Taxonomische Bestimmung von Makrozoobenthos

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1 Seite 1 von 13 Inhalt 1. Ziel Geltungsbereich Begriffe und Abkürzungen Zuständigkeiten Beschreibung des Ablaufes Anwendungsbereich Grundlage des Verfahrens Störungen Geräte, Arbeitsmaterialien Chemikalien Arbeitsschutz und Sicherheitsmaßnahmen Durchführung des Verfahrens Durchführung der Bestimmung Dokumentation Anlegen von Rückstellproben, Beleg- und Vergleichssammlungen, Probenkonservierung und Kennzeichnung Qualitätssicherungsmaßnahmen Literatur Nachweisführung Behandlung von Abweichungen 7 8. Mitgeltende Unterlagen Anhang Anhang 1: Geräte- und Materialliste Anhang 2: Beispiel Bestimmungsprotokoll MZB-Taxa Anhang 3: Beispiel Laufzettel Anhang 4: Anleitung für die Anlage einer Belegsammlung Hinweis zur Dokumentänderung Erstellt von: Q-Zirkel FB 55 (Lacombe) Datum / Unterschrift: Fachlich geprüft von: Q-Zirkel FB 55 (Kramer) Datum / Unterschrift: QM-geprüft von: QMK (Schmeer) Datum / Unterschrift: Freigegeben von: FBL (Dr. Arndt) Datum / Unterschrift: , Gez. Lacombe , Gez. Kramer , Gez. Schmeer , Gez. Dr. Arndt

2 Seite 2 von Ziel Ziel dieser ist es, eine einheitliche Vorgehensweise bei der Bestimmung von zu beschreiben. 2. Geltungsbereich Gesamtes LANUV Abteilungen Abteilung 1 Abteilung 2 Abteilung 3 Abteilung 4 Abteilung 5 Abteilung 6 Abteilung 7 Abteilung 8 Fachbereiche FB 55 Fach- bzw. Sachgebiete 3. Begriffe und Abkürzungen Es gelten die allgemeinen bzw. übergreifenden Begriffe und Abkürzungen des QM-Systems im LANUV, die im Dokument 000-ODO-SD-001 Glossar des QM-Systems im LANUV aufgeführt sind. Nachfolgend sind zusätzlich in diesem Dokument verwendete Begriffe und Abkürzungen aufgeführt und erläutert. MZB Saprobienindex PERLODES Potamon-Typie-Verfahren (PTI) Operationelle Taxaliste (OT) Erweiterte operationelle Taxaliste (Gesamtheit der Benthosorganismen, deren Individuen oder Kolonien ohne besondere optische Hilfsmittel erkennbar sind) Angabe für die saprobielle Belastung (biologisch abbaubare organische Wasserinhaltsstoffe) eines Fließgewässers (Zahl zwischen 1,0 und 4,0) gemäß DIN (M1) Deutsches Verfahren zur Untersuchung der biologischen Qualitätskomponente gemäß Anhang V der EG-Wasserrahmen-Richtlinie (WRRL) Verfahren zur ökologischen Bewertung der Fließgewässertypen 10 (kiesgeprägte Ströme) und 20 (sandgeprägte Ströme) sowie der Schifffahrtskanäle nach Maßgabe der EG-WRRL Standardisierte Mindestanforderung an die Bestimmung von aus Fließgewässern zum Zweck der Umsetzung der EG-WRRL in Deutschland Mindestanforderung an die Bestimmung von aus Fließgewässern zum Zweck der Umsetzung der der EG-WRRL in Nordrhein-Westfalen, basierend auf der Operationellen Taxaliste (OT) und der Taxaliste der

