Kurze Einführung in die Botanik. Skript zum Modul Biol502

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1 Kurze Einführung in die Botanik Skript zum Modul Biol502 von Dr. Krisztina Kolláth-Leiß Kursregeln: Die Übung biol502 umfasst sechs Kurstage. Es herrscht Anwesenheitspflicht an allen Kurstagen. Ein einmaliges Fehlen mit ärztlichem Attest ist zulässig. Das Vor- bzw. Nachholen einzelner Kurstage ist nach Absprache mit den jeweiligen Dozenten grundsätzlich möglich. Ein pünktliches Erscheinen zum Kursbeginn wird vorausgesetzt. Jeder Kurstag ist thematisch vorzubereiten (s. Literaturempfehlungen bzw. Vorlesung). In den Kursen ist aktive Mitarbeit erforderlich; d.h. alle vorgeschriebenen Präparate müssen vorbereitet und entsprechend zeichnerisch dokumentiert sein. Die erfolgreiche Kursteilnahme ist erforderlich, um zur Klausur zugelassen zu werden. Alle behandelten Themen und Präparate sind klausurrelevant.

2 Zu jedem Kurs mitzubringen sind: 1. Zeichenpapier DIN A5; Sie benötigen ein Blatt für jede Zeichnung; insg. sollten Blatt ausreichen 2. ein weicher und ein mittelharter Bleistift (keine billigen Bleistifte), Anspitzer, Radiergummi und Lineal 3. ein Set mit zehn Rasierklingen (Sorte Wilkinson ist am besten geeignet) 4. Objektträger und Deckgläser 5. Pinzette (und evtl. 1 Präpariernadel) 6. ein Küchenmesser o. ä. zum groben Zerschneiden von größeren Objekten Tabelle 1: Kurstermine und Themen Erste Semesterhälfte Datum 1 Mo Fr Mo Zweite Semesterhälfte Datum Mo Fr Mo Themen Allgemeines Zelle und Zellwand Zellorganellen Spross und Leitbündel Fr Mo Fr Mo Fr Mo Fr Mo Fr Fr Mo Fr Mo Fr Mo Fr Mo Fr Sekundäres Dickenwachstum Wurzel Blatt Blüte, Samen & Frucht 2

3 Tabelle 2: Liste der anzufertigenden Zeichnungen Kurs Zeichnungen 1 Zelle und Zellwand Allium cepa: Aufbau Epidermis (ÜZ) und Pflanzenzelle (DZ) Zellorganellen Elodea canadensis: Chloroplasten und Rotationsströmung (DZ) Daucus carota, Capsicum spec.: Chromoplasten (DZ) Solanum, Avena: Triticum spec.: Stärkekörner (DZ) 2 Spross und Leitbündel Ranunculus repens: Primärer Spross der Zweikeimblättrigen quer (ÜZ), offen kollaterales Leitbündel (DZ) Zea mays: Primärer Spross der Einkeimblättrigen quer (ÜZ) Cucurbita pepo: Leitbündel längs (DZ) 3 Sekundäres Dickenwachstum I Pinus spec.: Aufbau Gymnospermenholz (DZ) Sekundäres Dickenwachstum II Tilia spec.: Sekundäres Dickenwachstum, Holz und Bast (ÜZ und DZ) 4 Wurzel Arabidopsis thaliana: Keimlinge, Habitus der Wurzelspitze und Wurzelhaare (DZ) Zea mays spec.: Primäre Wurzel, quer (ÜZ), Endodermis (DZ) Daucus carota: Sekundäre Wurzel quer (ÜZ), Speicherwurzel längs (DZ) 5 Blatt Helleborus niger: Bifaziales C 3 -Blatt, quer (DZ) Saccharum offizinale: Bifaziales C 4 -Blatt, quer (DZ) Pinus nigra: Nadelblatt, quer (ÜZ und DZ) 6 Blüte, Samen & Frucht Lilium, Hosta oder Iris spec.: Blütenbau (ÜZ), Antheren (ÜZ), Thekenwand (DZ), Fruchtknoten quer (ÜZ), Samenanlage längs (ÜZ) Triticum aestivum; Aleuron (DZ) und Aufbau Embryo (ÜZ) ÜZ: Übersichtszeichnung DZ: Detailzeichnung (zelluläre, dreikonturige Zeichnung) 3

