Serotonin Kompakt Teil 1* Neurobiologische und entwicklungsgenetische Grundlagen Serotonin Now: Part 1 Neurobiology and Developmental Genetics Autoren Institut C. Kriegebaum, L. Gutknecht, A. Schmitt, K.-P. Lesch, A. Reif Klinik für Psychiatrie, Psychosomatik und Psychotherapie, Universität Würzburg (Leiter: Prof. Jürgen Deckert) Schlüsselwörter Neurotransmitter Metabolismus Entwicklung Physiologie Serotonin-Transporter Keywords neurotransmitter metabolism development physiology serotonin transporter Bibliografie DOI http://dx.doi.org/10.1055/ s-0029-1245240 Fortschr Neurol Psychiat Georg Thieme Verlag KG Stuttgart New York ISSN 0720-4299 Korrespondenzadresse Claudia Kriegebaum Klinik für Psychiatrie, Psychosomatik und Psychotherapie, Universität Würzburg Füchsleinstr. 15 97080 Würzburg claudia.kriegebaum@web.de Zusammenfassung! Bereits in den 1960er-Jahren wurde eine Beteiligung von Serotonin (5-Hydroxytryptamin, 5-HT) an psychischen Krankheiten erkannt, was durch unterschiedlichste Forschungsansätze in den folgenden Jahren weiter untermauert werden konnte. Das Indolamin 5-HT wird zu den Monoamintransmittern gezählt und befindet sich in den serotonergen Neuronen (Raphe-Nuclei) des Hirnstamms sowie peripher hauptsächlich im Gastrointestinaltrakt und der Zirbeldrüse. 5-HT ist bei unterschiedlichstem kognitiven, emotionalen und autonomen Verhalten und bei zirkadianen Rhythmen beteiligt. Zusätzlich zu seiner Bedeutung als Neurotransmitter kommt 5-HT, das einem exakt geregelten Expressionsmuster unterliegt, eine wichtige Rolle während der pränatalen Entwicklung und auch in der adulten Neurogenese zu. Seine zahlreichen physiologischen und pathophysiologischen Effekte vermittelt 5-HT über spezifische prä- und postsynaptische 5-HT-Rezeptoren, deren Vorkommen und Wirkung hier näher ausgeführt werden. Der Serotonin-Transporter (SERT), der nach Ausschüttung des Botenstoffs in den synaptischen Spalt 5- HT aktiv in die Zelle zurücktransportiert, spielt nicht nur eine wichtige Rolle bei der Terminierung der serotonergen Neurotransmission, sondern ist auch ein wichtiges Angriffsziel für Antidepressiva. In diesem ersten Teil des Übersichtsartikels wird detailliert auf die neurobiologischen Grundlagen von 5-HT-Synthese, -Abbau und -Speicherung sowie die serotonerge Neurotransmission und die damit verbundenen physiologischen Effekte eingegangen, während der zweite Teil klinische Befunde näher erläutert und kritisch diskutiert. Abstract! As soon as in the 1960 s, the role of serotonin (5-Hydroxytryptamin, 5-HT) in psychiatric disorders was realized, which was further substantiated by several lines of evidence amounting to a huge body of knowledge. The indolamine 5- HT belongs to the class of monoamine transmitters and can be found in the serotonergic neurons of the raphe nuclei in the brain stem. In the periphery, it is mainly present in the gastrointestinal system and the pineal gland. 5-HT is implicated in a variety of cognitive, emotional and vegetative behaviors, as well as in the regulation of circadian rhythms. Apart from its role as a neurotransmitter, it has an important function in prenatal development, where its expression pattern is tightly regulated, and in adult neurogenesis. The numerous effects of 5-HT are mediated by specific pre- and postsynaptic receptors, whose localization and functions are further described here. The serotonin transporter (SERT), which accomplishes the re-uptake of 5-HT into the neuron following its release in the synaptic cleft, not only has an important role in the termination of serotonergic neurotransmission but is also an important drug target for antidepressant compounds. In this part of the review, the neurobiological underpinnings of 5-HT synthesis, metabolism, and neurotransmission as well as the corresponding physiological consequences are summarized, while in the second part, an overview on clinical findings is provided and critically discussed. * Die dieser Arbeit zugrunde liegenden Untersuchungen wurden durch die DFG (GK-1156, an CK und KPL, RE1632/1-5 an AR, KFO 125 an AR und KPL; SFB 581 an AS und KPL, SFB TRR 58 an AR und KPL), das BMBF (IZKF Würzburg, 01KS9603, an KPL; IZKF N-27-N, an AR) und die EU (NEWMOOD LSHM-CT-2003-503474, an KPL) gefördert.
Die Entdeckung von Serotonin! Die Geschichte des Neurotransmitters Serotonin (5-Hydroxytryptamin, 5-HT) beginnt bereits in den frühen 1930er- Jahren, als Vittorio Erspamer durch sein Interesse an einer zum großem Teil in den Enterochromaffinzellen der Darmwandmukosa befindlichen Substanz feststellen konnte, dass ein Isolat dieser Substanz Kontraktionen der glatten Muskulatur verursacht. Als Darmstimulans erhielt 5-HT zunächst den Namen Enteramin [1]. Studien zur essentiellen Hypertension brachten Irvine Page 1948 dazu, zusammen mit dem organischen Chemiker Maurice Rapport und dem Biochemiker Arda Green Blut nach Komponenten, die zu Vasokonstriktion führen, zu untersuchen. Aus Unmengen Rinderblut isolierten und charakterisierten sie eine Serumsubstanz, der sie den Namen Serotonin (von Serum und Tonus abgeleitet) gaben. 1949 konnte Maurice Rapport deren Struktur nachweisen [2]. Der noch heute allgemein gebräuchliche Name Serotonin setzte sich hauptsächlich wegen der erstmals von der American Drug Company Upjohn Pharmaceutical synthetisierten Version von 5-HT durch. Betty Twarog erkannte dann 1951, dass neben dem kontraktionsauslösenden Neurotransmitter Acetylcholin ein relaxierender Neurotransmitter in Mytilus vorhanden sein muss, der starke chemische Ähnlichkeiten zu Noradrenalin bzw. Adrenalin und den Mutterkorn- Alkaloiden aufweist. Sie entdeckte in der Folge erstmals 5-HT im Gehirn von Säugetieren [3]. Durch die Arbeit von D. W. Woolley mit LSD und 5-HT im menschlichen Gehirn wurde später die Beteiligung von 5-HT an psychischen Krankheiten erkannt. 1967 wurde dann erstmals durch Coppen et al. die verminderte Aktivität serotonerger Neurone in der Pathogenese affektiver Erkrankungen untersucht und diskutiert [4, 5]. Das serotonerge System! Entwicklung und Ontogenese des serotonergen Systems Das serotonerge System stellt eine während der pränatalen Entwicklung formgebende Komponente des zentralen Nervensystems und dessen neuronalen Schaltkreisen dar. Sowohl ontogenetisch als auch phylogenetisch manifestiert sich das serotonerge System als eines der ersten Neurotransmittersysteme im Gehirn von Säugern; seine Neurone gehören zu den sich am frühesten entwickelnden Neuronenpopulationen. Zusätzlich zu seiner Bedeutung als Neurotransmitter kommt 5-HT eine Rolle als Regulator von morphogenetischen Aktivitäten nicht nur während der frühen Gehirnentwicklung, sondern auch in der adulten Neurogenese zu [6]. 5-HT-Neurone entstehen in zwei Gruppen im anterioren und posterioren embryonalen Hinterhirn zwischen Embryonaltag (E)10,5 11,5 in der Maus und zwischen der 5. und 6. Gestationalwoche im Menschen [7]. An Nagern wurde gezeigt, dass das embryonale Hinterhirn entlang der Anterior-posterior-Achse in sieben bis acht Kompartimente (Rhombomere) zerteilt wird, kurz bevor die beiden 5-HT-Zellgruppen auftreten. Diese Kompartimente bringen dann die späteren Raphe-Nuclei als 9 Zellgruppen (nummeriert von B1 B9 von anterior nach posterior, Abb. 2a) entlang der Mittellinie des Hirnstamms im späteren neonatalen und adulten Gehirn hervor. Serotonerge Zellen in der anterioren Gruppe bilden die Raphe- Nuclei des Mittelhirns und der oberen Pons (B9 B5) und projizieren zu zahlreichen kortikalen und einigen zerebellaren Gebieten. Die größte und sich als erstes spezifizierende Gruppe von serotonergen Zellen (B7) entspricht dem dorsalen Raphe- Nucleus (DRN) und entsteht vermutlich aus dem ersten Rhombomer (r1). Etwas später entwickelt sich der Rest der anterioren Raphe-Nuclei aus r1 r3. 5-HT-Neurone des kaudalen Rhombencephalons (posteriore Gruppe) entwickeln sich während der zweiten Entwicklungswelle etwa 1 2 Tage später Abb. 1 Entwicklung des serotonergen Systems in der Maus. Die Rhombomere r1 r7, die zuvor Motoneurone produziert haben, differenzieren zu serotonergen Neuronen durch Inhibition des serotonergen Repressors Phox2b mittels Nkx2.2. Ausnahmen dabei stellen r1 und r4 dar; r1 enthält keinen Phox2b und generiert keine Motoneurone, während r4 weiterhin Motoneurone produziert und nie serotonerg wird, da durch Nkx6.1 die Phox2b-Expression aufrechterhalten wird. In Verbindung mit Mash1 aktiviert Nkx2.2 die Transkriptionsfaktoren Gata3 und Gata2 sowie Lmx1b und Pet1, die zusammen den serotonergen Zelltyp determinieren. Serotonerge Zellen der anterioren Gruppe (Raphe pontis, dorsalis, medianus, linearis caudalis nuclei) entwickeln sich aus r1 r3. Serotonerge Neurone der posterioren Gruppe (Raphe obscurus, pallidus, magnus nuclei) entwickeln sich etwa 1 2 Tage später aus r5 r7. Wichtige Determinationsfaktoren sind FGF (fibroblast growth factor) 8, der vom Mittelhirn-Hinterhirn-Organisator (MHO) erzeugt wird, und FGF4, der vom Primitive Streak produziert wird, sowie Shh (Sonic Hedghog), das von der Floorplate synthetisiert wird.
