QUANTA Lite TM M2 EP (MIT3) Nur für In-Vitro Diagnostik CLIA Kompliziertheit: Hoch

QUANTA Lite TM M2 EP (MIT3) 704540 Nur für In-Vitro Diagnostik CLIA Kompliziertheit: Hoch Verwendungszweck QUANTA Lite TM M2 EP (MIT3) ist ein Enzyme-linked Immunosorbent Assay (ELISA) für die semiquantitative Bestimmung von mitochondrialen Antikörpern im Humanserum. Die Bestimmung dieser Antikörper unterstützt mit anderen serologischen Nachweisen und der Beurteilung des klinischen Bildes die Diagnostik der Primären biliären Zirrhose. Informationen zum Test Die primär-biliäre Zirrhose (PBC) ist eine chronische Lebererkrankung, die sich durch die Zerstörung der kleinen intrahepatischen Gallengänge auszeichnet. Progressive Zerstörung der Gallengänge führt zu einer zunehmenden Funktionsstörung der Leber und kann mit der Zeit zu Leberversagen führen, das eine Lebertransplantation erforderlich macht. 1, 2 Die Ätiologie der PBC ist weitgehend unbekannt, obwohl eine genetische Komponente sowie andere Faktoren bei der Entwicklung der Erkrankung eine wichtige Rolle 1, 3, 4 spielen können. PBC tritt in der Regel im Alter zwischen 30 und 65 Jahren auf und betrifft Frauen häufiger als Männer (geschätztes Verhältnis Frauen:Männer 9:1). 3, 4 Die Prävalenz der PBC bei Verwandten 1. Grades von PBC- Patienten liegt zwischen 1,3 und 6,4 %.,4, 5 PBC tritt weltweit bei allen Rassen auf. Es sind große Abweichungen hinsichtlich der geografischen Prävalenz der PBC bekannt, wobei die Schätzungen von 2 Fällen pro 100.000 Einwohner in Japan und Australien und bis zu 40 Fällen pro 100.000 Einwohner in den USA ausgehen. 3, 6 Serologische Assays sind bei der Erkennung und Diagnose von PBC wichtige Hilfsmittel, da viele der mit PBC assoziierten Antikörper vorhanden sind, bevor die Symptome evident werden. 7-9 Anti-Mitochondriale Antikörper (AMA), die durch indirektes Immunfluoreszenz-Assay (IFA) nachgewiesen werden, sind klassische serologische Marker für PBC. 10 Auch wenn AMA in bis zu 90-95 % der PBC-Patienten angegeben werden, so kann die Nachweisfrequenz signifikant niedriger liegen. 11 Der AMA-Nachweis durch IFA hängt sehr vom Können des Ausführenden, den technischen Komponenten des Assays und der Anwesenheit anderer Antikörper ab, die die Interpretation der IFA-Muster unklar oder verwechselbar machen können. Ältere Studie beschreiben 9 Subtypen mitochondrialer Antigene, die als M1-M9 bezeichnet wurden. 12 Die meisten Autoantigene, gegen die sich die PBC-Patientenseren richteten, erkennen die M2-Antigenfraktion. Die Primärkomponenten des M2-Antigens wurden als zum 1-Oxosäure-Dehydrogenase-Komplex zugehörig befunden. Die spezifischen Antigene wurden als E2-Untereinheiten des Pyruvat-Dehydrogenase-Komplexes (PDC-E2), des verzweigtkettigen 2-Oxosäure-Deyhydrogenase-Komplexes (BCOADC-E2) und des 2- Oxoglutarat-Dehydrogenase-Komplexes (OGDC-E2) identifiziert. 13 Die Identifizierung dieser Antigene ermöglichte die Entwicklung der ELISA-Tests. ELISA-Tests haben sich im Vergleich zu IFA als empfindlicher herausgestellt. 14-17 Die 1. Generation Anti-M2 ELISA-Tests verwendete zum Nachweis PBCspezifischer Antikörper PDC-E2 als primäres Substrat. Während 80-90 % der histologisch bestätigten PBC- Patienten Anti-PDC-E2 Antikörper besitzen, reagieren nur ca. 10 % von ihnen mit BCOADC-E2 und/oder OGDC-E2. 