung (Präpatenz) dauert je nachdem ca Wochen. Pathogenese Pathologie In der Leber entstehen Parenchymschäden und Blutungen, die Narbengewebe hinterlassen. In der Lunge kommt es zu Blutungen, eosinophilen Infiltrationen und Ödemen. Bei massivem Befall können die Larven IV und die adulten Stadien im Dünndarm Erosionen und Mukosaläsionen verursachen. Gelegentlich kommt es zu schweren Schädigungen des Darmes bis hin zu partiellem oder totalem Ileus, je nachdem sogar mit Todesfolge. Klinik Während die Leberschädigungen kaum klinisch bemerkt werden, kann es während der Lungenphase (frühestens in der zweiten Woche nach Erstinfektion) zu Nasenausfluss, Husten und Fieber kommen. Seite 38

40 Als Folge der Schäden, die durch die Stadien im Darm verursacht werden, können sich bei den befallenen Jungtieren Fressunlust, Abmagerung, Indigestionen, Durchfall und Koliken manifestieren. In sehr seltenen Fällen kann es sogar zu tödlich endenden Darmrupturen kommen. Immunologie Nach einer Infektion entwickelt sich ab einem Alter von vier bis sechs Monaten eine Immunreaktion, die bei normaler Immunkompetenz zur sukzessiven Eliminierung der vorhandenen adulten Würmer führt. Diese Immunreaktion ist auch dafür verantwortlich, dass adulte Pferde nur sehr selten von Spulwürmern befallen sind. Im jungen Pferd wird ein Teil der Larven schon während der Körperwanderung durch die Immunabwehr eliminiert. Ebenso können juvenile und adulte Stadien im Darm immunbedingt ausgeschieden und entsprechend im Kot festgestellt werden (unabhängig von anthelminthischen Behandlungen). Diagnostik Juvenile Stadien und adulte Nematoden können immer wieder auch im Kot gefunden werden. Die Eier werden mit dem Kombinierten-Sedimentations-Flotations-Verfahren oder dem McMaster-Verfahren nachgewiesen. Der Einachweis im Kot von Fohlen <10 Wochen ist auf Koprophagie zurückzuführen. Bei einer Bronchoskopie können im Trachealschleim vermehrt eosinophile Leukozyten als Folge der Larvenwanderung durch die Lunge nachgewiesen werden. Der alleinige Nachweis von Eosinophilen ist allerdings unspezifisch und erfordert den Nachweis von Eiern im Kot für eine ätiologische Diagnose. Seite 39

41 Resistenzlage In den letzten Jahren wurde in Deutschland wiederholt über Spulwurminfektionen in einzelnen Beständen berichtet, die gegen makrozyklische Laktone resistent waren (Pfister und Rattenhuber, 2007; von Samson-Himmelstjerna et al., 2007). Diese haben zum Teil ihren Ursprung in Betrieben, die sehr oft (z. B. alle vier Wochen) entwurmen. Resistenzen von P. equorum gegen Pyrantel und Benzimidazol-Derivate sind bisher in Deutschland noch nicht beschrieben worden. Therapie Lungensymptome beim Fohlen können nicht mit Benzimidazolen und Pyrantel behandelt werden, da diese Wirkstoffgruppen nur gegen die Stadien im Darm wirken. Ivermectin wirkt teilweise gegen die Larven in der Lunge. Moxidectin, das teilweise larvizid wirkt, ist bei zu behandelnden Pferden erst ab einem Alter von vier Monaten zugelassen. Klinische Symptome des Darmapparats können durch eine anthelminthische Behandlung mit Benzimidazol-Derivaten, Pyrantel oder makrozyklischen Laktonen (Ivermectin, Moxidectin) bekämpft werden. Die beiden makrozyklischen Laktone sollten nur noch gegen Spulwürmer eingesetzt werden, wenn die volle Wirksamkeit im jeweiligen Bestand bestätigt worden ist. Da bei massivem Befall und Gabe von Makrozyklischen Laktonen (gleichzeitige Paralyse von vielen Würmern) eine Obstruktionskolik entstehen könnte, sollten in solchen Fällen besser Pyrantel oder Benzimidazol-Derivate verabreicht werden. Prophylaktische Maßnahmen Das Ziel der Prophylaxe besteht im Wesentlichen darin, wie bei den Kleinen Strongyliden, den Infektionsdruck zu senken. Gleichzeitig sollte sich eine (möglichst) schwache Infektion etablieren können, die den Aufbau einer Immunabwehr ermöglicht. Seite 40

42 Daher sollen bei einer im Bestand nachgewiesenen P. equorum - Infektion die Fohlen das erste Mal zwischen dem Lebenstag entwurmt werden, um eine Eiausscheidung zu verhindern. Anschließend sollten die Fohlen jeweils in ca. neun bis zehn Wochenabständen entwurmt werden (maximal jedoch 4x im ersten Lebensjahr). Ab dem zweiten Lebensjahr kann analog zum ersten Lebensjahr oder alternativ zeitgemäß (+selektiv) behandelt werden. Von solchen Fällen sollten im Abstand von sechs bis acht Wochen Kotproben untersucht und die Pferde bei positivem Nachweis von Spulwurmeiern behandelt werden. Eine unerlässliche tierärztliche Maßnahme bildet die diagnostische Überprüfung der Wirksamkeit der angewendeten Anthelminthika. Deshalb sollten jährlich Eizahlreduktionstests durchgeführt werden (siehe Kapitel EZRT). Eine anthelminthische Behandlung von Spulwürmern mit makrozyklischen Laktonen ohne Überprüfung der Wirksamkeit kann als tierärztlicher Kunstfehler gesehen werden. Außerdem sollte bei Ankäufen durch eine Quarantäne-Behandlung (mit integrierter Überprüfung der Wirksamkeit) eine Einschleppung von resistenten Spulwürmern verhindert werden. Ziel ist es, keinen Kot eines neuen Pferdes auf die Weiden gelangen zu lassen, bevor eine Resistenzabklärung durchgeführt wurde. Dazu sollte jedes neu eingestellte Pferd auf dem Bestand mit einem makrozyklischen Lakton entwurmt und gleichzeitig eine Wirksamkeitsprüfung (EZRT) durchgeführt werden. Der Kot des Tieres sollte überdies so beseitigt werden, dass er nicht als Infektionsquelle dienen kann. Alle hygienischen Maßnahmen im Stall und auf der Weide reduzieren das Infektionsrisiko weiter. Daher sollte der Pferdekot regelmäßig von den Weiden entfernt werden (siehe Kapitel Kl. Strongyliden). Seite 41

43 Magendasseln (Gasterophilus spp.) Morphologie Eier: 1-1,5 mm, weiß - gelblich, vor allem an Vorderbrust und -gliedmaßen der Pferde abgelegt Larven III im Magen: segmentiert, die einzelnen Segmente tragen in Reihen angeordnete Dornen. Adultstadium: Fliegen stark behaart, 1-1,7 cm groß, unterschiedlich dunkel- bis gelbbraun gefärbt (Hummelähnlich) Vorkommen Die Verbreitung der Magendasseln ist regional und auch bestandspezifisch sehr unterschiedlich. In unseren Regionen kommt vor allem Gasterophilus intestinalis vor. In Süddeutschland gibt es viele Gebiete ohne Vorkommen von Dasselfliegen. Der Tierarzt sollte die Besitzer stets fragen, ob im Spätsommer und Herbst die typischen Eier an den Prädilektionsstellen, bzw. im einzelnen Bestand vorkommen. Entwicklung Gasterophilus intestinalis lebt als Adultstadium in der Zeit von Juni bis Oktober max. eine Woche und legt in dieser Zeit die Eier vorwiegend an den Vordergliedmaßen und der Vorderbrust der Pferde ab. Die Eier werden vom Pferd abgeleckt. In der Maulhöhle schlüpfen durch den Feuchtigkeits- und Wärmereiz die L I und wandern dort in die Mukosa ein. Nach einer drei bis vier Wochen dauernden Migration in der Submukosa gelangen die Larven in den Magen (Pars cardiaca), wo sie sich als L II ansiedeln und danach zur LIII weiter entwickeln. Nach einer mehrmonatigen Reifezeit werden die LIII im Seite 42

44 Frühjahr bis Sommer des folgenden Jahres sodann mit dem Kot ausgeschieden. Im Freien findet anschließend eine zwei bis 12 Wochen dauernde Puppenruhe statt, bevor die Fliegen schlüpfen. Pathogenese - Pathologie Vorwiegend im Maul und an der Zunge entstehen im Zuge der Larvenwanderung in der Mukosa teilweise nur schwer sichtbare Läsionen wie Erosionen, Blutungen, Entzündungen und Ulzera (Ostermann Lind et al., 2012). Das Ausmaß solcher Veränderungen hängt entscheidend von der Befallsintensität mit infestierenden Larven ab. Im Magen entstehen durch die Präsenz der Drittlarven deutliche, kraterförmige Ulzerationen an den jeweiligen Haftstellen der Larven III, ansonsten kommt es kaum zu auffälligen Symptomen. Klinik In der Regel, bzw. in den weitaus meisten Fällen verläuft die Infestation subklinisch. Einige Autoren führen allerdings eine Leistungsminderung der Pferde darauf zurück. Bei massivem Befall werden Symptome wie Kau- und Schluckbeschwerden, Kolik, Inappetenz, Anämie und Abmagerung etc. beschrieben (Ostermann Lind et al., 2012; Roelfstra et al., 2009). Diagnostik Die einfachste Diagnosestellung erfolgt im Spätsommer und Herbst durch das Erkennen der Eier an den Prädilektionsstellen am Pferd. Die Larven können gelegentlich in der Maulhöhle (Erosionen und andere Migrationsspuren in der Submukosa), besser jedoch mit Hilfe der Endoskopie im Magen nachgewiesen werden. Seite 43

45 Resistenzlage Bisher wurden keine Resistenzen nachgewiesen. Therapie Eine nachgewiesene Infestation kann mit Ivermectin (0,2 mg/kg Kg KG per os) oder mit Moxidectin (0,4 mg/kg Kg KG per os) bei der Aufstallung im Spätherbst behandelt werden. Prophylaktische Maßnahmen In Beständen, in denen regelmäßig Eier beobachtet werden, sollten alle Pferde bei der Aufstallung am Ende der Koppelsaison mit einem makrozyklischen Lakton behandelt werden. Zu diesem Zeitpunkt migrieren die Larven zum Magen hin und sind für den Wirkstoff gut empfänglich. Auch das Entfernen der Eier aus dem Haarkleid beugt einer oralen Aufnahme durch das Pferd vor, ist allerdings technisch relativ schwierig machbar. Seite 44

46 Bandwürmer (Anoplocephala spp.) Spezies: Anoplocephala perfoliata A. magna Paranoplocephala mamillana Morphologie Eier von Anoplocephala perfoliata ca µm groß, enthalten eine Onkosphäre mit birnförmigem Apparat Adulte Zestoden: Skolex mit Saugnäpfen; platter, gegliederter Körper; Größe: A. perfoliata: ca. 1,4 x 8 cm; A. magna: ca. 2,5 x 52 cm; einzelne Bandwurmglieder können mit dem Pferdekot ausgeschieden werden Abbildung 10: Bandwürmer im Darm; Quelle: K.Pfister Vorkommen Bandwurmbefall kann überall vorkommen, allerdings in der Regel bestandsmäßig (aufgrund der Zwischenwirtbiologie) gehäuft. Wegen der unregelmäßigen Verbreitung Seite 45

