Mechanisms of hantavirus emergence

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1 Mechanisms of hantavirus emergence PD Dr. Rainer G. Ulrich Friedrich-Loeffler-Institut Institut für neue und neuartige Tierseuchenerreger Greifswald - Insel Riems Greifswald,

2 Gliederung 1. Begriff Emergence : emerging und re-emerging Viren 2. Hantaviren: Struktur, Genomorganisation, Replikation und Erkrankungen 3. Hantavirus-Übertragung und -Wirtsassoziation 4. Hantaviren in Deutschland 5. Hantavirus-Emergence 6. Hantavirus-Epidemiologieforschung 7. Zusammenfassung und Ausblick 8. Danksagung: Arbeitsgruppe, Kooperationspartner und Finanzierung

3 aber es gibt noch weitere Dinge zu sagen 1. T. Dobzhansky: Alles in der Biologie macht nur Sinn im Licht der Evolution! 2. Wollen Sie in die Forschung (oder in die Industrie, Politik, )? 3. Persönliche Befindlichkeiten in der Forschung 4. Das Wissen der Reviews und Dogmen: Stelle alles in Frage, aber sei Argumenten zugänglich! 5. Gefühltes Wissen oder Wissenschaft? 6. Glauben und Wissen die Sprache der Wissenschaft 7. Kenne die Grenzen Deiner Methoden (und Deine Positivkontrolle)!

4 1. NETWORK 1. Begriff Emergence : emerging und reemerging Viren

5 Emerging und re-emerging Viren Influenzapandemien 1918 H1N1 (20-40 Millionen Tote) 1957 H2N2 (4 Millionen Tote) 1968 H3N2 (2 Millionen Tote) 1977 H1N1 (?)

6 Emerging und re-emerging Viren Charakteristika neuer Erreger: neu in der menschlichen Population oder waren bereits vorher in der menschlichen Population vorhanden, aber sind bisher unentdeckt geblieben bzw. haben sich in ihrer Virulenz oder Verbreitung verändert. Charakteristika wiederkehrender Erreger: Erreger mit tierischem Reservoir und zum Teil Vektor-übertragene Erreger (Zoonoseerreger) saisonale Wiederkehr der Erreger durch Übertragung aus dem Reservoir bei vielen Erregern keine direkte Mensch-zu-Mensch-Übertragung

7 Emerging und re-emerging Viren Orthomyxoviren (Influenzaviren) Retroviren (HIV) Erreger von viralen Hämorrhagischen Fiebern Arboviren: Flaviviridae (Dengue-, Gelbfieber-, Westnilvirus) non-arboviren: Filoviridae (Marburg- und Ebolavirus), Arenaviridae (Lassavirus), Hantaviridae/Bunyavirales SARS- und MERS-Coronavirus Hendra- und Nipahvirus Zikavirus Was sind die Gemeinsamkeiten dieser Erreger?

8 2. Hantaviren: Struktur, Genomorganisation, Replikation und Erkrankungen

9 Hantaviren: Struktur und Genomorganisation A B C S-segment HO- 3 N-ORF 5 L-segment HO- 3 RdRp-ORF 5 M-segment GPC-ORF HO- 3 (Gc) (Gn) 5 - Weitere ORF? - Konservierter NSs-ORF? - Translationsinitiation an N-mRNA?

10 Klassifizierung von Viren nach der Art der mrna- Synthese (Baltimore-Klassifizierung) Gruppe I: dsdna. Normale Genomform allen Lebens (Papilloma-, Adeno-, Herpes-, Poxviridae) Gruppe II: ssdna. Enthält DNA sowohl positiver als auch negativer Polarität (Parvoviridae) Gruppe III: dsrna (Reoviridae) Gruppe IV: (+)ssrna. Sie wirkt direkt als mrna (Picorna-, Toga-, Flavi-, Calici-, Coronaviridae) Gruppe V: (-)ssrna. Sie wirkt als Matrize zur mrna-synthese (Bunya-, Arena-, Rhabdo-, Paramyxo-, Orthomyxo-, Filoviridae) Gruppe VI: (+)ssrna, die in DNA zurückgeschrieben und ins Zellgenom eingebaut wird (Retroviridae)

11 Hantaviren: Replikationszyklus 1) attachment 2) receptor-mediated endocytosis endosome 10) egress + cap 3) uncoating 4) transcription + cap + cap vrna(-) 5) synthesis of N and RdRp 7) replication of vrna crna (+) 8) replication of crna vrna (-) 6) synthesis of Gn and Gc 9) assortment and envelopment Golgi nucleus ER

12 1. EINLEITUNG Krankheitsbilder Hantavirales Pulmonales Syndrom Hämorrhagisches Fieber mit Renalem Syndrom Eigenschaft HFRS HPS Primäres Zielorgan Niere Lunge Akute Phase Fieber Fieber Späte Phase Schock, Hämorrhagien Schock, Lungenödem Krankheitsverlauf Klinische und Laborparameter Hypotensive, oligurische, diuretische und Rekonvaleszenzphase Thrombocytopenie, Leukocytose, Proteinurie, Hämaturie Diuretische Phase, Rekonvaleszenzphase Thrombocytopenie, Leukocytose, Kurzatmigkeit, Lungeninfiltrationen Letalität 0,1-15% bis zu 40% kein zugelassener Impfstoff und keine kausale Therapie aus Infectious Diseases, Vol. Two (1999). CDC, Atlanta

13 3. Hantavirus-Übertragung und -Wirtsassoziation

14 1. EINLEITUNG Hantavirusübertragung Mensch Dead-end-host Hämorrhagisches Fieber mit renalem Syndrom/ Nephropathia epidemica Nagetierwirt-Virus- Koevolution(?) Persistent infizierte Nagetiere (Spitzmäuse, Maulwürfe, Fledermäuse) Horizontale Übertragung Abbildung von M. Selle, Berlin.