18,19 Gershwin und Leung entwickelten den von ihnen patentierten Triple-Expression-Hybrid-Klon 11, 15, 16, 19 ( MIT3 ), der die immundominanten Epitope von PDC-E2, BCOADC-E2 und OGDC-E2 exprimiert. Das auf MIT3 basierende ELISA zeigte, verglichen mit IFA oder konventionellen auf PDC-E2 basierenden ELISA-Tests, eine verbesserte Leistung und konnte in über zwei Dritteln der Seren von (mit IFA) AMA negativen PBC-Patienten AMA nachweisen. 15, 16 Da das Vorhandensein von AMA der Entwicklung einer symptomatischen Erkrankung vorausgehen kann, trägt die Möglichkeit, das Vorhandensein von PBC- Markern genauer zu identifizieren, dazu bei, früher zu diagnostizieren und zu behandeln, und kann sogar möglicherweise das Fortschreiten der Erkrankung verlangsamen. 7,8,9 Testprinzip Affinitätsgereinigtes rekombinantes Antigen (MIT3) enthaltende immundominante Anteile von PDC-E2, BCOADC-E2 und OGDC-E2 sind unter Bedingungen, die das Antigen in seinem nativen Zustand erhält, an die Mulden einer Polystyren-Mikrotiterplatte gebunden. Die vorverdünnten Kontrollen und die verdünnten Patientenproben werden in separate Mulden gegeben, um vorhandenen mitochondrialen Antikörpern die Möglichkeit zu geben, an das immobilisierte Antigen zu binden. Der Rest der Probe/Kontrolle wird durch Waschen entfernt. Enzymmarkiertes anti-humanes IgG wird in die Kavitäten pipettiert und bindet während einer zweiten Inkubation an den Patienten-Antikörper. Nachdem in einem weiteren Waschschritt das restliche Konjugat entfernt worden ist, wird ein Chromogen-Substrat zugegeben. Die Intensität der entstandenen Farbreaktion wird nach dem Abstoppen mit dem Mikrotiterplatten-Photometer gemessen. Die quantitative Auswertung erfolgt durch einen Vergleich der Extinktionswerte der Patienten mit dem Wert eines Kalibrators. Inhalt der Testpackung 1. Mit gereinigtem rekombinanten MIT3-Antigen beschichtete ELISA-Mikrotiterplatte aus Polystyrol (12-1 x 8 Kavitäten), mit Streifenhalter in Folienverpackung und Trockenmittel 2. ELISA Negative Kontrolle, 1 Flasche Puffer mit Stabilisator und Humanserum ohne humane Antikörper gegen Mitochondrien M2, gebrauchsfertig vorverdünnt, 1,2 ml 3. M2 EP (MIT3) ELISA Low Positive (Kalibrator), 1 Flasche Puffer mit Stabilisator und Humanserum mit Antikörpern gegen Mitochondriale M2, gebrauchsfertig vorverdünnt, 1,2 ml 1

4. M2 EP (MIT3) ELISA High Positive (positive Kontrolle), 1 Flasche Puffer mit Stabilisator und Humanserum mit Antikörpern gegen Mitochondriale M2, gebrauchsfertig vorverdünnt, 1,2 ml 5. HRP Probenverdünner, 1 Flasche rosa gefärbt mit Tris-gepufferter Kochsalzlösung, Tween 20, Proteinstabilisatoren und Konservierungsmittel, 50 ml 6. HRP Waschkonzentrat, 1 Flasche mit 40fachem Konzentrat rot gefärbt mit gepufferter Kochsalzlösung und Tween 20, 25 ml. Zur Verdünnung bitte das entsprechende Kapitel in der Anleitung beachten. 7. HRP IgG Konjugat, (Ziege), anti-humanes IgG, 1 Flasche blau gefärbt mit Puffer, Proteinstabilisatoren und Konservierungsmittel, 10 ml 8. TMB Chromogen, 1 Flasche mit Stabilisatoren, 10 ml 9. HRP Stopplösung, 0,344M Schwefelsäure, 1 Flasche farblos, 10 ml Hinweise 1. VORSICHT: Probenverdünner, Kontrollen und Konjugat enthalten 0,02% Chloramphenicol. Es ist im US-Bundesstaat Kalifornien und allgemein bekannt, daß dieser Stoff Krebs verursachen kann. 2. Alle Reagenzien für die Herstellung dieses Tests wurden auf Antikörper gegen HIV, HBsAg und HCV getestet und für negativ befunden. Dennoch sollten alle humanen Kontrollen wie potentiell infektiöses Humanserum oder Blutproben behandelt werden. 