a Abb. 2 Das serotonerge System im zentralen Nervensystem (ZNS). a Schematische Darstellung eines Rattenhirns. Sagittaler Schnitt mit der Anordnung von serotonergen Zellen in den Raphe-Nuclei (B1 B9) und deren Projektionen. b Das humane serotonerge System im ZNS (sagittaler Schnitt). Die Raphe-Nuclei sind als Ansammlung von Zellgruppen paramedian im Hirnstamm verteilt. Der rostrale Raphe-Komplex projiziert hauptsächlich zu einer großen Anzahl von Vorderhirnstrukturen und zum Zerebellum, während der kaudale Raphe-Komplex zum Rückenmark und ins Zerebellum projiziert. b als die anteriore Gruppe aus r5 r7 und werden zu den B1 B4-Raphe-Nuclei (pallidus, obscurus und magnus), die deszendierende Projektionen zum Dorsalhorn (B3) und Ventralhorn (B1/B4, B 2) des Rückenmarks ausbilden. Der serotonerge Phänotyp der Zellen wird durch eine Reihe von Transkriptionsfaktoren determiniert. Die Transkriptionsfaktoren lassen sich in zwei Gruppen gliedern: Nkx2.2, Nkx6.1 und Mash1 werden benötigt, um die 5-HT-Vorläuferzellen zu erzeugen. Gata2, Gata3, Lmx1b und Pet1 sind nachfolgend notwendig, um die 5-HT-Subtypenselektion und die terminale neuronale Differenzierung auszuführen [7]. Wichtige Determinationsfaktoren für die Entwicklung serotonerger Neurone sind überdies der diffusionsfähige FGF (fibroblast growth factor) 8, der vom Mittelhirn-Hinterhirn-Organisator erzeugt wird, und FGF4, der vom Primitive Streak gebildet wird, sowie Sonic Hedghog (Shh), das von der Floorplate synthetisiert wird [8] ( Abb. 1). Ab E10,5 beginnen sich in der Maus die Rhombomere r1 r7, die zuvor Motoneurone produziert haben, durch Inhibition des Q50-ähnlichen Transkriptionsfaktors Phox2b zu serotonergen Neuronen zu differenzieren. Die Inhibition des zentralen serotonergen Repressors Phox2b wird vermutlich durch den Transkriptionsfaktor Nkx2.2 ausgelöst [9]. Ausnahmen dabei stellen r1 und r4 dar; Ersteres enthält keinen Phox2b und generiert keine Motoneurone, während r4 weiterhin Motoneurone produziert und nie serotonerg wird, da durch Nkx6.1 die Phox2b-Expression aufrechterhalten wird. In Verbindung mit dem Helix-Loop- Tab. 1 Erste Expressionszeitpunkte von serotonergen Genen in der Maus; 5-HT = 5-Hydroxytryptamin, Lmx1b = LIM-Homeobox-Transkriptionsfaktor, Pet1 = ETS-Domänen-Transkriptionsfaktor, Sert = Serotonin-Transporter, Tph2 = Tryptophan-Hydroxylase 2. serotonerges Gen erster Expressionszeitpunkt Tph2 E10,5 Lmx1b E10,75 Pet1 E11 5-HT (Serotonin) E10,5 11,5 Sert E12 5-HT1a-Rezeptor E14 Helix-Transkriptionsfaktor Mash1 aktiviert Nkx2.2 die GATA- Motiv-bindenden Transkriptionsfaktoren Gata3 und Gata2 sowie den LIM-Homeobox-Transkriptionsfaktor Lmx1b und den ETS- Domänen-Transkriptionsfaktor Pet1 [10], die zusammen durch die Aktivierung von Markergenen wie Tryptophan-Hydroxylase (Tph), aromatische Aminosäure-Decarboxylase (Aaad), Serotonin- Transporter (Sert), vesikulärer Monoamin-Transporter (Vmat) und einigen 5-HT-Rezeptoren den serotonergen Zelltyp determinieren ( Tab. 1). 5-HT selbst verfügt ebenfalls über eine starke Organisationsfunktion im sich entwickelnden Nervensystem, die zu morphogenetischen Effekten wie neuraler Differenzierung, axonalem
Wachstum und Synapsenbildung führt. Da 5-HT noch vor der Synaptogenese synthetisiert wird, scheint es ein Entwicklungssignal für rezeptive Zellen zu sein und einen Einfluss auf die biochemische sowie morphologische Differenzierung der embryonalen Raphe-Neurone wie auch der Targetingzellen zu haben [11]. 5-HT beeinflusst die Entwicklung serotonerger Neurone über Autoregulation [12, 13], fördert das Größenwachstum des Axons und des Zellkörpers, sowie deren Überleben in Kultur [14]. Ferner beeinflusst 5-HT die Entwicklung serotonerg innervierter Hirnregionen, da hier das Einwandern serotonerger Fasern zum gleichen Zeitpunkt wie die Proliferation und Differenzierung neuronaler und glialer Vorstufen erfolgt [15]. Entsprechend verändert eine Konzentrationsverringerung von 5-HT durch Tryptophan-Hydroxylase-(TPH-)Inhibition die Zellteilung verschiedener Populationen von neuronalen Vorläufern [16]. Auch vermindert eine Hemmung der TPH während der Synaptogenese die Dichte der Synapsen im Hippocampus und führt zu Lerndefiziten bei adulten Ratten [17]. Den Studien ist nicht zu entnehmen, um welche TPH-Isoform es sich handelt, jedoch ist dies wahrscheinlich TPH2, da nur sie im Gehirn relevant exprimiert wird [18] (s. Kapitel 5-HT-Metabolismus). Interessanterweise besitzen heterozygote (+ / ) Tph1-KO-Embryos, die durch eine Kreuzung einer homozygoten Tph1-( / )-Mutter und eines homozygoten Wildtyp-Vaters nur ein Allel des Tph1-Gens ausgeschaltet hatten, starke Veränderungen in der Gehirnentwicklung, im Gegensatz zu heterozygoten Embryos, die aus der Kreuzung eines homozygoten Tph1-KO-Vaters mit einer Wildtyp-Mutter entstanden [19]. Daher scheint normaler Gehalt an mütterlichem peripheren 5-HT, das den Embryo versorgt, sehr viel wichtiger für die Entwicklung des Mausembryos zu sein als die Produktion von eigenem 5-HT durch Tph2 im embryonalen Gehirn. 5-HT wirkt auf die Entwicklung von anderen Transmitter-Neuronen ein, z. B. begünstigt es die Differenzierung von glutamatergen Neuronen während der kortikalen Entwicklung, ohne jedoch deren Proliferation zu beeinflussen [20]. Bei Mäusen mit stark reduzierter 5-HT-Bildung während der Entwicklung zeigen sich Abnormalitäten in späten Entwicklungsstadien. Sie besitzen eine veränderte Axonverzweigung, eine Dendritenumgestaltung und es kommt zu Zelltod während der Entwicklung [21]. Auch dem Serotonin-Transporter (SERT) wird eine potenzielle Rolle bei der Vernetzung synaptischer Verknüpfungen während der Entwicklung wie auch im adulten Stadium sowie im hohen Alter zugeschrieben [22]. Wahrscheinlich ist der 5- HT 1A -Rezeptor ebenfalls bei der Differenzierung serotonerger Neurone während der embryonalen Entwicklung beteiligt [23]. Bei Raphe-Zellkulturen aus E 14-Ratten konnte ein Zuwachs an Tph2-immunreaktiven Zellen durch 5-HT-Behandlung gemessen werden, die über Aktivierung des 5-HT 1a -Rezeptors vermittelt wurde [24]. Der Hinweis, dass 5-HT 1A -Rezeptoren an der Freisetzung des Wachstumsfaktors S100β aus Astrozyten beteiligt sind, deutet darauf hin, dass der 5-HT 1A -Rezeptor eine neurotrophische Rolle bei der Entwicklung und auch im adulten Gehirn spielt [25, 26]. Durch die wichtige Funktion von 5-HT als Differenzierungssignal im sich entwickelnden Nervensystem ist eine gewisse Skepsis bei der Behandlung schwangerer Frauen mit serotonergen Psychopharmaka angebracht, da diese Medikamente die Plazenta durchdringen und somit möglicherweise teratogen wirken können [11], wobei allerdings bislang keine erhöhte zentralnervöse Fehlbildungsrate nach Exposition mit selektiven Serotoninwiederaufnahmeinhibitoren (SSRI) gefunden werden konnte; entsprechende Langzeitdaten zu psychischen Erkrankungen im Erwachsenenalter nach pränataler SSRI-Exposition stehen jedoch noch aus. 5-HT und serotonerge Fasern im Gehirn Serotonerge Neurone befinden sich hauptsächlich in Zellgruppen (Raphe-Nuclei) paramedian des Hirnstamms. Vor allem hinsichtlich ihrer Projektionsgebiete lassen sich zwei Raphe-Komplexe unterscheiden: der kaudale Raphe-Komplex in der Medulla oblongata und der kaudalen Pons und der rostrale Raphe-Komplex im Mittelhirn und der rostralen Pons. Die einzelnen Raphe- Kerne wurden bei der Ratte entsprechend ihrer Lage und ihren Projektionen von B 1 bis B 9 durchnummeriert [27]. Neurone des kaudalen Raphe-Komplexes entsprechen den Raphe obscurus (B2), Raphe pallidus (B1 und B 4) und Raphe magnus (B3) nuclei sowie Teilen der angrenzenden lateralen retikulären Formation und bilden deszendierende Projektionen zum motorischen und autonomen System des Rückenmarks ( Abb. 2). Fasern der Raphe obscurus und pallidus wirken aktivierend auf die motorischen Vorderhornzellen von Extensoren und Flexoren im Rückenmark. Der N. raphe magnus auf Höhe der rostralen Medulla wirkt inhibierend auf das Dorsalhorn des Rückenmarks, das nozizeptorische Impulse empfängt und somit bei der Wahrnehmung von Schmerzen beteiligt ist. Hierbei spielt die Freisetzung von Endorphinen an den Synapsen im Rückenmark eine wichtige Rolle. Serotonerge Gruppen des rostralen Raphe-Komplexes entsprechen den Raphe pontis (B5), Raphe dorsalis (B6/B7), Raphe medianus (B5 und B 8) und Raphe linearis caudalis (B8) nuclei sowie dem Nucleus tegmenti retikularis pontis (B9) und projizieren hauptsächlich ins Dienzephalon und Vorderhirn ( Abb. 2). Dort innervieren die serotonergen Fasern unter anderem Kortex, Striatum, Hippocampus und Amygdala und sind bei der Regulation von Gedächtnisbildung, Stimmung, Kognition, Wach-Schlaf-Zyklen, emotionalem und sozialem Verhalten, Thermoregulation, Ess- und Sexualverhalten sowie Kontrolle des Angstverhaltens beteiligt. Die regionale Verteilung serotonerger Neurone ist bei allen Säugern weitgehend gleich [28]; die Lokalisation der serotonergen Neurone in einer evolutionsbiologisch sehr früh entstandenen Gehirnregion, dem Hirnstamm, sowie die weite Verteilung von 5-HT in vielen biologischen Systemen inklusive Pflanzen, Invertebraten und Vertebraten deutet auf einen sehr frühen phylogenetischen Ursprung des serotonergen Systems hin. 5-HT-Vorkommen außerhalb des zentralen Nervensystems (ZNS) Der Hauptanteil (98%) des körpereigenen 5-HTs befindet sich außerhalb des ZNS. In der Peripherie weisen die Enterochromaffinzellen des Gastrointestinaltrakts den größten Teil des 5-HT- Vorkommens (90%) auf. In Vesikeln der Magen- und Darmschleimhaut gespeichertes 5-HT, das ins Darmlumen freigesetzt wird, bewirkt Kontraktionen der glatten Gefäßmuskulatur und reguliert somit die Darmmotilität, während von Enterochromaffinzellen ins Blut abgegebenes 5-HT [29] hauptsächlich in Thrombozyten gespeichert und bei der Blutgerinnung an Stellen vaskulärer Läsionen ausgeschüttet wird [30]. Damit besitzt 5-HT eine wichtige Rolle in der Blutplättchenaggregation, aber auch bei der T-Zell-vermittelten Immunantwort [31, 32], bei der Modulation von Makrophagen-Phagozytose [33] sowie bei der Initiierung von allergischen Reaktionen. In der Haut befindliches 5-HT verursacht Pro-Ödeme, Vasodilatation, proinflammatorische und pruritogene Effekte [34]. Des Weiteren lässt sich in