15 Weltweite Verbreitung Nagetier-assoziierter Hantaviren Sin Nombre-Virus Hirschmaus Andes-Virus Reisratte Puumalavirus Rötelmaus Dobravavirus Brand- und Gelbhalsmaus Hantaanvirus Brandmaus Seoulvirus Haus- und Wanderratte SEOV kommt weltweit vor (?)

16 Ratten und Mäuse: Reservoir oder Indikator? Nagetiere als Reservoir Nagetiere als Indikator Persistierende Infektion Lebenslanger Nachweis von - Erreger-spezifischen Antikörpern Lebenslanger Nachweis von - vermehrungsfähigem Erreger - genetischer Information des Erregers Spilloverinfektion Lebenslanger Nachweis von - Erreger-spezifischen Antikörpern Kurzzeitiger Nachweis von - vermehrungsfähigem Erreger - genetischer Information des Erregers

17 Spilloverinfektionen in Nichtreservoirnagern? Virus species Reservoir host Natural spillover infections (nucleic acid detection) species Species Reference Dobrava-Belgrade Apodemus agrarius Apodemus flavicollis (Schlegel et al. 2009) virus Apodemus flavicollis Apodemus sylvaticus, Mus musculus (WEIDMANN et al. 2005; ZHURAVLEV et al. 2008; GARANINA et al. Sorex araneus, Microtus arvalis, Myodes glareolus, 2009) Meriones tamariscinus (ZHURAVLEV et al. 2008; GARANINA et al. 2009) Puumala virus Myodes glareolus Apodemus flavicollis, Microtus agrestis Schlegel et al. unpublished data Tula virus Microtus arvalis Microtus levis Microtus agrestis Microtus subterranus Microtus gregalis Lagurus lagurus, Arvicola amphibius Myodes glareolus (PLYUSNIN et al. 1994) (SCHARNINGHAUSEN et al. 2002; SCHMIDT-CHANASIT et al. 2010) (SONG et al. 2002) GenBank Acc. No. AF GenBank Acc. No. AF (Schlegel et al., 2012b) Schlegel et al. unpublished data Isla Vista virus Microtus californicus Peromyscus maniculatus, Peromyscus californicus (SONG et al. 1995) Seewis virus Sorex araneus Sorex daphaenodon, Sorex tundrensis Sorex minutus Neomys anomalus (YASHINA et al. 2010) (Schlegel et al., 2012c) GenBank Acc. No. EU Definition Hantaviruswirt? (Hjelle und Yates, 2001)...Wirtswechsel oder Spilloverinfektion? Entnommen aus Schlegel, Dissertation 2013

18 Dogma: Koevolution Hantavirus-Wirt-Koevolution von Nagetieren und Hantaviren (?) Echte Mäuse Neuweltmäuse B. Klempa Wühlmäuse aus Plyusnin and Morzunov (2001). CTMI 256,

19 Murinae Arvicolinae Sigmodontinae Neotominae Soricinae Crocidurinae Talpidae ASV HTNV THAIV GOUV Hantavirus-Wirt-Assoziation DOBV SANGV DBSV SEOV OXBV CBNV TPMV SAAV NVAV ASAV QDLV MJNV KKMV SWSV ANDV ARAV LANV RIOMV Choclo SNV 0.5 KHAV NYV ELMCV RIOSV BCCV BAYV PHV ISLAV TULV PUUV HOKV YUJV MUJV TOPV MULV RKPV

20 4. Hantaviren in Deutschland

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22 Humane Hantavirusinfektionen in Deutschland Durchschnittliche Seroprävalenz: 1-2 %, aber Zöller et al., 1995; Koch, Meisel, Niedrig, Pauli, Krüger, Ulrich et al., unveröff. Daten. Risikogruppen Gefühltes Wissen: Risikogruppen? Waldarbeiter, Bauern, Soldaten, Bisamjäger Endemieregionen: Gefühltes Wissen: Endemiegebiet? Baden-Württemberg, Bayern, Niedersachsen, Nordrhein-Westfalen Antoniadis et al., 1985; Pilaski et al., 1991; Zöller et al., 1995; Clement et al., 1996; Kimmig et al., 2001; Martens et al., 2002; Rieger et al., 2005; Mertens et al., 2009 Humanpathogene Hantavirusspezies in Deutschland: Puumalavirus (PUUV), Dobrava-Belgrad-Virus (DOBV), Tulavirus (TULV), Seoulvirus?, (Seewisvirus, Asikkalavirus, Novavirus, ) Pilaski et al., 1991, 1994; Zöller et al., 1995; Meisel et al., 1996; Klempa et al., 2003; Schlegel et al., 2012; Radosa et al., 2013; unveröff. Daten

23 Informationsdienste: SurvStat

24 Gemeldete Hantavirusfälle, Deutschland Zahl der gemeldeten Hantavirusfälle in Deutschland seit Einführung des Infektionsschutzgesetzes am 1. Januar 2001 Bundesland Baden-Württemberg Bayern NI Berlin Brandenburg Bremen Hamburg NW Hessen Mecklenburg-Vorpommern Niedersachsen Gefühltes Wissen: Endemiegebiet? Nordrhein-Westfalen Rheinland-Pfalz BW B Saarland Sachsen Sachsen-Anhalt Schleswig-Holstein Thüringen Gesamt Quelle: Robert Koch-Institut: SurvStat, Datenstand: Quelle: Robert Koch-Institut: SurvStat, Datenstand:

25 Geografische Clusterung von Tula Tulavirus-Sequenzen, virus unabhängig vom Nagetierwirt (M. arvalis, M. agrestis) - / - 53 / - 83 / / 56 Mag Mrz Mar Mag1383 Gra 99 / Nac 74 / - Mar1049 Mar Gra 05 Sen 94 / / 84 Mar1272 Mar Gra Sen Mar936 Mag GraSen Mar1335 Mar Ben Sen Mag377 Mar Ben 05 Sen Mar1384 Mar NacSen Mag46 Mar Ebe05 Sen Mar137 Z Ebe Tula 76Ma/87 92 / 71 Mag520 Z EbeTula 249Mr/87 Mag57 02 Z30943 Ebe - / - Tula 175Ma/87 Mag41 02 Z30942 Ebe Tula 53Ma/87 96 / 59 Mag30 02 Ebe Z30945 Tula 23Ma/87 AF Mag Omsk Mrz MG22 93 / 50 Mag215 AF Mrz Omsk MG23 AF Mag Omsk Mrz LL2 98 / 83 M. agrestis: Reservoir- oder Spillover-Infektion? AF Mag Omsk Mrz LL58 Incidence - / - - / - Mag Mrz Mag Nac 61 / - AF Mar139 Cacak 05 Sen Mar Sen 71 / - Mag Sen - / - AF Grafenwoehr Mar Sen AF Velika Gorica Mar Sen Mar Sen Mar Sen Z30941 Tula 76Ma/87 Z30944 Tula 249Mr/87 M34011 Prospect Hill Mpe 100 / 75 Z30943 Tula 175Ma/87 Z49098 Prospect Hill PH-1 51 / - Z30942 Tula 53Ma/87 U31535 Isla Vista PC-SB / 56 Z30945 Tula 23Ma/87 U31530 Isla Vista PC-SB-46 AF Omsk MG22 U31534 Isla Vista Mca MC-SB / 87 AF Omsk MG23 U19302 Isla Vista MC-SB-47 AF Omsk LL2 AF PUUV CRF366 Omsk 100 / 83 AF Omsk LL58 AJ PUUV Balkan-1 Z49098 Prospect Hill PH-1 U31535 Isla Vista PC-SB-77 Schmidt-Chanasit, Essbauer, Splettstößer, Pfeffer, Heckel, U31530 Isla Vista Ulrich PC-SB-46 et al. (2010), Klempa et al. (2003) U31534 Isla Vista Mca MC-SB-1 96 / / / / / 71 Poland 100 / 88 EU Yakeshi-Mm / / 90 Germany EU Yakeshi-Mm-31 III AF Cacak EU Serbia Yakeshi-Mm / / 81 Slovakia KHU35255 I Khabarovsk Mfo AF Grafenwoehr AM VLA/Nesterikha/Mf500/2005 Germany IV AF Velika Gorica AM VLA/Barguzin/Mo483/2005 Croatia 68 / / 86 Austria I 92 / - AB Vladivostok 99 / 62 Austria II 91 / - EU Fusong-Mf / - Slovakia 100 / 95 EU II Fusong-Mf / - Slovakia III + Czech Republic 91 / M34011 Prospect Hill Mpe U19302 Isla Vista MC-SB-47 AF PUUV CRF366 Omsk AJ PUUV Balkan-1 EU Yakeshi-Mm-182 EU Yakeshi-Mm-31 EU Yakeshi-Mm-59 KHU35255 Khabarovsk Mfo IA IB Germany I Germany II Russia I Russia II Russia III S-Segment Host species: Microtus arvalis Microtus agrestis Microtus rossiaemeridionalis Microtus subterraneus Microtus gregalis Lagurus lagurus

26 DOBV-Infektionen in der Brandmaus (A. agrarius) 8/22 (36,3%) 4/32 (13%) 4/17 (23,5%) 5/224 (2,2%) 4/33 (12%) Spillover-Infektion in Apodemus flavicollis? Brandmaus (A. agrarius) Gelbhalsmaus (A. flavicollis) Incidence Schlegel, Klempa, Zoller, Bemmann, Freise, Meier, Krüger, Ulrich, 2009 und unveröff. Daten.

27 Heterogene Verbreitung von PUUV in der Rötelmaus Incidence Bayern (2004, 2007) Niederbayern (2004): 10/29 RT-PCR-positiv (34,5%) Unterfranken (2007): 10/38 RT-PCR-positiv (26,3%) Baden-Württemberg (2007) Böblingen: 23/30 RT-PCR-positiv (76,7%) Schwäbisch-Hall: 4/18 seroreaktiv (22,2%) Heidenheim: 8/20 seroreaktiv (40%) Ravensburg: 8/52 seroreaktiv (15,4%) Reutlingen: 6/32 RT-PCR-positiv (50%) Essbauer, Schmidt-Chanasit, Schlegel, Oehme, Hartelt, Pluta, Ulrich et al., unveröff. Daten; Heiske et al., 1999; Essbauer et al., 2006, 2007; Schilling et al., 2007; Hofmann et al., Gibt es PUUV-freie Gebiete in Deutschland?