20 3. NaN 3 wird als Stabilisator verwendet. NaN 3 ist ein Giftstoff und kann bei Einnahme toxische Reaktionen verursachen. Vorsichtig handhaben, und Kontakt mit Augen und Haut vermeiden! Den Kontakt mit Metall, basischen Stoffen oder anderen Komponenten, die mit Säure reagieren können, vermeiden. Bei der Entsorgung von Reagenzien ist daher mit viel Leitungswasser nachzuspülen, um Ansammlungen im Abwassersystem zu verhindern. 4. Das HRP Konjugat enthält eine verdünnte Chemikalie, die bei Einnahme toxisch wirken kann. Daher den Kontakt mit Haut und Augen vermeiden. 5. Das TMB Chromogen enthält ein Reizmittel, das bei Inhalation, Einnahme oder Absorbtion durch die Haut gesundheitliche Schäden verursachen kann. Kontakt mit Haut und Augen vermeiden. 6. Die HRP Stopplösung besteht aus verdünnter Schwefelsäure. Den Kontakt mit Basen, Metallen und anderen Stoffen, die mit Säure reagieren können, vermeiden. Schwefelsäure ist ein Giftstoff und kann bei Einnahme toxische Reaktionen hervorrufen. Den Kontakt mit Haut und Augen vermeiden. 7. Die vorgeschriebene persönliche Schutzausrüstung während der Arbeit mit Reagenzien tragen. 8. Verschüttete Reagenzien sofort beseitigen. Bei der Entsorgung von Abfällen alle Umweltvorschriften beachten. Vorsichtsmaßnahmen 1. Dieser Test ist für In-Vitro Diagnostik. 2. Die Verwendung anderer als im Testkit vorhandenen Komponenten kann zu widersprüchlichen Ergebnissen führen. 3. Unvollständiges Waschen und ungenügendes Entfernen der Flüssigkeiten aus den ELISA Kavitäten führt zu einer schlechten Präzision und zu hohen Hintergrund-Extinktionen. 4. Die Adaptation dieses Testsystems auf automatische Probenverarbeitung und andere Instrumentierung, ganz oder teilweise, kann unterschiedliche Ergebnisse zur manuellen Durchführung ergeben. Es liegt in der Verantwortung eines jeden Labors, die automatische Bearbeitung so zu überprüfen, daß Testergebnisse innerhalb akzeptabler Bereiche erzielt werden. 5. Eine Reihe von Faktoren beeinflusst das Testergebnis. Hierzu zählen die Genauigkeit und Reproduzierbarkeit des Pipettierens, der Typ des verwendeten Photometers, die Temperatur der Reagenzien, die Umgebungs-Temperatur, die Gründlichkeit des Waschens und der Entfernung der Flüssigkeiten aus den Vertiefungen der ELISA-Streifen, und die Einhaltung der Inkubationszeiten. Es ist deshalb sehr wichtig, für gleichbleibende Bedingungen zu sorgen. 6. Die strikte Einhaltung der Testprozedur wird empfohlen. Jede Änderung im Protokoll erfolgt auf Risiko des Anwenders. 7. Das unvollständige Verschließen der Mikrotiterkavitäten und des Trockenmittels führt zu Antigenabbau und schlechter Präzision. 8. Eine unakzeptabel niedrige Absorption kann beobachtet werden, wenn eine Flasche HRP Konjugat bei zwei- oder mehrfachem Gebrauch über einen längeren Zeitraum benutzt wird. Daher ist es wichtig, die Hinweise zum Umgang mit dem HRP Konjugat genau zu beachten. 9. Chemische Kontamination des HRP Konjugates kann durch unzureichendes Reinigen oder Spülen der Ausrüstung oder der Instrumente verursacht werden. Rückstände gebräuchlicher Laborchemikalien wie z.b. Formalin, Bleichmittel, Ethanol oder Spülmittel führen zum Abbau des HRP Konjugates im Verlauf der Zeit. Das gründliche Spülen der gesamten Ausrüstung und Instrumentierung nach Verwendung chemischer Reinigungsmittel ist daher unbedingt erforderlich. Lagerung 1. Lagerung aller Kit-Reagenzien bei 2-8 C. Nicht einfrieren. Die Reagenzien sind stabil bis zum Ende des Haltbarkeitsdatums bei vorschriftsmäßiger Lagerung und Handhabung. 2. Nicht verwendete Mikrotiterstreifen wieder in die Originalverpackung geben, luftdicht verschließen und in den Kühlschrank zurücklegen. 3. Der verdünnte Waschpuffer ist bei 2-8 C eine Woche stabil. Proben Die Testdurchführung sollte mit Serumproben erfolgen. Werden Azide oder andere Stabilisatoren zu den Serumproben gegeben, können die Ergebnisse nachteilig beeinflusst werden. Mikrobiell kontaminierte, Hitze 2