47 ist es schwierig, Prävalenzen anzugeben. Je nach Angaben sind in Deutschland bis zu 30% der Bestände befallen. A. perfoliata ist die dominante Spezies in Deutschland (Beelitz und Gothe, 2001). Entwicklung Die mit dem Kot intermittierend ausgeschiedenen Bandwurmeier müssen von Moosmilben aufgenommen werden, um sich in deren Leibeshöhle innerhalb von zwei bis vier Monaten zum Zystizerkoid zu entwickeln. Zystizerkoide können in den Milben auf den Weiden lange überleben, bzw. überwintern. Durch die Futteraufnahme auf der Weide wird die Milbe mitsamt dem infektiösen Stadium vom Pferd aufgenommen. Im Darm der Pferde entwickeln sich dann die adulten Würmer, die sich vor allem im Bereich der Ileo-Zäkal-Klappe, teilweise auch im Zäkum und Kolon ansiedeln. Von der Aufnahme des infektiösen Zystizerkoids bis zur Ausscheidung der Eier dauert es mindestens sechs Wochen. Pathogenese - Pathologie Die adulten Würmer saugen sich in der Darmschleimhaut fest. Dadurch entstehen lokal Erosionen und Ulzerationen und es kommt zu Entzündungen der Mukosa, die mit Vernarbungen einhergehen können. Da sich die Bandwürmer (A. perfoliata) gerne in Gruppen im Bereich der Ileo-Zäkal-Klappe ansiedeln (siehe Abbildung 11), können sie gelegentlich auch mechanisch zu Obstruktionen führen und Koliken verursachen. Seite 46

48 Abbildung 11: Erosion an der Ileocaecalklappe; Quelle: K.Pfister Klinik Die meisten Infektionen mit A. perfoliata verlaufen inapparent. Aber auch Durchfälle und schwere Koliken (z. B. Ileumanschoppung) können gegebenenfalls durch einen Bandwurmbefall ausgelöst werden. Diagnostik Bandwurmglieder sind mit bloßem Auge im Kot erkennbar. Bandwurmeier im Kot werden mit dem McMaster-Verfahren oder dem Kombinierten-Sedimentations-Flotations- Verfahren nachgewiesen. Letztere ist die sensitivste Methode. Der intermittierenden Eiausscheidung wird durch die Untersuchung von 3 Tages-Kotproben (bei Einzelpferden bis < 9 Tieren) mittels Kombiniertem-Sedimentations-Flotations-Verfahren oder aber durch die wiederholte Untersuchung möglichst aller Pferde eines Bestands (> 9 Pferde) mittels McMaster-Verfahren begegnet. Auf diese Weise kann auch im Rahmen der Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung in größeren Beständen ein Bandwurmbefall bei hoher Untersuchungsfrequenz und negativen Befunden ausgeschlossen bzw. als unbedeutend beurteilt und eingestuft werden. Der Nachweis bei einem Pferd ist jedoch Seite 47

49 bereits ein klarer Beweis dafür, dass der Bestand infiziert ist, sofern das Pferd nicht zugekauft wurde. In England wird seit kurzem ein ELISA Test kommerziell angeboten, mit dem im Speichel Bandwurm-Antikörper nachgewiesen werden. Dieser ist über einzelne Labore als Zwischenhändler auch in Deutschland erhältlich. Resistenzlage Bisher wurden bei Anoplocephala spp. keine Resistenzen nachgewiesen. Therapie Bandwurminfektionen können mit Praziquantel (1,0 mg/kg Kg KG per os) oder mit Pyrantel in der doppelten Dosierung (13,2 mg/kg Kg KG per os) behandelt werden. Prophylaktische Maßnahmen Bei bekanntem Bandwurmbefall im Bestand sollte am Ende der Weideperiode der gesamte Bestand entweder mit Praziquantel oder Pyrantel (cave: doppelte Dosierung) entwurmt werden. Einzelne Autoren empfehlen bei starkem Befall, klinischen Problemen und nach feuchten Sommern außerdem eine zusätzliche Bandwurmbehandlung im Juli/August. In England gibt es erste Versuche auf Grundlage des Speichel-ELISA Bandwürmer auch selektiv zu behandeln. Da allerdings wissenschaftlich noch nicht ausreichend geklärt ist, welche klinischen Folgen dieser Ansatz hat, raten wir vorerst noch von diesem Vorgehen ab. Seite 48

50 Pfriemenschwänze (Oxyuris equi) Morphologie Eier: ca. 100 x 45 µm groß, asymmetrische Form, Polpropf, im Inneren U-förmiger Embryo Adulte Nematoden: weißlich 1-15 cm lang, männliche Oxyuren länger als weibliche, Körper verjüngt sich zum Schwanz hin, dadurch peitschenähnliches Aussehen Vorkommen Die Prävalenz variiert sehr stark, d. h. Oxyuren sind weit, jedoch bestandsmäßig sehr unterschiedlich verbreitet. Entwicklung Die weiblichen Würmer, die im Kolon und Rektum leben, treten zur Eiablage aus dem After aus und legen ihre Eier in der Perianalgegend in sog. Eischnüren ab. Die Pferde streifen diese Eischnüre nach dem Eintrocknen infolge des entstandenen Juckreizes meistens ab. Innerhalb von drei bis fünf Tagen entwickelt sich im Ei die infektiöse Larve III, die in der Außenwelt über Monate infektiös bleibt. Nach oraler Aufnahme entwickelt sich im Darm die L IV und daraus die adulten Würmer. Die Präpatenz beträgt 4,5 Monate. Pathogenese - Pathologie Die Stadien im Darm sind nicht pathogen. Der Juckreiz, der durch die Eischnüre entsteht, kann aufgrund von Scheuern zu Haarverlust und erheblichen Läsionen an der Haut um den Schweifansatz führen. Klinik Das typische Symptom ist Schweifscheuern. Differenzialdiagnostisch sollte stets ein allergisches Geschehen ausgeschlossen werden. Seite 49

51 Diagnostik Die Eier (in den Eischnüren) werden mit der Klebestreifenmethode (siehe Kapitel Diagnostik) nachgewiesen. Im Kot sind nur im Ausnahmefall Eier nachzuweisen. Bei diagnostischen Problemen kann Im Zweifelsfall auch eine diagnostische Entwurmung durchgeführt werden. Resistenzlage Bisher wurden keine Fälle von resistenten Pfriemenschwänzen beschrieben. Oftmals beobachtete schwere Behandelbarkeit ist meistens eine Folge eines inadäquaten Managements und von nicht konsequent durchgeführten Hygienemaßnahmen. Therapie Benzimidazole, Pyrantel und makrozyklische Laktone können bei einer Infektion eingesetzt werden. Bestehen Zweifel an der Wirksamkeit der Behandlung (14 Tage nach der Behandlung werden noch, bzw. wieder Eier oder neue Eischnüre nachgewiesen) sollte die Wirkstoffgruppe gewechselt werden. Zu jeder Therapie gehört zwingend auch das adäquate Waschen und Pflegen der Perianalgegend. Es empfiehlt sich, die Beobachtungen und Maßnahmen des Besitzers in einem Tagebuch zu dokumentieren. So kann auch bestimmt werden, wie lange der jeweilige Wirkstoff beim einzelnen Pferd wirkt. Ist dieser Zeitraum bestimmt, sollte mehrmals in diesem Abstand 1 Woche entwurmt werden. Prophylaktische Maßnahmen Wegen der je nach Umgebung (adäquate Feuchtigkeit, Temperaturen über dem Gefrierpunkt) monatelangen Überlebenszeit der Eier können Reinfektionen durch Stall- und Weidehygiene kaum verhindert werden (Eckert et al., 2008). Bei Einzeltieren Seite 50

52 kann der Infektionsdruck jedoch gesenkt werden wenn die Perianalgegend regelmäßig mit Wasser und hautfreundlicher Seife gereinigt wird. Seite 51

53 Große Strongyliden Spezies: Strongylus vulgaris Strongylus equinus Strongylus edentatus Strongylus asini Morphologie Eier: ca. 100 x 70 µm groß; nicht von den Eiern der Kleinen Strongyliden unterscheidbar Larven III: mikroskopisch anhand der Anzahl der Mitteldarmzellen von den Kleinen Strongyliden zu unterscheiden Adulte Nematoden: vergleichbar den Kleinen Strongyliden, meist aber länger (1-5cm) Abbildung 12: Larven von S.vulgaris; Quelle K. Pfister Seite 52

54 Abbildung13: Zentral im Bild zu sehen eine Larve von S. vulgaris; Quelle: M.Menzel Vorkommen In Deutschland sind die Großen Strongyliden sehr selten (geworden) (Scheuerle, 2013). Auch in den ersten Jahren nach dem Wechsel zur Selektiven Entwurmung ändert sich diese Situation nicht (Schneider, 2014; Menzel, 2015; Kaspar, 2017). Allerdings stellen Importpferde und Pferde aus Beständen, in denen jahrelang nicht entwurmt wurde, eine potentielle Reinfektionsquelle dar (Döpfer, 2004; Greite, 2013). Entwicklung Die externe Entwicklung verläuft vergleichbar mit derjenigen der Kleinen Strongyliden. Die Larven der drei Arten S. vulgaris, S. edentatus und S. equinus machen hingegen jeweils unterschiedliche Körperwanderungen im Pferd durch: Besondere Beachtung erfordert S. vulgaris, der pathogenste aller Grossen Strongyliden: Die L IV von S. vulgaris wandert von den Wurmknötchen in der Darmwand in/auf der Intima der Darmarterien bis Seite 53

55 zur vorderen Gekrösewurzel (A. mesenterica cranialis) und verursacht dort während ihrer drei bis vier Monate dauernden Weiterentwicklung entzündliche Veränderungen (Burkhardt, 1983; Eckert et al., 2008). In dieser Phase entwickeln sich die Larven weiter um danach durch dieselben Gefäße wieder in den Dickdarm zurückzukehren. Der Zeitraum von der Aufnahme der infektiösen Larve III bis zur Eiausscheidung dauert zwischen sechs bis 11 Monate. Pathogenese - Pathologie Im Gegensatz zu den bei den Kleinen Strongyliden beschriebenen, in der Regel. unbedeutenden Veränderungen führt die Körperwanderung von S. vulgaris zu schwerwiegenden pathologisch-anatomischen Veränderungen und Folgeerscheinungen. Bereits die aktive Wanderung durch die Darmwand sowie in und auf der Intima der arteriellen Blutgefässe verursacht Hämorrhagien und entzündliche Reaktionen v. a. in der vorderen Gekrösewurzel wie z. B. Intimaläsionen, Erosionen und Thromben. Dieses Krankheitsbild wird als verminöse Arteriitis bezeichnet. Die schwerwiegendsten Folgen werden durch die Thrombenbildung hervorgerufen, da sie zu thrombo-embolischen Koliken führen können. Klinik Eine klinisch relevante verminöse Arteriitis geht mit Fieber, Inappetenz, Abmagerung und Lethargie einher. Thrombo-embolische Koliken können je nach Sitz und Größe des Thrombus unterschiedliche Verläufe nehmen und sogar zum Tode des Pferdes führen. Zusätzlich können alle möglichen gastrointestinalen Symptome auftreten, die auch bei den Kleinen Strongyliden vorkommen und beschrieben werden. Eine Infektion mit Großen Strongyliden kann aber auch symptomlos verlaufen, der Grad hängt stets von der Befallsstärke ab. Seite 54