3 Seite 3 von 13 DIN M1 ASTERICS Organismenteam GÜS-DB Software zur Berechnung der ökologischen Qualität von Fließgewässern auf der Basis von Makroinvertebraten FB interne Gruppe von Fachleuten Gewässerüberwachungssystem-Datenbank 4. Zuständigkeiten Zuständig für die Umsetzung dieser ist der Fachbereich 55. Die Standortbiologinnen/Standortbiologen regeln die Zuständigkeiten vor Ort. Dies ist in der jeweiligen Liste der Standortspezifischen bzw. Stützpunktspezifischen Regelungen (550-BIO-LI-001) dokumentiert (siehe Kapitel 8: Mitgeltende Unterlagen). 5. Beschreibung des Ablaufes 5.1 Anwendungsbereich Diese beschreibt das Verfahren zur taxonomischen Bestimmung von Makro- Zoobenthos, unabhängig von dem verwendeten Probenahmeverfahren. 5.2 Grundlage des Verfahrens Als Arbeitsgrundlage für die Bestimmung des dient die erweiterte operationelle Taxaliste. Sie gibt ein definiertes Mindestbestimmungsniveau für alle verfahrensrelevanten Taxa vor. Die Einhaltung des Mindestbestimmungsniveaus ist Voraussetzung für eine qualitätsgesicherte Bewertung der Saprobie bzw. des ökologischen Zustands von Gewässern. 5.3 Störungen Die Bestimmbarkeit der Taxa kann durch folgende Faktoren erschwert sein: falscher Probenahmezeitpunkt (jahreszeitliche Aspekte) starke mechanische Beanspruchung während der Probenahme oder des Transportes ungeeignetes oder nicht richtig dosiertes Konservierungs- und Fixierungsmittel Konservierung von Organismen, die nur lebend eindeutig bestimmt werden können ungeeignete Lagerung der Probe (Ausbleichung, Eintrocknung) mangelnde Ausstattung des Arbeitsplatzes (Lupe, Mikroskop, Beleuchtung) mangelnde Ausbildung bzw. fehlendes Fachwissen der untersuchenden Person 5.4 Geräte, Arbeitsmaterialien Die Ausrüstung zur Bestimmung ist in der Geräte- und Materialliste aufgelistet (s. Anhang). 5.5 Chemikalien Zum Konservieren der Organismen wird 70 bis 96%-iger Ethanol (vergällt) verwendet.

4 Seite 4 von 13 In Einzelfällen können weitere Chemikalien (wie z. B. Milchsäure) verwendet werden. Dazu sind die Hinweise in der verwendeten Bestimmungsliteratur zu beachten. 5.6 Arbeitsschutz und Sicherheitsmaßnahmen Für den Umgang mit und die Lagerung von den verwendeten Chemikalien gelten die einschlägigen Unfallverhütungsvorschriften, Betriebsanweisungen und Gefahrstoffblätter. Während der Bearbeitung unter der Lupe oder dem Mikroskop kann die Probe vorübergehend in Leitungswasser überführt werden, um die Entwicklung störender Dämpfe einzuschränken Durchführung des Verfahrens Durchführung der Bestimmung Die Organismenproben wurden in der Regel im Rahmen der Lebendsortierung im Freiland (oder alternativ der Sortierung im Labor) vorsortiert. Die vor Ort ermittelten Daten (z.b. Häufigkeiten) sind in dem Protokoll MZB-Taxa (550-BIO-FV-003) dokumentiert. Tierarten, die lebend bestimmt werden müssen, werden in geeigneten Gefäßen mit wenig Wasser kühl und dunkel aufbewahrt und schnellstmöglich bestimmt. Die für die weitergehende Bestimmung mit Ethanol konservierten Organismen sind dagegen für längere Zeit haltbar. Die Bestimmung erfolgt mit Hilfe der jeweils aktuellen Bestimmungsliteratur (s. Monitoring Leitfaden Anhang D9, und DIN M1) und weitere Bestimmungshilfen (Schulungsmaterialien, Fotomaterial, Vergleichssammlungen). Die Bestimmung der Organismen wird in der Regel mit Hilfe einer Stereolupe durchgeführt. Für diese Arbeit ist eine ca. 80-fache Vergrößerung sowie die Möglichkeit der Durchlicht- Beleuchtung erforderlich. Für die korrekte Differenzierung innerhalb einiger Organismengruppen (z.b. Ephemeroptera, Coleoptera, Oligochaeta) ist darüber hinaus die Verwendung eines Mikroskops mit bis zu 400-facher Vergrößerung notwendig. Es müssen alle mitgebrachten Organismen bearbeitet werden Dokumentation Name und Anzahl der bestimmten Organismen werden in das Protokoll MZB-Taxa eingetragen. Das Protokoll kann zur schnelleren Arbeitserledigung bereits vorbereitet werden und die Namen von Organismen enthalten, die in dem jeweiligen Gewässersystem bei früheren Untersuchungen nachgewiesen worden sind. Ein Beispiel für ein solches Bestimmungsprotokoll findet sich im Anhang.