behandelte Proben, oder Proben mit sichtbarer Verunreinigung nicht verwenden. Stark hämolysierte, ikterische oder lipämische Seren oder Proben vermeiden. Nach der Blutentnahme ist das Serum vom Blut zu trennen. Das NCCLS Dokument H18-A3 empfiehlt die folgenden Lagerungsbedingungen für Patientenproben: 1) Proben bei Raumtemperatur nicht länger als 8 Stunden lagern. 2) Kann die Testdurchführung nicht innerhalb von 8 Stunden erfolgen, die Proben bei 2-8 C kühl lagern. 3) Kann die Testdurchführung nicht innerhalb von 48 Stunden erfolgen ist die Probe bei -20 C oder niedriger einzufrieren. Eingefrorene Proben müssen nach dem Auftauen und vor der Testung gut geschüttelt werden. Testdurchführung In der Testpackung vorhandenes Material 1 M2 EP (MIT3) ELISA Mikrotiterplatte (12-1 x 8 Kavitäten), mit Streifenhalter 1 1,2 ml vorverdünnte ELISA Negative Kontrolle 1 1,2 ml vorverdünnte M2 EP (MIT3) ELISA Low Positive Kontrolle 1 1,2 ml vorverdünnte M2 EP (MIT3) ELISA High Positive Kontrolle 1 50 ml HRP Probenverdünner 1 25 ml HRP Waschkonzentrat, 40faches Konzentrat 1 10 ml HRP IgG Konjugat (von der Ziege), anti-humanes IgG 1 10 ml TMB Chromogen 1 10 ml HRP Stopplösung, 0,344M Schwefelsäure Zusätzliches benötigtes Material Pipetten für 5, 100, 200-300 und 500 µl Einmal-Pipettenspitzen Eppendorf-Reaktionsgefäße für die Serumverdünnung, 4 ml Volumen Distilliertes oder deionisiertes Wasser 1 L Gefäß für verdünntes HRP Waschkonzentrat Reader für Mikrotiterplatten mit 450 nm Filter (und 620 nm für eine bichromatische Messung) Methode Testvorbereitung 1. Alle Reagenzien und Proben auf Raumtemperatur bringen (20-26 o C) und gründlich mischen. 2. Den gesamten Inhalt (25 ml) des Waschkonzentrats mit 975 ml Aqua dest. mischen (1:40 Verdünnung). Die verdünnte Pufferlösung ist bei 2-8 C eine Woche stabil. Soll nicht die gesamte Mikrotiterplatte auf einmal verwendet werden, so können für einen Ansatz von 16 Kavitäten 2 ml Konzentrat mit 78 ml Aqua dest. gemischt werden. 3. Serumproben 1:101 verdünnen, indem 5 µl Serum mit 500 µl gebrauchsfertigem Probenverdünner gemischt werden. Verdünnte Proben sollen innerhalb von 8 Stunden getestet werden. Der M2 EP (MIT3) ELISA Low Positive Kontrolle, die M2 EP (MIT3) ELISA High Positive Kontrolle und die ELISA Negative Kontrolle nicht verdünnen. 4. Jeder Test benötigt zwei Kavitäten für jede der drei Kontrollen sowie eine oder zwei Kavitäten für die Patientenprobe (Es wird empfohlen, alle Proben in Doppelbestimmung anzusetzen, bis die erforderliche Präzision und Reproduzierbarkeit erreicht sind). Testdurchführung 1. ALLE REAGENZIEN UND PATIENTENPROBEN AUF RAUMTEMPERATUR (20-26 C) BRINGEN UND GRÜNDLICH MISCHEN. Die entsprechende Anzahl Mikrotiterkavitäten abbrechen. Die Kavitäten im Rahmen befestigen. Die unbenutzten Kavitäten wieder in die Originalverpackung geben, luftdicht verschließen und in den Kühlschrank zurücklegen, um Verdunstung zu minimieren. 