56 Immunologie Es kommt nach Erstinfektion zur Ausbildung einer zumindest partiellen Immunität, die auch die Intensität der Gefäßschäden reduziert und die klinischen Symptome vermindern kann. Infektionsversuche mit konstant verabreichten kleinen Mengen infektiöser Larven von S.vulgaris hatten keine klinischen Folgen. Diagnostik Um eine eindeutige Diagnose zu stellen, müssen nach der initialen koprologischen Untersuchung aus den Strongylideneiern zwingend Drittlarven angezüchtet (Koprokultur) und differenziert werden. Alternativ kann die DNA von Strongylus spp. in aus dem Kot isolierten Eiern mittels PCR nachgewiesen werden. Ein ELISA zum Nachweis von Antikörpern im Blut wäre wünschenswert, ist aber noch nicht verfügbar. Resistenzlage Bisher sind keine Resistenzen beschrieben worden. Therapie Benzimidazole, Pyrantel und makrozyklische Laktone sind geeignet, die adulten Würmer im Pferd abzutöten. Gegen die wandernden Larven sind Ivermectin (0,2 mg/kg KG per os) und Moxidectin (0,4 mg/kg KG per os) die Substanzen der Wahl, während bei Gabe von Fenbendazol (7,5 mg/kg KG per os an fünf aufeinanderfolgenden Tagen) eine Teilwirkung nachgewiesen wurde. Prophylaktische Maßnahmen In der aktuellen Situation liegt der Schwerpunkt auf der Verhinderung der Einschleppung von S. vulgaris in einen Bestand. Deshalb sollten neu in den Bestand aufgenommene Pferde bei der Einstallung koprologisch untersucht (Kombiniertes- Seite 55

57 Sedimentations-Flotations-Verfahren plus Larvenanzucht) und danach je nach Befund mit einem Makrozyklischen Lakton behandelt werden. Diese Pferde dürfen frühestens nach 14 Tagen auf die neuen Weiden gelassen werden. In Dänemark, wo aufgrund gesetzlicher Vorgaben nur nach vorheriger Diagnostik entwurmt werden darf, werden wieder mehr Infektionen mit S. vulgaris nachgewiesen. Hier stellt sich die Frage, ob in der dortigen Diagnostik auch Larvenanzuchten wie bei der Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung Anwendung findet (siehe Seite 52). Deshalb sollte in Beständen, in denen zeitgemäß (+selektiv) entwurmt wird, im Laufe der Weideperiode eine Larvenanzucht von allen Tieren, die nicht entwurmt wurden, durchgeführt werden. Diese kann eventuell durch eine Herbstentwurmung zur S. vulgaris - Prophylaxe ergänzt werden, was aber im Sinne einer Reduktion des Arzneimitteleinsatzes und der Resistenzvermeidung bei anderen Spezies sorgfältig überdacht werden sollte. Außerdem ist fraglich, ob dieses Vorgehen mit dem Arzneimittelrecht vereinbar ist. Seite 56

58 Prophylaxe und Arzneimittelrecht Gesetz über den Verkehr mit Arzneimitteln (Arzneimittelgesetz; Stand Juli 2017) 56a Verschreibung, Abgabe und Anwendung von Arzneimitteln durch Tierärzte (1) Der Tierarzt darf für den Verkehr außerhalb der Apotheken nicht freigegebene Arzneimittel dem Tierhalter vorbehaltlich besonderer Bestimmungen auf Grund des Absatzes 3 nur verschreiben oder an diesen nur abgeben, wenn 1. sie für die von ihm behandelten Tiere bestimmt sind, 2. sie zugelassen sind oder sie auf Grund des 21 Abs. 2 Nr. 4 in Verbindung mit Abs. 1 in Verkehr gebracht werden dürfen oder in den Anwendungsbereich einer Rechtsverordnung nach 36 oder 39 Abs. 3 Satz 1 Nr. 2 fallen oder sie nach 38 Abs. 1 in den Verkehr gebracht werden dürfen 3.sie nach der Zulassung für das Anwendungsgebiet bei der behandelten Tierart bestimmt sind Nach Kenntnisstand der Autoren hat kein für das Pferd zugelassenes Makrozyklisches Lakton eine Zulassung für die Prophylaxe gegen große Strongyliden. Seite 57

59 Lungenwürmer (Dictyocaulus arnfieldi) Morphologie Larve: ca. 450 µm lang, Schwanz mit stachelartigem Fortsatz Adulte Nematoden: Weißlich, mm lang Vorkommen Da in der Regel nur Esel und ggtl. Fohlen bei einer Infektion Lungenwurmeier/- larven ausscheiden, ist das Vorkommen meistens an die gleichzeitige Haltung von Esel(n) und Fohlen (Pferden) im Bestand gebunden. Entwicklung Die erwachsenen Lungenwürmer leben in den Bronchien und legen dort ihre Eier ab. Diese werden hoch gehustet und wieder abgeschluckt. Auf dem Weg durch den Darm schlüpfen in der Regel bereits die Larven I, so dass mit dem Kot bereits L I ausgeschieden werden. Auf der Weide kann sich innerhalb von fünf bis sieben Tagen nach zwei Häutungen die infektiöse Larve III entwickeln, die als Dauerstadium und bei günstigen Umweltbedingungen lange überleben können. Die L III wandert nach der oralen Aufnahme beim Grasen aus dem Darm ins Lymphsystem. Von dort gelangt sie über die Pfortader ins Herz und anschließend in die Lunge, wo sie sich in den Bronchien zum erwachsenen Wurm entwickelt. Bei erwachsenen Pferden erfolgt keine patente Infektion, d.h. es werden keine Eier ausgeschieden. Zu einer Eiablage kommt es nur bei Eseln, sowie ggtl. immunologisch geschwächten Pferden und Fohlen. Seite 58

60 Pathogenese - Pathologie Die präadulten sowie (bei immunologisch geschwächten Pferden) ggtl. adulten Würmer führen in der Lunge des Pferdes zu entzündlichen Läsionen der Bronchien einschließlich einer entzündlich verdickten Bronchialschleimhaut mit Ansammlung von Bronchialschleim. Klinik Bei Eseln und Fohlen verläuft ein Lungenwurmbefall in der Regel subklinisch. Klinische Symptome entwickeln meist nur einzelne, anderweitig geschwächte erwachsene Pferde. Diese zeigen Husten, Nasenausfluss, Dyspnoe und Inappetenz ohne Fieber. Diagnostik Da die Larve I meist schon im Wirt schlüpft, ist bei der Kotuntersuchung zusätzlich zur Flotation das Trichterauswanderungsverfahren nach Baermann-Wetzel unerlässlich. Bei impatenten Infektionen beim erwachsenen Pferd kann über den Weg einer Bronchoskopie (ggtl. prä-adulte Würmer sowie vermehrt eosinophile Leukozyten im Schleim) die Diagnose bzw. Verdachtsdiagnose gestellt werden. Mit einer diagnostischen Entwurmung ist eine Bestätigung möglich. Resistenzlage Bisher keine Resistenzen nachgewiesen. Therapie Die beiden makrozyklischen Laktone (Ivermectin und Moxidectin) sind in der üblichen Dosierung geeignet, die adulten Würmer und unreifen Stadien im Pferd abzutöten. Ergänzend sollten befallene Pferde symptomatisch behandelt werden. Seite 59

61 Prophylaktische Maßnahmen Da meist Esel Lungenwürmer in einen Bestand einschleppen, sollten neue Esel nie ohne vorgängige Behandlung mit einem makrozyklischen Lakton und gleichzeitiger Quarantäne auf gemeinsame Weiden mit Pferden kommen. Außerdem sollte der Mist für mindestens 14 Tage nach der Behandlung getrennt entsorgt werden. Seite 60

62 Leberegel (Fasciola hepatica) Morphologie Eier: 140 x 80 µm groß, gold-gelb mit Operkulum am spitzen Pol; Adulte Leberegel: bräunlich grau, abgeplattet, Lorbeerblatt-ähnlich, 1,5-3 cm lang und 7-14 mm breit, Vorderende konisch. Vorkommen Das Vorkommen ist regional sehr unterschiedlich und an feuchte Habitate auf der Weide gekoppelt, in denen die Zwischenwirtsschnecke Lymnea (Galba) truncatula vorkommt. In Deutschland gelten die Norddeutschen Tiefebenen sowie die gesamte voralpine Zone vom Bodensee bis ins Berchtesgadener Land als Regionen mit verhältnismäßig hohem Fasciolose Vorkommen. Entwicklung Die adulten Leberegel leben in den Gallengängen. Dort scheiden sie Eier aus, die über den Ductus choledochus in den Darm und danach zusammen mit dem Kot auf die Weide gelangen. Die Weiterentwicklung findet in der Zwischenwirtsschnecke L. truncatula statt. Nach der Weiterentwicklung im Zwischenwirt bildet sich schließlich die infektiöse Metazerkarie. Diese haftet sich an Pflanzenteilen an und wird vom Pferd zusammen mit dem Gras aufgenommen. Nach der peroralen Aufnahme schlüpft der juvenile Leberegel im Magen-Darmtrakt, durchdringt danach die Dünndarmwand und wandert via Peritonealhöhle zur Leber, die er nach Durchbohrung der Leberkapsel erreicht. In dieser findet eine mehrwöchige Wanderung durch das Parenchym statt. Schließlich siedeln sich die Leberegel in den Gallengängen an und werden geschlechtsreif. Beim Pferd kommt Seite 61

63 es nur selten zu patenten Infektionen und damit zur Ausscheidung von Leberegeleiern. Die Eiausscheidung erfolgt in der Regel intermittierend. Pathogenese - Pathologie Entscheidend für den klinischen Verlauf ist der Grad der entzündlichen Veränderungen nach der Lebermigration der juvenilen Leberegel. Die adulten Stadien führen je nach Befallsstärke zu einer mehr oder weniger relevanten Gallengangsproliferation und entzündung. Klinik Beim Pferd verläuft eine Infektion mit F. hepatica sehr oft inapparent oder undiagnostiziert. Es kommt nur sehr selten zu klinisch feststellbaren Erscheinungen. Neben Abmagerung und verminderter Leistungsfähigkeit können Durchfall, Anämie, leichter Ikterus und eine Eosinophilie auftreten. In der Regel sind auch die Werte der Leberenzyme (zunächst γ- GT, später auch SDH und GLDH) erhöht. Diagnostik Wegen der intermittierenden Eiausscheidung sollten größere Kotmengen wiederholt mit dem Sedimentationsverfahren untersucht werden. Dazu sollten Sammelkotproben von drei aufeinanderfolgenden Tagen herangezogen werden. Auch erhöhte Leberenzymwerte können zusammen mit einer Eosinophilie Hinweise für eine F. hepatica Infektion geben. Seite 62