4 Abbildung 1: Vereinfachte Darstellung der Entwicklung der Pflanzen mit den wichtigsten systematischen Begriffen 4

5 1. Vorbereitung der Präparate, Mikroskopie, Dokumentation 1.1. Präparationstechnik Damit die mikroskopischen Strukturen gut sichtbar sind, ist ein guter Handschnitt Voraussetzung. Als Faustregel gilt, dass man pro Schnitt eine neue Rasierklinge verwenden sollte, da diese sehr schnell stumpf werden. Am besten eignen sich die Klingen der Marke Wilkinson! Jeder Studierende sollte eine Packung kaufen. Die Abbildung zeigt die Vorgehensweise beim Schneiden. Je Präparat sind 5-10 Schnitte notwendig, um einen guten zu finden. Es ist nicht notwendig, das Präparat vollständig zu schneiden. Meist reicht ein Fragment. Sehr weiche oder dünne Präparate schneidet man mit Hilfe von Styroporhaltern: 1.2 Anfärben der Präparate Um bestimmte Strukturen besser zu erkennen bzw. um einzelne Zelltypen voneinander zu unterscheiden, wird es empfohlen, einzelne Präparate anzufärben. Für diese Zwecke stehen im Kursraum verschiedene Färbelösungen bereit (s. Tabelle). Bitte beachten Sie die Anweisungen der Kursleiter! Tabelle 3: Die in dem Kurs zur Verfügung stehenden Färbelösungen Was? Womit? Welche Farbe? Cellulose (prim. Wand) FCA (Astrablau) blau Lignin (sek. Wand) FCA (Fuchsin) rot Cutin, Suberin, Endodermin FCA (Chrysoidin) gelb-orange Fett (Speichergewebe) Sudan III rot-braun Stärke (Speichergewebe) Jod/Jodkalium blau 5

6 1.3 Mikroskopie Weitere Information erhalten Sie unter: 6

7 Anleitung zum Einstellen des Beleuchtungsstrahlengangs am Mikroskop (Köhlern) 1. Scharfstellen des Präparates bei voll geöffneter Leuchtfeldblende. 2. Schließen der Leuchtfeldblende. 3. Fokussieren des Blendenbildes (durch Heben oder Senken des Kondensors mit Hilfe der Kondensorschraube). 4. Zentrieren des Blendenbildes (mit Hilfe der Zentrierschrauben). 5. Öffnen der Leuchtfeldblende, bis das Sehfeld vollständig ausgeleuchtet ist (bei kleinen Objektiven Kondensor-Hilfslinse ausschwenken). 6. Kondensorblende so einstellen, dass der notwendige Kontrast am Präparat erreicht ist. 7. Immer von kleinen Objektiven ausgehen; bei dem nächst größeren ist dann nur noch nachjustieren nötig. 1.4 Dokumentation Die Dokumentation der Beobachtungen erfolgt zeichnerisch. Diese Art der Ergebnissicherung trägt zu tieferem Verständnis und zum größeren Lernerfolg bei, als es mit anderen Dokumentationsmethoden erzielt werden könnte. Zusätzlich zu den Zeichnungen dürfen Sie selbstverständlich Fotos anfertigen, die aber nicht als Dokumentation bewertet werden Muster für die Zeichnung von Zellen im Detail 1. Umrisse der ersten Zelle zeichnen 2. Nachbarzellen zeichnen oder zumindest andeuten 3. Zellwände einzeichnen (Detail) 7