28 5. Hantavirus emergence

29 Emerging und re-emerging Viren Ein neues Krankheitsbild in den USA und 14. Mai Todesfälle infolge akuten Atemnotsyndroms (ARDS) 26. Mai mögliche ARDS-Fälle 3. Juni 1993 erste Hinweise auf neues Hantavirus ( emerging virus ) (Harper & Meyer, 1999) Will ich in die Forschung?

30 Gefährliches Hantavirus: Die Seuche kommt mit dem Wind Von Günther Stockinger Fieber, Gliederschmerzen, Übelkeit - was aussieht wie eine gewöhnliche Grippe, entpuppt sich seit 2007 immer öfter als das gefährliche Hantavirus. Übertragen wird es durch Mäuse-Kot. Experten sind besorgt: Was passiert, wenn noch weitaus gefährlichere Hanta-Stämme in Deutschland heimisch werden? Mitteleuropäer blieben von diesen Killerviren bislang verschont - was mit den hier lebenden Nagerarten zu tun hat. Jeder Hantavirus-Typ ist an bestimmte Mäusearten angepasst. Die "Neuweltmäuse", die in den USA die Lungenkiller verbreiten, kommen bei uns nicht vor. "Im Moment haben wir noch nicht das Gefühl, dass das Virus aggressiver geworden ist, wir zählen einfach nur mehr Fälle", erklärt Prof. X, Virologe am XXX. Das muss nicht so bleiben. "Dass sich hoch pathogene Hantatypen eines Tages auch an unsere Mäusearten adaptieren, kann man nicht ausschließen", warnt Rainer Ulrich, Biologe am Friedrich-Loeffler-Institut auf der Insel Riems. Auch wenn fremdländische Nager illegal eingeführt würden, könne es passieren, dass sie die gefährlicheren Viren mitbringen: "Es gibt genügend Beispiele, dass sich solche Wirtsorganismen ausbreiten. (entnommen aus Spiegel Online, )

31 Hantavirusübertragung: 1. EINLEITUNG Einfluss von Umweltfaktoren Der Klimawandel ist an allem schuld! Stabilität des Erregers in der Umwelt Baumsamen (Nahrung für Nagetiere) Einatmen der Erreger Überlebensrate der Nagetiere

32 Gemeldete Hantavirusfälle, Bundesland Baden-Württemberg Bayern Berlin Brandenburg Bremen Hamburg Hessen Mecklenburg-Vorpommern Niedersachsen Nordrhein-Westfalen Rheinland-Pfalz Saarland Sachsen Sachsen-Anhalt Schleswig-Holstein Thüringen unbekannt total Quelle: Robert Koch-Institut: SurvStat@RKI 2.0, Datenstand: Starke Schwankungen der Zahl der jährlich gemeldeten Fälle Quelle: Robert Koch-Institut: SurvStat, Datenstand:

33 Grund für Hantavirusausbrüche: Gefühltes Wissen? Eine Mäuseplage ist der Grund dafür, dass in Deutschland die Infektionen mit Hantaviren in die Höhe geschnellt sind. Bis Ende Juli gab es bereit 1148 gemeldete Erkrankungen - im Vergleich zu nur 25 Fällen im ersten Halbjahr 2009, heißt es im jüngsten Bulletin des XXX. Die Viren sind nicht harmlos. Sie können beim Menschen hohes Fieber, Kopf-, Bauch- und Rückenschmerzen auslösen. Auch akutes Nierenversagen ist möglich. Todesfälle durch Hantaviren sind dem XXX bisher aber nicht bekannt. Virusträger sind in Deutschland vor allem Rötelmäuse in Wald, Flur und so manchem Hauskeller oder Dachboden. Dass die Ansteckungszahlen so rapide steigen, habe wahrscheinlich mit der prächtigen Vermehrung der Mäuse in diesem Jahr zu tun, sagte eine Sprecherin des XXX am Dienstag. Es gab reichlich Bucheckern zum Fressen, eine feste Schneedecke im Winter hat viele Tiere vor Frost und Feinden geschützt. Auch 2007 war ein gutes Rötelmaus-Jahr. Damals stiegen die Infektionszahlen beim Menschen auf rund 1700 gemeldete Fälle an. (entnommen von stern.de, 27. Juli 2010)

34 Nagetier-MASSENvermehrung Hausmausplage, Australien, 1920

35 Assoziation von Buchenmast und Häufigkeit humaner Hantavirusfälle in Baden-Württemberg? Abb. von J. Jacob, JKI, Münster.

36 5. Hantavirus-Epidemiologieforschung

37 Nagetiermonitoringstudie in Deutschland Klimagradient - Vorhandensein von Hantaviren in Nagetieren und Meldung humaner Fälle Niederschlagsprofil Temperaturprofil Gemeldete Fälle TULV/DOBV PUUV TULV PUUV Reil, Schmidt, Rosenfeld, Imholt, Ulrich, Jacob, unveröffentlichte Daten

38 Nagetiermonitoringstudie in Deutschland, Mecklenburg Western Pomerania Thuringia Baden-Wuerttemberg North Rhine-Westphalia spring n.s n.s. summer n.s. autumn n.s. 7 n.s. total n.s., not sampled Fischer, Reil, Schmidt, Rosenfeld, Imholt, Ulrich, Jacob et al., unpublished data

39 Mean abundance (individuals/hectare) Nagetier-Populationsdynamik in BW 200 Baden-Wuerttemberg Myodes FOREST Microtus FIELD Apodemus FOREST spring summer autumn spring summer autumn spring summer autumn spring summer autumn spring summer autumn Reil, Schmidt, Rosenfeld, Imholt, Ulrich, Jacob, unpublished data