64 Resistenzlage Resistenzen von F. hepatica, insbesondere gegen Triclabendazol, sind bei Wiederkäuern wiederholt auch in Europa nachgewiesen worden. Über solche Fälle beim Pferd ist nichts bekannt. Therapie Gegen F. hepatica ist Triclabendazol (12 mg/kg KG per os) das Mittel der Wahl! In Deutschland ist dieses Medikament für Pferde allerdings nicht zugelassen. Prophylaktische Maßnahmen Das großflächige Auszäunen von nassen Stellen auf der Weide ist die einfachste prophylaktische Maßnahme. In Beständen, in denen ein klinisch manifester Befall auftritt, sollten weitere Maßnahmen ergriffen werden, die sich an der Prophylaxe der Fasciolose beim Rind orientieren können. Seite 63

65 Zwergfadenwurm (Strongyloides westeri) Morphologie Eier: bis 40 x 50 µm groß, oval dünnschalig, mit Embryo Adulte Würmer: einige mm lang und sehr dünn Vorkommen Die in der Literatur angegebenen Prävalenzen schwanken sehr stark, S. westeri - Infektionen werden jedoch heutzutage kaum diagnostiziert. Entwicklung Fohlen können sich grundsätzlich über zwei Wege infizieren: 1.) Laktogen durch reaktivierte hypobiotische Larven III aus dem Muttertier sowie 2.) durch freilebende Larven III, die das Fohlen perkutan infizieren: Die Eiausscheidung erreicht in der dritten bis siebten Lebenswoche ihren Höhepunkt Pathogenese - Pathologie Die im Dünndarm parasitierenden Strongyloides-Weibchen können zu leichtgradigen katarrhalischen Enteritiden mit Malabsorbtion und Proteinverlusten führen. Perkutan eindringende Larven verursachen gelegentlich an den Eintrittsstellen sichtbare entzündliche Hautrötungen. Immunologie Je nach Befallsstärke und Infektionsverlauf entwickelt sich eine belastbare Immunität.. Seite 64

66 Klinik Die Infektion verläuft beim Fohlen normalerweise subklinisch. Bei massivem Befall sind in Einzelfällen Durchfall und Abmagerung möglich. Diagnostik Strongyloides westeri-eier sind mit Hilfe der Flotation nachzuweisen. Allerdings sollte die Kotprobe ganz frisch entnommen und sehr zeitnah untersucht werden, da die Larven I bereits nach wenigen Stunden schlüpfen. Resistenzlage Bisher sind keine Resistenzen beschrieben. Therapie Eine Infektion mit S. westeri kann mit makrozyklischen Laktonen oder Fenbendazol (50 mg/kg KG per os, cave: höhere Dosierung als gegen andere Nematoden!) behandelt werden. Prophylaktische Maßnahmen Da klinische Symptome sehr selten sind und eine natürliche Infektion bei Fohlen essentiell für die Ausbildung der Immunität ist, ist eine spezifische Prophylaxe nur in Zuchtbeständen mit Durchfallproblematiken zu rechtfertigen, die nachgewiesenermaßen auf S. westeri zurückzuführen sind. Seite 65

67 Koproskopische Diagnostik von Endoparasiten beim Pferd Autoren: M. Scheuerle, A. Becher, M. Menzel, K. Pfister Beim Pferd sind koproskopische Untersuchungen im Hinblick auf ein ätiologisches Vorgehen zwingend. Es empfiehlt sich, stets Proben von Einzeltieren zu nehmen, damit jedes Tier adäquat behandelt werden kann. Probenentnahme Wann soll eine Kotprobe gesammelt werden? Untersuchungsziel Gezielte Suche nach Spulwurm- und Strongylideneiern bei einem einzelnen Pferd Gezielte Suche nach Bandwurmeiern bei mehreren Pferden in einem kleinen Bestand Gezielte Suche nach Bandwurmeiern bei mehreren Pferden in einem großen Bestand Überprüfung der Wirksamkeit einer Wurmkur bei einem einzelnen Pferd Analyse der Höhe der Eiausscheidung von Spulwurm- und Strongylieneiern beim einzelnen Pferd Dauer Kotsammlung Benötigte Kotmenge pro Pferd Kühlung der Probe (4-8 C) Untersuchungsmethode 1 Tag gr Ja Kombiniertes- Sedimentations- Flotations-Verfahren 50gr McMaster Verfahren Seite 66

68 Gezielte Suche nach Bandwurmeiern beim einem einzelnen Pferd Gezielte Suche nach Leberegeleiern beim einem einzelnen Pferd Suche von Krankheitsursachen bei einem kranken Pferd, in einem Bestand, in dem noch keine Proben untersucht wurden Gezielte Suche nach Eiern der Großen Strongyliden 3 Tage 100gr Kombiniertes- Sedimentations-Flotation- Verfahren Sedimentation Kombiniertes- Sedimentations-Flotation- Verfahren 1 Tag 50gr Nein Larvenanzucht/ PCR Tabelle1: Verschiedene Untersuchungsziele, die entsprechenden Dauer der Kotsammlung und die Untersuchungsmethode Die Kotprobe kann morgens aus der Box (frischer oder Übernacht-Mist) oder aber, direkt nach dem Absetzen vom Boden eingesammelt werden, um eine Kontamination mit Erdnematoden möglichst zu verhindern. Eine rektale Entnahme der Kotprobe ist laut Untersuchungen aus Dänemark und USA nicht nötig. Zur Verbesserung des Nachweises bei Verdacht auf Bandwurm- oder Leberegelbefall wird empfohlen, für die Untersuchung mittels Kombiniertem-Sedimentations-Flotations-Verfahren Kot über drei Tage zu sammeln (siehe Tabelle 1). Vor dem Versand in dicht verschlossenen Probengefäßen sollten die Proben während mindestens sechs Stunden auf < 8 C heruntergekühlt (cave: NICHT TIEFGERIEREN!) werden, da die Larven der Strongyliden bei warmen Temperaturen innerhalb von Stunden schlüpfen können (Nielsen et al. 2010).. Dies ist vor allem bei Temperaturen über 20 C wichtig. Die Entwicklung der Larven in den Eiern kann durch das Herunterkühlen der Probe auf 4-10 C vor dem Versand Seite 67

69 unterbrochen werden. Wir empfehlen die Kotproben möglichst zügig nach dem Einsammeln zu versenden. Sollte ein Versand erst am nächsten Tag möglich sein, so ist die Kotprobe im Kühlschrank bei 4-10 C zu lagern. Abbildung 13: Kühlung der Proben unmittelbar nach der Entnahme; Quelle:A.Becher Aus praktischen Gründen (Verarbeitung, Versand, Lagerung in Postdepots, etc.) sollten Kotproben möglichst montags bis mittwochs ins Labor eingesendet werden, damit keine Warte-/ Lagerzeiten entstehen. Auch mögliche Feiertage sollten vorsorglich einberechnet werden. Seite 68

70 Wie soll eine Kotprobe gesammelt werden? Eine gute Handvoll Kot ( gr) sollte aus der Mitte des möglichst frischen Kothaufens entnommen werden. Zur Sammlung kann entweder ein Einmalhandschuh, der abgestreift und verknotet wird, ein Gefrierbeutel oder größere Probenröhrchen verwendet werden. Die eindeutige, wasserfeste Beschriftung der individuellen Proben, mit Namen oder Nr. des Pferdes ist essentiell. Der Probe sollte ein ausgefüllter Untersuchungsantrag mit den Daten des Tieres (erhältlich beim jeweiligen Labor) beigelegt werden. Bei einer größeren Probenanzahl sind die Gruppierung der Kotproben und das Beilegen einer ausführlichen Probenliste für die bessere und schnellere Zuordnung und effiziente Bearbeitung im Labor wünschenswert. Versendungen sollten immer entsprechend den Vorgaben von Transportunternehmen (z.b.: Dt. Post) robust und auslaufsicher verpackt werden. Es empfiehlt sich den Sendungen bei wärmeren Temperaturen (ab 20 C) einen Kühlakku beizulegen. Untersuchendes Labor Zur sicheren Anwendung der Zeitgemäßen (+ Selektiven) Entwurmung müssen die erforderlichen Untersuchungsverfahren hohe Qualitätsstandards erfüllen und fachgerecht durchgeführt werden. Bei der Auswahl des Labors sollte daher auf eine Spezialisierung auf die Parasitologie und insbesondere die Gezielte und Selektive Entwurmung geachtet werden. Unter Umständen kann auch die Etablierung der Untersuchungsverfahren im eigenen Praxislabor interessant sein. Informationen und Schulungen dazu bietet die AG ZE e.v. an. Zusätzlich zertifiziert die AG ZE e.v. Praxislabore. Seite 69

71 Diagnostikmethoden Zum Nachweis eines Parasitenbefalls stehen mehrere Untersuchungsverfahren zur Verfügung, die je nach Fragestellung ausgewählt werden können. Zur koproskopischen Standarduntersuchung beim Pferd zählen vor allem das Kombinierte- Sedimentations-Flotations-Verfahren und das modifizierte McMaster-Verfahren. Kombiniertes-Sedimentations-Flotations-Verfahren Prinzip: Mit dieser Methode werden Eier von Magem-Darm.- Strongyliden, Bandwürmern und Spulwürmern qualitativ bzw. semiquantitaiv (vereinzelt, zahlreich, massenhaft), nicht aber quantitativ nachgewiesen. Sie eignet sich damit zur Routineüberprüfung von Einzelproben und von Sammelproben zur Erfassung des Parasitenspektrums eines Pferdebestandes, sowie zum gezielten Nachweis von Bandwurmeiern. Beim Kombinierten-Sedimentations-Flotations-Verfahren verwendet man aufgrund des großen Kotabsatzvolumens der Pferde eine größere Kotmenge zur Erhöhung der Sensitivität des Nachweises und konzentriert dann zur Auswertung die Parasitenstadien im Sedimentationsschritt. Das so gewonnene Sediment wird im 2. Schritt (Flotation) dann auf Parasitenstadien untersucht. Die Flotations-Methode nach Fülleborn wird beim Pferd in der Regel weniger oder überhaupt nicht empfohlen, da damit nur eine kleine Menge Kot untersucht wird. Vorgehen: Seite 70

72 Dazu wird zuerst aus einer großen Menge Kot (ca. 40 g) mit Wasser eine Suspension hergestellt, die in ein Becherglas gefiltert und über Nacht sedimentiert wird. Der Überstand wird dekantiert, das Sediment mit den darin konzentrierten Parasitenstadien in gleich große Portionen aufgeteilt und in zwei Zentrifugengläser überführt. Diese beiden Zentrifugengläser werden dann für 10 min mit ca. 450 g zentrifugiert und der Überstand wieder abgegossen. Das Sediment beider Röhrchen wird danach jeweils mit einer Flotationslösung der Dichte von 1,27-1,3 g/cm 3 (gesättigte Sucroselösung bzw. 50%ige Zinksulfatlösung) resuspendiert. Die Zentrifugengläser werden dabei bis zur Ausbildung eines konvexen Oberflächen-Meniskus aufgefüllt. Anschließend werden die Zentrifugengläser mit jeweils einem Deckgläschen abgedeckt und nach einstündigem Stehenlassen für fünf min mit ca. 450 g zentrifugiert. Während der Zentrifugation flotieren die in der Suspension konzentrierten Parasitenstadien nach oben und werden an das Deckgläschen gedrückt. Das Deckgläschen wird dann auf einen Objektträger überführt und unter dem Lichtmikroskop bei facher Vergrößerung auf Parasitenstadien untersucht. Nachgewiesene Parasiten: Die dünnschaligen Strongyliden Eier (Siehe 16) (ca. 140 x 40 µm) sind durch die charakteristische Füllung mit mehr als acht Furchungszellen einfach erkennbar. Bei reiferen Eiern ist schon die Larve sichtbar. Die Eier des Pferdespulwurms Parascaris equorum (siehe Abbildung 15) werden manchmal mit Pflanzenpollen verwechselt. Identifizierbar sind die bis zu 100 x 90 µm Seite 71