8 1.4.2 Muster für die Zeichnung von Geweben Bei komplexen Geweben o.ä. wird die Zeichnung etwas vereinfacht: Zellen mit verdickten Zellwänden werden dreikonturig gezeichnet, Zellen mit unverdickten Zellwänden mit einer Kontur: Jede Zeichnung soll einheitlich beschriftet werden. Wählen Sie eine eindeutige Überschrift, die genau beschreibt, was Sie darstellen wollen! Die systematische Einordnung des präparierten Organismus gehört genauso zur vollständigen Dokumentation, wie die Angabe der Vergrößerung, der Färbemethode und des Datums. Beschriften Sie alle Strukturen mit den korrekten botanischen Begriffen. Sie können die Vergrößerung als Produkt der Vergrößerungen des verwendeten Objektivs (4,2-40fach) und des Okulars (immer 10) angeben. (Beispiel: wenn Sie den 40-er Objektiv benutzen, verwenden Sie eine 40 (Vergrößerung Objektiv) x 10 (Vergrößerung Okular) =400 fache Vergrößerung). Abbildung 2: Beispiel zur Anfertigung und Beschriftung einer Zeichnung. a. Übersichtszeichnung (ÜZ), b. Detailzeichnung (DZ), Beschriftung wie ÜZ 8

9 Kurstag 1: Die pflanzliche Zelle, Aufbau der Zellwand Vorzubereitende Themen: Mikroskop: grober Aufbau, Funktionsweise, Köhlern Färbung: s. Tabelle Epidermis als primäres Abschlussgewebe Festigungsgewebe (Unterschiede Kollenchym vs. Sklerenchym) Organellen in der Pflanzenzelle: Mitochondrien und Plastiden, verschiedene Formen von Plastiden; Funktion, Aufbau, Vorkommen Zytoplasmabewegungen Präparate: I. Zelle und Zellwand Allium cepa, Epidermisabzug im Wasser 1. Aufbau der Epidermis (ÜZ) 2. Aufbau der pflanzlichen Zelle (DZ) Tipps und Tricks: Bei roten (lila) Zwiebeln empfiehlt es sich, die Außenseite (konvexe Seite) der Zwiebelblätter zu präparieren, da dort die Vakuolen einen lila-farbigen Farbstoff (Anthocyane) enthalten und dadurch gut sichtbar sind. Es ist zwar einfacher, die Innenseite der Blätter zu präparieren; das dargebotene Bild unter dem Mikroskop ist aber schwieriger zu deuten. Beim Mikroskopieren kann die Kondensorblende zusätzlichen Kontrast bieten, wodurch feine Strukturen sichtbar werden. 1 1 Sämtliche Abbildungen dieses Skripts wurden mit den im Kurs vorhandenen Materialien angefertigt. Falls nicht anders gekennzeichnet, liegt das Urheberrecht bei Stefanie Grüttner und Krisztina Kolláth-Leiß. 9

10 II. Zellorganellen Elodea canadensis, ein Blatt im Wasser, Parenchym 3. Chloroplasten und Rotationsströmung (DZ) Tipps und Tricks: Die Rotationsströmung wird schneller sichtbar, wenn Sie das präparierte Blatt vor dem Mikroskopieren(!) mit voller Lichtintensität einige Minuten bestrahlen. Die Photodinese und die durch die Wärme der Lichtquelle erzeugte Thermodinese beschleunigen die Zytoplasmabewegung. (Vor dem Mikroskopieren unbedingt die Lichtintensität verringern!) Nicht in allen Zellen tritt die Beschleunigung gleichzeitig auf. Als Erstes ist sie in den Zellen sichtbar, die sich nahe der Mittelrippe des Blattes befinden. Daucus carota, Capsicum spec., dünner Schnitt aus dem Parenchym 4. A/B Chromoplasten, Carotinkristalle (DZ) Tipps und Tricks: Es ist schwierig, aus der Paprika und der Karotte lichtmikroskopisch dünne Präparate anzufertigen. Präparieren Sie nur kleine Schnitte (1-2 mm 2 ) aus dem Parenchym unter dem Abschlussgewebe. Solanum, Avena: Triticum spec., freie Amyloplasten im Wasser (ggf. I/IK-Färbung) 10