40 Multiple Infektionen in Kleinsäugern? VIREN: Verschiedene Hantaviren in Nagetieren*, Spitzmäusen* und Fledermäusen (siehe z.b. Drewes et al., 2017; Strakova et al., 2017; Schmidt et al., 2016; Sheikh Ali et al., 2015; Radosa et al., 2013; Schlegel et al., 2012) LCMV (Schmidt et al., 2014) TBEV (Achazi et al., 2011) Orthopoxvirus* (Kinnunen et al., 2011; Hoffmann et al., 2015a; Prkno et al., 2017) Hepatitis E virus (Johne et al., 2010, 2012; Ryll et al., 2017) Hepaciviren* (Drexler et al., 2013) Hepatoviren (Drexler et al., 2015) Herpesviren (Ehlers et al.,2007, 2008) Papillomaviren (Schulz et al., 2012) Paramyxoviren* (Drexler et al., 2012) Noro-, Rota-, Astro-, Mastadeno-, Boca-, Dependo- und Circoviren und andere (Sachsenröder et al., 2014) Bornavirus (Hoffmann et al., 2015b, Schlottau et al., 2017a,b) Polyomaviren (Ehlers et al., 2015; Nainys et al., 2015; Heuser et al., 2017) Adenovirus (Abendroth et al., 2017) BAKTERIEN: Leptospira spp.* (Mayer-Scholl et al., 2011, 2014; Heuser et al., 2017; Fischer et al., in 2018a) Rickettsia spp.* (Schex et al., 2010; Heuser et al., 2017; Fischer et al., 2018b) Borrelia spp. (Schmidt et al., 2014) Bartonella spp. (Schmidt et al., 2014) ESBL-Enterobacteriaceae* (Günther et al., 2010, 2012) Staphylococcus spp.* (Semmler et al., 2016; Mrochen et al., 2017) ENDOPARASITEN: Giardia spp.* (Helmy et al., 2018) Darmparasiten (Riebold et al., in Vorb.) *einschl. Tieren aus Monitoringstudie in NaÜPa-Net Ro Pub Bo

41 Fragestellungen - Welche Nagetier-/Kleinsäuger-Arten dienen den Zoonoseerregern (in Deutschland) als Reservoirwirte? - Wie ist die geografische Verbreitung und Häufigkeit von Infektionen mit diesen Erregern in den Reservoirwirten? - Gibt es Zusammenhänge zwischen der Dynamik von Kleinsäugerpopulationen, deren Pathogenprävalenz und der Häufigkeit humaner Infektionen mit diesen Erregern? - Welche Konsequenzen hat die Nagerbekämpfung auf die Durchseuchung mit Zoonoseerregern? - Was sind die Ursachen für Ausbrüche und lassen sich diese vorhersagen? Welche Umweltfaktoren beeinflussen die Verbreitung der Erreger innerhalb von Nagetier-Populationen und die Übertragung auf den Menschen? - Beeinflußt eine Intoxikations-vermittelte Immunsuppression in Reservoirwirten die Epidemiologie der Infektion?

42 Netzwerk Nagetier-übertragene Pathogene: Plattform für eine interdisziplinäre Zusammenarbeit 2. NETZWERK Nagetierforschung - Populationsdynamik - Populations-/Immungenetik - Paläozoologie/Phylogeografie - Ökologie (Klimaforschung) - Verhaltensbiologie - Toxikologie - Nagetierbekämpfung Methodenentwicklung - Kleinsäugerzelllinien - anti-spitzmaus-igg-antikörper - Molekulare Art- und Geschlechtsbest. Molekularepidemiologische Untersuchungen bei Nagern - bekannte Zoonoseerreger - Ausbruchsuntersuchungen - Monitoringstudien - Suche nach neuen Erregern Modelle für andere humanund tierpathogene Erreger Humanepidemiologie - Ermittlung von Risikofaktoren - Molekularepidemiologische Studien - Studien in Risikogruppen (Waldarbeiter) Öffentlichkeitsarbeit Veröffentlichungen, Konsultationen Ulrich et al., 2009.

43 Zoonotic pathogens in small mammals from Afghanistan Necropsy: Separated working areas

44 Zoonotic pathogens in small mammals from Afghanistan Necropsy - Logistics preparation individually labelled collection tubes extraction tubes (2 ml) storage tubes (1.5 ml) separation from the other work area

45 Zoonotic pathogens in small mammals from Afghanistan Necropsy Ainmal identification animals stored at 20 C package: labelled gloves (bioboxes) gross check (ticks, sample quality) individual labels

46 Hantavirus-Sequenzen aus Rötelmäusen und Patienten vom Ausbruch im Jahr 2007 Molekulare Epidemiologie Hamburg Niederlande H208 M837 H303 H68 ML Berlin Polen Belgien Frankfurt H290 SF M104 Tschechien Frankreich H127 M13 M42 M4 M50 H85 H233 H231 H99 H232 H145 H81 SJ H101 BF H72 München Österreich Schweiz Hofmann et al., 2008.

