Biochemisches Praktikum. für Lehramtsstudierende SS 2014

Biochemisches Praktikums für Lehramtsstudierende SS 2014 Universität des Saarlandes Fachrichtung 8.1 Lehrstuhl für organische Chemie Arbeitskreis Prof. Dr. J. Jauch Biochemisches Praktikum für Lehramtsstudierende SS 2014 1

Biochemisches Praktikums für Lehramtsstudierende SS 2014 Zeitplan des Praktikums Tag Thema Versuche Mo 01.09.14 Aminosäuren Hämin, 1) Hämin aus Schweineblut 2) Extraktion Aminosäuren Di 02.09.14 Mi 03.09.14 Hämin Nachweis Chlorophyll 1) DC der Aminosäuren 2) Experimente mit Hämin 1) Auswerten der DC der Aminosäuren 2) Säulenchromatographie von Extrakt aus Myrthe 3) Austausch Zentralion Do 04.09.14 Zucker und Enzyme 1) Zuckernachweise 2) Enzymreaktion (Amylase) 3) Schauversuch 2

Biochemisches Praktikums für Lehramtsstudierende SS 2014 Teil 1: Extraktion Versuch 1: Hämin aus Schweineblut - 500 ml Dreihalskolben - Rückflusskühler - Ölbad - Magnet-Heizrührer - Laborboy - Rührmaus - 250 mltropftrichter - Thermometer - Quick-Fit - Glasstopfen - Saugflasche - Nutsche - 250 ml Eisessig - 1.00 ml gesättigte NaCl-Lösung - 100 ml Schweineblut - 50 ml Ethanol - 50 ml 50% Essigsäure 3

Man erwärmt 250 ml Eisessig mit 1.00 ml gesättigte NaCl-Lösung auf 100 C. Aus einem Tropftrichter lässt man in einem dünnen Strahl unter Rühren 100 ml Schweineblut im Verlauf von 20 min in das heiße Lösungsmittel einfließen. Die Temperatur sollte nicht unter 90 C sinken und die Berührung des Kolbenrandes durch das Blut ist zu vermeiden. Nach dem Einlaufen des Blutes lässt man die Flüssigkeit noch 15 min gelinde Sieden. Die Hauptmenge des Hämins hat sich in glitzernden Kristallen ausgeschieden. Man lässt die Lösung auf 40-50 C abkühlen, saugt bei dieser Temperatur das Hämin ab und wäscht es mit 50 ml 50%iger Essigsäure, 50 ml Wasser und 50 ml Ethanol. - Versuchsdurchführung - Mechanismus - Erklärung ( Welche Oxidationsstufe besitzen das Eisen in dem isolierten Hämin? Warum wird NaCl benötigt? Begründung! Unter welchem Namen ist diese Reaktion bekannt? ) - Ausbeute Hämin (Rechenweg) L. Gattermann, T. Wieland: Die Praxis des organischen Chemikers. 40.Auflage, Berlin 1961, Walter De Gruyter & Co., S. 355. P. Krüger: Tierphysiologische Übungen. Verlag von Gebrüder Bornträger, Berlin 1926, S.289.

Biochemisches Praktikums für Lehramtsstudierende SS 2014 Teil 2: Nachweis von Hämin (Luminol-Reaktion) - 500 ml Becherglas - Spatel - 50 ml Luminolreagenz (25.0 mg Luminol, 50.0 ml Wasser, 0.50 g Na 2 CO 3 ) - 1.50 ml Wasserstoffperoxid - 1 Spatelspitze Hämin In ein 500 ml Becherglas werden zu den 50.0 ml Luminolreagenz 1.50 ml Wasserstoffperoxid und eine Spatelspitze Hämin gegeben. (Achtung: stark exotherme Reaktion!) Bei der Oxidation des Luminols im Alkalischen wird Energie frei die als blaues Chemolumineszenzlicht sichtbar ist. - Versuchsdurchführung - Mechanismus - Erklärung (Welche Funktion haben die Hämin-Kristalle? Erklärung Chemolumineszenz) - Verwendung Luminol H. Beyer, W. Walter: Lehrbuch der organischen Chemie, S. Hirzel Verlag, 21. Auflage, Stuttgart 1988, S. 788. 5

Biochemisches Praktikums für Lehramtsstudierende SS 2014 Teil 3: Reduktion und Oxidation von Hämin - 3 Schnappdeckelgläser - Pipette - 100 ml Erlenmeyer-Kolben - Spatel - 1 Spatelspitze Hämin - ca. 20 ml K 3 [Fe(CN) 6 ] - ca. 20 ml Na 2 S 2 O 4 (wird an der Luft schnell oxidiert (Natriumsulfit bzw. sulfat), sobald Farbänderung (gelblich) neue Lösung ansetzten) - 30 ml Pyridin Man löst eine Spatelsitze des Hämins in 30 ml Pyridin, so dass eine deutliche Rotfärbung auftritt. Nun gibt man zu ca. 5 ml der Lösung zuerst einige Tropfen Na 2 S 2 O 4 Lösung und anschließend einige Tropfen K 3 [Fe(CN) 6 ]- Lösung hinzu. Kein Zusatz Pyridin + Hämin Na 2 S 2 O 4 K 3 [Fe(CN) 6 ] - Versuchdurchführung - Beobachtung (Tabelle) - Erklärung: Welche Farbunterschiede lassen sich hier erkennen? Gibt es einen Unterschied zu der Reaktion mit Hämoglobin? Welche Auswirkung hätte eine erneute Zugabe von Natriumdithionit-Lösung? Begründe! 6

Biochemisches Praktikums für Lehramtsstudierende SS 2014 Welcher Nachweis lässt sich mit K 3 [Fe(CN) 6 ] durchführen? Unter welchem Namen ist K 3 [Fe(CN) 6 ] noch bekannt? Reaktionsgleichung Jander,Blasius: Lehrbuch der analytischen und präparativen anorganischen Chemie, 14. Auflage, Hirzel, S., Verlag GmbH & Co, Leibzig 1995, S.359. P. Krüger: Tierphysiologische Übungen. Verlag von Gebrüder Bornträger, Berlin 1926, S.271ff, S.287. 7

Biochemisches Praktikums für Lehramtsstudierende SS 2014 Versuch 2: Extraktion von Aminosäuren - 250 ml Einhalskolben - Rückflusskühler - Ölbad - Magnet-Heizrührer - Laborboy - Rührmaus - Schere - 500 ml Saugflasche - 1.00g Hundehaare - 60 ml 6N HCl Hundehaare - ca. 40 ml n-butanol : Eisessig : Wasser / 4 : 1 : 1 - Büchner-Trichter - Filterpapier - Heißluftfön - große DC-Kammer - Kapillare - 20 cm x 20 cm DC-Platte - Sprühkammer - Sprühflasche Man schneidet 1.00 g Hundehaare in möglichst kleine Stücke und gibt sie in einen 250 ml Einhalskolben. Nun werden die Haare in ca. 600 ml 6 N Salzsäure 20 Stunden bei 120 C Ölbadtemperatur gekocht. Nach dem Abkühlen werden die verbliebenen, festen Bestandteile der Haare abgesaugt. Man tüpfelt nun die Haar-Probe zusammen mit den 20 Aminosäuren auf eine 20 cm x 20 cm DC-Platte (Laufmittel n-butanol:eisessig:wasser 4:1:1, Laufzeit ca. 6 Stunden). Im Anschluss wird die DC-Platte mittels Heißluftfön getrocknet und in einer Kammer unter dem Abzug mit einer 0.1%igen Ninhydrin-Lösung besprüht. Nach erneutem Trocknen durch den Fön werden die verschiedenen Spots der einzelnen Säuren sichtbar. Anhand der R f -Werte der verschiedenen Aminosäuren und der unterschiedlichen Färbung durch das Ninhydrin kann man die in den Haaren vorhandenen Aminosäuren bestimmen. - Versuchsdurchführung - Erklärung (Ninhydrin-Reaktion) - R f -Werte der Aminosäuren - Ergebnis: Welche Aminosäuren sind in den Haaren enthalten? Wie kann man AS- Gemische exakter als mit DC analysieren? - C.C. Lucas, J.M.R. Beveridge: Removal of cysteine from Keratin hydrolysates, p. 1362-1364. - P.Krüger: Tierphysiologische Übungen. Verlag von Gebrüder Bornträger, Berlin 1926, S.123ff. 8

- 250 ml Einhalskolben - Rückflusskühler - Ölbad - Magnet-Heizrührer - Laborboy - Rührmaus - Schere - 500 ml Saugflasche - Büchner-Trichter - 1.00g Menschenhaare - 60 ml 6N HCl Versuch 2: Extraktion von Aminosäuren Menschenhaare - ca. 40 ml n-butanol : Eisessig : Wasser / 4 : 1 : 1 - Filterpapier - Heißluftfön - große DC-Kammer - Kapillare - 20 cm x 20 cm DC-Platte - Sprühkammer - Sprühflasche Man schneidet 1.00 g Menschenhaare in möglichst kleine Stücke und gibt sie in einen 250 ml Einhalskolben. Nun werden die Haare in ca. 600 ml 6 N Salzsäure 20 Stunden bei 120 C Ölbadtemperatur gekocht. Nach dem Abkühlen werden die verbliebenen, festen Bestandteile der Haare abgesaugt. Man tüpfelt nun die Haar-Probe zusammen mit den 20 Aminosäuren auf eine 20 cm x 20 cm DC-Platte (Laufmittel n-butanol:eisessig:wasser 4:1:1, Laufzeit ca. 6 Stunden). Im Anschluss wird die DC-Platte mittels Heißluftfön getrocknet und in einer Kammer unter dem Abzug mit einer 0.1%igen Ninhydrin-Lösung besprüht. Nach erneutem Trocknen durch den Fön werden die verschiedenen Spots der einzelnen Säuren sichtbar. Anhand der R f -Werte der verschiedenen Aminosäuren und der unterschiedlichen Färbung durch das Ninhydrin kann man die in den Haaren vorhandenen Aminosäuren bestimmen. - Versuchsdurchführung - Erklärung (Ninhydrin-Reaktion) - R f -Werte der Aminosäuren - Ergebnis: Welche Aminosäuren sind in den Haaren enthalten? Wie kann man AS- Gemische exakter als mit DC analysieren? - C.C. Lucas, J.M.R. Beveridge: Removal of cysteine from Keratin hydrolysates, p. 1362-1364. - P.Krüger: Tierphysiologische Übungen. Verlag von Gebrüder Bornträger, Berlin 1926, S.123ff. 9

Versuch 2: Extraktion von Aminosäuren - 250 ml Einhalskolben - Rückflusskühler - Ölbad - Magnet-Heizrührer - Laborboy - Rührmaus - Heißluftfön - 500 ml Saugflasche Speisequark - Büchner-Trichter - Filterpapier - große DC-Kammer - Kapillare - 20 cm x 20 cm DC-Platte - Sprühkammer - Sprühflasche - 50 g Speisequark - 60 ml 6N HCl - ca. 40 ml n-butanol : Eisessig : Wasser / 4 : 1 : 1 Man gibt 50 g Speisequark in einen 250 ml Einhalskolben. Nun wird der Quark in ca. 60 ml 6 N Salzsäure 20 Stunden bei 120 C Ölbadtemperatur gekocht. Nach dem Abkühlen tüpfelt man die Probe zusammen mit den 20 Aminosäuren auf eine 20 cm x 20 cm DC-Platte (Laufmittel n-butanol:eisessig:wasser 4:1:1, Laufzeit ca. 6 Stunden). Im Anschluss wird die DC-Platte mittels Heißluftfön getrocknet und in einer Kammer unter dem Abzug mit einer 0.1%igen Ninhydrin-Lösung besprüht. Nach erneutem Trocknen durch den Fön werden die verschiedenen Spots der einzelnen Säuren sichtbar. Anhand der R f -Werte der verschiedenen Aminosäuren und der unterschiedlichen Färbung durch das Ninhydrin kann man die in dem Quark vorhandenen Aminosäuren bestimmen. - Versuchsdurchführung - Erklärung (Ninhydrin-Reaktion) - R f -Werte der Aminosäuren - Ergebnis: Welche Aminosäuren sind in dem Quark enthalten? Wie kann man AS- Gemische exakter als mit DC analysieren? C.C. Lucas, J.M.R. Beveridge: Removal of cysteine from Keratin hydrolysates, p. 1362-1364. P.Krüger: Tierphysiologische Übungen. Verlag von Gebrüder Bornträger, Berlin 1926, S.123ff. 10

Versuch 2: Extraktion von Aminosäuren - 250 ml Einhalskolben - Rückflusskühler - Ölbad - Magnet-Heizrührer - Laborboy - Rührmaus - 500 ml Saugflasche - Büchner-Trichter Hühnereier - Filterpapier - Heißluftfön - große DC-Kammer - Kapillare - 20 cm x 20 cm DC-Platte - Sprühkammer - Sprühflasche - 1 Hühnereier - 60 ml 6N HCl - ca. 40 ml n-butanol : Eisessig : Wasser / 4 : 1 : 1 Man trennt das Eiweiß eines Ei ab und gibt es in einen 250 ml Einhalskolben. Nun werden die Eiweiße in ca. 60 ml 6 N Salzsäure 20 Stunden bei 120 C Ölbadtemperatur gekocht. Nach dem Abkühlen tüpfelt man die Ei-Probe zusammen mit den 20 Aminosäuren auf eine 20 cm x 20 cm DC-Platte (Laufmittel n-butanol:eisessig:wasser 4:1:1, Laufzeit ca. 6 Stunden). Im Anschluss wird die DC-Platte mittels Heißluftfön getrocknet und in einer Kammer unter dem Abzug mit einer 0.1%igen Ninhydrin-Lösung besprüht. Nach erneutem Trocknen durch den Fön werden die verschiedenen Spots der einzelnen Säuren sichtbar. Anhand der R f -Werte der verschiedenen Aminosäuren und der unterschiedlichen Färbung durch das Ninhydrin kann man die in dem Eiweiß vorhandenen Aminosäuren bestimmen. - Versuchsdurchführung - Erklärung (Ninhydrin-Reaktion) - R f -Werte der Aminosäuren - Ergebnis: Welche Aminosäuren sind in dem Eiweiß enthalten? Wie kann man AS- Gemische exakter als mit DC analysieren? C.C. Lucas, J.M.R. Beveridge: Removal of cysteine from Keratin hydrolysates, p. 1362-1364. P.Krüger: Tierphysiologische Übungen. Verlag von Gebrüder Bornträger, Berlin 1926, S.123ff. 11

Herstellung einer 1%igen Ninhydrin-Lösung - 100 ml Kolben - 30 ml Messzylinder - Sprühflasche - Sprühkammer - 0,1 g Ninhydrin - 10 ml Ethanol Man gibt 0.1 g Ninhydrin in 10 ml Ethanol und füllt die Lösung mit destilliertem Wasser auf 100 ml auf. P. Krüger: Tierphysiologische Übungen. Verlag von Gebrüder Bornträger, Berlin 1926, S.91. 12

Versuch 3: Extraktion von Chlorophyll Teil 1: Säulenchromatographie - große Chromatographie-Säule - Eule - Olive - Reagenzgläser - Reagenzglasständer - DC-Kammer - Filterpapier - Watte - Erlenmeyerkolben - 500 ml Rundkolben - Myrtheextrakt - Petrolether - Aceton - Seesand - Kieselgel Achtung: Das Arbeiten mit Kieselgel muss unter einem Abzug und mit Handschuhen erfolgen! Man reinigt das aus den Myrthe-Blättern extrahierte Chlorophyll mittels Säulenchromatographie. Zum Packen der Säule legt man ein Stück Watte in den Auslauf und füllt etwas Seesand ein. Es ist darauf zu achten, dass die Säule stets senkrecht hängt und auch der Seesand gerade ist. Anschließend wird das benötigte Kieselgel (Menge vorher berechnet) mittels Messzylinder abgemessen und in einen Rundkolben abgefüllt. Nun wird das Laufmittel (hier Petrolether / Aceton 3:2) hinzu gegeben und das Kieselgel aufgeschlämmt. Der Rundkolben wird für ca. 20 Sekunden an den Rotationsverdampfer gehängt, zum Entgasen des Kieselgels. Im Anschluss schüttet man das Kieselgel kontinuierlich in die Säule. Dabei ist wieder darauf zu achten, dass man eine gerade Oberfläche erhält (Verdichten durch Druck mit Olive). Nun wird das Laufmittel abfließen 13

gelassen (Säule darf niemals trocken laufen) und die Säule durch neues Laufmittel 2-3 mal verdichtet (Überdruck anlegen, dann Hahn öffnen und Laufmittel ablaufen lassen). Zum Schluss wird abermals etwas Seesand auf das Kieselgel gegeben (etwa Daumen-dick ) und man lässt das Laufmittel bis Oberkante Seesand ablaufen. Ist dieser Zustand erreicht erfolgt das Auftragen der Probe. Das Auftragen wird mit einer Pipette durchgeführt, indem man die Lösung (bei Feststoffen vorher in etwas Laufmittel lösen) vorsichtig am Rand herunter laufen lässt. Der Seesand darf nicht aufgeschwemmt werden. Die Probenlösung muss man immer in die Seesandschicht einsickern lassen. Ist die Probe vollständig aufgetragen, füllt man die Säule mit der Pipette mit Laufmittel. Hat man Eule und Olive auf die Säule gesetzt, kann der Hahn geöffnet werden. Durch ständige Zugabe von Laufmittel läuft das Chlorophyll unter Druck durch die Säule. Man fängt die Lösung in Reagenzgläsern auf. Die ersten, grünen Fraktionen enthalten das Chlorophyll. Wurde das gesamte Chlorophyll aufgefangen (keine Grünfärbung mehr), verwendet man für die nun folgenden braun-gelben Fraktionen, die Myrtucommulon enthalten, Aceton als Laufmittel. Diese Fraktionen werden in einem Becherglas aufgefangen und an die Mitarbeiter des AK Jauchs abgegeben. Die in den Reagenzgläsern aufgefangene Lösung wird nun mittels Dünnschichtchromatographie auf Chlorophyll untersucht. Hierzu werden etwa die Fraktionen auf eine DC-Platte getüpfelt. Als Laufmittel verwendet man Petrolether/ Aceton 3:2 (Rf Wert 0.13 Myrtucommulon). Das Chlorophyll zeigt sich durch einen grünen Spot. Die Lösungen in denen Chlorophyll detektiert wurde, werden einrotiert. 14

Teil 2: Austausch des Zentralions - 2 x 250 ml Rundkolben - Spatel - Messzylinder - 12 Spatel Zitronensäure - 12 Spatel Sulfaminsäure - 2 Spatel CuSO 4 - Chlorophyll aus Teil 1 Man löst das gewonnen Chlorophyll in einigen Millilitern Aceton und verteilt die Lösung auf zwei 250 ml Rundkolben (etwas übrig lassen als Referenz). Nun fügt man je 3 Spatel Sulfaminsäure, 3 Spatel Zitronensäure und 5 ml Antikal hinzu. Ein Spatel Kupfersulfat wird zusätzlich in einen der beiden Kolben gegeben. Beide Lösungen werden jetzt im Ölbad kurz aufkochen gelassen. Beobachtung: Zusatz Chlorophyll kein Zusatz Säuren Säuren + Kupfersulfat - Versuchsdurchführung - Beobachtung - Erklärung (Wie kann man die benötigte Menge Kieselgel berechnen? Reaktionsgleichung) G. Schwedt: Experimente mit Supermarktprodukten, Wiley-VCH, Weinheim 2003, S.60. 15

Versuch 4: Kohlenhydrate Teil 1: Nachweis von Kohlenhydraten Tollens-Reagenz: - 100 ml Erlenmeyerkolben - Spatel - Pipette - Messzylinder - Heißluftfön - 0.85 g AgNO 3-50 ml H 2 O - einige Tropfen NH 3 - Lösung - 1 Plätzchen NaOH Man versetzt 0.85 g Silbernitrat mit 50 ml Wasser. Anschließend fügt man soviel Ammoniak- Lösung hinzu, bis sich der dabei entstehende Niederschlag wieder gelöst hat. Nun gibt man ein NaOH-Plätzchen hinzu. Hat man die zu untersuchende Lösung (ca. 3 ml) zu etwa 5 ml der Silbernitrat-Lösung hinzu gegeben, beginnt man das Reagenzglas unterkräftigen Schütteln mit dem Heißluftfön langsam zu erhitzen. G. Schwedt: Noch mehr Experimente mit Supermarktprodukten, Wiley-VCH, Weinheim 2003, S. 126. 16

Fehling-Probe: - 2 x 100 ml Erlenmeyerkolben - 1 x 200 ml Erlenmeyerkolben - Spatel - Messzylinder - Heißluftfön - 7.00 g Kupfersulfat - 200 ml Wasser - 35.0 g Kalium-Natrium-Tartrat - 10.0 g NaOH Fehling Lösung 1: Kupfersulfat-Lösung Man löst 7.00 g CuSO 4 in 100 ml Wasser. Fehling Lösung 2: alkalische Kalium-Natrium-Tatrat-Lösung Man löst 35.0 g Kalium-Natrium-Tartrat (Seignettesalz) und 10.0 g NaOH in 100 ml Wasser. Für das Fehling-Reagenz fügt man die gleiche Menge Fehling 1 und Fehling 2 zusammen und erhält eine tief blaue Lösung. Zum Nachweis von Zucker wird die Probe mit etwas heißem Wasser aufgegossen und mit einigen Millilitern des Reagenzes versetzt. Die Lösung wird dann mit dem Heißluftfön erhitzt. Hat die Probe Zucker enthalten so bildet sich ein rot-brauner Niederschlag. G. Schwedt: Noch mehr Experimente mit Supermarktprodukten, Wiley-VCH, Weinheim 2003, S. 124. 17

Untersuchung verschiedener Lebensmittel: - 18 Reagenzgläser - 9 x 50 ml Erlenmeyerkolben - Heißluftfön - Wasser - Tomaten - Traubenzucker - Würfelzucker - Honig-Pops - Vollkornmüsli - Karotten - beliebiges Lebensmittel - Tollens-Reagenz - Fehling-Reagenz Versuchanleitung: Man gießt das jeweilige Lebensmittel mit etwa 30 ml heißem Wasser auf und führt danach die beiden oben beschriebenen Proben durch. Lebensmittel Fehling Probe Tollens-Probe Wasser Würfelzucker Traubenzucker Honig-Pops Vollkornmüsli Karotten Tomaten??? - Versuchsdurchführung - Beobachtung - Erklärung (Was wird durch die Fehling- bzw. Tollensprobe nachgewiesen? Welche Gefahr geht von dem Tollens-Reagenz aus und wie sollte man daher damit umgehen?) 18

Teil 2: Wirkung von Enzymen Iod-Kalium-Iodid-Lösung: 1.00 g Iod 2.00 g Kaliumiodid 300 ml Wasser 1.00 g Iod werden zusammen mit 2.00 g Kaliumiodid in 300 ml Wasser gelöst. - 4 Schnappdeckelgläschen - Pipetten - Spatel - 1 Spatel Gustin - 1 Spatel Sil-Fleckensalz (Amylase) - Iod-Lösung - 1-2 ml Essigessenz - Fehling-Reagenz Ein kleiner Spatel Gustin wird in ca. 20-30 ml Wasser gelöst, die Lösung auf vier Schnappdeckelgläser verteilt. Zwei Gläser fügt man eine Spatelspitze Sil-Fleckensalz hinzu und schüttelt vorsichtig. Nun lässt man die Gläser ca. 2 Stunden stehen. Dann fügt man 1-2 ml Essigessenz hinzu ( warum?) oder soviel Essenz, dass keine Gasentwicklung mehr auftritt. Schließlich fügt man einige Tropfen Iod-Lösung in ein Gläschen mit und ohne Fleckensalz und in die beiden anderen gibt man etwas von der Fehling-Lösung hinzu (falls notwendig etwas erhitzen). Probe mit Fleckensalz ohne Fleckensalz Iod-Lösung Fehling-Reagenz 19

- Versuchsdurchführung - Beobachtung - Erklärung (Amylase-Reaktion, Iod-Nachweis, Welcher Bestandteil des Gustin ist für unseren Versuch relevant?) G. Schwedt: Noch mehr Experimente mit Supermarktprodukten, Wiley-VCH, Weinheim 2003, S. 142. 20

Teil 3: Schauversuch - Verkehrsampel - 2000 ml Rundkolben - Magnetheizrührer - Laborboy - 1 Spatel - Thermometer - Quick-Fit - 2 1000 ml Bechergläser - 1 250 ml Becherglas - 2 Glasstäbe - Messzylinder - 14.0 g Glucose - 6.00 g NaOH-Plätzchen - 1 Spatelspitze Indigocarmin - 900 ml Wasser Versuchanleitung: 14.0 g Glucose werden in 700 ml Wasser gelöst und auf 35-45 C erwärmt. 6.00g NaOH werden in 200 ml Wasser gelöst. Zur Vorführung wird eine Spatelspitze Indigocarmin zu der Zuckerlösung gegeben. Die Natronlauge wird hinzugefügt. Nachdem die Lösung sich gelb gefärbt hat, kann man sie aus etwa 30 cm in ein leeres Becherglas umschütten und die verschiedenen Farbumschläge beobachten. Dieser Vorgang lässt sich mehrer Male wiederholen. - Versuchsdurchführung - Reaktionsgleichung - Beobachtung - Erklärung H.W. Roesky, K. Möckel: Chemische Kabinettstücke, VCH, Weinheim 1996, S. 236-237. 21