73 großen, dunkelbraunen Eier aber durch die charakteristische dicke Hülle aus Lipid- und Proteinschicht. Anoplocephala perfoliata-eier (siehe Abbildung 14) (65-80 µm) werden durch die charakteristische Hufeisenform und die im Inneren sichtbare Onkosphäre (Hakenlarve) mit der sie umgebenden Embryophore (birnförmiger Apparat) identifiziert. Abbildung 14: Ei von A. perfoliata; Quelle: Labor ParaDocs Abbildung 15: Ei von P. equorum (Pfeil) und Strongyliden-Ei; Quelle: Labor ParaDocs Seite 72

74 Abbildung 16: Ei von A. perfoliata (Pfeil) und Strongyliden-Ei; Quelle: Labor ParaDocs Die Ergebnisse dieser Untersuchungsmethode können nur qualitativ interpretiert werden, d.h. sie vermitteln einen Überblick über das Wurmspektrum, erlauben aber keine Angaben über eine Befallsintensität. Auch wenn die Ergebnisse von einigen Laboren semiquantitativ mitgeteilt werden (vereinzelt, zahlreich, massenhaft. bzw. + bis +++), ist keine präzise Aussage über die genaue Menge der Eiausscheidung möglich. Deshalb eignet sie sich auch nicht als Methode für eine Resistenzuntersuchung oder die Durchführung und Überprüfung der Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung. Diese Methode ist die sensitivste Nachweismethode für Strongyliden-, Spul- und Bandwurmeier im Kot. Zum gezielten Nachweis von Bandwürmern sollten entweder Proben von sog. 3-Tages-Sammelproben (3 Kotproben vom gleichen Pferd an 3 aufeinanderfolgenden Tagen), oder wiederholte Proben von Einzeltieren oder mehrere Pferde (< 9 Pferde) eines Bestands mit dieser Methode untersucht werden. Seite 73

75 Vor der Interpretation eines negativen Untersuchungsergebnisses sollte immer bekannt sein, wann und mit welchem Medikament das Pferd zum letzten Mal entwurmt worden ist. Um über den Befall eines Einzeltieres mit Strongyliden oder Spulwürmern weitergehende Aussagen zu treffen, sollte die Wirkdauer bzw. die egg reappearance period der verschiedenen Wirkstoffe berücksichtigt werden (Benzimidazole und Pyrantel: sechs Wochen, Ivermectin: acht Wochen; Moxidectin 12 Wochen). Auch die fachgerechte Lagerung der Probe zwischen Entnahme und Untersuchung (cave: Kühlung!) sollte gewährleistet sein. Im Sommer ist im Zweifelsfall bei einem negativen Befund ein Trichterauswanderungsverfahren anzuschließen, um evtl. schon geschlüpfte Strongylidenlarven nachzuweisen. Seite 74

76 McMaster-Verfahren: Quantitativer Nachweis der Eizahl pro Gramm Kot Prinzip: Das McMaster-Verfahren dient zum quantitativen Nachweis von Eiern von Magen-Darm- Würmern und eignet sich besonders zur Erfassung der Eiausscheidung von Strongyliden und Spulwürmern im Rahmen der Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung oder einer Resistenzuntersuchung mit Hilfe des Eizahlreduktionstests. Bandwurmeier werden ebenfalls nachgewiesen. Bei einer Einzeluntersuchung ist allerdings aufgrund der hier im Vergleich geringen verwendeten Kotmenge die Sensitivität niedriger als bei dem Kombinierten-Sedimentations-Flotations-Verfahren. Ein negatives Ergebnis ist nicht beweisend. Die Sensitivität des Bandwurmnachweises wird im Rahmen der Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung durch mehrere Untersuchungen der Einzelpferde, bzw. des ganzen Bestandes, (vgl. Kasten zur Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung) erhöht. Vorgehen: Bei dieser quantitativen Methode wird aus einer abgewogenen Menge Kot nach einem reinigenden ersten Schritt eine Flotation hergestellt, die in einer speziellen Zählkammer ausgewertet wird. Im ersten Reinigungsschritt wird eine definierte Menge Kot (z.b. 8 g) in einem Mörser mit einer definierten Menge Wasser (z.b. 40 ml) homogen suspendiert. Das Homogenat wird durch ein planes Kaffeesieb und einen Trichter in einen Plastikbecher überführt, wobei Seite 75

77 der Flüssigkeitsrückstand im Kaffeesieb mit Pistill durchgedrückt wird. Die Flüssigkeit im Becher wird dann geschüttelt und so weiter homogenisiert (wenn möglich dazu Schüttelgerät z.b. Vortex Genie 2, scientific industries, Bohemia, USA verwenden). Eine definierte Menge der Kotsuspension (z.b. 8 ml, Markierung auf Röhrchen anbringen) wird während des Schüttelns mittels einer Pipette in ein Zentrifugenröhrchen überführt, für 10 min mit ca. 700 g zentrifugiert und der entstandene Überstand dekantiert. Im zweiten Schritt wird das Zentrifugenröhrchen mit der Flotationslösung in diesem Fall mit gesättigter NaCl-Lösung bis zur Markierung aufgefüllt und das Sediment resuspendiert. Das Röhrchen wird erneut geschüttelt. Während des Schüttelvorgangs wird mit einer Pasteurpipette Kotsuspension entnommen und damit ein Zählfeld der der Kammer luftblasenfrei gefüllt (siehe Abbildung 17). Die zweite Kammer wird auf die gleiche Weise gefüllt. Nach 10 Minuten kann das Präparat bei 100-facher Vergrößerung unter dem Lichtmikroskop auf Parasitenstadien untersucht werden. In diesen 10 Minuten flotieren die Parasitenstadien nach oben an den Kammerdeckel, in dem das Zählraster eingraviert ist. Alle Parasitenstadien innerhalb des Zählrasters werden gezählt. Die endgültige Eiausscheidung pro Gramm Kot (EpG) wird mit folgender Formel berechnet: Bei Verwendung der oben stehenden Mengenangaben muss jedes im Raster gezählte Ei demnach mit dem Faktor 20 multipliziert werden. Dies ergibt dann direkt die Eizahl pro Gramm Kot (EpG). Der Multiplikationsfaktor / Nachweisgrenze kann durch die Veränderung der verwendeten Kotmenge, des Suspensionsvolumens, der Anzahl der Seite 76

78 Zählfelder und die Verwendung von unterschiedlichen McMasterKammern variiert werden. Abbildung 17: Befüllen der McMaster Kammer; Quelle: M. Scheuerle Interpretation von Laborbefunden: Die Nachweisgrenze für dieses Verfahren für Spulwurm- und Strongylideneier ist abhängig von der Menge des eingesetzten Kotes. Das Ergebnis <20 EpG z.b. bedeutet daher, dass die Eiausscheidung so gering ist, dass sie nicht nachweisbar und epidemiologisch nicht relevant ist. Seite 77

79 Eizahlreduktionstest Für den Eizahlreduktionstest (EZRT) wird vor der Entwurmung, möglichst am selben Tag unmittelbar vor Verabreichung des Anthelminthikums sowie Tage nach der Entwurmung jeweils eine Kotprobe desselben Pferdes mittels McMaster-Verfahren untersucht. Mit den beiden EpG-Werten wird die prozentuale Eizahlreduktion (EZR) mit Hilfe folgender Formel berechnet: Nach Gabe von Ivermectin und Moxidectin ist bei vollumfänglicher Wirksamkeit eine Reduktion der Eiausscheidung von mind. 95 %, nach Verabreichung von Pyrantel oder Benzimidazol-Derivaten eine solche von 90% zu erwarten. Falls die errechnete EZR < 90% ist, wird die Interpretation der Ergebnisse wesentlich schwieriger und es gilt, verschiedene, eventuell dafür verantwortliche Gründe näher abzuklären: zunächst ist sicherzustellen, dass das entwurmte Pferd die volle Menge der richtig dosierten Wurmkur oral aufgenommen hat (cave: korrekte Dosierung ebenfalls aufgrund des tatsächlichen Gewichtes des Pferdes). Ergeben sich daran Zweifel, so muss die Entwurmung und der EZRT wiederholt werden. Dies ist ein häufig vorkommendes Phänomen. Aufgrund der Variabilität der McMaster Ergebnisse (bis zu 50%, siehe Abbildung 18) sollte ein EZRT bei einem Pferd mit geringer Eiausscheidung im Zweifelsfalle wiederholt werden. Am verlässlichsten sind EZRTs bei Pferden mit hohen EpG-Werten. Seite 78

80 Dadurch kann es in Betrieben mit ausschließlich adulten Tieren und einem guten Hygienestatus problematisch sein, eine genügende Anzahl geeigneter Pferde für die Durchführung von EZRTs verfügbar zu haben. Generell gilt, dass EZRTs immer auf Bestandsebene ausgewertet und interpretiert werden sollten. Eine genauere statistische Beurteilung der Ergebnisse mit Berechnung der 95% Konfidenzintervalle kann unter diesem Link durchgeführt werden: Abbildung 18: Eizahl-Reduktionstest und Variabilität es McMaster Ergenisses; Quelle: A.Becher Seite 79

81 Variabilität des McMaster-Ergebnisses und Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung Die Variabilität der Ergebnisse des McMaster-Verfahrens wird gelegentlich angeführt, um die Eignung dieser Untersuchungsmethode und damit der Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung in Frage zu stellen: Das Ziel der Kotuntersuchung im Rahmen der Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung besteht darin, mithilfe des McMaster-Verfahren die Pferde mit hoher Eiausscheidung zu identifizieren. Aus verschiedenen Untersuchungen geht hervor, dass auf Grund der egg-sheddingconsistency bestimmte Pferde trotz der Variabilität im Laufe der Wiederholungsuntersuchungen eindeutig als geringe und andere als hohe Eiausscheider (siehe Abbildung 7 und Abbildung 19) identifiziert werden können (Becher et al., 2010; Nielsen et al., 2006; (Menzel, 2013)). Die Variabilität der McMaster Ergebnisse wird durch einen Poisson Prozess verursacht. Dasselbe Phänomen ist auch z.b. bei der Zählung der Leukozyten zu beobachten. Durch die Veränderung des Multiplikationsfaktors kann folglich die Variabilität der Untersuchungsergebnisse wesentlich beeinflusst werden. In Tabelle 2 ist angegeben, wie sich jeweils das 95% Konfidenzintervall des Behandlungsschwellenwerts von 200 EpG mit unterschiedlichen Multiplikationsfaktoren ändert. Die Höhe der wahren Eiausscheidung liegt mit 95% Wahrscheinlichkeit in diesem Intervall, wenn ein Ergebnis von 200 EpG ermittelt wird. Seite 80