a b Lunge, Niere, Hoden und dem Ganglion superior [35, 36] sowie im Ziliarkörper [37], den Geschmacksknospen [38, 39], den pankreatischen ß-Zellen [40], den Kardiomyozyten [41] und den Epithelzellen der Brustdrüse [42] 5-HT feststellen. Die Rolle von 5-HT bei zirkadianen Rhythmen Den neuroanatomischen Schrittmacher der zirkadianen inneren Uhr stellt der suprachiasmatische Nucleus (SCN) im Hypothalamus dar. Der SCN empfängt serotonerge Projektionen vom medianen Raphe-Nucleus sowie direkte Innervationen ausgehend von der Retina über den retinohypothalamischen Trakt. Überdies erreichen den SCN indirekte Photo-Informationen von der Retina über eine Schnittstelle (Intergeniculate Leaflet) im Thalamus, die ihrerseits durch serotonerge Fasern des dorsalen Raphe- Nucleus innerviert wird [43]. 5-HT fungiert dabei mutmaßlich als inhibitorischer Neuromodulator des Lichteffekts auf die zirkadiane Rhythmik. Ferner spielt die Melatoninproduktion in der Zirbeldrüse eine wichtige Rolle in der Entstehung von zirkadianen Rhythmen. Das pleiotrope [44 46] Melatonin wird in Abhängigkeit vom Hell-Dunkel-Rhythmus aus dem Zwischenprodukt 5-HT durch das Schrittmacherenzym N-Acetyltransferase (NAT) in der Zirbeldrüse produziert ( Abb. 3) und kann als neuroendokrine Arbeitskraft der inneren Uhr betrachtet werden. Die NAT wird durch sympathische Fasern, die ihren Ursprung im Superior Cervical Ganglion (SCG) im Rückenmark haben, innerviert und reguliert [47]. Durch einen nokturnalen Anstieg der Aktivität des Produkt-limitierenden Enzyms NAT kommt es zu einem starken Melatoninanstieg bei gleichzeitigem 5-HT-Abfall in der Nacht, der in Abhängigkeit vom Lichteinfall am Tag abnimmt und damit wieder eine 5-HT-Erhöhung bewirkt. Die Hauptaufgabe der Zirbeldrüse ist es, die physikalischen Parameter Tageszeit und Jahreszeit in ein Hormonsignal umzuwandeln, das vom Organismus als endokriner Zeitgeber interpretiert wird und den endogenen zirkadianen Rhythmus mit exogenen Zeitgebern nämlich dem Hell-Dunkel-Phasenwechsel zu synchronisieren (ohne diese Synchronisierung ist der endogene 5-HT-Biosynthese (TPH1/TPH2) Die Biosynthese von 5-HT findet über zwei Reaktionsschritte zum Großteil im Soma, aber auch in den Dendriten und Axonen statt. Im ersten und geschwindigkeitsbestimmenden Schritt, der damit auch Produkt-limitierend ist, wird die essentielle Aminosäure L-Tryptophan mithilfe von molekularem Sauerstoff zu L-5- Hydroxytryptophan (5-HTP) hydroxyliert. Wichtige Kofaktoren bei diesem Schritt sind Tetrahydrobiopterin und Eisen(II)-Ionen, die als Elektronendonoren dienen ( Abb. 4b). Die hochgradig regulierte Reaktion wird durch die Tryptophan-Hydroxylase (TPH) katalysiert. Derzeit sind zwei Isoformen (TPH1 und TPH2) in diversen Spezies einschließlich des Menschen identifiziert (im Folgenden wird die Abkürzung TPH verwendet, wenn sich Aussagen nicht speziell auf eine Isoform beziehen). Die beiden TPH- Isoformen besitzen eine starke Sequenzhomologie mit einer allc Abb. 3 Zirbeldrüse und Melatoninsynthese. Schematische Darstellung und die Lokalisation der humanen a und der Nagetier-Zirbeldrüse b. c Strukturformel der Melatoninsynthese. Melatonin wird in den Pinalozyten der Zirbeldrüse mithilfe der Tryptophan- Hydroxylase (TPH) 1 aus Tryptophan synthetisiert. Die synthetische Aktivität beginnt während der Dunkelphase mit einer starken Erhöhung der Serotonin- N-Acetyltransferase (NAT). Obwohl die NAT als Produkt-limitierendes Enzym fungiert, kann gleichzeitig die Verfügbarkeit von 5-HT einen limitierenden Faktor bei der Melatoninproduktion darstellen. Der Produktionsrhythmus ist endogen und wird durch Interaktionen von Netzwerken aus sogenannten clock- Genen im suprachiasmatischen Nucleus (SCN) des Hypothalamus gebildet. Der SCN-Rhythmus wird auf 24 Stunden synchronisiert. Dies geschieht hauptsächlich durch die Licht-Dunkel-Phasen, die über die Retina und die retinohypothalamischen Projektionen auf den SCN wirken. Die NAT wird außerdem durch sympathische Fasern, die ihren Ursprung im Superior Cervical Ganglion (SCG) im Rückenmark haben, innerviert und reguliert. MFB = medial forebrain bundle, PVN = paraventrikulärer Nucleus. zirkadiane Rhythmus etwas länger als 24 Stunden) [48]. So wird retardiertes Melatonin auch als Pharmakon gegen Schlafstörungen vor allem bei Senioren, Jetlag-Leidenden und Schichtarbeitern eingesetzt; der Melatonin-Agonist Agomelatin (zugleich ein 5-HT 2c -Antagonist) wurde vor Kurzem als Antidepressivum mit schlafanstoßender Wirkung zugelassen. Melatonin kann als extrem lipophile Substanz die Blut-Hirn-Schranke problemlos passieren und sich überdies in Nervenzellen anreichern und durch seine potente Radikalfängerrolle als eine Art Schutzsubstanz für das Nervensystem fungieren [45, 49]. 5-HT-Metabolismus! 5-HT wird als Indolamin wie die drei Katecholamine Adrenalin (Epinephrin), Noradrenalin, und Dopamin sowie der Neurotransmitter Histamin zu den Monoamintransmittern gezählt. Diese zeichnen sich durch Vorhandensein einer Aminogruppe aus und ähneln damit den Aminosäuren, aus denen sie durch Decarboxylierung synthetisiert werden.
illare gemeinen Sequenzidentität von 71% [50, 51] und einer fast komplett identischen katalytischen Domäne. Jedoch unterscheiden sie sich in ihrer N-terminalen, regulatorischen Domäne und in einigen kinetischen Eigenschaften. Mithilfe einer umfassenden Expressionsanalyse während der prä- und postnatalen Entwicklung des Mausgehirns sowie im adulten menschlichem Gehirn konnte nachgewiesen werden, dass die 5-HT-Biosynthese im Gehirn während der gesamten Lebenszeit durch TPH2 aufrechterhalten wird, wohingegen TPH1 ausschließlich in der Peripherie und der Zirbeldrüse exprimiert wird [18]. Auch die Charakterisierung von Tph2-Knockout-Mäusen, die komplett frei von 5-HT im Gehirn sind und dort auch keine kompensatorische Tph1-Expression aufweisen, unterstützte diese Befunde [18, 52]. Beim schnelleren zweiten Reaktionsschritt wird die Carboxylgruppe des 5-HTPs mithilfe der aromatischen L-Aminosäure- Decarboxylase (AAAD) entfernt und es entsteht 5-HT. Die AAAD ist ein lösliches, ubiquitäres Enzym, das nicht spezifisch für die Decarboxylierung von 5-HTP, sondern auch an der Kaa b Abb. 4 5-HT-Metabolismus und -Neurotransmission. a Schematische Darstellung eines serotonergen Neurons mit Synapse. b Strukturformel des 5-HT-Metabolismus. Tryptophan (Trp) wird durch den Large-neutral-aminoacid-(LNAA-)Transporter über die Blut-Hirn-Schranke in das serotonerge Neuron transportiert. Im Zellkörper wird Trp in 5-Hydroxy-Tryptophan (5-HTP) umgewandelt. Diese Reaktion kann über die beiden Enzyme Tryptophan-Hydroxylase 1 und 2 (TPH1 oder TPH2) katalysiert werden. Im Gehirn ist jedoch TPH2 die vorherrschende Isoform. 5-HTP wird dann durch die aromatische L-Aminosäure-Decarboxylase (AAAD) in Serotonin (5-HT) umgewandelt und mithilfe des vesikulären Monoamin-Transporters (VMAT) 1 oder 2 in synaptischen Vesikeln gespeichert. Wenn ein Aktionspotenzial das präsynaptische Ende des serotonergen Neurons erreicht und dabei die synaptische Membran depolarisiert, kommt es zu einem Kalziumeinstrom in die Zelle, was 5-HT-Ausschüttung in den synaptischen Spalt zur Folge hat. Dort binden die Neurotransmittermoleküle entweder an postsynaptische oder an präsynaptische (Autorezeptoren) Rezeptoren und führen so zu spezifischen Signalen. Nach der Ausschüttung wird 5-HT aktiv über den Serotonin-Transporter (SERT) ins präsynaptische Ende zurücktransportiert und wieder in Vesikel verpackt oder durch die Mitochondrienmembran-ständige Monoaminoxidase (MAO)-A oder MAO-B desaminiert. Das dabei entstehende Zwischenprodukt 5-Hydroxyindolacetaldehyd wird durch die Aldehyd- Dehydrogenase in 5-Hydroxyindolessigsäure (5-HIAA) umgewandelt, was im Liquor und Blut mittels HPLC (high performance liquid chromatography) gemessen werden kann.