11 5. Amyloplasten (DZ) Tipps und Tricks: Bei diesen Präparaten handelt es sich nicht um Zellen im Zellverband, sondern um aus den Zellen freigesetzte Amyloplasten. Die Freisetzung erfolgt dadurch, dass das Parenchym während der Präparation mechanisch zerstört wird. Dazu Weizen- und Haferkörner durchschneiden und mit einer Präpariernadel feines Pulver aus dem Endosperm herauslösen und in dem vorbereiteten Tropfen Wasser aufnehmen. Das Wasser soll keine Stücke enthalten, sondern nur leicht trüb sein. Bei der Kartoffel die frische Schnittfläche mit der flach angelegten Rasierklinge so lange ankratzen, bis sich eine trübe Flüssigkeit ansammelt. Letztere mit Wasser auf dem Objektträger verdünnen. Zum Anfärben der Stärke steht Jod/Jodkalium-Lösung (s. Tabelle 3) bereit. Verdünnen Sie die Farbe und färben Sie nie das ganze Präparat, sondern bereiten Sie einen Gradienten vor. 11

12 Kurstag 2: Der primäre Spross und das Leitbündel Vorzubereitende Themen: Gewebe im primären Spross, Aufbau, Funktion Leitbündel: Unterschiedliche Typen Aufbau und Funktion von Xylem und Phloem Primärer Spross der Dikotyledonen und der Monokotyledonen Präparate: Ranunculus repens, Querschnitt des Sprosses in FCA-Lösung 1. Primärer Spross der Dikotyledonen (ÜZ) 2. Offen kollaterales Leitbündel (DZ) Tipps und Tricks: Damit das Mikroskopieren der Präparate richtig Spaß macht, sind beim Schneiden zwei wichtige Punkte zu beachten. Erstens muss die Schnittfläche möglichst genau 90 zu der Sprossachse liegen. Zweitens müssen die Schnitte so dünn angefertigt werden, dass das Deckgläschen gerade auf dem Objektträger auflegen kann, ohne zu kippeln. Beide Kriterien sind am einfachsten zu erfüllen, wenn das Schneiden mit Hilfe von Styropor-Stücken geschieht (s. dazu Beschreibung am Anfang des Skriptes). Des Weiteren sind eine frische Rasierklinge und beim Mikroskopieren ein gewissenhaftes Köhlern zielführend. Um die unterschiedlichen Zelltypen in den komplexen Geweben leichter zu identifizieren, verwenden wir statt Wasser FCA-Lösung. Es empfiehlt sich, mehrere Schnitte anzufertigen, um unter dem Mikroskop eine Auswahl an Präparaten beobachten zu können. Die Schnitte sind gut, wenn man die Zellen in den einzelnen Leitbündeln klar erkennen kann. 12

13 Zea mays: Sprossquerschnitt, quer, in FCA-Lösung 3. Primärer Spross der Monokotyledonen mit geschlossen kollateralen Leitbündeln (ÜZ) Tipps und Tricks: Da die meisten Sprossstücke zu breit sind, um sie unter dem Mikroskop zu beobachten, reicht es, einen Ausschnitt zu präparieren. Es gelten dieselben Regeln wie bei dem vorherigen Schnitt, außer dass es in diesem Fall zur Präparation kein Styropor benötigt wird. In einigen Fällen kann es vorkommen, dass der Spross noch von Blattscheiden umgeben ist. In diesem Fall folgen auf das Abschlussgewebe des Sprosses weitere, dünnere Schichten mit jeweils einer Schicht Leitbündel und den eigenen Abschlussgeweben des Blattes. 13