82 Multiplikationsfaktor / Ergebnis ab dem 95% Konfidenzintervall Untere Nachweisgrenze in behandelt wird Untere Grenze Obere EpG Grenze EpG 173 EpG 230 EpG EpG 143 EpG 272 EpG EpG 122 EpG 309 EpG EpG 96 EpG 368 EpG EpG 84 EpG 433 EpG EpG 93 EpG 476 EpG EpG 55 EpG 512 EpG EpG 24 EpG 722 EpG EpG 6 EpG 1114 EpG Tabelle 2: Veränderung des 95% Konfidenzintervalls des Behandlungsschwellenwerts je nach verwendetem Multiplikationsfaktor Seite 81

83 Abbildung 19: Schematische Darstellung der Variabilität des McMaster Ergebnisses und der Egg Shedding Consistency bei wiederholter Untersuchung; Quelle:A.Becher Seite 82

84 Abbildung 20: Schematische Darstellung der Variabilität von McMaster Ergebnissen in der Nähe des Schwellenwerts von 200 EpG und der Egg Shedding Consistency bei wiederholter Untersuchung; Quelle: A.Becher Seite 83

85 Eiausscheidung, Wurmbürde und Zeitgemäße (+Selektive) Entwurmung Von der Höhe der Eiausscheidung kann nicht auf die Anzahl der Würmer oder Wurmstadien, bzw. das Ausmaß der Wurmbürde im Pferd und damit die Befallsintensität geschlossen werden. Dies gilt insbesondere auch für die klinisch-pathologisch relevante larvale Cyathosthominose, bei der oft trotz massivem Befall da immature Stadien keine Eiausscheidung nachweisbar ist. Im Rahmen der Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung gegen Kleine Strongyliden wird das Ergebnis des McMaster-Verfahrens daher nicht dazu genutzt eine Aussage über die Befallsintensität des Einzeltieres zu machen, sondern dazu, die Eiausscheidung als Maß für die Weidekontamination zu erfassen. Pferde mit hoher Eiausscheidung werden identifiziert und wirksam entwurmt. Dadurch wird einer hohen Befallsintensität durch Senkung der Weidekontamination, bzw. des Infektionsdruckes auf der Weide vorgebeugt. Sedimentation nach Benedek Prinzip: Diese Methode wird zum Nachweis von Eiern mit hohem spezifischem Gewicht verwendet. Beim Pferd sind das die Eier des großen Leberegels (Fasciola hepatica) und Oozysten von Eimeria leuckarti. Diese Parasitenstadien sinken während des Sedimentationsvorgangs ab und werden im Sediment nachgewiesen. Seite 84

86 Vorgehen: Dazu wird aus drei bis 15g Kot eine Suspension mit Leitungswasser hergestellt, die zur Abtrennung der großen Futterbestandteile durch ein Sieb mit einer Maschenweite von 300 µm in ein Becherglas gefiltert wird. Der Siebrückstand wird mit einem scharfen Wasserstrahl gründlich nachgespült, bis das Becherglas mit einer Flüssigkeitssäule von etwa 10 cm gefüllt ist. Die Suspension wird nun für 15 min sedimentiert. Der Überstand wird abgegossen und das Becherglas wieder mit Wasser aufgefüllt. Dieser Vorgang wird wiederholt bis der Überstand klar ist. Das gesamte gewonnene Sediment wird in eine Petrischale überführt. Um die Pflanzenteile anzufärben wird ein Tropfen Methylenblau- Lösung hinzugefügt. Das Sediment wird nun mit einem Mikroskop bei 40-facher Vergrößerung auf Parasitenstadien untersucht. Nachgewiesene Parasiten: Die dünnschaligen Eier des großen Leberegels F. hepatica (siehe Abbildung 21) (ca. 140 x 80 µm) sind durch ihre Größe und goldgelbe Färbung sehr auffällig. Teilweise ist auch das Operkulum sichtbar. Allerdings werden sie nur vereinzelt ausgeschieden und deshalb muss für eine aussagekräftige Diagnose auch eine große Menge Sediment durchgemustert werden. Es empfiehlt sich bei Verdacht auf eine Fasciolose mehrere Kotproben von drei Tagen zu untersuchen. Seite 85

87 Abbildung 21: Ei von F. hepatica; Quelle: Labor ParaDocs Die Kokzidien-Art des Pferdes, E. leuckarti (siehe Fehler! Verweisquelle konnte nicht gefunden werden.), ist schwierig zu erkennen. Die im frischen Kot vorliegenden unsporulierten Oozysten (ca. 85 x 65 µm) sind dunkelbraun und zeigen außer der Polkappe kaum weitere Strukturen. Deshalb werden sie leicht mit Pilzsporen oder Pflanzensamen verwechselt. Interpretation von Laborbefunden: Bei positiven Befunden bei der Sedimentation sollte immer eine Verwechslung mit Pilzsporen oder Pollen ausgeschlossen werden. Es ist zu beachten, dass Pferde eine Fasciolose haben können ohne Eier auszuscheiden. Deshalb sind keine F. hepatica-eier Seite 86

88 nachweisbar Im Zweifelsfall sollten Untersuchungen dementsprechend wiederholt und außerdem die Leberenzyme analysiert werden. Trichterauswanderungsverfahren nach Baermann-Wetzel Prinzip: Diese Methode dient zum koproskopischen Nachweis von Larven von Lungenwürmern, die im Darm oder kurz nach der Ausscheidung schlüpfen und stets als Larve im Kot vorliegen. Außerdem können so auch in älteren Proben bereits aus der Eihülle geschlüpfte Strongylidenlarven nachgewiesen werden. Vorgehen: Bei dem Trichterauswanderungsverfahren wird der Umstand ausgenutzt, dass die im Kot vorhandenen hydrophilen Larven vom Kot ins freie Wasser wandern und dann absinken. Dazu wird eine mindestens walnussgroße Menge Kot in Gaze eingepackt und am Innenrand eines Trichters befestigt. Der unten am Trichter angebrachte Schlauch wird mit einer Klemme verschlossen. Nun wird der Trichter mit Wasser gefüllt, wobei darauf geachtet werden muss, dass das Kotpaket nur bis etwa zu Hälfte bedeckt ist und dass im Schlauch keine Luftblasen verbleiben. Der Ansatz wird nun mindestens 30 Stunden stehengelassen. In dieser Zeit wandern die Larven aus dem Kot durch das Gazenetz ins Wasser, sinken ab und sammeln sich im Schlauch oberhalb der Klemme. Durch ein kurzes Öffnen der Schlauchklemme werden einige Tropfen Wasser auf einen Seite 87

89 Objektträger abgelassen und mit einem Deckgläschen abgedeckt. Das so gewonnene Material wird nun bei 100-facher Vergrößerung auf Larven untersucht. Nachgewiesene Parasiten: Der Lungenwurm Dictyocaulus arnfieldi lässt sich in der Auswanderung als Larve I nachweisen. Diese ist zart, schlank, granuliert, ca µm lang und weist am Schwanz einen stachelartigen Fortsatz auf. Interpretation von Laborbefunden Patente Infektionen mit D. arnfieldi werden meist nur bei jungen Pferden bis zum sechsten bis neunten Lebensmonat sowie bei Eseln festgestellt. Bei älteren Pferden (d. h. > 9 Monate) liegen - wenn überhaupt meistens nur immature Infektionen vor. Bei diesen ist die Weiterentwicklung der Larven unterbrochen und folglich können keine Larven im Kot nachgewiesen werden. Als weitere diagnostische Möglichkeit bei Verdacht können eine Untersuchung von Bronchialschleim oder eine diagnostische Entwurmung in Betracht gezogen werden. Klebestreifen-Abklatsch-Methode Prinzip und Vorgehen: Diese Methode wird u.a. zum Nachweis von Oxyuren-Eiern verwendet. Die graviden Weibchen dieser Familie wandern abends aus dem Darm in den Perianal- Bereich aus und legen dort ihre Eier in sog. Eischnüren ab. Seite 88

90 Um das Vorhandensein von Oxyuris Eiern abzuklären wird mit einem durchsichtigen Klebestreifen der Bereich um den Anus abgetupft. Der Klebestreifen wird danach auf einen Objektträger geklebt und bei 100-facher Vergrößerung durchmustert. Nachgewiesene Parasiten: Die Eier von Oxyuris equi (ca. 100 x 45 µm) sind an ihrer asymmetrischen Form, dem Polpropf und dem u-förmigen Embryo im Gastrulastadium erkennbar. Interpretation von Laborbefunden Um ein allergisch bedingtes Schweifscheuern von Symptomen eines Oxyurenbefalls abzugrenzen ist diese Methode sehr zuverlässig. Sie kann auch zur Überprüfung der Wirksamkeit der Anthelminthika gegen Oxyuren 14 bis 21 Tage nach der Entwurmung angewendet werden. Larvenkultur nach Roberts und O Sullivan Prinzip: Die verschiedenen Arten von Grossen und Kleinen Strongyliden sowie von Trichostrongylus axei sind anhand der Eier morphologisch nicht zu unterscheiden. Möglich ist die Bestimmung der Arten aber anhand der infektiösen Larve III, die nach ca. 14 Tagen im Kot entwickelt ist. Bei der Larvenkultur wird deshalb zur Züchtung von Larven III aus Eiern der Kot in Koprokulturen inkubiert. Die entwickelten Larven werden mittels Sedimentation isoliert und nach ihren charakteristischen morphologischen Merkmalen differenziert. Seite 89

91 Vorgehen: Dazu werden ca g Kot in einer Dose (verschließbares Gefäß aus Plastik oder Glas mit glattem Rand) zerkleinert und eventuell mit wenig Wasser angefeuchtet. Die Dose wird dann locker verschlossen und bei Raumtemperatur mindestens 14 Tage bebrütet. Die Kultur sollte täglich etwa eine Stunde belüftet und feucht gehalten werden. Nach 14 Tagen wird die Dose mit der Kotkultur bis zum Rand mit Wasser gefüllt und eine Petrischale oben auf den Dosenrand gelegt. Dann wird die Dose mit der Petrischale umgedreht, sodass die Öffnung der Dose nach unten zeigt, das Wasser aber nicht ausläuft. Der Raum zwischen Dose und Petrischale wird nun mit Wasser gefüllt und das Ganze für mindestens 12 Stunden stehengelassen. Die Larven wandern während dieser Zeit aus dem Kot und der Dose ins relativ saubere Wasser in der Petrischale aus. Daraufhin wird vom Boden des Zwischenraumes zwischen Dose und Petrischale mit einer Pasteurpipette Flüssigkeit entnommen, in eine neue Petrischale überführt und dann bei facher Vergrößerung durchmustert. Zur Bestimmung können die Larven mit einem Tropfen Lugol scher Lösung abgetötet werden. Vor allem bei geringem Befall empfiehlt es sich auch, die Probe erst in einem Zentrifugenröhrchen/Spitzröhrchen im Kühlschrank einige Stunden sedimentieren zu lassen, um die Larven in einer möglichst kleinen Menge Flüssigkeit zu konzentrieren. Cave: die schwimmfähigen Larven sedimentieren nur sehr langsam. Eine Zentrifugation ist deshalb meist unwirksam. Nachgewiesene Parasiten Drittlarven von Grossen und Kleinen Strongyliden, Trichostrongylus axei sowie Strongyloides Larven. Seite 90