techolaminbiosynthese beteiligt ist. Als Kofaktor wird bei dieser Reaktion Pyridoxal-5 -Phosphat (Vitamin B 6 ) benötigt. Die 5-HT-Syntheserate kann durch Konzentrationsänderungen von Tryptophan, Sauerstoff und BH 4 beeinflusst werden, da diese in der Zelle für die TPH in ungesättigter Konzentration vorliegen. Decarboxylierte Monoamintransmitter wie 5-HT besitzen so gut wie keine Blut-Hirn-Schranken-Permeabilität. Wird ein Defizit an Transmittern vermutet, wie etwa bei der 5-HT-Mangel-Hypothese der Depression, kann durch Verabreichung von sogenannten Aminpräkursoren (L-Tryptophan und L-5-HTP), die als Aminosäuren bzw. modifizierte Aminosäuren gut die Blut-Hirn- Schranke passieren können, eine Anregung der 5-HT-Produktion im Gehirn erzielt werden. Der Transport von Substanzen über die Blut-Hirn-Schranke wird hauptsächlich durch Transporterproteine erreicht, die sich in der Membran von Endothelzellen der Kapillargefäße befinden und über aktiven Transport kleine Moleküle in das Neuron schleusen. So gewährleistet der Na + - abhängige Transporter für große neutrale Aminosäuren (LNAA) den aktiven Transport von Tryptophan aus dem Blut in die extrazelluläre Flüssigkeit und in das Neuron ( Abb. 4a). 5-HT-Speicherung (VMAT1/VMAT2) Um eine regulierte Ausschüttung von 5-HT in Abhängigkeit von neuronaler Aktivität zu garantieren, muss 5-HT in intrazellulären Vesikeln gespeichert werden. Im ZNS sind diese in der Synapse lokalisiert und rühren von endosomalen Kompartimenten her, wohingegen es sich in der Peripherie um sekretorische Granula handelt, die vom Golgikomplex stammen. Für den Transport und die Speicherung von Monoamintransmittern in Vesikel sind zwei strukturell sehr ähnliche Transporterproteine zuständig: die vesikulären Monoamin-Transporter (VMAT) 1 und VMAT2. VMAT2 weist eine 2- bis 3-fach höhere Affinität zu den Monoamintransmittern auf als VMAT1, ferner besitzen beide Transporter eine höhere Affinität zu 5-HT als zu den drei Katecholaminen und Histamin. VMAT1 kommt hauptsächlich in der Peripherie vor, wohingegen VMAT2 besonders stark im ZNS zu finden ist [53 55]. Die Energie für den Transport und die Anreicherung von 5-HT entsteht durch einen elektrochemischen Protonengradienten aufgrund einer ATP-abhängigen Protonenpumpe. Serotonerge Neurotransmission (t/v-snares/snaps) Die Speichervesikel für 5-HT können innerhalb eines Neurons im Zellkörper, entlang des Axons sowie an der Synapse selbst gebildet und mit hoher 5-HT-Konzentration versehen werden. 5-HT selbst wird zum Großteil im Zytoplasma der Zelle, aber auch entlang des Axons und in den Dendriten über TPH2 synthetisiert und aktiv in die durch Endozytose entstandenen Vesikel verpackt. Synaptische Vesikel außerhalb der aktiven Zone stellen ein Transmitter-Reservoir dar und sind nicht frei beweglich, sondern mithilfe der Synapsin-Proteinfamilie (Synapsin 1A, 1B, 2A und 2B) an ein Netzwerk von Zytoskelettfilamenten gebunden, entlang dessen sie zur aktiven Zone transportiert werden. Synapsin 1A und 1B sind Substrate für die campabhängige Proteinkinase A, sowie für die Ca 2+ /Calmodulinabhängige Kinase. Durch ein Aktionspotenzial kommt es zur Depolarisation, Ca 2+ strömt ein und aktiviert die Ca 2+ /Calmodulin-abhängige Kinase, die dann wiederum Synapsin 1 phosphoryliert, wodurch das Vesikel vom Zytoskelett der Zelle gelöst wird. Befreite synaptische Vesikel finden ihren Weg an die spezifische Andockstelle der präsynaptischen Membran durch die Vesikelmembran-assoziierten Rab-Proteine Rab3A oder Rab3C, Mitglieder der ras-proto-onkogen-superfamilie. Die nachfolgenden Schritte beinhalten komplexe Interaktionen zwischen integralen Proteinen der Vesikelmembran (vesicular soluble N-ethylmaleimide-sensitive-factor attachment receptor, vsnares) und Rezeptorproteinen der präsynaptischen Membran (targeting, tsnares). Unter Ca 2+ -Einstrom bilden die vsnares mit den tsnares einen stabilen SNARE-Komplex und verursachen damit das Andocken des Vesikels an die aktive Zone, die Fusion des Vesikels mit der präsynaptischen Membran und die damit verbundene exozytotische Entleerung in den synaptischen Spalt. Von wichtiger Bedeutung im Gehirn sind die beiden tsnares Syntaxin und SNAP-25 sowie das vsnare Synaptobrevin (VAMP) und der Ca 2+ -Sensor Synaptotagmin (p65). Eine weitere wichtige Rolle kommt Syntaxin1A zu, da es mit SERT interagiert und die subzelluläre Lokalisation des Transporters verändert, was zu einem reduzierten 5-HT- Transport in die Zelle führt [56]. Nach erfolgter Exozytose binden zytoplasmatische SNAP- Proteine (die keine Verwandtschaft zu SNAP-25 besitzen) an den stabilen SNARE-Komplex, lösen diesen mithilfe einer an die SNAPs bindenden ATPase (NSF, N-ethylmaleimide-sensitive fusion protein) auf und es kommt über Endozytose zum Vesikelrecycling ( Abb. 5). Bei einer hohen Transmitterausschüttungsrate bildet sich nach Fusion des Vesikels an der präsynaptischen Membran außerhalb der aktiven Zone eine Membran-Ausstülpung, die mit einer Clathrin-Hülle versehen und von der synaptischen Membran abgezwickt wird. Bei einer niedrigeren Transmitterausschüttungsrate gibt es die Möglichkeit des Kiss-and-run-Mechanismus, bei dem das Vesikel nicht komplett mit der präsynaptischen Membran verschmilzt und die Transmitter durch eine Fusionspore in den synaptischen Spalt entlassen werden. Recycelte Vesikel können erneut mit 5-HT, das entweder durch SERT wiederaufgenommen wurde oder durch TPH2 im Axon neu synthetisiert wurde, gefüllt werden. 5-HT-Abbau (MAO-A/MAO-B) Nicht alles wiederaufgenommene 5-HT wird erneut in Vesikel verpackt. Der Großteil des vom SERT in die Zelle geschleusten 5-HTs wird mithilfe von H 2 O, O 2 und der Monoaminoxidase (MAO-A oder MAO-B) zunächst zu 5-Hydroxyindolacetaldehyd desaminiert. MAO-A und MAO-B sind in der äußeren Mitochondrienmembran lokalisiert und nicht nur für den Abbau von 5-HT, sondern für den Abbau aller Monoamine zuständig. Es gibt keine konkrete Unterteilung von Substraten, die spezifisch von MAO-A oder MAO-B abgebaut werden, es handelt sich viel mehr um ein Kontinuum [57]. MAO-A ist vor allem in der Peripherie, aber auch in einigen Gehirnregionen zu finden und scheint eine Präferenz für Noradrenalin und 5-HT zu besitzen, wohingegen MAO-B mehr im ZNS nachweisbar ist und vermutlich eine Präferenz für Dopamin besitzt [58, 59]. Es scheint innerhalb von monoaminergen Neuronen mehr MAO-A, extraneuronal (z. B. in Gliazellen) jedoch mehr MAO- B verfügbar zu sein [57]. Wie bei der 5-HT-Synthese ist beim 5-HT-Abbau der erste Reaktionsschritt der geschwindigkeits- und damit Produkt-limitierende Schritt. Bei der nachfolgenden, schnelleren Reaktion wird 5-Hydroxyindolacetaldehyd mithilfe der Aldehyd-Dehydrogenase weiter zu 5-Hydroxyindolessigsäure (5-HIAA) oxidiert. Die in den Liquor abgegebene 5-HIAA wird in den Blutkreislauf transportiert und über die Nieren ausgeschieden.
zellulären Loop befinden sich Konsensus-Phosphorylierungsstellen [63]. Die Regulation von SERT erfolgt über Second-Messenger-Kaskaden wie z. B. den camp- bzw. cgmp-aktivierten Kinasen MAP und PKC [64 69]. Die synaptische Wiederaufnahme von 5-HT in das serotonerge Neuron wird über einen Na + - und Cl -gekoppelten Mechanismus vermittelt, bei dem ein Kotransport von 5-HT, Na + und Cl stattfindet. Überschüssiges 5-HT kann vom SERT zusammen mit K + wieder aus der Zelle hinaus transportiert werden. Das Gen für den humanen SERT ist auf 17q12.2 lokalisiert. Es besteht aus 14 Exons, umfasst 35 kb und 5 -flankierende, nicht kodierende regulatorische Sequenzen [70, 71]. Abb. 5 Exozytotische Vesikelentleerung an einer serotonergen Synapse. Durch ein ankommendes Aktionspotenzial an der Nervenzelle kommt es zur Depolarisierung und damit zum Kalziumeinstrom an der Synapsenmembran. Dadurch können die Transmitter-enthaltenden Vesikel vom Zytoskelett befreit werden (1). Über komplexe Interaktionen zwischen den vsnares in der Vesikelmembran und den tsnares in der präsynaptischen Membran, die unter Ca 2+ -Einstrom einen stabilen SNARE-Komplex bilden, können die Vesikel an die präsynaptische Membran andocken und mit dieser fusionieren (2 4). Es kommt zur exozytotischen Entleerung des Vesikels in den synaptischen Spalt (5). Nach erfolgter Exozytose binden zytoplasmatische SNAP-Proteine an den stabilen SNARE-Komplex, lösen diesen auf und es kommt außerhalb der aktiven Zone zu einer Membran-Ausstülpung, die mit einer Clathrin-Hülle versehen und von der synaptischen Membran abgezwickt wird (6). Über diese Endozytose kommt es zum Vesikelrecycling. Sowohl 5-HT wie auch 5-HIAA lassen sich mittels HPLC in Liquor, Blut und Urin nachweisen, was sich zahlreiche Studien zu psychischen Erkrankungen zunutze machten. Der Serotonin-Transporter (SERT) Der SERT ist in der präsynaptischen Membran lokalisiert und gehört wie die strukturähnlichen Noradrenalin- (NET) und Dopamin-Transporter (DAT) zu den Monoamintransportern. Der zellulär und molekular stark regulierte SERT spielt eine wichtige Rolle bei der Terminierung der serotonergen Neurotransmission und bei der Aufrechterhaltung der präsynaptischen 5- HT-Speicherung. 