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15 Cucurbita pepo: Offen Bikollaterales Leitbündel im Längsschnitt, FCA-Lösung 4. Leitelemente im Längsschnitt (DZ) Tipps und Tricks: Es handelt sich hierbei um einen Längsschnitt! Die bikollateralen Leitbündel des Kürbis, die in zwei konzentrischen Kreisen (an der Innen- sowie Außenseite des Sprossquerschnittes) angeordnet sind, sind bereits mit bloßem Auge sichtbar (s. Abbildung). Am einfachsten ist es, ein Leitbündel in der Innenseite des Sprosses zu präparieren. Dazu schneiden Sie ein Tortenstück längs aus dem Kürbisspross aus. Jetzt liegt das innere Leitbündel für die Präparation frei. Schneiden Sie das Leitbündel längs in mehrere lichtmikroskopisch dünne Schnitte. Legen Sie die so erhaltenen Präparate in FCA-Lösung nebeneinander auf den Objektträger. Da es sich hierbei um ein bikollaterales Leitbündel mit von zwei Phloemstreifen umgebener Xylemschicht handelt, muss man nach den Elementen des Xylems etwas länger suchen. Nach der Färbung mit FCA-Lösung erscheinen die lignifizierten Tracheenwände rot, was die Suche nach dem Xylem erheblich erleichtert. Es ist durchaus möglich, dass man bei dem ersten Präparat das Xylem verfehlt; in diesem Fall versuchen Sie beim nächsten Leitbündel mehrere etwas dünnere Sektionen anzufertigen. Die Mühe lohnt sich auf jeden Fall: Findet man das Xylem, sind meistens mehrere Entwicklungsstadien der Tracheen gleichzeitig sichtbar. 15

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17 Kurstag 3: Der sekundäre Spross Vorzubereitende Themen: Sekundäres Dickenwachstum: Vorkommen (auch einige Monokotyledonen!), Funktion, anatomische Entwicklung der Sprossachse (Aristolochia-Typ) Wachstum in Höhe und Breite neue Leit- und Festigungselemente Unterschied zwischen Gymno- und Angiospermenholz, Tüpfel Bast der Angiospermen: Funktion und Aufbau Sekundäres Abschlussgewebe Präparate: Sekundäres Dickenwachstum der Gymnospermen Pinus spec., Querschnitt aus dem Holz in FCA-Lösung 1. DZ, Gymnospermenholz Tipps und Tricks: Vorsicht! Sehr verletzungsanfälliger Kurstag! Da das Material sehr hart ist, werden unbedingt frische Rasierklingen zum Schneiden benötigt. Um das Verletzungsrisiko zu minimieren, empfiehlt es sich, die Klingen noch in der Verpackung längs durchzubrechen; somit reduzieren Sie die Anzahl der gefährlichen Seiten. Da wir uns bei den Gymnospermen auf das innen liegende Holz konzentrieren wollen, können Sie vor dem Schneiden die äußeren Gewebe (Bast, Periderm) entfernen. Dieses geht ganz einfach entlang des sehr dünnwandigen Kambiumrings. Versuchen Sie nie ganze Querschnitte anzufertigen. Es reicht ein 2-3 mm 2 kleines Präparat. Achten Sie beim Schneiden auf die korrekte Schnittebene (90 Winkel zur Sprossachse!). Dafür brauchen Sie lediglich eine kleine Fläche des Querschnittes zu ebnen. 17

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19 Sekundäres Dickenwachstum der Angiospermen Tilia spec., Querschnitt der sekundären Sprossachse mit Holz und Bast in FCA- Lösung 2. ÜZ, Sekundärer Spross der Angiospermen 3. DZ, Bast und Holz der Angiospermen Tipps und Tricks: Es werden zwei Schnitte benötigt. Als Erstes fertigen Sie einen Querschnitt an, der vom Periderm bis zu der Markhöhle reicht. Dieses Präparat kann etwas dicker geraten. Falls Sie sehr dünn schneiden, trennt sich das Holz vom Bast entlang des Kambiums. Das ist kein Problem; Sie können die zwei Hälften in Ihrer Zeichnung zusammenfügen. Nutzen Sie dieses Objekt dazu, um das sekundäre Abschlussgewebe mit den Lentizellen zu beobachten! Um die einzelnen Zelltypen im Bast erkennen zu können, wird ein zweiter dünner Schnitt benötigt. Dazu versuchen Sie wieder nur ein kleines Präparat an der richtigen Stelle (um den Kambiumring) anzufertigen! 19