92 Die verschiedenen Nematoden-Arten sind als LIII anhand ihrer Größe, der Schwanzform und länge und der Anzahl und der Form ihrer Mitteldarmzellen differenzierbar. Cave: da es auch Kleine Strongyliden-Arten mit mehr als 8 Mitteldarmzellen gibt, sollte nicht allein die Anzahl der Mitteldarmzellen als Bestimmungsmerkmal herangezogen werden. Die Verwendung von Bestimmungsschlüsseln wird empfohlen (Bevilaqua et al. 1993, Kornas et al. 2009, Madeira de Carvalho et al., 2007) Bei Pferden mit unbekannter Herkunft und hoher Eiausscheidung ist die Larvenanzucht im Rahmen einer Quarantäneuntersuchung gut geeignet, einen möglichen Befall mit S. vulgaris nachzuweisen bzw. auszuschließen. Interpretation der Laborbefunde: Im Rahmen der Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung sollte unbedingt ein Befall mit S. vulgaris diagnostisch ausgeschlossen werden. Strongylus vulgaris-dna-nachweis mittels real-time PCR Nachweis von Großen Strongyliden (Strongylus vulgaris) Eine weitere Methode zum Nachweis des Großen Strongyliden (Strongylus vulgaris) ist der gezielte Erbgut-(DNA-)Nachweis. Als erster Schritt werden hierzu die Strongylideneier aus der Kotprobe im Labor angereichert und isoliert. Aus den so gewonnen Eiern wird nun die DNA extrahiert und im real-time PCR-Verfahren analysiert. Das Vorhandensein von Strongylus vulgaris-eiern in der Probe führt zu einem positiven Ergebnis. Dieses Verfahren kann in einigen Speziallabors angefordert werden. Seite 91

93 Anwendung der Methode der Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung im Alltag einer Pferdepraxis Autoren: A. Becher, M. Menzel, M. Scheuerle, K. Pfister Definition - Gezielte Entwurmung = Gezielte Behandlung der Parasiten nach einzelnen Spezies (Voraussetzung: koproskopische Diagnostik) - Selektive Entwurmung = selektive Behandlung einzelner Pferde (Voraussetzung: koproskopische Diagnostik) - Zeitgemäße (+Selektive) Entwurmung = Kombination aus gezielter und selektiver Entwurmung, die auf parasitologischer Diagnostik aufbaut und alle beim Pferd relevanten Endoparasiten einbezieht - Monitoring-Probe = regelmäßig, unabhängig von Behandlungen zu untersuchende Kotprobe - Wirksamkeits Probe = Kotprobe, die 14 (-21) Tage nach Behandlung zur Bestätigung der Wirksamkeit untersucht wird - Geringer Eiausscheider = Pferd, bei dem sämtliche Strongyliden- Eiausscheidungen < 200 EpG betragen haben - Schwankender (inkonsistenter) Eiausscheider = Pferd, bei dem einzelne Untersuchungen eine Strongyliden Eiausscheidung > 200 EpG ergaben d.h. dessen Eiausscheidung um den Schwellenwert schwank und ihn teilweise überschreitet - Hoher Eiausscheider = Pferd, bei dem mehrmals eine Strongyliden Eiausscheidung > 200 EpG nachgewiesen wurde Seite 92

94 Erstes Jahr (Pferde ab ca. 3 Jahre) Diagnostik Im ersten Untersuchungsjahr werden folgende Fragen beantwortet: Welche Wurmarten kommen im Bestand vor? Welche Anthelminthika wirken im Bestand? Welches Pferd scheidet wie viel Eier je Endoparasitenart aus und in welche der drei Kategorien ( geringe Eiausscheider, schwankende Eiausscheider und hohe Eiausscheider ) ist das einzelne Pferd einzuordnen? Es ist wichtig, dass die Untersuchungen im Frühjahr beginnen. Äußerst wichtig ist die KONTINUITÄT der Beprobung. Eine diskontinuierliche also unterbrochene Beprobung der Pferde ist abzulehnen. Im ersten Untersuchungsjahr sollten vier Monitoring Proben pro Einzelpferd untersucht werden. Eine dieser Monitoring-Proben (epidemiologisch am besten im Hochsommer) wird mit folgenden 3 Verfahren untersucht, wenn bis dahin noch kein Bandwurmei gefunden wurde: - dem Kombinierten-Sedimentations-Flotations-Verfahren (bei Beständen > 9 Pferde kann darauf verzichtet werden, siehe Kapitel Bandwurm) - dem McMaster-Verfahren. - und einem Verfahren zum Nachweis von Strongylus vulgaris (Larvenkultur oder PCR) Seite 93

95 Diese umfangreiche Diagnostik kann auch als ein Eingangsscreening zu Beginn der Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung durchgeführt werden, falls das jeweilige Pferd vorher 7 Monate lang nicht entwurmt wurde (Präpatenz von S.vulgaris). Die weiteren Monitoring-Proben (mindestens drei) werden nur mit dem McMaster- Verfahren untersucht (Abb. 13). Das Intervall der Probennahme richtet sich im 1. Jahr nach der Wirksamkeit des verwendeten (siehe unten) Anthelminthikums, das für die Entwurmung derjenigen Pferde eingesetzt wurde, deren vorhergehende Monitoring-Probe den Schwellenwert überschritten. Ab dem zweiten Jahr wird das Intervall der Probennahme nach der Kategorie (siehe Ampelsystem) festgelegt, in die das jeweilige Pferd eingeordnet wurde. Überprüfung der Wirksamkeit der Anthelminthika Dazu werden Kotproben 14 ( 21) Tage nach notwendigen Entwurmungen (bei Überschreitungen des Schwellenwertes) mit dem McMaster-Verfahren untersucht (Abb. 14). Auf diese Weise kann zusammen mit dem Untersuchungsergebnis von vor der Entwurmung die Eizahlreduktion (EZR) bestimmt werden. Bestehen Zweifel an der Wirksamkeit eines Wirkstoffes, sollten unbedingt weitere reguläre EZRTs durchgeführt werden. Seite 94

96 Abbildung 22: Ablauf und Auswertung der Monitoring-Proben im 1. Untersuchungsjahr; Quelle: A.Becher Seite 95

97 Abbildung 23: Vorgehen zur Überprüfung der Wirksamkeit der Anthelminthika; Quelle: A.Becher Mit diesem diagnostischen Vorgehen ist nach dem 1. Untersuchungsjahr im Rahmen der Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung bekannt, welche Wurmarten im einzelnen Bestand vorkommen und gezielt behandelt werden müssen bzw. welche Anthelminthika wirksam sind. Behandlung Anthelminthische Behandlungen werden im ersten Jahr der Zeitgemäßen (Selektiven) Entwurmung jeweils auf der Grundlage der Ergebnisse der koprologischen Diagnostik durchgeführt. Allerdings muss der behandelnde Tierarzt sowohl die Bestandssituation (Krankheitsvorfälle, Hygienestatus, etc.) als auch die individuelle Situation des untersuchten Tieres (Alter, Gesundheitszustand) in seine Behandlungsentscheidung einbeziehen. Seite 96

98 Empfehlungen zum Vorgehen bei Überschreiten des Strongyliden - Schwellenwerts beim einzelnen Pferd: 1. Monitoring-Probe > 200 EpG (Strongylideneier): Pyrantel (6,6 mg/kg Kg KG per os, falls bisher keine Resistenzen bekannt sind) Ivermectin (0,2 mg/kg Kg KG per os, falls die Wirksamkeit von Pyrantel fraglich ist) Ab der 2. Monitoring-Probe > 200 EpG: Pyrantel (6,6 mg/kg KG per os, falls Wirksamkeits-Probe nach Anwendung von Pyrantel < 200 EpG und Eizahlreduktion 90%) Ivermectin (0,2 mg/kg KG per os, falls die Wirksamkeits-Probe nach Anwendung von Pyrantel > 200 EpG oder Eizahlreduktion < 90%) Moxidectin (0,4mg/kg KG per os, falls Wirksamkeits-Probe nach Anwendung von Ivermectin die Eizahlreduktion < 95 % beträgt). Falls die Wirksamkeits-Probe > 200 EpG oder die Eizahlreduktion kleiner ist als bei dem eingesetzten Wirkstoff erwartet, ist eine sofortige erneute Behandlung mit anderer Wirkstoffklasse indiziert. Der Zeitraum bis zur nächsten Monitoring Probe richtet sich nach der eingesetzten Wirkstoffklasse: nach Pyrantel oder Benzimidazol-Derivaten: 6 Wochen nach Behandlung; nach Ivermectin: 8 Wochen nach Behandlung; nach Moxidectin: 12 Wochen nach Behandlung. Seite 97

99 Positiver Bandwurm-Nachweis (Anoplocephala spp.) Je nach Einschätzung des Ausmaßes des Befalls, den klimatischen Bedingungen und der Einstellung der Halter ist ein Zeitpunkt zu bestimmen für: Behandlung des gesamten Bestands mit Praziquantel (1,0 mg/kg KG per os), oder Behandlung des gesamten Bestands mit Pyrantel in der doppelten Dosierung (13,2 mg/kg KG per os) Und/oder alternativ: Behandlung des gesamten Bestands entweder im Herbst oder nach Aufstallung mit einem der angegebenen Wirkstoffe Positiver Spulwurm Nachweis (Parascaris equorum) Fenbendazol (7,5 mg/kg KG per os) + Wirksamkeits-Probe nach Tagen Pyrantel (6,6 mg(kg KG per os) + Wirksamkeits-Probe nach Tagen Makrozyklische Laktone nur im Ausnahmefall, solange voll wirksam, bzw. ein Wirksamkeitstest durchgeführt wurde Entwurmung zum Ende der Koppelsaison Bei Nachweis von Magendassel erfolgt die Behandlung des Bestands am Ende des Jahres. Eine einmalige Entwurmung zur Prophylaxe von S. vulgaris wird in anderen Ländern empfohlen. Hier sollte allerdings der Diagnostik Vorrang gewährt werden (siehe Kapitel über S..vulgaris), nur nicht deshalb, weil in Deutschland kein Präparat für die prophylaktische Behandlung zugelassen ist.. Seite 98

100 Sonstige parasitologische und klinische Auffälligkeiten Bei klinischen Auffälligkeiten (z.b. Schweifscheuern) oder bei Verdacht (auf z.b.: Leberegel, Lungenwurm) sollten zusätzliche, parasitologische Untersuchungen (z.b.: Klebestreifenmethode, etc.) durchgeführt werden. Je nach Befund ist eine zusätzliche, bzw. gezielte Entwurmung angezeigt. Klinisch kranke Pferde sollten außerplanmäßig parasitologisch untersucht und je nach Befund zusätzlich entwurmt werden. Kategorisierung Im Rahmen der Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung werden die Pferde am Ende des 1. Untersuchungsjahres parasitologisch in eine der drei möglichen Eiausscheider- Kategorien eingeteilt (Siehe Abbildung 8). Voraussetzung dazu ist, dass von jedem Pferd mindestens 4 Monitoring-Proben untersucht worden sind. Geringe Eiausscheider: keine Monitoring-Probe > 200 EpG Schwankende (inkonsistente) Eiausscheider: einzelne Monitoring-Probe > 200 EpG Hohe Eiausscheider: mehrere Monitoring-Proben > 200 EpG Seite 99