47 Weissach26N Weissach20N Weissach30N Weissach31N Hemmingen Weissach 10978Weissach Weissach Weissach Weissach SJH231Remseck07N 99 SJM4Albstadt07N Ausbrüche in Thüringen und Hessen in 2010: neue PUUV-Linien? SJH85Albstadt07N SJH81Mossingen07N SJH232Sigmaringen07N SJH145Pfullingen07N SJH99Steinheim07N SJH101Westerstetten07N SJH233Stuttgart07N 90 Renningen54 Leonberg46N Leonberg42N HeidelberghuNP Baden-Württemberg Thüringen BavariaClgM3704N 50 BavariaClgM204N 49 BavariaCG3404N BavariaCG4104N BavariaCG3904N BavariaH20104N BavariaCB2004N BavariaCG904N BavariaH15104N Niederbayern 43 BavariaClgM2604N BFH72Waldkirchen07N BavariaH13904N BavariaCG3304N BavariaCG204N H127Karlsruhe07N Sen05108N Sen05120N Sen05173N Sen05107N Sen05232N Sen05176N LK Göttingen 11557HessenGilserberg HessenSchluechtern 11427HessenDarmstadt 11563HessenSalmuenster 11442HessenSchluechtern 11424HessenBurghaun 11428HessenDarmstadt SFH290Schluchtern07N Rechtenbach85 Laufach104 Laufach133 Opina916N D20804N 91 Belgium Kobl305N Cologne Varruschlacht Bramsche Bramsche Bramsche AltSchledehauserWeg Hessen Unterfranken Stadt Köln LK Osnabrück Rosenfeld, Schlegel, Essbauer, Sheikh Ali, Wanka, Kretzschmar, Wollny, Freise, Wegener, Ulrich et al., unveröff. Daten Uebersweg Perkweg 07727Astrup H68Essen07N MLH303Vreden07N BerkelN Billerbeck A MLM837Billerbeck07N Billerbeck C MLH208Billerbeck07N LK Coesfeld

48 Heiske et al., 1999/ Essbauer et al., 2006, 2007/ Schilling et al., 2007/ Hofmann et al., 2008/ Ettinger et al., 2012/ Faber et al., 2013/ Castel et al., 2015/Drewes et al., data status: Heterogeneous distribution of Puumala virus genetic PUUV lineages: CE Central European ALAD Alpe-Adrian LAT Latvian FIN Finnish RUS Russian DAN Danish N-SCA North-Scandinavian S-SCA South-Scandinavian human PUUV cases (113) >0 9 (205) >9 19 (23) >19 28 (19) > 28 (54) PUUV positive bank voles

49 data status: Distribution of Central European PUUV in Germany The study IgG-ELISA 1758 S RT-PCR 440 real time S RT-PCR 364 cytochrome b PCR 383 human PUUV cases (113) >0 9 (205) >9 19 (23) >19 28 (19) > 28 (54) PUUV positive trapping sites PUUV negative trapping sites Lack of detection of PUUV in bank voles from Northern/Eastern Germany? SH: 0/22 HH 0/4 MV: 0/599 NI 19/92 BB: 0/40 SA: 2/92 S: 0/56 TH: 22/463 In total: 1210 PUUV neg. bank voles in Northern/Eastern Germany

50 Drewes et al., 2017 Map: Nicole Neumann Friedrich-Loeffler-Institut (FLI), data origin: Bundesamt für Naturschutz (BfN) PUUV infections & evolutionary bank vole lineages in Germany Cytochrome b phylogenetic tree Billerbeck Köln 42 Koblenz FJ FJ FJ FJ FJ FJ FJ BB_05_123_95 27 BB_05_143_95 FJ DQ MV_07_897_89 BB_09_240_109 BB_09_241_ DQ SH_08_35_96 31 DQ DQ ST_07_9_110 BW_10_74_47 BB_05_185_ SN_09_877_8 BB_09_1440_95 20 BB_05_015_ BB_05_110_142 SN_09_1019_1 SN_09_1014_115 ST_08_863_114 SN_H598_ FJ DQ SN_X05_238_ SN_X05_234_138 ST_07_33_105 ST_07_22_ NI_10_1240_85 NI_08_645_80 DQ Göttingen DQ DQ DQ MV_07_906_97 DQ SN_09_1973_146 Burghaun BW_08_1153_123 FJ FJ FJ FJ DQ DQ Breunings DQ BB_08_703_107 Laufach MV_07_901_89 MV_07_903_89 61 MV_07_899_89 Darmstadt MV_07_898_89 MV_08_169_ MV_08_600_ MV_07_1109_ MV_07_935_84 61 MV_07_888_111 MV_07_933_84 MV_07_207_87 MV_07_1110_139 MV_06_202_92 Lonsee MV_06_212_90 MV_07_275_99 MV_07_870_ MV_08_128_100 MV_08_160_88 Reutlingen BB_05_174_95 MV_08_170_88 Albstadt MV_06_203_86 MV_07_863_83 BB_04_69_94 MV_12_1_161 MV_12_2_161 Zußdorf MV_12_4_161 MV_12_5_161 BB_05_155_95 BB_05_125_95 Bramsche Bissendorf Gilserberg Wald-Michelbach Hemmingen Leonberg 79 DQ Myodes centralis PUUV positive trapping sites Walbeck Wolfenbüttel Sennickerode Diedorf Hammelburg Karlstadt Schnelldorf Michelbach Steinheim Carpathian lineage Western lineage Eastern Regen lineage Neuschönau Freyung-Grafenau Balkan lineage Evolutionary lineages Carpathian Eastern Western

51 Puumalavirus-Evolution: Pilotstudie in Niedersachsen Locality Year Voles Virus strains S/M/L S,M,L Prevalence (%) Schledehausen Astrup Ellerbeck Bramsche Varus Bramsche Tower /2/ * /4/ /3/ * /3/ /17/ /4/ /22/ * /10/ /5/ /1/ * /16/ /2/2 2 40* /12/ * /5/ /1/ * * /5/ * /2/ * * /1/1 1 50* /3/3 3 75* * /1/ * /1/ * Total /120/ Weber de Melo et al., 2015