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21 Kurstag 4: Die Wurzel Vorzubereitende Themen: Primäre Wurzel: Funktion und Aufbau, radiäres Leitbündel Endodermis (primär zu tertiär), Durchlasszellen, Casparysche Streifen Wurzelhaar, Trichoblasten, Atrichoblasten Seitenwurzel (Entwicklung in der primären und sekundären Wurzel, Funktion, Aufbau) Sekundäre Wurzel: Entwicklung, Aufbau Vergleich zwischen Wurzel und Spross (Funktion, Aufbau, Entwicklung) Präparate Arabidopsis thaliana: Wurzel eines Keimlings im Wasser 1. ÜZ, Wurzelspitze mit Kalyptra 2. DZ, Wurzelhaarbildung Tipps und Tricks Die Wurzeln der Keimlinge eignen sich ohne weitere Präparation zum Mikroskopieren. Achten Sie darauf, dass beim Entnehmen der Pflanzen aus dem Nähragar die Wurzelspitze intakt bleibt. Legen Sie die Wurzel ausgestreckt unter das Deckgläschen. Da Sie keinen Schnitt mikroskopieren, müssen Sie die Fokusebene mit dem Feintrieb am Mikroskop wechseln, um bestimmte Strukturen zu erkennen. Fangen Sie mit Ihren Beobachtungen an der Wurzelspitze an. Sie sehen die Kalyptra und das Apikalmeristem. Etwas höher können Sie den Zentralzylinder mit den ersten Leitelementen des Xylems erkennen. Die Wurzelhaarbildung ist am einfachsten am Anfang der Wurzelhaarzone zu sehen, wo die Haare noch ganz kurz sind. Suchen Sie die Fokusebene aus, bei der Sie die zum Wurzelhaar gehörigen Trichoblasten erkennen können. 21

22 Zea mays: Querschnitt der primären Wurzel in FCA-Lösung 3. ÜZ, Primäre Wurzel, Querschnitt 4. DZ, Endodermis, Querschnitt Tipps und Tricks Benutzen Sie zum Schneiden unbedingt Styroporblöcke und achten Sie auf die korrekte Schnittfläche (90 )! Schneiden Sie die dominante Hauptwurzel der Pflanzen. Je nachdem, in welchem Abstand von der Wurzelspitze Sie schneiden, variieren der Entwicklungszustand der Wurzel und damit auch der Zustand der Endodermis. Nahe der Spitze finden Sie die jüngsten Stadien. Zum Spross hin wird die Wurzel älter. Erwarten Sie Wurzelhaare nur an der Höhe der Wurzelhaarzone! Beobachten Sie die Endodermis. Der Casparysche Streifen in der primären Endodermis ist schwierig zu erkennen. Variieren Sie dazu den Kontrast und die Fokusebene beim Beobachten! Haben Sie eine Seitenwurzel erwischt? Wo wird sie in der primären Wurzel gebildet? 22

23 Daucus carota: Querschnitt der sekundären Wurzel und Längsschnitt des Holzes im Wasser 5. ÜZ, Aufbau der sekundären Wurzel 6. Nur zur Beobachtung: Mengenverhältnis der Leit- und Speicherelemente im Holz Tipps und Tricks Die wichtigsten Strukturen sind bereits mit bloßem Auge an der Querschnittsfläche erkennbar. Schneiden Sie eine dünne Scheibe ab und beobachten Sie das Präparat unter dem Binokular. Suchen Sie zuerst das Kambium! Haben Sie es gefunden, ist die Identifizierung der weiteren Schichten schon ein Kinderspiel. Die Seitenwurzeln der Karotte wurden weitgehend weggezüchtet. Die Reste sind jedoch als kleine Flecken an der Oberfläche erkennbar. Schneiden Sie die Wurzel auf der Höhe eines solchen Flecks! Wo werden in der sekundären Wurzel die Seitenwurzeln gebildet? 23