5-HT wird dabei aktiv in die Zelle zurücktransportiert, was als 5-HT-Wiederaufnahme bezeichnet wird. Damit reguliert der SERT nicht nur die extrazelluläre Konzentration von 5-HT, sondern ist auch an der homöostatischen Aufrechterhaltung der präsynaptischen Funktion beteiligt [60]. Das Vorkommen des SERTs beschränkt sich im Gehirn auf den Raphe-Komplex und entlang der serotonergen Axone [61, 62]. In der Peripherie lässt sich SERT in Thrombozyten, im Intestinaltrakt, im Herz, den Blutgefäßen, der Niere und der Nebenniere nachweisen [63]. Die Proteinstruktur des SERTs ähnelt der des VMAT mit 12 membrandurchspannenden α-helix- Domänen und einem intrazellulär befindlichen Amino- und Carboxyl-Terminus. Die ersten drei Transmembrandomänen sind vermutlich bei der Interaktion mit 5-HT beteiligt und damit für die Substraterkennung und die Translokation von 5-HT aus dem synaptischen Spalt in die Zelle verantwortlich. Ein extrazellulärer Loop enthält stabilitäts- und wirkungsrelevante Glykosylierungsstellen. Im N- und C-Terminus sowie im intra- 5-HT-Rezeptoren! Seine zahlreichen physiologischen und pathophysiologischen Effekte vermittelt 5-HT über die Aktivierung verschiedener an die Zellmembran gebundener Rezeptoren. Derzeit können 14 Rezeptortypen unterschieden werden, die sich anhand ihrer Strukturhomologie und Effektormechanismen in 6 Familien zusammenfassen lassen (5-HT 1 5-HT 7 ; Tab. 2). In dieser Einteilung nimmt der 5-HT 3 -Rezeptor eine gesonderte Stellung ein, da er zu den Liganden-gesteuerten Ionenkanälen zählt, wohingegen die restlichen 6 Familien zur Superfamilie der G-Protein gekoppelten, metabotropen Rezeptoren mit der typischen Sieben-Transmembrandomänen-Struktur gehören [72]. Die G-Protein-gekoppelten Rezeptoren lassen sich in drei Gruppen gliedern: 1. die an stimulierende G-Proteine (G s ) gebundenen Rezeptoren (5-HT 4, 5-HT 6, 5-HT 7 ), die zu einer Aktivierung der Adenylatcyclase führen; 2. die an inhibierende G-Proteine (G i ) gebundenen Rezeptoren (5-HT1), die zu einer Hemmung der Adenylatcyclase führen; und 3. die an G q/11 -Proteine gebundenen Rezeptoren (5-HT 2 ), die beim Phospholipase-C-(PLC-)Signalweg beteiligt sind ( Abb. 6). Eine Aktivierung der Adenylatcyclase hat einen Anstieg an camp zur Folge, welcher zur Aktivierung der Proteinkinase A (PKA) führt. Eine Aktivierung der PLC hingegen bewirkt eine Umwandlung von Phosphatidylinositol-4,5-Biphosphat (PIP 2 ) in Inositol-1,4,5- Trisphosphat (IP 3 ) und Diacylglycerin (DAG), was zur Erhöhung des intrazellulären Ca 2+ -Spiegels durch direktes Öffnen von Ca 2+ -Kanälen bzw. zur Aktivierung der PKC führt [73]. Die 5- HT 5A - und 5-HT 5B -Rezeptoren stellen eine neue Rezeptorfamilie dar, die nicht in Zusammenhang mit Modulation der Adenylatcyclase oder der PLC stehen und deren Effektorsysteme noch unbekannt sind. Jedoch konnte gezeigt werden, dass der humane 5-HT 5A -Rezeptor in HEK 293 Zellen an G i /G o Proteine bindet und die Adenylatcyclase inhibiert [74]. Die Verteilung der 5 HT-Rezeptoren im menschlichen Körper ist breit gefächert. Die 5-HT 1 -Rezeptoren stellen mit fünf Subtypen (A, B, D, E und F) die größte Gruppe dar. Neben 5-HT werden 5-HT 1 -Rezeptoren auch durch 5-Carboxyamidtryptamin aktiviert. Erwähnenswert sind in der 5-HT 1 -Rezeptorgruppe die Autorezeptoren, präsynaptisch lokalisierte 5-HT 1A -, 5- HT 1B - oder 5-HT 1D -Rezeptoren, die bei 5-HT-Ausschüttung den Transmitter binden und dadurch die Zelle über die Transmitterkonzentration im synaptischen Spalt informieren und zur verminderten Transmittersynthese und -ausschüttung beitragen (negatives Feedback). Eine hohe Affinität für 5-HT besitzt der 5-HT 1A -Rezeptor, der prä- und postsynaptisch hauptsächlich im ZNS im entorhinalen und frontalen Kortex, im Hippocampus, in der Amygdala, im
Tab. 2 5-HT-Rezeptoren. Rezeptor Vorkommen im ZNS Vorkommen in der Peripherie physiologische Rolle 5-HT1A 5-HT1B 5-HT1D 5-HT1E 5-HT1F 5-HT2A 5-HT2B 5-HT2C 5-HT3 5-HT4 5-HT5A 5-HT5B Kortex, Hippocampus, Amygdala, Septum, Hypothalamus, Raphe-Nuclei Kortex, Striatum, lateraler Geniculate Nucleus, Raphe-Nuclei; geringe Konzentration: Substantia nigra, Globus pallidus Kortex, Hippocampus, Amygdala, Substantia nigra, Nucleus caudatus, Putamen, Globus pallidus, Superior Colliculus Kortex, Hippocampus, Nucleus caudatus, Putamen, Globus pallidus, Amygdala, Hypothalamus Kortex, Striatum, Gyrus Dentatus (Hippocampus), Nucleus tractus solitarius, Bulbus olfactorius, Rückenmark Kortex, Hippocampus, Amygdala, Nucleus accumbens, Striatum, Hypothalamus, Bulbus olfactorius in geringer Konzentration: Neokortex, Amygdala, Septum, Hypothalamus, Zerebellum Plexus choroideus, Kortex, Substantia nigra, Globus pallidus, Septum, Hypothalamus, Rückenmark Kortex, Hippocampus, Amygdala, Bulbus olfactorius, Rückenmark Neokortex, Hippocampus, Basalganglien (Nucleus caudatus, Putamen, Globus pallidus, Substantia nigra) Rezeptor auch beim Menschen identifiziert; Kortex, Hippocampus, Hypothalamus, Zerebellum Rezeptor-Sequenz nur in Maus und Ratte exprimiert; beim Menschen: Pseudogen, durch Stopcodons unterbrochen myenterischer Plexus (Darm), Milz Herz, Vaskulatur, nasale Mukosa Herz, Vaskulatur In geringer Konzentration: Herzkranzarterien, dorsales Wurzelganglion Uterus Thrombozyten, glatte Muskulatur, Blutgefäße, Harnwege, Darm, Uterus, dorsales Wurzelganglion in hoher Konzentration: Darm, Herz,Leber,Niere,Lunge,Vaskulatur, Plazenta keine Expression in der Peripherie an den Zellwänden von autonomen und sensorischen Neuronen Darm, Blase, Nebenniere, Herz keine Expression in der Peripherie keine Expression in der Peripherie Lernvorgänge, Regulation der Körpertemperatur, Essund Sexualverhalten, Signalweiterleitung, zentrale Blutdruckregulation, Anxiolyse, Unterdrückung der durch Migräne ausgelösten neuronalen Entzündungsprozesse, Vasokonstriktion in Koronar- und Meningealgefäßen, MDMA- (Ecstasy) Wirkung Unterdrückung der durch Migräne ausgelösten neuronalen Entzündungsprozesse emotionales Verhalten, Schmerzen, motorische Aktivität an der Unterdrückung von neuronalen Entzündungen beteiligt Wundverschluss, Kontraktion von Blutgefäßen, Harnwegen, Darm und Uterus, Erhöhung der Kapillarpermeabilität, Blutgerinnung, LSD-Wirkung Migräne, chronische Hypertonie, Kontraktion der glatten Muskulatur, Vasorelaxation durch Ausschüttung von NO, Kontrolle der SERT-Aktivität in Raphe-Neuronen Ess- und Sexualverhalten; Rezeptor-Antagonisten wirken anxiolytisch Darmmotilität, intestinale Sekretion, Auslösung des Brechreflexes (Nausea, Emesis) Neurotransmissionsverstärkung und Gedächtnisbildung durch erhöhte Transmitterfreisetzung, Kontrolle der Atmung, Regulation der Darmaktivität durch ACh- Ausschüttung Einfluss auf das adaptive Verhalten bei Stress Einfluss auf das adaptive Verhalten bei Stress 5-HT6 Kortex, limbisches System keine Expression in der Peripherie Regulation von kognitivem Verhalten und Lernen, Ernährung, Gemütszustände, Krämpfe 5-HT7 Hippocampus, Thalamus, suprachiasmatischer Nucleus (SCN) glatte Muskulatur, Gastrointestinaltrakt, kardiovaskuläres System, dorsales Wurzelganglion Relaxation von Muskulatur, Tag-Nacht- und Wach- Schlaf-Zyklen, Ängstlichkeit, kognitive Beschwerden, Schmerzen Septum, im Hypothalamus und in den Raphe-Nuclei zu finden ist [75 78] und dort durch Hyperpolarisation die neuronale Inhibition initiiert. Er wird mit Lernvorgängen, Regulation der Körpertemperatur, Ess- und Sexualverhalten, Signalweiterleitung und zentraler Blutdruckregulation in Zusammenhang gebracht [79 82]. Daneben findet sich bei Angsterkrankungen und Depressionen eine verminderte 5-HT 1A -Rezeptor-Bindung und -Dichte in unterschiedlichen Gehirnbereichen wie frontalem Kortex, Hippocampus und den Raphe-Nuclei [83, 84]. Der 5- HT 1A -Rezeptor-Agonist 8-OH-DPAT (8-Hydroxy-2-[di-N-propylamino]-Tetralin) bewirkt ein Absenken des aggressiven Verhaltens bei männlichen Mäusen und Ratten [85, 86]. Buspiron, ein weiterer 5-HT 1A -Rezeptor-Agonist, wird als Anxiolytikum eingesetzt. Damit übereinstimmend zeigte sich in drei unabhängigen Studien, dass Mäuse, bei denen der 5-HT 1a -Rezeptor genetisch inaktiviert ist, vermehrt ängstliches Verhalten an den Tag legen [87 89]. Dies ist möglicherweise eine Folge von gesteigerter synaptischer 5-HT-Konzentration als Konsequenz eines verminderten präsynaptischen 5-HT 1a -Autorezeptor-vermittelten negativen Feedbacks. Die Inaktivierung des 5-HT 1a -Rezeptors scheint während der Gehirnentwicklung einen ängstlichen Phänotyp zur Folge zu haben, da die Wiederherstellung der 5-HT 1a -Rezeptor- Expression im adulten Organismus die Ängstlichkeit nicht verhindert [23]. Die beiden Rezeptorsubtypen 5-HT 1B und 5-HT 1D sind phylogenetisch eng miteinander verwandt. Sie befinden sich im frontalen Kortex, im Striatum, im lateralen N. geniculatus und den Raphe-Nuclei [90 93] wohingegen 5-HT 1D -Rezeptoren im frontalen Kortex, Hippocampus, Amygdala, Substantia nigra, im N. caudatus, Putamen, Globus pallidus und Colliculus superior lokalisiert sind [91, 94, 95]. Beide Rezeptorsubtypen unterdrücken die durch Migräne ausgelösten neuronalen Entzündungsprozesse, weshalb 5-HT 1B/D -Rezeptor-Agonisten (Triptane) als Migräne-Therapeutika eingesetzt werden. Aufgrund pharmakologischer Befunde wird vermutet, dass der 5-HT 1B - Rezeptor wichtig in der Regulation aggressiven und re-