2. Je 100 µl der gebrauchsfertigen M2 EP (MIT3) ELISA Low Positive Kontrolle, der M2 EP (MIT3) ELISA High Positive Kontrolle, der ELISA Negative Kontrolle und den verdünnten Patientenproben in die entsprechenden Kavitäten pipettieren. Streifen abdecken und bei Raumtemperatur 30 Minuten inkubieren. Die Inkubationszeit beginnt nach Zugabe der letzten Probe. 3. Waschen: Den Inhalt aller Kavitäten absaugen. Die Kavitäten vollständig (200-300 µl) mit verdünntem HRP Waschpuffer füllen und dann gründlich absaugen. Diesen Waschschritt noch zweimal wiederholen (Insgesamt: drei Waschschritte). Anschließend die Platte auf saugfähigem Papier ausklopfen, um restliche Waschflüssigkeit zu entfernen. Die Waschschritte sind in der selben Reihenfolge wie die Pipettierschritte durchzuführen. 4. 100 μl des HRP IgG Konjugates in jede Kavität geben. Sterile Pipetten verwenden! Nur das benötigte Volumen an Konjugat aus der Flasche entnehmen. UNBENUTZTES KONJUGAT NICHT IN DIE FLASCHE ZURÜCKPIPETTIEREN. KONTAMINATIONSGEFAHR!! Abgedeckte Streifen bei Raumtemperatur 30 Minuten inkubieren, wie in 2. beschrieben. 5. Waschen: Schritt Nr. 3 wiederholen. 6. 100 µl TMB Chromogen in jede Kavität geben. 30 Minuten im Dunkeln bei Raum-temperatur inkubieren. 7. 100 µl HRP Stopplösung in jede Kavität pipettieren Bei der Hinzugabe der Stopplösung dieselbe Reihenfolge und Zeitplan wie bei der Hinzugabe des TMB Chromogens einhalten. Die Mikrotiterplatte vorsichtig schütteln. 8. Die optische Dichte (OD) jeder Kavität bei 450 nm innerhalb einer Stunde nach Abstoppen der Reaktion ablesen. Es wird eine bichromatische Messung mit 620 nm als Referenzwellenlänge 3

empfohlen. Qualitätskontrolle 1. Die M2 EP (MIT3) ELISA Low Positive Kontrolle, die M2 EP (MIT3) ELISA High Positive Kontrolle und die ELISA Negative Kontrolle sollten bei jedem Testansatz mitgeführt werden, um sicherzustellen, daß alle Reagenzien und der Testansatz insgesamt ordnungsgemäß funktionieren. 2. Da die M2 EP (MIT3) ELISA Low Positive Kontrolle, die M2 EP (MIT3) ELISA High Positive Kontrolle und die ELISA Negative Kontrolle vorverdünnt sind, entfällt der Verdünnungsschritt der Patientenproben für die Kontrollen. 3. Zusätzliche Kontrollen zur Qualitätssicherung können gemäß den Richtlinien nationaler oder internationaler Regulierungs- oder Akkreditierungsbehörden eingesetzt werden. Geeignete Kontrollen können aus Humanserum gewonnen und bei <-20 C gelagert werden. 4. Um sicher zu sein, daß alle Patientenwerte korrekt sind, müssen die nachfolgenden Kriterien erfüllt werden (Wurden ein oder mehrere Kriterien nicht erfüllt, so ist das Ergebnis als ungültig zu betrachten und der Testansatz ist zu wiederholen). a. Die Absorption der vorverdünnten M2 EP (MIT3) ELISA High Positive Kontrolle muß größer sein als die Absorption der vorverdünnten M2 EP (MIT3) ELISA Low Positive Kontrolle. Die Absorption der Low Positive Kontrolle wiederum muß größer sein als die der vorverdünnten ELISA Negativkontrolle. b. Die Absorption der vorverdünnten M2 EP (MIT3) ELISA High Positive Kontrolle muß größer als 1,0 sein, die Absorption der vorverdünnten Negative Kontrolle darf nicht größer als 0,2 sein. c. Die Absorption der M2 EP (MIT3) ELISA Low Positive Kontrolle muß mehr als doppelt so hoch sein wie die Absorption der ELISA Negative Kontrolle oder über 0,25 liegen. d. Die ELISA Negative Kontrolle und M2 EP (MIT3) ELISA High Positive Kontrolle dienen der Sicherstellung der ordnungsgemäßen Funktionsweise des Testansatzes. Die M2 EP (MIT3) ELISA High Positive Kontrolle stellt die Präzision am Cut-off des Tests nicht sicher. e. Der Anwender sollte unter anderem das NCCLS Dokument Nr. C24-A2 für zusätzliche Hinweise zur zeitgemäßen Qualitätskontrolle beachten. 