101 Zweites Jahr und Folgejahre (Pferde ab ca. 3 Jahre) Geringe Eiausscheider: Frühjahrsuntersuchung im März/ April (Zeitraum Koppelaustrieb): McMaster- Verfahren Untersuchung im Hochsommer: McMaster-Verfahren und Larvenanzuchten von Kotproben von Einzeltieren (optional plus Kombiniertes-Sedimentations- Flotations-Verfahren, falls noch kein Bandwurmei nachgewiesen wurde und es sich um einen kleinen Bestand handelt) Evtl. Herbstentwurmung zur Vermeidung durch S. vulgaris bedingter Schäden, falls keine Larvenanzucht durchgeführt wurde Schwankende (inkonsistente) Eiausscheider: Vorgehen wie im 1. Untersuchungsjahr Hohe Eiausscheider: Kontinuierliche anthelminthische Behandlung je nach Wirkungsdauer der eingesetzten Substanzen: Pyrantel und Benzimidazol-Derivate alle sechs Wochen; Ivermectin alle acht Wochen oder Moxidectin alle 12 Wochen. Eizahlreduktionstest im Hochsommer: zwei Wochen nach Ende der Wirkungsdauer der vorherigen Behandlung Falls die erste Untersuchung im Rahmen des EZRT im Hochsommer < 200 EpG liegt: keine weitere Behandlung, jedoch zusätzliche McMaster - Untersuchung im Herbst. Falls diese Analyse und das Ergebnis der Monitoringprobe im Frühjahr < Seite 100

102 200 EpG ergibt, wird das Pferd im Folgejahr der Kategorie geringer Eiausscheider zugeordnet. Alle anderen Wurmarten werden wie im ersten Jahr und im jeweiligen Kapitel beschrieben, nach der Diagnose gezielt behandelt. Hier kann ebenfalls das Ampelschema (siehe unten) modifiziert angewendet werden. Abbildung 24: Entscheidungswege nach dem ersten Jahr der Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung; Quelle: M.Menzel Parasitologische Quarantäne Von jedem neuem Pferd wird am Tage der Einstallung eine Kotprobe entnommen und mittels des Kombinierten-Sedimentations-Flotations-Verfahren untersucht. Zusätzlich wird eine Larvenanzucht angesetzt. Nach Entnahme der Kotproben wird das Pferd mit Moxidectin und Praziquantel entwurmt, danach kommt das Pferd während 14 Tagen Seite 101

103 nicht auf die Koppeln der übrigen Pferde. Der während dieser Zeit abgesetzte Kot muss unschädlich beseitigt werden, damit er nicht als Infektionsquelle dienen kann. Bei positivem Parasitennachweis sollte 14 Tage nach Quarantäne-Behandlung eine Wirksamkeits-Probe untersucht werden. Schema der Untersuchung der Kotproben in Beständen mit jungen Pferden ( bis ca. 3 Jahre) Ist ein Spulwurmbefall im Bestand nachweisbar, wird behandelt und ein EZRT durchgeführt (siehe Kapitel Spulwürmer). Handelt es sich um einen Bestand ohne nachweisbaren Spulwurmbefall, so richtet sich die Untersuchungs- und Behandlungsfrequenz nach dem Infektionsdruck und damit auch der Höhe der Strongylidenei-Ausscheidung der Fohlen und Jährlinge. Je nach dem ist ein Vorgehen wie bei erwachsenen hohen Eiausscheidern (kontinuierliche Entwurmung mit EZRT) oder eine Zeitgemäße (+Selektive) Entwurmung mit Monitoring-Proben im Abstand von 6-8 Wochen zu wählen. In Aufzuchtbeständen von denen bisher keine Untersuchungsergebnisse vorliegen, sollte mit einem Eizahlreduktionstest begonnen werden. Dazu können in größeren Beständen verschiedene Jungtier-Gruppen mit unterschiedlichen Präparaten behandelt werden. Auf diese Weise erhält man gleichzeitig einen Überblick über das Vorkommen und die Ausscheidungshöhe von Spulwürmern und Strongyliden und die Wirksamkeit von mehreren Wirkstoffen. Das weitere Vorgehen hängt von den Untersuchungsergebnissen ab. Seite 102

104 Die Anwendung der Methode der Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung aus der Sicht eines Pferdepraktikers Autor: M. Menzel Grundvoraussetzungen Die Zeitgemäße (+Selektive) Entwurmung kann aus rechtlichen Gründen (Arzneimittelrecht) nur durch Tierärzte adäquat durchgeführt werden. Um die Zeitgemäße (+Selektive) Entwurmung nachhaltig in der Praxis zu etablieren, ist eine langfristige, praktikable, übersichtliche und forensisch korrekte Dokumentation und Durchführbarkeit im Sinne der Guten Veterinärmedizinischen Praxis zwingend notwendig. Dafür müssen folgende Voraussetzungen gegeben sein. Datenverarbeitung Ein sehr gut strukturiertes System der Datenverarbeitung ist notwendig, um die wiederholten Analyseergebnisse auszuwerten und adäquate tierärztliche Aussagen treffen zu können. Besonders in forensischer Hinsicht sollte dies ein wichtiges Augenmerk jedes Pferdepraktikers sein. Die Daten von den einzelnen Kotproben sollten eindeutig den einzelnen Pferden zugeordnet und gelistet sowie insbesondere auch entsprechend dem Stall darstellbar sein. Großer Wert sollte auf eine kontinuierliche und langfristig angelegte Datenspeicherung gelegt werden. Sie kann auf ein einzelnes Pferd oder stallbezogen organisiert sein. Heutzutage bietet sich z.b. das extra dafür erstellte Programm der Firma SiDaTa Horseware an, jedoch können ebenso die üblichen Praxisprogramme Anwendung finden (z.b. VETINF, easyvet, Vetera etc.). Weitere spezialisierte Programme sind in der Entwicklung. Festzuhalten ist, dass viele Programme einzelne Laborbefunde sehr gut sortiert abspeichern und auflisten können. Hingegen sind eine Seite 103

105 schnelle Allgemeinübersicht über alle Ergebnisse auf einem Datenblatt und deren individueller bzw. bestandsbezogener Vergleich untereinander oftmals nur schwer bis gar nicht möglich. Erinnerungssystem Ein äußerst wichtiges Tool für den Praktiker stellt das Erinnerungssystem dar. Es soll dem Tierarzt ins Gedächtnis rufen, die Pferdebesitzer auf erneut notwendige und abzugebende Kotproben hinzuweisen. Die Organisation sollte am besten mit einem Computer-basierten Terminkalender erfolgen. Ähnlich den Impferinnerungen können die Pferdebesitzer durch Postkarten, persönliche SMS oder Telefonanrufe an die nächste Kotprobenentnahme erinnert werden. Im Programm der Firma SiDaTa Horseware ist ein elektronisches Erinnerungssystem integriert. Abbildung 25: Beispiel für eine Erinnerungspostkarte im Rahmen der Selektiven Entwurmung; Quelle: M. Menzel Seite 104

106 Patienten- und Besitzerrelevante Daten Von Pferden, die an der Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung teilnehmen sollen, müssen vorab folgende Daten erhoben und individuell gespeichert werden. 1) Grunddaten des Tieres: - Name, Alter, Geschlecht, Rasse, Schlachttierstatus (welcher, ja/ nein) 2) Individuelle, parasitologische Daten des Tieres: - Anzahl und Art der durchgeführten Kotproben im letzten Jahr und deren Ergebnisse - Anzahl, Zeitpunkt und verwendete Präparate der durchgeführten Entwurmungen in den letzten Jahren 3) Alle akuten (z.b. Koliken, Kotwasser,Schweifscheuern etc.) und chronischen Erkrankungen (rezid.koliken, ECS,EMS,) 4) Stallspezifische Daten: - Anzahl der im Stall befindlichen Pferde, Anzahl der an der Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung teilnehmenden Pferde, Verweildauer der einzelnen Tiere im Bestand, Kontakt mit fremden Pferden und Weiden, Herkunftsland der anderen Pferde - Art des Stalles, Esel im Bestand (ja/ nein), Anzahl Jungpferde im Bestand, Häufigkeit und Art der Hygienemaßnahmen - Futtermittelherstellung (eigenes Heu von Pferdeweiden?), Art und Weise der Entsorgung des Pferdemists Seite 105

107 - Bisherige Quarantänemaßnahmen bei neuen Einstellpferden - Bisherige Weidehaltung, Struktur der bisherigen Weide, Dauer der bisherigen Weidezeit, Wechselbeweidung mit Wiederkäuern. 5) Besitzerdaten zur Rechnungsstellung Bestätigung über teilweise Entbindung von der Schweigepflicht Aufgrund der Komplexität der parasitären Kontaminationen in einem einzelnen Stall und den damit verbundenen, möglicherweise vorhandenen Resistenzen sollte dringend darauf geachtet werden, dass die einzelnen Pferdebesitzer dem Tierarzt eine teilweise Entbindung von der Schweigepflicht gegenüber folgenden Personen zugestehen: dem Stallbesitzer anderen, im selben Stall tätigen Tierärzten Angesichts der Komplexität der parasitologischen Fragestellungen ist eine enge Zusammenarbeit aller im Stall tätigen Tierärzte ganz besonders förderlich. Seite 106

108 Praktische Tipps zur Vorgehensweise bei der Probennahme und beim Versand: Abbildung 26: Einsammeln einer Kotprobe vom Stallboden; Quelle: A.Becher - Die Einsammlung der Kotproben sollte aus logistischen und finanziellen Gründen durch den Tierbesitzer oder den Stallbesitzer durchgeführt werden (Siehe Abbildung). Die einsammelnden Personen müssen vorab durch den Tierarzt instruiert werden. Selbstverständlich kann auch der Tierarzt eine aktuelle Probe bei einem Stallbesuch mitnehmen. Vom Einsammeln aller Kotproben durch den Tierarzt raten wir aus wirtschaftlichen Gründen (Zeit, Geld.) ab. Der Versand kann entweder direkt durch den Tierhalter/Stallbesitzer oder aber zentral durch die TMFA von der Praxis aus erfolgen. - Fehlerhaft eingesandte Proben (z.b.: keine Kühlung trotz warmer Jahreszeit), zu kleine Einsendemengen oder nicht eindeutig identifizierbare Kotproben sollten durch das untersuchende Labor oder bereits durch die Praxis verworfen werden. Seite 107

109 - Jede Kotprobe (und somit jedes Pferd) muss individuell sowohl in der Praxis wie auch im Labor eindeutig identifizierbar sein (siehe Abbildung ). Deshalb ist zu überlegen, jedem Pferd eine praxisinterne, individuelle Bearbeitungsnummer zuzuweisen, mit der die Kotprobe dann auch im Labor registriert wird. Abbildung 27: verpackte und gekennzeichnete Kotproben; Quelle: A.Becher Es ist wichtig, bei den Pferdebesitzern darauf hinzuwirken, dass die Kotprobenentnahmen und deren Einsendung ans Labor sich nach den genau festgelegten zeitlichen Vorgaben richten. Monitoring-Proben sollten maximal 14 Tage nach dem festgelegten Zeitpunkt eingesendet werden. Wirksamkeits-Proben sind nur auswertbar wenn sie Tage nach Behandlung genommen und untersucht werden. Spätere Einsendungen sollten unbedingt verworfen werden. - Bei Nichteinhaltung des vorgegebenen Schemas zur Probenentnahme durch den Pferdebesitzer sollte das Pferd aus der Methode der Zeitgemäßen (+Selektiven) Entwurmung ausgeschlossen werden. Es ist Seite 108