5 Seite 5 von 13 Konnte vor Ort nur eine höhere taxonomische Einheit erkannt werden (z.b. Gattung, Ordnung) und stellt sich bei der Bestimmung im Labor heraus, dass hierin mehrere Taxa enthalten sind, so sind deren Abundanzen anteilig auf die vor Ort ermittelte Gesamtabundanz für diese taxonomische Einheit zu verteilen. Dieser Schritt ist auf dem Protokoll zu dokumentieren. Wurde vor Ort die Gesamtprobe geteilt und nur ein Teil ausgezählt und bestimmt, so sind die A- bundanzen für die bestimmten Taxa entsprechend auf die Gesamtprobe hochzurechnen und im Protokoll zu vermerken. Gleiches gilt auch für den Fall, wenn bei dem Multi-Habitat-Sampling weniger als 20 Teilproben genommen wurden. Abschließend wird das Ergebnis der Bestimmung in die GÜS-DB eingegeben. Der Abschluss der Bestimmungsarbeiten an einer Probe und die Eingabe in die GÜS-DB muss dokumentiert werden. Näheres siehe Liste Standort-, Stützpunktspezifische Regelungen Anlegen von Rückstellproben, Beleg- und Vergleichssammlungen, Probenkonservierung und Kennzeichnung Es ist sowohl eine Beleg- als auch eine Vergleichssammlung anzulegen. Der Rest ist als Rückstellprobe bis zum Abschluss der Qualitätssicherung aufzubewahren. Die Belegsammlung gilt als Nachweis der bei jeder einzelnen Probenahme nachgewiesenen Taxa. Eine Anleitung für die Anlage einer Belegsammlung findet sich im Leitfaden D9 sowie im Anhang dieser AA. Die Belegproben sind 6 Jahre aufzubewahren. Eine Vergleichssammlung dient der Dokumentation aller eindeutig bestimmten Taxa einer größeren Region (z.b. des Dienstbezirks eines LANUV-Standorts). Sie kann einzugsgebietsbezogen aufgebaut sein. Mit Hilfe einer Vergleichssammlung ist ein interner Abgleich der Bestimmungsergebnisse im Rahmen der Qualitätskontrolle möglich. Die Vergleichs sammlung wird ständig gepflegt und dauerhaft aufgehoben. Die Vergleichssammlung wird analog zur Anleitung für die Anlage einer Belegsammlung aufgebaut. Organismen für die Beleg- und Vergleichssammlung werden in Ethanol konserviert. Der Alkoholstand der Beleg- und Vergleichsproben ist einmal jährlich zu kontrollieren und ggf. aufzufüllen Qualitätssicherungsmaßnahmen Vergleichsuntersuchungen Rückstellproben Anlegen von Beleg- und Vergleichssammlungen stichprobenartige Qualitätskontrolle durch externe Spezialisten interne gegenseitige Kontrollbestimmungen FB interne Organismenteams zum Austausch von Fachwissen regelmäßige Teilnahme an Weiterbildungen und Bestimmungsübungen

6 Seite 6 von 13 Darüber hinaus ist ein regelmäßiger Erfahrungsaustausch mit anderen Bearbeitern und Spezialisten für taxonomische Fragen von besonderer Wichtigkeit. Sind im Rahmen einer PL-Kontrolle nachträgliche Änderungen bei den Taxa vorzunehmen, so sind diese auf dem Bestimmungsprotokoll und in der GÜS-DB zu dokumentieren. Nachträglich ist eine Neuberechnung erforderlich Literatur Bestimmungsliteratur im Internet unter: DIN (2003): Biologisch-ökologische Gewässeruntersuchung (Gruppe M) - Teil 1: Bestimmung des Saprobienindex in Fließgewässern (M 1). - Deutsches Institut für Normung e.v., Beuth Verlag GmbH, Berlin, 51 S. Erweiterte Operationelle Taxaliste (LANUV 2010), derzeit unveröffentlicht, Einstellung unter Haase, P., Sundermann, A. und Schindehütte, K.: Operationelle Taxaliste als Mindestanforderung an die Bestimmung von proben aus fließgewässern zur Umsetzung der EU-Wasserrahmenrichtlinie in Deutschland ( Leitfaden Monitoring Oberflächengewässer Teil D, Anlage 9: Verfahrensbeschreibung MZB Fließgewässer Bestimmung, Taxaliste und Bewertung, Meier, C., Haase, P., Rolauffs, P., Schindehütte, K., Schöll, F., Sundermann, A., Hering, D. (2006): Methodisches Handbuch Fließgewässerbewertung - Handbuch zur Untersuchung und Bewertung von Fließgewässern auf der Basis des vor dem Hintergrund der EG-Wasserrahmenrichtlinie ( 6. Nachweisführung Dokument Führung Aufbewahrung Zeit Ort Vor-Ort- Protokolle Probenehmerin/ Probenehmer Probenehmerin/ Probenehmer 6 Jahre Siehe Liste Standort-/ Stützpunktspezifische Regelungen Belegsammlung Bearbeiterin/ Bearbeiter Bearbeiterin/ Bearbeiter 6 Jahre Siehe Liste Standort-/ Stützpunkt-