21 Berechnung der Ergebnisse Zunächst sind die Mittelwerte der OD für die Doppelbestimmungen zu berechnen. Alle weiteren Berechnungen werden dann mit den entsprechenden Mittelwerten durchgeführt. Die Reaktivität jeder Patientenprobe wird bestimmt durch die Division des Mittelwertes der Proben-OD durch den Mittelwert der Low Positive Kontrolle und der Multiplikation dieses Ergebnisses mit dem chargenspezifischen Wert der M2 EP (MIT3) ELISA Low Positive Kontrolle. Die chargenspezifischen Werte sind auf dem Fläschchenetikett aufgedruckt. OD der Probe Probenwert = x M2 EP (MIT3) ELISA Low Positive Kontrollwert (Units) M2 EP (MIT3) ELISA Low Positive Kontrolle OD Wert (Units) Die Reaktivität verhält sich zur Konzentration der vorhandenen Antikörper nicht linear. Zunahme und Abnahme der Antikörperkonzentrationen von Patienten werden durch einen entsprechenden Anstieg oder Abfall der Reaktivität angezeigt, diese Änderungen sind jedoch nicht proportional (d.h. eine Verdoppelung der Antikörperkonzentration führt nicht zu einer Verdoppelung der Reaktivität). Wird eine genauere Quantifizierung der Patientenantikörper gewünscht, sind serielle Verdünnungen der Probe durchzuführen und der Titer der zuletzt als positiv gemessen wurde, sollte als Patienten-Antikörpertiter bewertet werden. Interpretation der Ergebnisse Dieser ELISA-Test ist sehr sensitiv und in der Lage, sogar kleine Unterschiede in Patientenpopulationen zu messen. Die folgenden Werte dienen als Beispiel für die Interpretation der Testergebnisse. Es wird empfohlen, daß sich jedes Labor seine eigenen Normalwerte, basierend auf eigener Technik, Kontrollen, Ausrüstung und Patientenpopulation erarbeitet. Proben werden gemäß der folgenden Tabelle als negativ, fragwürdig oder positiv interpretier: Units Negativ <20 Fragwürdig 20,1 24,9 Positiv >25 1. Ein positives Ergebnis zeigt das Vorhandensein mitochondrialer Antikörper an und legt die Möglichkeit der Primären biliären Zirrhose nahe. 2. Ein negatives Ergebnis deutet auf das Nichtvorhandensein von mitochondrialen Antikörpern oder auf Konzentrationen unterhalb der Nachweisgrenze des Testsystems. 3. Wir schlagen vor, die Laborergebnisse mit folgendem Hinweis zu versehen: Die folgenden Ergebnisse wurden mit dem INOVA QUANTA Lite TM M2 EP (MIT3) ELISA erzielt. M2 EP (MIT3) Werte, die mit Testsystemen anderer Hersteller erzielt wurden, können nicht untereinander ausgetauscht werden. Die Höhe des gefundenen IgG-Titers kann nicht mit einem Endpunkttiter in Korrelation gebracht werden. 4

Grenzen des Verfahrens 1. Immunkomplexe oder andere Immunoglobulin-Aggregate im Patientenserum können nichtspezifische Bindungen und falsch-positive Ergebnisse hervorrufen. 2. Nicht alle Primäre biliäre Zirrhose Patienten haben mitochondriale Antikörper. 3. Ergebnisse dieses Testes müssen im Zusammenhang mit klinischen Ergebnissen und anderen serologischen Tests verwendet werden. 4. Die Leistungscharakteristika für andere Untersuchungsmaterialien als Serum wurden nicht bestimmt. Erwartungswerte Die Prävalenz von PBC reicht von geschätzten 2 Fällen pro 100.000 Einwohnern in Japan und Australien bis zu 40 Fällen pro 100.000 Einwohnern in den USA. 3, 6 Während angenommen wird, dass im Allgemeinen 90-95 % der PBC-Patienten Anti-Mitochondriale Antikörper besitzen, hängt die Nachweisfrequenz von der beobachteten Kohorte ab, wobei die Empfindlichkeit auf bis zu 72 % sinken kann. 11 Die AMA-Spezifität mit IFA auf PBC liegt im Bereich von 95-97 %. 