52 PUUV-Evolution: Persistenz, Emergence, Extinction? Persistence of Puumala virus types in the Schledehausen vole population for each genome segment and the three segments concatenated. The colors indicate different virus sequence types, and the lines connect the same virus type in different years. Asterisks indicate virus types with non-synonymous substitutions. Weber de Melo et al., 2015

53 Florian Binder, Christine Luttermann Hantavirus-NSs-Protein NSs (11kDa) kodiert von +1 overlapping ORF (bei bestimmten Hantaviren) leaky scanning, alternatives Start-Kodon zum N-ORF inhibiert Interferon-Produktion Hantaviren mit NSs / verkürztem NSs zeigen leicht verminderte Replikation

54 Funktionelle Analyse von Virus-Sequenzvariationen / NSs- Funktion Funktionelle Aktivität verschiedener NSs- Proteinvarianten Luziferase-Assays Aktivität antiviraler Proteine? Welche Rolle spielt NSs?

55 Florian Binder, Christine Luttermann Luciferase Assay

56 Florian Binder, Christine Luttermann Luciferase Assay - Analyse von einzelnen viralen Proteinen Simultane Transfektion von verschiedenen Plasmiden: 1. Readout : spezifischer (Interferon beta) Promoter upstream von Firefly-Luciferase-Gen (Messung der Induktion der Signalkaskade) 2. Standardisierung: CMV-Promoter-Renilla-Luciferase-Gen (Messung der Transfektionseffizienz) 3. Trigger: Expression eines Faktors der Signalkaskade (Aktivierung) 4. Block: Expression von viralem Protein (inkl. Varianten) 20h Zellernte und Messung der Luciferase-Aktivität

57 7. Zusammenfassung und Ausblick

58 Zusammenfassung I: Hantaviren Hantaviren: Ordnung Bunyavirales, Familie Hantaviridae; früher Familie Bunyaviridae, Gattung Orthohantavirus, behüllte Viren mit einem segmentierten RNA-Genom negativer Polarität persistent infizierte Nagetiere als Reservoir humanpathogener Hantaviren Entdeckung von hochvirulenten Nagetier-assoziierten Hantaviren in Amerika und weiterer Hantaviren unbekannter Humanpathogenität in Spitzmäusen, Maulwürfen und Fledermäusen (emergence) Zirkulation von mindestens fünf verschiedenen Hantaviren in Deutschland: Nagetier-assoziierte Puumalavirus (PUUV), Tulavirus (TULV) und Dobrava-Belgrad- Virus, und Spitzmaus-assoziierte Seewisvirus und Asikkalavirus. weite geographische Verbreitung und genetische Diversität des TULV in Feld-, Erdund Schermäusen, heterogene Verbreitung des PUUV in Rötelmäusen (Süd- und Westdeutschland) und des Apodemus agrarius-assoziierten Dobrava-Belgrad-Virus (DOBV, Genotyp Kurkino) im östlichen Teil Deutschlands. Spilloverinfektionen von DOBV-Kurkino und PUUV in A. flavicollis, Seewisvirus in Zwergspitzmaus, TULV in Schermaus und Erdmaus (?).

59 Zusammenfassung II: Emergence Mechanismen der emergence (?): ökologische Veränderungen: Habitatzerstörung oder Rekultivierung (Landnutzung), Klimaveränderungen, Änderung der Biodiversität, Einschleppung/Einwanderung nichtheimischer Arten (Neozoa) Genetische Variabilität und Veränderungen der Erreger: Mutation (Antigendrift?), Reassortment (Antigenshift?), Rekombination, Quasispeciesentstehung, Selektion und Wirtspopulations-bedingte Veränderungen (Drift) Änderungen menschlichen Verhaltens Massenvermehrungen der Rötelmaus als eine Ursache der Häufung humaner Infektionen?, Buchenmast ein ursächlicher Faktor für Rötelmaus-Massenvermehrung? Entwicklung eines Frühwarnsystems auf der Basis des Nagetiermonitorings?

60 Ausblick: Kombination von Feld- und Laborstudien Feldstudien (Nagetiermonitoring) Molekular-epidemiologische Studien (Patienten, Nagetiere) Erarbeitung von Hypothesen - Wirtsassoziation/-spezifität? - Wirtswechsel - Pathogenität Reservoir/Mensch in vitro-studien (Reservoirzelllinien, humane Zelllinien) in vivo -Studien (Reservoirtiermodelle, Primatenmodell, humanisierte Maus) Rötelmausmodell für PUUV, OPV, Hepacivirus Microtus arvalis, Niere Myodes glareolus, Lunge Eckerle et al., 2014a,b