7 Seite 7 von 13 spezifische Regelungen Rückstellprobe Bearbeiterin/ Bearbeiter Bearbeiterin/ Bearbeiter Mindestens bis Abschluss der Qualitätskontrolle Siehe Liste Standort-/ Stützpunktspezifische Regelungen 7. Behandlung von Abweichungen Abweichungen von dem beschriebenen Verfahren sind in den Protokollen zu dokumentieren. Der jeweilige fachliche Vorgesetzte ist zu informieren. 8. Mitgeltende Unterlagen DIN M1 ( ) 551-BIO-LI BIO-LI BIO-LI BIO-LI BIO-LI BIO-LI BIO-LI BIO-LI BIO-FV BIO-FV BIO-FV ODO-SD-001 Bestimmung des Saprobienindex in Fliessgewässern (M1) Liste Standort-/Stützpunktspezifische Regelungen (Stützpunkt Eschweiler) Liste Standort-/Stützpunktspezifische Regelungen (Stützpunkt Albaum) Liste Standort-/Stützpunktspezifische Regelungen (Standort Bonn) Liste Standort-/Stützpunktspezifische Regelungen (Standort Düsseldorf) Liste Standort-/Stützpunktspezifische Regelungen (Standort Herten) Liste Standort-/Stützpunktspezifische Regelungen (Standort Lippstadt) Liste Standort-/Stützpunktspezifische Regelungen (Standort Minden) Liste Standort-/Stützpunktspezifische Regelungen (Stützpunkt Münster) Fließgewässer Allgemeines Vor-Ort-Protokoll Protokoll zur Festlegung der MZB-Teilproben Protokoll MZB-Taxa Glossar des QM-Systems im LANUV

8 Seite 8 von Anhang 9.1. Anhang 1: Geräte- und Materialliste Geräte- und Materialliste für die Bestimmung von Stereolupe, Vergrößerung ca. 80fach, mit Kaltlichtleuchte Mikroskop, Vergrößerung mind. 400fach, mit Beleuchtungseinrichtung ggf. Tischlupe, Vergrößerung ca. 10fach, mit Ringleuchte ggf. Mikroskopkamera Federstahlpinzetten, Uhrmacherpinzetten, Pinsel Petrischalen, Uhrdeckelglässchen o.ä. Probenröhrchen, Eppendorf-Hütchen (s. auch Anleitung für die Anlage einer Belegsammlung) Ethanol 70-90% Bestimmungsliteratur (siehe Kapitel )

9 Seite 9 von Anhang 2: Beispiel Bestimmungsprotokoll MZB-Taxa DV-Nr Taxon Anzahl Labor DV-Nr Taxon Anzahl Labor DV-Nr Taxon Anzahl Labor Trichoptera Diptera Isopoda 14 Anabolia nervosa 911 Chironomidae 1004 Asellus aquaticus Chaetopt./Stenophyla. 910 Chironomini 923 Drusus annulatus Chironominae 114 Glossosoma Chironomus ripar.-gr. Amphipoda 15 Halesus Diamesiniae 1001 Gammarus fossarum 9 Hydropsyche 132 Dicranota 1002 Gammarus pulex 125 Hydropsyche angusti. 120 Limoniidae 1079 Gammarus Hydropsyche incog. 604 Prodiamesa oliv. 849 Hydropsyche instabilis 765 Prosimulium Hirudinea Hydrops. pelluc.gr. 121 Psychodidae 1000 Erpobdella octoc. 116 Hydropsyche saxo. 260 Ptychopteridae 1266 Erpobdella vilnensis 848 Hydropsyche siltalai 13 Simuliidae 1017 Glossiphonia compl. 331 Hydroptila 762 Simulium 1335 Glossiphonia nebul. 378 Leptoderidae Simulium ornatum-gr Helobdella stagn. 126 Limnephilidae 900 Simulium (Wilhelmia) 152 Odontocerum albic. 502 Tanipodinae Ephemeroptera 342 Philopotamus 605 Tanytarsini 107 Baetis rhodani 960 Philopotamus mont. 146 Tipula 173 Baetis fuscatus 368 Polycentropodidae 43 Rheotanytarsus 7 Baetis sp. 144 Plectrocnemia consp. 278 Baetis vernus 12 Polycentrophus flavo. 34 Epeorus assimilis Potamophylax cing./lat./luct. 193 Habrophlebia lauta 611 Rhyacophila Rhyac. Coleoptera 669 Leptophlebia Rhyacophila 165 Agabus Leptophlebia subm. 408 Sericostoma 328 Anacaena 390 Rhithrogena 265 Silo pallipes 129 Anacaena globulus Rhithrogena 731 semicolorata-gr. 105 Tinodes Seratella ignita Plecoptera Pisces Gastropoda 142 Nemoura 9005 Gasterosteus acule Ancylus fluviatilis 9103 Barbatula barbatula 1036 Potamopyrgus antip. Turbellaria 9000 Cottus gobio 1412 Radix baltica/labiata 1011 Dugesia gonocephala 1958 Physella acuta 1104 Dugesia tigrina 1122 Polycelis nig/ten Sonstige Bivalvia 1113 Bryozoa 1037 Pisidium 1018 Fredericella sultana 1012 Sphaerium corn. Heteroptera 60 Aphelocheirus aes Hydrachnidae Oligochaeta Micronecta sp Ostracoda 1092 Eiseniella tetraed. 474 Velia 1093 Limnodrillus hoffm Spongillidae 1094 Lumbriculus varieg Stylodrilus hering. 124 Calopteryx splend Tubifex tubifex Megaloptera 1013 Tubificidae 250 Sialis fuligiosa 1937 Lumbriculidae 249 Sialis luteria 5891 Naididae Datum: Unterschrift Bearbeiter/in:

10 Seite 10 von Anhang 3: Beispiel Laufzettel Biologische Gewässeruntersuchung FB 55 Laufzettel Gewässer: Wupper Messstelle: Kohlfurther Brücke Messst.-Nr.: Probenahme Taxa-Bestimmung Taxa Eingabe PNA-Nr Parameter Datum / Kürzel Datum / Kürzel Datum / Kürzel MZB MP PoD Diatomeen

11 Seite 11 von Anhang 4: Anleitung für die Anlage einer Belegsammlung : Arbeitsanleitung zum Anlegen von Belegsammelproben im Rahmen der Qualitätssicherung Als qualitätssichernde Maßnahme bei der Bearbeitung von proben im Rahmen des Monitorings nach EG-WRRL werden die folgenden Vorgaben für das Anlegen einer Belegsammlung für NRW verbindlich festgelegt: eine Belegsammlung ist für jede biologische Probenahme anzulegen je nach Umfang des Belegmaterials werden 1 bis mehrere Belegsammelröhrchen angelegt (siehe Beispiel unten) in die Belegsammelröhrchen kommt mindestens 1 Exemplar je Taxon die Belegsammelröhrchen werden mit einem eindeutig beschrifteten Etikett versehen, das in der Größe dem Röhrchen optimal angepasst ist und dessen Beschriftung zu lesen ist, ohne das das Etikett herausgenommen werden muss. Auf dem Etikett ist die Messstellennummer, das Probenahmedatum, der Gewässername, der Gewässertyp, der Name des Probenehmers (leg.) und der Name des Bestimmers (det.) anzugeben (siehe Beispiel unten) das Etikett kommt in das Belegsammelröhrchen falls Tiere, die in der Gesamtprobe nur einmal vorhanden sind und zur Überprüfung oder für die Vergleichsammlung nicht in das Belegsammelröhrchen überführt werden, ist dies zu vermerken, indem ein zusätzliches Etikett in das Belegsammelröhrchen mit der Beschriftung: Taxon XX entnommen gelegt wird kleine und/oder abpräparierte Einzelteile von bestimmungsrelevanten Strukturen werden gegebenenfalls in kleine Eppendorfgefäße (1-2 ml) überführt, die dann zur weiteren Aufbewahrung in ein (evt. zusätzliches) Belegsammelröhrchen kommen (siehe Beispiel unten: Belegröhrchen 1 (3)) Einzeltiere, die unklar sind und zur Nachbestimmung verschickt werden sollen, werden ebenfalls in ein Röhrchen gegeben, das mit einem innen liegenden eindeutig beschrifteten Etikett (wie oben beschrieben) versehen ist. Die Röhrchen müssen absolut dicht und bruchsicher sein diese Vorgaben gelten auch für Proben, die an externe Büros vergeben werden. Beispiel:

12 Seite 12 von 13 Belegsammelröhrchen

13 Seite 13 von Hinweis zur Dokumentänderung - Kapitel 1 (Ziel) wurde neu eingefügt - Kapitel 4 (Zuständigkeiten) wurde textlich modifiziert - Kapitel wurde durch Kapitel 7 (Behandlung von Abweichungen) ersetzt - Kapitel 6 (Nachweisführung) wurde überaebeitet - Abschnitt 8 (Mitgeltende Unterlagen) wurde angepasst