11 Normalbereich Anti-M2 (MIT3) Antikörper bei asymptomatischen gesunden Personen Mit dem Quanta Lite TM M2 EP (MIT3)-ELISA wurden 520 asymptomatische, gesunde Personen auf M2 EP(MIT3)-Antikörper getestet. Für 299 Proben lagen Informationen zu Alter und Geschlecht vor. Der Altersbereich lag zwischen 18-78 Jahren und umfasste 150 Männer und 149 Frauen. Der Durchschnittswert für diese Population lag bei 7,6 Einheiten, der Medianwert bei 6,0 Einheiten. Die Spezifität des Assays lag für normale Personen bei 98,5 % (512/520). Zwei reaktive Proben zeigten bei IFA-Untersuchung klare AMA- Muster. Specific Performance Characteristics Die Frequenz der mit dem QUANTA Lite TM M2 EP (MIT3)-ELISA an insgesamt 980 aus verschiedenen klinischen Kohorten stammenden, definitiven PBC- (978) oder PBC/Autoimmun-Hepatits-Proben (AIH) (2) nachgewiesenen M2 (MIT3)-Antikörper wird in Tabelle 1 wiedergegeben. Proben mit AIH, bekannt AMAnegative PBC-Patienten oder Patienten mit Verdacht auf, aber nicht bestätigter Erkrankung wurden ausgeschlossen. Die Gesamtempfindlichkeit des Assays lag bei 87,3 % (856/980). Die Spezifität des Assays lag bei 98,7 % (590/598). Der positive Vorhersagewert lag bei 99,1 %, der negative Vorhersagewert bei 82,6 %. Die Durchschnitts- und Medianwerte für alle Non-PBC und PBC/AIH lagen bei 7,5 bzw. 5,9 Einheiten. Tabelle 1: Empfindlichkeit von QUANTA Lite TM M2 EP (MIT3) ELISA N=1578 QUANTA Lite TM M2 EP (MIT3) ELISA Patienten-gruppe n= pos fragw. neg PBC (967) or PBC/AIH (13) 980 856 2 122 Gesunde Kontrollen (520); Primär Sklerosierende Cholangitis-PSC (46), Kontrollen von anderen Erkrankungen (31) 598 8 4 586 Sensitivität: 87,3% (856/980); 95% Konfidenzintervall (CI): 85,1% to 89,4% Spezifität: 98,7% (590/598); 95% CI: 97,4% to 99,4% Kreuzreaktivität Seren von 155 Patienten mit Non-PBC-Lebererkrankung (70 AIH, 46 PSC, 8 AIH/PSC) und Autoimmun- oder Infektionskrankheit (3 LKM-1, 2 SLA, 3 GPA, 3 Chromatin, 3 ASCA, 2 Sm, 2 RNP, 2 SS-A, 2 SS-B, 2 Scl-70, 2 Jo-1, 1 SLE, 2 HCV, 2 mit Verdacht auf Non-PBC-Lebererkrankung) wurden mit dem QUANTA Lite TM M2 EP (MIT3)-ELISA getestet, um die Spezifität das Assays zu bewerten. Keines der Seren von Autoimmunoder Infektionskrankheiten wurde mit dem QUANTA Lite TM M2 EP(MIT3)-ELISA als positiv interpretiert. Fünf AIH-Proben waren positiv, diese können jedoch ein nicht diagnostiziertes oder entstehendes AIH/PBC- Syndrom besitzen. Keine der AIH- oder AIH/PSC-Proben gingen in die Spezifitätsberechnung mit ein. Präzision und Reproduzierbarkeit Die Intra-Assay-Leistung wurde ermittelt, indem 6 Proben jeweils 6 mal getestet wurden. Tabelle 2: Intra-Assay-Leistung von QUANTA Lite TM M2 EP(MIT3) ELISA A B C D E F Mean unit 123,8 7,3 55,4 11,8 168,2 8,1 SD 3,46 0,95 3,14 0,96 2,55 0,78 CV % 2,8 13,0 5,7 8,1 1,5 9,7 Die Inter-Assay-Leistung wurde ermittelt, indem 5 Proben, die stark positive Kit-Kontrolle (HPC) und negative Kontrolle (NC) im Doppelansatz 3 Tage lang zweimal täglich (einmal morgens und einmal nachmittags) getestet wurden. Tabelle 3: Inter-Assay-Leistung von QUANTA Lite TM M2 EP (MIT3) ELISA HPC NC A B C D E Mean units 112,7 2,2 110,3 7,8 54,4 11,6 160,3 SD 2,98 0,16 2,56 1,27 1,57 0,61 4,30 CV % 2,6 7,4 2,3 16,2 2,9 5,3 2,7 5