Abb. 6 5-HT-Rezeptoren, G-Protein-Signalwege. 5-HT 4 -, 5-HT 6 -, 5 - HT 7 -Rezeptoren stimulieren die Adenylatcyclase (AC) durch G-Proteine der Gs-Familie; 5-HT 1 -Rezeptoren inhibieren die AC durch G-Proteine der Gi- Familie. Aktivierung der AC führt zu einem Anstieg an camp, was die Proteinkinase A (PKA) aktiviert. 5-HT 2 - Rezeptoren aktivieren die Phospholipase C durch die G-Proteine der Gq/11- Familie, was zu einer Umwandlung von Phosphatidylinositol-4,5-bisphosphat (PIP 2 ) in Inositoltrisphosphat (IP 3 ) und Diacylglycerol (DAG) führt. DAG aktiviert daraufhin die Ca 2+ - und Phospholipid-abhängige Proteinkinase C (PKC) und IP 3 erhöht die intrazelluläre Ca 2+ -Konzentration. produktiven Verhaltens ist. 5-HT 1b -Knockout-Mäuse zeigen dementsprechend ein gesteigertes Explorationsverhalten und gesteigerte Aggressivität [96 99]. Die durch MDMA (3,4-Methylendioxy-N-methylamphetamin; Ecstasy) ausgelöste lokomotorische Aktivität wird mit der Aktivierung des 5-HT 1B -Rezeptors in Verbindung gebracht [79]. Auch der 5-HT 1F -Rezeptor ist an der Unterdrückung von neuronalen Entzündungen beteiligt und bietet daher ein neuartiges Ziel zur Entwicklung von Migränemedikamenten [100]. Lokalisiert ist er in weiten Teilen des ZNS, überwiegend im Kortex, Striatum, Gyrus dentatus des Hippocampus, N. tractus solitarius, Bulbus olfactorius und Rückenmark [101]. Der 5-HT 1E -Rezeptor ist im frontalen Kortex, Hippocampus, Striatum, Globus pallidus, Amygdala, Hypothalamus sowie im dorsalen Wurzelganglion verteilt und vermutlich bei emotionalem Verhalten, Schmerzen und motorischer Aktivität beteiligt [94, 102 104]. 5-HT 2 -Rezeptoren lassen sich in drei Subtypen (A, B, C) untergliedern und werden durch 5-HT und α-methyl-5-ht aktiviert. Der 5-HT 2A -Rezeptor übernimmt eine wichtige Rolle beim Wundverschluss, er führt zur Kontraktion von Blutgefäßen, Harnwegen, Darm und Uterus. Überdies erhöht er die Kapillarpermeabilität und ist in den Thrombozyten für die Blutgerinnung verantwortlich [105, 106]. Daneben ist er im Kortex, Hippocampus, Amygdala, N. accumbens, Striatum und Hypothalamus zu finden [107 109]. Durch LSD ausgelöste Effekte im ZNS werden ebenfalls mit der Aktivierung von 5-HT 2A in Verbindung gebracht [110]. Folglich werden 5-HT 2A -Rezeptor- Agonisten als Thrombozytenaggregationshemmer und zur Behandlung arterieller Hypertonie eingesetzt. Auch manche atypischen Antipsychotika besitzen 5-HT 2A -Agonismus. Der überwiegend in Blutgefäßen vorkommende 5-HT 2B -Rezeptor ist mit Erkrankungen wie Migräne und chronischer Hypertonie assoziiert, weswegen 5-HT 2B -Rezeptor-Agonisten wie Pizotifen und Lisurid zur Migräneprophylaxe angewandt werden [111, 112]. Auch führt dessen Aktivierung zur Kontraktion der glatten Muskulatur und zur Vasorelaxation durch Ausschüttung von NO[113]. Intrinsische 5-HT 2B -Aktivität kontrolliert die SERT-Aktivität in Raphe-Neuronen durch NO-vermittelte SERT-Phosphorylierung und führt so zur maximalen 5-HT-Aufnahme in die Zellen [114]. Im ZNS kommt der 5- HT 2B -Rezeptor in geringer Konzentration im Kortex, Amygdala, Septum, Hypothalamus und Zerebellum vor, wohingegen er in der Peripherie in hoher Konzentration zu finden ist. Dagegen ist der 5-HT 2C -Rezeptor ausschließlich im ZNS (Plexus chorioideus, Kortex, Substantia nigra, Globus pallidus, Septum, Hypothalamus und Rückenmark) anzutreffen, wo er mit Ess- und Sexualverhalten in Zusammenhang steht [108, 115]. 5-HT 2C - Rezeptor-Antagonisten wirken anxiolytisch [116]. 5-HT 3 -Rezeptoren bewirken als Ligand-gesteuerte Ionenkanäle eine schnelle Depolarisation des Neurons durch einen selektiven Na + - und K + -Einstrom. 5-HT 3 -Rezeptoren sind für die Darmmotilität, die intestinale Sekretion sowie die Auslösung des Brechreflexes verantwortlich [117]. Deshalb werden 5-HT 3 -Antagonisten (Ondansetron, Tropisetron) hochwirksam zur Unterdrückung Zytostatika-induzierten Erbrechens eingesetzt. Im ZNS befindet sich 5-HT 3 hauptsächlich im entorhinalen Kortex, Hippocampus, Amygdala, Bulbus olfactorius und Rückenmark [118]. In der Peripherie kommen 5-HT 3 -Rezeptoren insbesondere an den Zellwänden autonomer und sensorischer Neuronen vor [118]. Auch 5-HT 4 -Rezeptoren sind in der Peripherie (Darm, Blase, Nebenniere, Herz) und im ZNS (Neokortex, Hippocampus, Basalganglien) verteilt [119 122]. Im ZNS verstärken sie die Neurotransmission und die Gedächtnisbildung durch erhöhte Transmitterfreisetzung [123], wohingegen sie in der Peripherie bei der Atmungskontrolle beteiligt sind und die Darmaktivität regulieren [124]. Über die 5-HT 5 - sowie 5-HT 6 -Rezeptoren ist bislang noch wenig bekannt. Beide Subtypen sind ausschließlich im ZNS, hauptsächlich in limbischen und kortikalen Regionen zu finden und scheinen Einfluss auf das adaptive Verhalten bei Stress (5-HT 5A, 5-HT 5B ) bzw. auf die Regulation von kognitivem Verhalten und Lernen sowie Gemütszuständen und epileptischen Anfällen (5-HT 6 ) zu haben [125, 126]. Derzeit wurde der 5-HT 5A -Rezeptor in Maus, Ratte und Mensch identifiziert, wohingegen die 5-HT 5B -Rezeptor-Sequenz beim Menschen ein Pseudogen darstellt, welches durch Stopcodons unterbrochen ist [125]. Besser untersucht ist der ubiquitär vorkommende 5-HT 7 -Rezeptor, der neben der Relaxation der glatten Muskulatur vermutlich eine Rolle in der zirkadianen Schrittmacherfunktion des SCN spielt und damit Tag-Nacht- und Wach-Schlaf-Zyklen moduliert. Des Weiteren ist er hauptsächlich in Hippocampus und Thalamus an der Modulation neuronaler Funktionen beteiligt [127]. Die codierenden Regionen der 5-HT 2 - bis 5-HT 7 -Rezeptor-Gene sind durch Introns unterbrochen, wohingegen die Gene der 5- HT 1A-F -Rezeptoren keine Introns enthalten. Die 5-HT 2B -, 5-HT 4 -, 5-HT 6 - und 5-HT 7 -Rezeptoren werden alternativ gespleißt und die 5-HT 2C -Rezeptor-RNA im zweiten intrazellulärem Loop editiert, was zu unterschiedlichen Rezeptorfunktionalitäten führt [128]. Durch die zahlreichen unterschiedlichen Rezeptortypen, die sich zum Teil mittels posttranskriptionaler Modifikation wie RNA-Editierung und RNA-Spleißing sowie posttranslationaler Modifikation wie Glykosylierung und Phosphorylierung auf eine
noch höhere Anzahl von Isoformen erweitern lassen, wird die Komplexität des serotonergen Systems noch verstärkt. An einund derselben Zelle lokalisierte unterschiedliche Rezeptortypen, die auf unterschiedliche Weise und über unterschiedliche Wege wirken, machen zudem eine klare und einbahnige Reaktionswirkung unmöglich. So können beispielsweise Rezeptorsubtypen, die gegensätzliche Effekte vermitteln, an demselben Neuron vorkommen, wie z.b. der präsynaptische 5-HT 1A -Autorezeptor, der schon auf geringe Konzentrationen von 5-HT anspricht und das Feuern der Nervenzelle unterdrückt, und der 5-HT 2A -Rezeptor, der eine etwa 1000-mal höhere 5-HT Konzentration benötigt und erregend auf die Nervenzelle wirkt. Dies ist insbesondere beim Einsatz von Pharmaka, die ihre Wirkung über 5-HT-Rezeptoren vermitteln, hinsichtlich möglicher Nebenwirkungen zu beachten, da durch die Vielzahl von Rezeptorsubtypen und die Verteilung eines Subtyps im kompletten Organismus solche Pharmaka nie einen isolierten Effekt erzielen können. Das 5-HT-System ist also außerordentlich eng reguliert und hochkomplex; seine Auswirkungen auf Verhalten und psychische Erkrankungen sind vielfältig und hochrelevant. Take Home Message Zusammenfassend lässt sich sagen, dass das 5-HT-System außerordentlich eng reguliert und hochkomplex ist. Spezifische Gene regulieren die Entwicklung des serotonergen Systems präzise, und eine Vielzahl unterschiedlicher Subtypen und Isoformen von Enzymen und Rezeptormolekülen wie auch nachgeschalteter Second-Messenger-Kaskaden zeigt ein höchst komplexes neurobiologisches System auf, dessen Auswirkungen auf Verhalten und psychische Erkrankungen vielfältig und sehr relevant sind. Lesen Sie mehr über diese Auswirkungen von 5-HT auf psychische Funktionen im zweiten Teil dieses Übersichtsartikels. Interessenkonflikt: Die Autoren geben an, dass kein Interessenkonflikt besteht. Literatur 1 Erspamer V, Vialli M. Presence of enteramine in the skin of Amphibia. Nature 1951; 167: 1033 2 Rapport MM. Serum vasoconstrictor (serotonin) the presence of creatinine in the complex; a proposed structure of the vasoconstrictor principle. J Biol Chem 1949; 180: 961 969 3 Twarog BM. Responses of a molluscan smooth muscle to acetylcholine and 5-hydroxytryptamine. J Cell Physiol 1954; 44: 141 163 4 Coppen A. The biochemistry of affective disorders. Br J Psychiatry 1967; 113: 1237 1264 5 Coppen A, Shaw DM, Herzberg B et al. Tryptophan in the treatment of depression. Lancet 1967; 2: 1178 1180 6 Lesch KP. Variation of serotonergic gene expression: neurodevelopment and the complexity of response to psychopharmacologic drugs. Eur Neuropsychopharmacol 2001; 11: 457 474 7 Cordes SP. Molecular genetics of the early development of hindbrain serotonergic neurons. Clin Genet 2005; 68: 487 494 8 Ye W, Shimamura K, Rubenstein JL et al. FGF and Shh signals control dopaminergic and serotonergic cell fate in the anterior neural plate. Cell 1998; 93: 755 766 9 Alenina N, Bashammakh S, Bader M. Specification and differentiation of serotonergic neurons. Stem Cell Rev 2006; 2: 5 10 10 Pattyn A, Simplicio N, van Doorninck JH et al. Ascl1/Mash1 is required for the development of central serotonergic neurons. Nat Neurosci 2004; 7: 589 595 11 Lauder JM. Ontogeny of the serotonergic system in the rat: serotonin as a developmental signal. Ann N Y Acad Sci 1990; 600: 297 313; discussion 314 12 Shemer AV, Azmitia EC, Whitaker-Azmitia PM. Dose-related effects of prenatal 5-methoxytryptamine (5-MT) on development of serotonin terminal density and behavior. Brain Res Dev Brain Res 1991; 59: 59 63 13 Whitaker-Azmitia PM, Azmitia EC. Autoregulation of fetal serotonergic neuronal development: role of high affinity serotonin receptors. Neurosci Lett 1986; 67: 307 312 14 Liu JP, Lauder JM. Serotonin and nialamide differentially regulate survival and growth of cultured serotonin and catecholamine neurons. Brain Res Dev Brain Res 1991; 62: 297 305 15 Lauder JM. Neurotransmitters as growth regulatory signals: role of receptors and second messengers. Trends Neurosci 1993; 16: 233 240 16 Lauder JM, Krebs H. Serotonin