61 8. Danksagung

62 Arbeitsgruppe Rainer Ulrich am FLI, INNT, Riems Juni 2012 Januar 2015 April 2018

63 Teilnehmer an der Sektion von ca Kleinsäugern 2004/2005: Kirsten Tackmann, Roswitha Matthis, Martina Steffen, Jonas Schmidt-Chanasit, Robert Friedrich, Marc Mertens, Mathias Schlegel 2006: Christina Maresch, Jana Blumhardt, Marc Mertens, Rainer Ulrich, Rita Vorobjovienė, Robert Klopfleisch 2007: Christina Maresch, Daniel Masur, Dörte Kaufmann, Herr Meyer, Jens-P. Teifke, Kati Sevke, Lena Buschke, Marc Mertens, Mathias Schlegel, Rainer Ulrich, Ramona Spließ, Robert Klopfleisch, Thomas Büchner, Ulrike Duve 2008: Jens Lewitzki, Daniel Windolph, Dörte Kaufmann, Jens-P. Teifke, Josephin Schröter, Kati Sevke, Laura Zoch, Mathias Schlegel, Rainer Ulrich, Thomas Büchner 2009: Annalena Schäfer, Bärbel Hammerschmidt, Christian Kretzschmar, Denny Maaz, Dörte Kaufmann, Eva Rume, Fabian Deutskens, Franziska Thomas, Henrike Gregersen, Christian Kiffner, Konrad Wanka, Mathias Schlegel, Nicole Stieger, Paul Dremsek, Toni Pritschkat, Rainer Ulrich, Sabrina Schmidt 2010: Bärbel Hammerschmidt, Christian Korthase (Sektion am IVD), Christian Kretzschmar, Daniel Windolph, Dörte Kaufmann, Franziska Thomas, Hanan Sheikh Ali, Henrike Gregerson, Julie Elkins, Katja Plifke, Konrad Wanka, Marc Mertens, Mathias Schlegel, Paul Dremsek, Rainer Ulrich, Sabrina Schmidt, Theres Wollny, Ulrike Rosenfeld, Ute Wessels 2011: Andre Schütte, Angele Breithaupt, Daniela Reil, Dörte Kaufmann, Franziska Thomas, Grit Möwert, Hanan Sheikh Ali, Jens Lewitzki, Jens-P. Teifke, Kathrin Baumann, Kerstin Tauscher, Konrad Wanka, Matthias Lenk (Sektion in der Zellbank), Mathias Schlegel, Nadja Lorenz, Nastasja Kratzmann, Nicole Schmidt, Stephan Drewes, Theres Wollny, Ulrike Rosenfeld, Ute Wessels 2012: Angele Breithaupt, Annemarie Steiner, Dörte Kaufmann, Franziska Thomas, Hanan Sheikh Ali, Josephine Schlosser, Kathrin Baumann, Kerstin Tauscher, Maxi Zumpe, Nastasja Kratzmann, Paul Dremsek, Rainer Ulrich, Sabrina Schmidt, Samuel Petri, Stephan Drewes, Tobias Winterfeld, Ulrike Rosenfeld

64 Kooperationspartner und Drittmittelprojektfinanzierung Friedrich-Loeffler-Institut, Riems, Jena: C. Dettmer, K. Tackmann, R. Mattis, H. Kubitza, D. Klöß, P. Kranz, Ch. Staubach, M. Steffen, M. Mertens, K. Wanka, Ch. Kretzschmar, F. Thomas, G. Möwert, M. Mertens, T. Büchner, U. Duve, T. Ziehe, F.J. Conraths, M.H. Groschup Julius Kühn-Institut, Münster (J. Jacob, D. Reil, C. Imholt, H.-J. Pelz) Institut für Mikrobiologie, München (S. Essbauer) Bernhard-Nocht-Institut für Tropenmedizin, Hamburg (J. Schmidt-Chanasit, P. Emmerich) Arbeitskreis Mäuse (M. Wenk, R. Wolf, M. Bemmann, L. Ohlmeyer, T. Heidecke, C. Triebenbacher, J. Thiel, F. Krüger, Otto/Tschoppe, A. Gehrke, R. Allgöwer, J. Lang, P.W. Löhr, H. Ansorge, D. Maaz, M. Stubbe, D. Heidecke, M. Schmitt, A. Balkema-Buschmann, S. Blome, A. Globig, H. Schirrmeier, M. Heising, K. Tackmann, C. Pötzsch, R.-U. Mühle, L. Minke, P. Borkenhagen, T. Schröder, S. Endepols, I. Stodian, O. Hueppop, M. Hornung, W. Fiedler, F. Rühe, Ch. Kiffner, ) Universität Bern, Institut für Ökologie und Evolution (G. Heckel) Institut für Virologie, Charité, Berlin (J. Hofmann, J. Ettinger, A. Rang, D.H. Krüger) GA Köln, LAVES, LGA Stuttgart (W. Wegener, J. Freise, B. Oltmann, R. Oehme, M. Runge et al.) Robert Koch-Institut, Berlin (M. Faber, K. Stark, M. Niedrig, J. Koch) Bundesinstitut für Risikobewertung, Berlin (R. Johne, Anne Mayer-Scholl, K. Nöckler, B. Appel) Universität Rostock (H. Zoller), Universität Greifswald (K. Sevke, D. Masur) Institut für Hygiene und Umwelt, Hamburg (A. Plenge-Bönig) FU Berlin, Institut für Mikrobiologie und Tierseuchen (S. Günther, L. Wieler) Universität Bonn, Institut für Virologie (F. Drexler, V. Corman, I. Eckerle, C. Drosten) gefördert durch Bundesministerium für Ernährung, Landwirtschaft und Verbraucherschutz, Umweltbundesamt (UFOPlan), Robert Koch-Institut, Grimmingerstiftung, Bundesministerium für Verteidigung, Bundesministerium für Bildung und Forschung über die Nationale Forschungsplattform für Zoonosen, Bundesministerium für Bildung und Forschung (RoBoPub, ZooBoCo), Deutsches Zentrum für Infektionsforschung und Förderverein des Friedrich- Loeffler-Institutes.