Referenzen 1. Kaplan, M. M. Primary biliary cirrhosis. N Engl J Med 335, 1570-1580 (1996). 2. Heathcote, E. J. Management of primary biliary cirrhosis. The American Association for the Study of Liver Diseases practice guidelines. Hepatology 31, 1005-1013 (2000). 3. Feld, J. J. & Heathcote, E. J. Epidemiology of autoimmune liver disease. J Gastroenterol Hepatol 18, 1118-1128 (2003). 4. Talwalkar, J. A. & Lindor, K. D. Primary biliary cirrhosis. Lancet 362, 53-61 (2003). 5. Jones, D. E., Watt, F. E., Metcalf, J. V., Bassendine, M. F. & James, O. F. Familial primary biliary cirrhosis reassessed: a geographically-based population study. J Hepatol 30, 402-407 (1999). 6. Kim, W. R. et al. Epidemiology and natural history of primary biliary cirrhosis in a US community. Gastroenterology 119, 1631-1636 (2000). 7. Metcalf, J. V. et al. Natural history of early primary biliary cirrhosis. Lancet 348, 1399-1402 (1996). 8. Kisand, K. E. et al. The follow-up of asymptomatic persons with antibodies to pyruvate dehydrogenase in adult population samples. J Gastroenterol 36, 248-254 (2001). 9. Prince, M., Chetwynd, A., Newman, W., Metcalf, J. V. & James, O. F. Survival and symptom progression in a geographically based cohort of patients with primary biliary cirrhosis: follow-up for up to 28 years. Gastroenterology 123, 1044-1051 (2002). 10. Walker, J. G., Doniach, D., Roitt, I. M. & Sherlock, S. Serological Tests in Diagnosis of Primary Biliary Cirrhosis. Lancet 39, 827-831 (1965). 11. Muratori, P. et al. 'True' antimitochondrial antibody-negative primary biliary cirrhosis, low sensitivity of the routine assays, or both? Clin Exp Immunol 135, 154-158 (2004). 12. Berg, P. A. & Klein, R. Mitochondrial antigens and autoantibodies: from anti-m1 to anti-m9. Klin Wochenschr 64, 897-909 (1986). 13. Fussey, S. P., Guest, J. R., James, O. F., Bassendine, M. F. & Yeaman, S. J. Identification and analysis of the major M2 autoantigens in primary biliary cirrhosis. Proc Natl Acad Sci USA 85, 8654-8658 (1988). 14. Vergani, D. & Bogdanos, D. P. Positive markers in AMA-negative PBC. Am J Gastroenterol 98, 241-243 (2003). 15. Miyakawa, H. et al. Detection of antimitochondrial autoantibodies in immunofluorescent AMAnegative patients with primary biliary cirrhosis using recombinant autoantigens. Hepatology 34, 243-248 (2001). 16. Moteki, S. et al. Use of a designer triple expression hybrid clone for three different lipoyl domain for the detection of antimitochondrial autoantibodies. Hepatology 24, 97-103 (1996). 17. Fritzler, M. J. & Manns, M. P. Anti-mitochondrial autoantibodies. Clin Appl Immunol Rev 3, 87-113 (2002). 18. Nishio, A., Keeffe, E. B. & Gershwin, M. E. Immunopathogenesis of primary biliary cirrhosis. Semin Liver Dis 22, 291-302 (2002). 19. Leung, P. S. et al. Use of designer recombinant mitochondrial antigens in the diagnosis of primary biliary cirrhosis. Hepatology 15, 367-372 (1992). 20. Biosafety in Microbiological and Biomedical Laboratories, Fourth Edition, HHS Pub#(CDC) 93-8395, (CDC/NIH, 1999). 21. Internal Quality Control: Principles and Definitions, Approved Guidline, NCCLS Doc C24-A2 (National Committee for Clinical Laboratory Standards, 1991). Hersteller: INOVA Diagnostics, Inc. 9900 Old Grove Road San Diego, CA 92131 United States of America Autorisierter Repräsentant: Medical Technology Promedt Consulting GmbH Altenhofstrasse 80 D-66386 St. Ingbert, Germany Tel.: +49-6894-581020 Fax.: +49-6894-581021 www.mt-procons.com Technical Service 888-545-9495 624540 November 2005 Revision DEU0 6