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25 Kurstag 5: Vorzubereitende Themen: Blatt: Aufbau (bi-, äqui-, unifazial), Entwicklung, Funktion Stomata: Aufbau, Funktion, Vorkommen Leitbündel im Blatt Assimilationsgewebe Unterschiedliche Strategien der Photosynthese (C3, C4, CAM) Nadelblatt als Anpassung an xeromorphe Bedingungen Präparate Helleborus niger, Blatt Querschnitt im Wasser 1. DZ, Querschnitt eines bifazialen C3-Blattes Tipps und Tricks Das Material lässt sich am besten in Styroporblöcken schneiden. Die Schnitte müssen sehr dünn gelingen, andernfalls neigen die Präparate dazu umzukippen. In diesem Fall können Sie unter dem Mikroskop nur die charakteristisch geformten Epidermiszellen erkennen. Ein weiteres Qualitätsmerkmal eines dünnen Schnittes ist, ob die ausgeprägten Interzellularräume im Schwammparenchym als solche zu erkennen sind. Meistens findet man an den Außenseiten dickerer Präparate einen Abschnitt, die diesen Kriterien entsprechen. Suchen Sie in der abaxialen Epidermis nach Stomata, die im Querschnitt des Blattes auch quer erscheinen. Man kann die ungleichmäßig verdickten Zellwände der Schließzellen meistens ohne Färbung erkennen. 25

26 Saccharum officinale, Blatt Querschnitt in FCA-Lösung 2. DZ, Leitbündel mit Bündelscheide im C4-Blatt Tipps und Tricks Wieder haben Sie ein etwas widerspenstiges Material vor sich. Die Schnitte müssen so dünn gelingen, dass das Präparat nicht umkippen kann. Da so dünne Schnitte ihre lineare Form nicht halten, sondern sich sofort zusammenkrümmen, bereiten Sie noch vor dem Schneiden den Objektträger mit dem Tropfen Wasser vor. Am schwierigsten sind die Zellkonturen im Mesophyll zu erkennen. Hierzu benötigen Sie neben präzisen Schnitten gute Belichtung und eine offene Kondensorblende nach gewissenhaftem Köhlern. Nebhmen Sie sich Zeit für die einzelnen Elemente im Leitbündel; die sind hier besonders schön zu erkennen. 26

27 Pinus nigra, Querschnitt eines Nadelblattes in FCA-Lösung 3. ÜZ, Querschnitt eines äquifacialen Nadelblattes 4. DZ, Armpalisadenparemchym Tipps und Tricks Die Präparation dieses Blattes bereitet in der Regel keine Schwierigkeiten. In einigen Fällen benötigt man für die Detailzeichnung einen zweiten, etwas dünneren Schnitt, damit die einzelnen Armpalisadenzellen wirklich gut zu erkennen sind. Beim Zeichnen achten Sie bitte darauf, dass das Nadelblatt zwar äquifazial, dennoch keineswegs perfekt rund geformt ist. Auch die Anordnung der Leitbündel gibt eine gewisse Orientierung an. 27