as a differentiation signal in early neurogenesis. Dev Neurosci 1978; 1: 15 30 17 Mazer C, Muneyyirci J, Taheny K et al. Serotonin depletion during synaptogenesis leads to decreased synaptic density and learning deficits in the adult rat: a possible model of neurodevelopmental disorders with cognitive deficits. Brain Res 1997; 760: 68 73 18 Gutknecht L, Kriegebaum C, Waider J et al. Spatio-temporal expression of tryptophan hydroxylase isoforms in murine and human brain: convergent data from Tph2 knockout mice. Eur Neuropsychopharmacol 2009; 19: 266 282 19 Côté F, Fligny C, Bayard E et al. Maternal serotonin is crucial for murine embryonic development. Proc Natl Acad Sci U S A 2007; 104: 329 334 20 Lavdas AA, Blue ME, Lincoln J et al. Serotonin promotes the differentiation of glutamate neurons in organotypic slice cultures of the developing cerebral cortex. J Neurosci 1997; 17: 7872 7880 21 Gaspar P, Cases O, Maroteaux L. The developmental role of serotonin: news from mouse molecular genetics. Nat Rev Neurosci 2003; 4: 1002 1012 22 Lesch KP, Merschdorf U. Impulsivity, aggression, and serotonin: a molecular psychobiological perspective. Behav Sci Law 2000; 18: 581 604 23 Gross C, Hen R. The developmental origins of anxiety. Nat Rev Neurosci 2004; 5: 545 552 24 Galter D, Unsicker K. Sequential activation of the 5-HT1(A) serotonin receptor and TrkB induces the serotonergic neuronal phenotype. Mol Cell Neurosci 2000; 15: 446 455 25 Azmitia EC, Gannon PJ, Kheck NM et al. Cellular localization of the 5- HT1A receptor in primate brain neurons and glial cells. Neuropsychopharmacology 1996; 14: 35 46 26 Riad M, Emerit MB, Hamon M. Neurotrophic effects of ipsapirone and other 5-HT1A receptor agonists on septal cholinergic neurons in culture. Brain Res Dev Brain Res 1994; 82: 245 258 27 Dahlstrom A, Fuxe K. Localization of monoamines in the lower brain stem. Experientia 1964; 20: 398 399 28 Hornung JP. The human raphe nuclei and the serotonergic system. J Chem Neuroanat 2003; 26: 331 343 29 Ormsbee HS 3 rd, Fondacaro JD. Action of serotonin on the gastrointestinal tract. Proc Soc Exp Biol Med 1985; 178: 333 338 30 Walther DJ, Peter JU, Winter S et al. Serotonylation of small GTPases is a signal transduction pathway that triggers platelet alpha-granule release. Cell 2003; 115: 851 862 31 Finocchiaro LM, Arzt ES, Fernandez-Castelo S et al. Serotonin and melatonin synthesis in peripheral blood mononuclear cells: stimulation by interferon-gamma as part of an immunomodulatory pathway. J Interferon Res 1988; 8: 705 716 32 Geba GP, Ptak W, Anderson GM et al. Delayed-type hypersensitivity in mast cell-deficient mice: dependence on platelets for expression of contact sensitivity. J Immunol 1996; 157: 557 565 33 Rudd ML, Nicolas AN, Brown BL et al. Peritoneal macrophages express the serotonin transporter. J Neuroimmunol 2005; 159: 113 118 34 El-Nour H, Lundeberg L, Abdel-Magid N et al. Serotonergic mechanisms in human allergic contact dermatitis. Acta Derm Venereol 2007; 87: 390 396 35 Verhofstad AA, Steinbusch HW, Penke B et al. Serotonin-immunoreactive cells in the superior cervical ganglion of the rat. Evidence for the existence of separate serotonin- and catecholamine-containing small ganglionic cells. Brain Res 1981; 212: 39 49 36 Gershon MD. Serotonin: its role and receptors in enteric neurotransmission. Adv Exp Med Biol 1991; 294: 221 230 37 Chidlow G, Hiscott PS, Osborne NN. Expression of serotonin receptor mrnas in human ciliary body: a polymerase chain reaction study. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol 2004; 242: 259 264
38 Newman C, Wang D, Cutz E. Serotonin (5-hydroxytryptamine) expression in pulmonary neuroendocrine cells (NE) and a netumor cell line. Adv Exp Med Biol 1993; 337: 73 78 39 Roper SD. Signal transduction and information processing in mammalian taste buds. Pflugers Arch 2007; 454: 759 776 40 Barbosa RM, Silva AM, Tome AR et al. Control of pulsatile 5-HT/insulin secretion from single mouse pancreatic islets by intracellular calcium dynamics. J Physiol 1998; 510 (Pt 1): 135 143 41 Ikeda K, Tojo K, Otsubo C et al. 5-hydroxytryptamine synthesis in HL-1 cells and neonatal rat cardiocytes. Biochem Biophys Res Commun 2005; 328: 522 525 42 Matsuda M, Imaoka T, Vomachka AJ et al. Serotonin regulates mammary gland development via an autocrine-paracrine loop. Dev Cell 2004; 6: 193 203 43 Meyer-Bernstein EL, Morin LP. Differential serotonergic innervation of the suprachiasmatic nucleus and the intergeniculate leaflet and its role in circadian rhythm modulation. J Neurosci 1996; 16: 2097 2111 44 Lerchl A. Biological rhythms in the context of light at night (LAN). Neuro Endocrinol Lett 2002; 23 Suppl 2: 23 27 45 Bulian D, Pierpaoli W. The pineal gland and cancer. I. Pinealectomy corrects congenital hormonal dysfunctions and prolongs life of cancer-prone C 3 H/He mice. J Neuroimmunol 2000; 108: 131 135 46 Pierpaoli W, Bulian D, Arrighi S. Transferrin treatment corrects agingrelated immunologic and hormonal decay in old mice. Exp Gerontol 2000; 35: 401 408 47 Reuss S, Concemius W, Stehle J et al. Effects of electrical stimulation of the superior cervical ganglia on the number of synaptic ribbons and the activity of melatonin-forming enzymes in the rat pineal gland. Anat Embryol (Berl) 1989; 179: 341 345 48 Korf HW, von Gall C. Mice, melatonin and the circadian system. Mol Cell Endocrinol 2006; 252: 57 68 49 Reiter RJ, Leppaluoto J. Melatonin as a hormone and an antioxidant: implications for organisms at high latitudes. Int J Circumpolar Health 1997; 56: 4 11 50 Walther DJ, Bader M. A unique central tryptophan hydroxylase isoform. Biochem Pharmacol 2003; 66: 1673 1680 51 Walther DJ, Peter JU, Bashammakh S et al. Synthesis of serotonin by a second tryptophan hydroxylase isoform. Science 2003; 299: 76 52 Gutknecht L, Waider J, Kraft S et al. Deficiency of brain 5-HT synthesis but serotonergic neuron formation in Tph2 knockout mice. J Neural Transm 2008; 115: 1127 1132 53 Weihe E, Schafer MK, Erickson JD et al. Localization of vesicular monoamine transporter isoforms (VMAT1 and VMAT2) to endocrine cells and neurons in rat. J Mol Neurosci 1994; 5: 149 164 54 Peter D, Liu Y, Sternini C et al. Differential expression of two vesicular monoamine transporters. J Neurosci 1995; 15: 6179 6188 55 Erickson JD, Schafer MK, Bonner TI et al. Distinct pharmacological properties and distribution in neurons and endocrine cells of two isoforms of the human vesicular monoamine transporter. Proc Natl Acad Sci U S A 1996; 93: 5166 5171 56 Haase J, Killian AM, Magnani F et al. Regulation of the serotonin transporter by interacting proteins. Biochem Soc Trans 2001; 29: 722 728 57 Waldmeier PC. Amine oxidases and their endogenous substrates (with special reference to monoamine oxidase and the brain). J Neural Transm Suppl 1987; 23: 55 72 58 Rodriguez MJ, Saura J, Billett E et al. MAO-A and MAO-B localisation in human lung and spleen. Neurobiology (Bp) 2000; 8: 243 248 59 Rodriguez MJ, Saura J, Finch CC et al. Localization of monoamine oxidase A and B in human pancreas, thyroid, and adrenal glands. J Histochem Cytochem 2000; 48: 147 151 60 Torres GE, Gainetdinov RR, Caron MG. Plasma membrane monoamine transporters: structure, regulation and function. Nat Rev Neurosci 2003; 4: 13 25 61 Blakely RD, De Felice LJ, Hartzell HC. Molecular physiology of norepinephrine and serotonin transporters. J Exp Biol 1994; 196: 263 281 62 Chen JC, Tonkiss J, Galler JR et al. Prenatal protein malnutrition in rats enhances serotonin release from hippocampus. J Nutr 1992; 122: 2138 2143 63 Ni W, Watts SW. 5-hydroxytryptamine in the cardiovascular system: focus on the serotonin transporter (SERT). Clin Exp Pharmacol Physiol 2006; 33: 575 583 64 Ramamoorthy S, Cool DR, Mahesh VB et al. Regulation of the human serotonin transporter. Cholera toxin-induced stimulation of serotonin uptake in human placental choriocarcinoma cells is accompanied by increased serotonin transporter mrna levels and serotonin transporter-specific ligand binding. J Biol Chem 1993; 268: 21626 21631 65 Jayanthi LD, Ramamoorthy S, Mahesh VB et al. Calmodulin-dependent regulation of the catalytic function of the human serotonin transporter in placental choriocarcinoma cells. J Biol Chem 1994; 269: 14424 14429 66 Miller KJ, Hoffman BJ. Adenosine A3 receptors regulate serotonin transport via nitric oxide and cgmp. J Biol Chem 1994; 269: 27351 27356 67 Qian Y, Galli A, Ramamoorthy S et al. Protein kinase C activation regulates human serotonin transporters in HEK-293 cells via altered cell surface expression. J Neurosci 1997; 17: 45 57 68 Zhu CB, Hewlett WA, Francis SH et al. Stimulation of serotonin transport by the cyclic GMP phosphodiesterase-5 inhibitor sildenafil. Eur J Pharmacol 2004; 504: 1 6 69 Samuvel DJ, Jayanthi LD, Bhat NR et al. A role for p38 mitogen-activated protein kinase in the regulation of the serotonin transporter: evidence for distinct cellular mechanisms involved in transporter surface expression. J Neurosci 2005; 25: 29 41 70 Bengel D, Heils A, Petri S et al. Gene structure and 5 -flanking regulatory region of the murine serotonin transporter. Brain Res Mol Brain Res 1997; 44: 286 292 71 Lesch KP, Balling U, Gross J et al. Organization of the human serotonin transporter gene. J Neural Transm Gen Sect 1994; 95: 157 162 72 Hoyer D, Clarke DE, Fozard JR et al. International Union of Pharmacology classification of receptors for 5-hydroxytryptamine (Serotonin). Pharmacol Rev 1994; 46: 157 203 73 Raymond JR, Mukhin YV, Gelasco A et al. Multiplicity of mechanisms of serotonin receptor signal transduction. Pharmacol Ther 2001; 92: 179 212 74 Francken BJ, Jurzak M, Vanhauwe JF et al. The human 5-ht5A receptor couples to Gi/Go proteins and inhibits adenylate cyclase in HEK 293 cells. Eur J Pharmacol 1998; 361: 299 309 75 Aune TM, Golden HW, McGrath KM. Inhibitors of serotonin synthesis and antagonists of serotonin 1A receptors inhibit T lymphocyte function in vitro and cell-mediated immunity in vivo. J Immunol 1994; 153: 489 498 76 Marazziti D, Marracci S, Palego L et al. Localization and gene expression of serotonin 1A (5 HT1A) receptors in human brain postmortem. Brain Res 1994; 658: 55 59 77 Compaan JC, Groenink L, van der Gugten J et al. 5-HT1A receptor agonist flesinoxan enhances Fos immunoreactivity in rat central amygdala, bed nucleus of the stria terminalis and hypothalamus. Eur J Neurosci 1996; 8: 2340 2347 78 Drevets WC, Frank E, Price JC et al. PET imaging of serotonin 1A receptor binding in depression. Biol Psychiatry 1999; 46: 1375 1387 79 Barnes NM, Sharp T. A review of central 5-HT receptors and their function. Neuropharmacology 1999; 38: 1083 1152 80 Kahn RS, Trestman R, Lawlor BA et al. Effects of ipsapirone in healthy subjects: a dose-response study. Psychopharmacology (Berl) 1994; 114: 155 160 81 Izquierdo I, Medina JH. Memory formation: the sequence of biochemical events in the hippocampus and its connection to activity in other brain structures. Neurobiol Learn Mem 1997; 68: 285 316 82 Rausch JL, Johnson ME, Kasik KE et al. Temperature regulation in depression: functional 5 HT1A receptor adaptation differentiates antidepressant response. Neuropsychopharmacology 2006; 31: 2274 2280 83 Sargent PA, Kjaer KH, Bench CJ et al. Brain serotonin1a receptor binding measured by positron emission tomography with [11C]WAY- 100635: effects of depression and antidepressant treatment. Arch Gen Psychiatry 2000; 57: 174 180 84 Lundberg J, Borg J, Halldin C et al. A PET study on regional coexpression of 5-HT1A receptors and 5-HTT in the human brain. Psychopharmacology (Berl) 2007; 195: 425 433 85 Bell R, Hobson H. 5-HT1A receptor influences on rodent social and agonistic behavior: a review and empirical study. Neurosci Biobehav Rev 1994; 18: 325 338 86 de Boer SF, Lesourd M, Mocaer E et al. Selective antiaggressive effects of alnespirone in resident-intruder test are mediated via 5-hydroxytryptamine1A receptors: A comparative pharmacological study with 8-hydroxy-2-dipropylaminotetralin, ipsapirone, buspirone, eltoprazine, and WAY-100635. J Pharmacol Exp Ther 1999; 288: 1125 1133
87 Heisler LK, Chu HM, Brennan TJ et al. Elevated anxiety and antidepressant-like responses in serotonin 5-HT1A receptor mutant mice. Proc Natl Acad Sci U S A 1998; 95: 15049 15054 88 Parks CL, Robinson PS, Sibille E et al. Increased anxiety of mice lacking the serotonin1a receptor. Proc Natl Acad Sci USA 1998; 95: 10734 10739 89 Ramboz S, Oosting R, Amara DA et al. Serotonin receptor 1A knockout: an animal model of anxiety-related disorder. Proc Natl Acad Sci U S A 1998; 95: 14476 14481 90 Razzaque Z, Pickard JD, Ma QP et al. 5-HT1B-receptors and vascular reactivity in human isolated blood vessels: assessment of the potential craniovascular selectivity of sumatriptan. Br J Clin Pharmacol 2002; 53: 266 274 91 Roy A, Brand NJ, Yacoub MH. Expression of 5-hydroxytryptamine receptor subtype messenger RNA in interstitial cells from human heart valves. J Heart Valve Dis 2000; 9: 256 260 92 Uddman R, Longmore J, Cardell LO et al. Expression of 5-HT1B receptors in human nasal mucosa. Acta Otolaryngol 2001; 121: 403 406 93 Varnas K, Hurd YL, Hall H. Regional expression of 5-HT1B receptor mrna in the human brain. Synapse 2005; 56: 21 28 94 Lowther S, De Paermentier F, Crompton MR et al. The distribution of 5- HT1D and 5-HT1E binding sites in human brain. Eur J Pharmacol 1992; 222: 137 142 95 Varnas K, Hall H, Bonaventure P et al. Autoradiographic mapping of 5- HT(1B) and 5-HT(1D) receptors in the post mortem human brain using [(3)H]GR 125743. Brain Res 2001; 915: 47 57 96 Brunner D, Buhot MC, Hen R et al. Anxiety, motor activation, and maternal-infant interactions in 5 HT1B knockout mice. Behav Neurosci 1999; 113: 587 601 97 Malleret G, Hen R, Guillou JL et al. 5-HT1B receptor knock-out mice exhibit increased exploratory activity and enhanced spatial memory performance in the Morris water maze. J Neurosci 1999; 19: 6157 6168 98 Ramboz S, Saudou F, Amara DA et al. 5-HT1B receptor knock out behavioral consequences. Behav Brain Res 1996; 73: 305 312 99 Saudou F, Amara DA, Dierich A et al. Enhanced aggressive behavior in mice lacking 5-HT1B receptor. Science 1994; 265: 1875 1878 100 Agosti RM. 5 HT1F- and 5 HT7-receptor agonists for the treatment of migraines. CNS Neurol Disord Drug Targets 2007; 6: 235 237 101 Pascual J, del Arco C, Romon T et al. Autoradiographic distribution of [3 H]sumatriptan-binding sites in post-mortem human brain. Cephalalgia 1996; 16: 317 322 102 Bruinvels AT, Landwehrmeyer B, Gustafson EL et al. Localization of 5- HT1B, 5-HT1D alpha, 5-HT1E and 5-HT1F receptor messenger RNA in rodent and primate brain. Neuropharmacology 1994; 33: 367 386 103 Ishida T, Hirata K, Sakoda T et al. Identification of mrna for 5-HT1 and 5-HT2 receptor subtypes in human coronary arteries. Cardiovasc Res 1999; 41: 267 274 104 Pierce PA, Xie GX, Meuser T et al. 5-Hydroxytryptamine receptor subtype messenger RNAs in human dorsal root ganglia: a polymerase chain reaction study. Neuroscience 1997; 81: 813 819 105 Cook EH Jr, Fletcher KE, Wainwright M et al. Primary structure of the human platelet serotonin 5-HT2A receptor: identify with frontal cortex serotonin 5-HT2A receptor. J Neurochem 1994; 63: 465 469 106 Nagatomo T, Rashid M, Abul Muntasir H et al. Functions of 5-HT2A receptor and its antagonists in the cardiovascular system. Pharmacol Ther 2004; 104: 59 81 107 Busatto GF, Pilowsky LS, Costa DC et al. Initial evaluation of 123I-5-I- R91150, a selective 5-HT2A ligand for single-photon emission tomography, in healthy human subjects. Eur J Nucl Med 1997; 24: 119 124 108 Pompeiano M, Palacios JM, Mengod G. Distribution of the serotonin 5- HT2 receptor family mrnas: comparison between 5-HT2A and 5- HT2C receptors. Brain Res Mol Brain Res 1994; 23: 163 178 109 Dwivedi Y, Pandey GN. Quantitation of 5 HT2A receptor mrna in human postmortem brain using competitive RT-PCR. Neuroreport 1998; 9: 3761 3765 110 Lauterbach EC, Abdelhamid A, Annandale JB. Posthallucinogen-like visual illusions (palinopsia) with risperidone in a patient without previous hallucinogen exposure: possible relation to serotonin 5 HT2a receptor blockade. Pharmacopsychiatry 2000; 33: 38 41 111 Glusa E, Roos A. Endothelial 5-HT receptors mediate relaxation of porcine pulmonary arteries in response to ergotamine and dihydroergotamine. Br J Pharmacol 1996; 119: 330 334 112 Schaerlinger B, Hickel P, Etienne N et al. Agonist actions of dihydroergotamine at 5-HT2B and 5-HT2C receptors and their possible relevance to antimigraine efficacy. Br J Pharmacol 2003; 140: 277 284 113 Schmuck K, Ullmer C, Kalkman HO et al. Activation of meningeal 5- HT2B receptors: an early step in the generation of migraine headache? Eur J Neurosci 1996; 8: 959 967 114 Launay JM, Schneider B, Loric S et al. Serotonin transport and serotonin transporter-mediated antidepressant recognition are controlled by 5-HT2B receptor signaling in serotonergic neuronal cells. FASEB J 2006; 20: 1843 1854 115 Westberg L, Bah J, Rastam M et al. Association between a polymorphism of the 5-HT2C receptor and weight loss in teenage girls. Neuropsychopharmacology 2002; 26: 789 793 116 Harada K, Aota M, Inoue T et al. Anxiolytic activity of a novel potent serotonin 5-HT2C receptor antagonist FR 260010: a comparison with diazepam and buspirone. Eur J Pharmacol 2006; 553: 171 184 117 Rex A, Bert B, Fink H. History and new developments. The pharmacology of 5-ht3 antagonists. Pharm Unserer Zeit 2007; 36: 342 353 118 Tecott LH, Maricq AV, Julius D. Nervous system distribution of the serotonin 5-HT3 receptor mrna. Proc Natl Acad Sci U S A 1993; 90: 1430 1434 119 Votolato NA, Stern S, Caputo RM. Serotonergic antidepressants and urinary incontinence. Int Urogynecol J Pelvic Floor Dysfunct 2000; 11: 386 388 120 Varnas K, Halldin C, Pike VW et al. Distribution of 5-HT4 receptors in the postmortem human brain an autoradiographic study using [125I]SB 207710. Eur Neuropsychopharmacol 2003; 13: 228 234 121 Cartier D, Jegou S, Parmentier F et al. Expression profile of serotonin4 (5-HT4) receptors in adrenocortical aldosterone-producing adenomas. Eur J Endocrinol 2005; 153: 939 947 122 Kaumann AJ, Levy FO. 5-hydroxytryptamine receptors in the human cardiovascular system. Pharmacol Ther 2006; 111: 674 706 123 Bockaert J, Claeysen S, Compan V et al. 5-HT4 receptors. Curr Drug Targets CNS Neurol Disord 2004; 3: 39 51 124 Taniyama K, Makimoto N, Furuichi A et al. Functions of peripheral 5- hydroxytryptamine receptors, especially 5-hydroxytryptamine4 receptor, in gastrointestinal motility. J Gastroenterol 2000; 35: 575 582 125 Nelson DL. 5-HT5 receptors. Curr Drug Targets CNS Neurol Disord 2004; 3: 53 58 126 Woolley ML, Marsden CA, Fone KC. 5-ht6 receptors. Curr Drug Targets CNS Neurol Disord 2004; 3: 59 79 127 Thomas DR, Hagan JJ. 5-HT7 receptors. Curr Drug Targets CNS Neurol Disord 2004; 3: 81 90 128 Lesch KP, Zeng Y, Reif A et al. Anxiety-related traits in mice with modified genes of the serotonergic pathway. Eur J Pharmacol 2003; 480: 185 204