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29 Kurstag 6: Vorzubereitende Themen: Blüte der Mono- und Dikotyledonen: Aufbau, Entwicklung Generationswechsel der Angiospermen Gametophyt (weiblich, männlich): Aufbau, Lokalisation, Entwicklung Androeceum, Gynoeceum: Aufbau (verschiedene Fruchtknotentypen), Funktion Doppelte Befruchtung Samen, Frucht: Definition, Entwicklung, unterschiedliche Fruchttypen Karyopse Präparate: Lilium, Hosta, Iris oder Tulipa spec., Blüte im Längschnitt 1. Aufbau einer Blüte im Längsschnitt Tipps und Tricks Achten Sie darauf, ob Sie ein einfaches Perianth (Perigon) oder ein doppeltes Perianth betrachten! Iris oder Tulipa spec., Androeceum der Angiospermen, Querschnitt durch die Anthere im Wasser 2. ÜZ, Habitus (Aufbau) des Staubblattes 3. ÜZ, Anthere im Querschnitt 4. DZ, Antherenwand mit Faserschicht Tipps und Tricks Der Aufbau der Anthere ist am einfachsten an nicht zu reifen Staubblättern erkennbar. Bei reifen Staubblättern dagegen öffnen sich die Pollensäcke an den Sollbruchstellen, wodurch die ursprüngliche Anordnung der Thekenwand schwer nachvollziehbar wird. Es empfiehlt sich deshalb falls Sie die Möglichkeit haben- Staubblätter in verschiedenen Reifestadien zu präparieren. Für die ersten zwei Zeichnungen reicht die Stereolupe aus. Um die Thekenwand zu beobachten, werden lichtmikroskopische Präparate benötigt. 29

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31 Iris oder Tulipa spec., Fruchtknoten im Querschnitt im Wasser bzw. als Fertigpräparat 5. ÜZ, Coenosynkarper Fruchtknoten im Querschnitt 6. DZ, Samenanlage im Längsschnitt Tipps und Tricks Für die Betrachtung der Fruchtknoten stehen Fertigpräparate bereit. Dennoch empfiehlt es sich, einen ganzen Fruchtknoten näher zu betrachten. Schneiden Sie das Gynoeceum längs auf. Sie erkennen jetzt, wie die Samenanlagen übereinander auf mehreren Stockwerken angeordnet sind. In den Fertigpräparaten ist der Querschnitt auf der Höhe eines solchen Stockwerks dargestellt. Die Fertigpräparate sind bereits mittels eines kernspezifischen Farbstoffs angefärbt. 31

32 Triticum spec., Karyopse mit Embryo im Längsschnitt im Wasser bzw. im Quer- und Längsschnitt als Fertigpräparat 7. ÜZ, Embryo in einer Karyopse im Längsschnitt 8. DZ, Aufbau der Karyopsenwand und Endosperm Tipps und Tricks Für die Längsschnitte durch die Karyopse benutzen wir gequollene Früchte; dadurch ist die Präparation einfacher und der Embryo besser sichtbar. Es ist wichtig, die Karyopse an der richtigen Stelle aufzuschneiden. Orientieren Sie sich an der Furche an der ventralen Seite der Frucht. Der Embryo ist bereits mit bloßen Augen als heller Fleck an der Oberseite erkennbar. Der Schnitt soll entlang der Furche so erfolgen, dass der Embryo möglichst mittig getroffen wird. Betrachten Sie die Schnittfläche zuerst unter der Stereolupe! Beim guten Schnitt sind bereits so alle Strukturen des Embryos erkennbar. Der Embryo ist im stärkereichen Endosperm, das bereits am ersten Kurstag mikroskopiert wurde, eingebettet. Die Fruchtwand mit der Samenschale ist an Querschnitten am besten sichtbar. Sie benötigen hierzu lichtmikroskopische Schnitte. Falls die Präparation sich zu schwierig erweist, stehen einige angefärbte Fertigpräparate bereit. 32

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34 Literaturempfehlung Kück U, Wolff G, Botanisches Grundpraktikum (2009) Springer Verlag, 3. Auflage, ISBN: Das Buch von Kück/Wolff deckt den rein botanischen Teil der Vorlesung und das Praktikum ab. Es wird sehr dringend die Anschaffung der neuen dritten Auflage empfohlen, die qualitativ weitaus besser ist als die ersten Auflagen. Es ist möglich, das Buch von der Universitätsbibliothek als e-book auszuleihen. Wanner G, Mikroskopisch-botanisches Praktikum (2010) Thieme Verlag, 2. Auflage, ISBN: Nultsch W, Allgemeine Botanik (2012) Thieme Verlag, 12. Auflage ISBN: