Abschlussbericht 2. Projektjahr

Transkript

1 Abschlussbericht 2. Projektjahr Zuwendungsempfänger: Förderkennzeichen: O 4.02 Forschungsinstitut Senckenberg Vorhabensbezeichnung: Standardisierung der Erfassungs- und Auswertungsmethoden von Makrozoobenthosuntersuchungen in Fließgewässern Laufzeit des Gesamtvorhabens: Berichtszeitraum: Bearbeiter: Peter Haase Andrea Sundermann Forschungsinstitut Senckenberg Lochmühle Biebergemünd In Kooperation mit Christian Feld, Armin Lorenz, Peter Rolauffs und Daniel Hering (Universität Duisburg-Essen) Biebergemünd, Januar 2004

2 Inhalt 1 Einleitung und Ziele Methodenbeschreibungen Protokoll nach AQEM/STAR für Bäche und Flüsse Aufsammlung Sortierung der Proben nach AQEM/STAR Protokoll nach RIVPACS Aufsammlung Sortierung der Proben nach RIVPACS Lebendverfahren Lebend-Sortierung Entwicklung einer standardisierten Methodik und Methodenvergleichsuntersuchungen Ermittlung von Mindestindividuenzahlen von Makrozoobenthosproben zur Fließgewässerbewertung Datengrundlage und Methodik der elektronischen Unterprobennahme Ergebnisse der elektronische Unterprobennahme Schlussfolgerungen Vergleich verschiedener Gesamtprotokolle Ergebnisse des Vergleichs der Gesamtprotokolle Die AQEM/STAR-Methode (Aufwand und Ergebnisse) Modifikation der AQEM/STAR-Methode AQEM/STAR-Sortierung im Vergleich mit anderen Sortiertechniken Methodenvergleich der RIVPACS- und AQEM/STAR-Sortierung Methodenvergleich der Lebend- und AQEM/STAR-Sortierung Zusammenfassung des Sortiermethodenvergleiches Fazit der Methodenvergleichsuntersuchungen Vorschlag einer standardisierten Methodik Aufsammlungsmethode nach AQEM/STAR für Bäche und Flüsse Wahl des Probennahmezeitpunktes Auswahl der Probestelle Beschreibung der Probennahme Technische Ausstattung für die Probennahme Kartierung der Habitate und Festlegung der Teilproben Probennahme Aufarbeitung der Benthosprobe im Gelände (Reduzierung des Probenvolumens) Methodenstandardisierung Makrozoobenthos I

3 Aussuchen der Einzelexemplare Konservierung und Lagerung der Proben Weitergehende Reduktion des Probenmaterials im Gelände (optional) Aufsammlung von weiteren Organismen (optional) Aufarbeitung und Unterprobennahme im Labor Technische Ausstattung Entnahme der Unterprobe Abtrennen der Grobfraktion im Labor Modifikation bei vorausgegangener Reduktion des Materials im Gelände (Abschnitt ) Sortieren der Unterprobe Bestimmung der Organismen Aufarbeitung der Taxalisten und Auswertung der Daten Bestandsaufnahme Makrozoobenthos größerer Flüsse und Ströme Operationelle Taxaliste als Mindestanforderung an die Bestimmung von Makrozoobenthosproben aus Fließgewässern zur Umsetzung der EU- Wasserrahmenrichtlinie in Deutschland Einleitung und Definition Bedeutung Allgemeine Anmerkungen zur Bestimmung Kriterien und Vorgehensweise für die Entwicklung der Taxaliste Aufbau der Taxaliste Anwendung der Taxaliste Anmerkungen zur Taxaliste Abschließende Anmerkungen Bestimmungsschlüssel Plecoptera Diptera Ergänzung Ephemeroptera (Rhithrogena) Ergänzung Turbellaria Zusammenfassung Dank Literatur Anhang + CD-ROM Methodenstandardisierung Makrozoobenthos II

4 Abbildungsverzeichnis Abb. 3.1: Schema der computergestützten elektronischen Unterprobennahme. Das Kürzel EQI M kennzeichnet den multimetrischen Index. 14 Abb. 3.2: Spannweiten des Faunaindex, des multimetrischen Index (EQI M ) und des Saprobienindex (SI) für eine Probestelle des Gewässertyps Silikatische Mittelgebirgsflüsse (Typ 9) in Abhängigkeit von der Stichprobengröße. 15 Abb. 3.3: Abweichungen der Taxazahl, des SI, des Faunaindex und des multimetrischen Index (EQI M ) von den jeweiligen Bezugswerten der vollständig sortierten Proben für den Gewässertyp Silikatische Mittelgebirgsflüsse (Typ 9). 16 Abb. 3.4: MMI-Ergebnisse des Gesamtprotokollvergleichs von AQEM/STAR-Gesamt und RIVPACS (jeweils Probennahme und Sortierung). 18 Abb. 3.5: Bewertungsergebnisse der Sortiervarianten des AQEM/STAR-Protokolls. Aufgetragen sind jeweils die MMI-Werte für AQEM/STAR-Gesamt, AQEM/STAR-Grobfraktion und AQEM/STAR-Feinfraktion nach Proben für die jeweiligen Gewässertypen. 23 Abb. 3.6: Mittlere prozentuale Abweichung der Core Metric -Ergebnisse der A- QEM/STAR-Grobfraktion und der RIVPACS-Sortierung von AQEM/STAR- Gesamt (getrennt nach Gewässertyp) Abb. 3.7: Bewertungsergebnisse nach Sortiermethoden. Aufgetragen sind jeweils die MMI-Werte für AQEM/STAR-Gesamt, AQEM/STAR-Grobfraktion und RIV- PACS-Sortierung nach Proben für die jeweiligen Gewässertypen. 29 Abb. 3.8: Mittlere prozentuale Abweichung der Core Metric -Ergebnisse der A- QEM/STAR-Grobfraktion und der Lebend-Sortierung von AQEM/STAR- Gesamt (getrennt nach Gewässertyp Abb. 3.9: Bewertungsergebnisse nach Sortiermethoden. Aufgetragen sind jeweils die MMI-Werte für AQEM/STAR-Gesamt, AQEM/STAR-Grobfraktion und Lebend-Sortierung nach Proben für die jeweiligen Gewässertypen. 34 Abb. 4.1: Beispiel vorgedruckter Etiketten zur Beschriftung der Einzelexemplare bzw. des Probenmaterials. 42 Abb. 4.2: Beispiel eines im Rahmen der Habitatkartierung ausgefüllten Feldprotokolls. 43 Abb. 4.3: Beispielhafte Verteilung der Teilproben im Gewässer paritätisch zu den vorhandenen Substrattypen. 44 Abb. 4.4: Ausleseschale zur Unterprobennahme: Gegittertes Sieb in Weißschale mit Ausstechrahmen und Löffel. 52 Abb. 4.5: Unterprobennahme im Labor. 52 Methodenstandardisierung Makrozoobenthos III

5 Tabellenverzeichnis Tab. 3.1: Datengrundlage für die computergestützte elektronische Unterprobennahme. 14 Tab. 3.2: Durchschnittlicher Zeitaufwand für die Bearbeitung einer AQEM/STAR- Unterprobe. 20 Tab. 3.3: Durchschnittliche Individuen- und Taxazahlen für eine AQEM/STAR- Unterprobe. 20 Tab. 3.4: Arbeitsaufwand sowie Individuen- und Taxazahlen von Grob- und Feinfraktion einer Unterprobe (AQEM/STAR-Methodik). 21 Tab. 3.5: Zeitaufwand zur Bearbeitung der verschiedenen Fraktionen einer AQEM/STAR-Unterprobe. 22 Tab. 3.6: Vergleich der Sortiervorschriften nach AQEM/STAR und RIVPACS. 26 Tab. 3.7: Sortiervorschriften nach AQEM/STAR im Vergleich mit der Lebend- Sortierung. 30 Tab. 3.8: Übersicht wichtiger Eckdaten zum Sortiermethodenvergleich. 35 Tab. 3.9: Aufwand und Kosten verschiedener (Sortier-) Methoden. 37 Tab. 4.1: Übersicht über die zu entnehmenden Anteile des Materials vom Unterproben- Sieb in Abhängigkeit von einer vorausgehenden Reduzierung des Materials im Gelände. 55 Tab. 5.1: Auszug aus der Taxaliste. 61 Tab. 7.1: Übersicht zu dem Sortiermethodenvergleich. 83 Methodenstandardisierung Makrozoobenthos IV

6 1 Einleitung und Ziele Die Bewertung von Fließgewässern gemäß den Vorgaben der EU-Wasserrahmenrichtlinie (EU-WRRL) stützt sich in viel stärkerem Maße als bisher auf biologische Komponenten. Zu letzteren gehört neben Fischen und der aquatischen Flora auch das Makrozoobenthos. Im Hinblick auf das Makrozoobenthos haben bisherige Erfahrungen gezeigt, dass Probennahme und -auswertung oftmals eng an die fachlichen Kenntnisse und Vorlieben der Bearbeiter gekoppelt sind. So gibt es allein in Deutschland verschiedenste Verfahren zur Entnahme von Makrozoobenthosproben aus Fließgewässern (z.b. flächenbezogene Verfahren, zeitbezogene Verfahren). Hinzu kommt, dass auch bei der Bestimmung der Organismen sehr unterschiedliche Ergebnisse erzeugt werden. So werden Taxagruppen, mit denen ein Bearbeiter vertraut ist, intensiver und qualitativ hochwertiger bearbeitet als die übrigen Gruppen. Insgesamt können durch unterschiedliche Erfassungs- und Auswertungsmethoden an ein und derselben Probestelle sehr unterschiedliche Taxalisten entstehen. Für die biologische Gewässerbewertung sind solch heterogene Taxalisten unbrauchbar, da sie nicht ausschließlich die Unterschiede der Untersuchungsgewässer, sondern auch die unterschiedliche Herangehensweisen der Bearbeiter widerspiegeln. Für die Zwecke der EU-WRRL ist es aber zwingend erforderlich, gleichartige (standardisierte) Datensätze zu verwenden, da die Anwendbarkeit und Aussagekraft der neu entwickelten Bewertungsverfahren auf Unterschiede in den Gewässern und nicht auf Unterschiede der Methoden geeicht ist. Eine wesentliche Voraussetzung für den Erhalt einheitlicher Makrozoobenthosdaten ist eine Methodenstandardisierung, die sich auf die folgenden Bereiche erstreckt: Standardisierung der Aufsammlungstechnik Standardisierung der Probenaufbereitung (Unterprobennahme, Sortierung) Standardisierung der Probenauswertung (Bestimmung der Taxa) Durch eine solche Standardisierung werden die Daten zudem überprüfbar. D.h., ein wesentlicher und bisher hoch variabler Schritt bei der Bewertung von Fließgewässern wird hierdurch transparent, reproduzierbar und damit einer Qualitätssicherung zugänglich. Gerade Fragen der Qualitätssicherung werden im Zusammenhang mit der Umsetzung der EU-WRRL eine zunehmende Bedeutung erhalten, da im großen Maßstab biologische Daten erzeugt werden, die wiederum mit dem Einsatz nicht unerheblicher Finanzmittel verbunden sind. Zentrales Ziel dieses Projektes war die Entwicklung standardisierter Methoden zur Aufsammlung, Aufbreitung und Auswertung von Makrozoobenthosproben aus Fließgewässern vor dem Hintergrund der EU-WRRL. Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 1

7 Hierfür wurden eine Reihe verschiedener vergleichender Untersuchungen durchgeführt. Neben der Aussageschärfe der getesteten Varianten spielte auch ihr (zeitlicher) Aufwand und damit verbunden ihre Kosten eine wesentliche Rolle. Zudem wurde für die Zwecke der EU-WRRL eine umfangreiche Operationelle Taxaliste entwickelt sowie einzelne neue Bestimmungsschlüssel erstellt. Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 2

8 2 Methodenbeschreibungen 2.1 Protokoll nach AQEM/STAR für Bäche und Flüsse Aufsammlung Kartierung des Gewässers Zunächst wurde eine Kartierung der Habitate des Gewässers durchgeführt. Die Ergebnisse der Kartierung wurden im Feldprotokoll (siehe Anhang) festgehalten. Die Anteile der im Feldprotokoll aufgeführten Substrattypen (organische und mineralische Substrate) wurden im Bereich der Probestelle in 5%-Stufen abgeschätzt und notiert. Die Summe des Deckungsgrades aller Substrattypen musste 100% ergeben. Das Vorkommen von Substrattypen mit weniger als 5% Deckungsgrad wurde notiert, jedoch blieben diese Substrattypen bei der späteren Probennahme unberücksichtigt. Basierend auf der Deckungsgrad-Abschätzung wurde die Zahl der Teilproben in den einzelnen Substrattypen bestimmt. Auf jeweils 5% Deckungsgrad eines Substrattyps entfiel eine Teilprobe, die Gesamtzahl der Teilproben betrug 20. Die beispielhafte Verteilung der Teilproben im Gewässer, sowie ein Muster des ausgefüllten Feldprotokolls ist in Abschnitt zu finden. Bei der Verteilung der Teilproben im Gewässer wurden weitere Kriterien berücksichtigt, die ebenfalls in Abschnitt aufgeführt sind. Probennahme Die Beprobung erfolgte grundsätzlich entgegen der Fließrichtung beginnend am untersten Ende des zu beprobenden Gewässerabschnittes und endete am obersten Abschnitt. Für die Entnahme einer Teilprobe wurde eine Fläche von 0,25 x 0,25 m bearbeitet. Dabei wurde der Kescher (Maschenweite 500 µm) senkrecht zum Gewässerboden aufgesetzt und das Substrat in Fließrichtung vor dem Kescher mit den Fuß aufgewirbelt (Kicksampling). Um driftende Organismen abzufangen, wurde bei der Bearbeitung des Substrates der Kescher dicht genug an die Probefläche gehalten. In geringer Tiefe wurden große Steine, Totholz u.a. mit der Hand abgewaschen oder ggf. abgebürstet. Nach jeder etwa 3. bis 5. Teilprobennahme wurde der Kescher ausgeleert und das Substrat in einen mit ca. 2 bis 3 Litern Wasser gefüllten 10 Liter Eimer überführt. Zur Beprobung größerer Bestände von Makrophyten wurde wie in Abschnitt beschrieben, vorgegangen. Reduzierung des Probenvolumens Nachdem sich das gesamte Probenmaterial in einem Eimer befand, konnte der mineralische Anteil des Materials mit einer einfachen Schwemmtechnik abgetrennt werden. Hierzu wurde der Eimer bis zu ca. ¾ mit Wasser gefüllt und das Probenmaterial mit der Hand vorsichtig aufgeschwemmt. Das aufgewirbelte (organische) Material wurde wieder zurück in den Kescher gegossen, die mineralischen Substrate verblieben auf dem Grund des Eimers. Der Eimer wurde wiederholt mit Wasser aufgefüllt und der Vorgang des Waschens solange fortgeführt, Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 3

9 bis lediglich der mineralische Anteil im Eimer zurück blieb. Dieser wurde in einer Weißschale (Fotoschale) auf verbliebene Organismen (z.b. Trichopteren mit Gehäusen aus Steinchen) durchgeschaut. Diese Organismen wurde zu der organischen Fraktion in den Kescher gegeben. Das nun organismenfreie mineralische Substrat wurde verworfen. Abschließend befand sich der gesamte organische Anteil aller Teilproben inklusive der Organismen im Kescher. Aussuchen der Einzelexemplare Im nächsten Schritt wurde nun das gesamte organische Material aus dem Kescher in eine Weißschale gegeben. Anheftende Organismen am Kescher wurden mit wenig Wasser in die Weißschale gespült, das Probenmaterial war annähernd mit Wasser bedeckt. Anschließend wurde das Material gesichtet und es wurden nach den folgenden Kriterien einzelne Individuen (Einzelexemplare) aus der Probe entnommen: 1. Taxa, die aus artenschutzrechtlichen Gründen nicht getötet werden sollten (z.b. Astacus astacus). 2. Taxa, deren Bestimmbarkeit nach Fixierung in Ethanol nicht mehr möglich war (z.b. Turbellaria) 3. Empfindliche Taxa, die nach mechanischer Einwirkung nicht mehr hinreichend gut bestimmbar waren (z.b.: Ephemeroptera). 4. Taxa, die nach erster Sichtung nur 1-2 mal in der Probe enthalten waren. Die Taxa der ersten Gruppe wurden im Gelände bestimmt und wieder ins Gewässer zurück gesetzt. Von Taxa der Gruppe 2 wurden jeweils zwei bis drei Individuen im Gelände bestimmt und anschließend mit den übrigen Einzelexemplaren in einem separaten Gefäß in 70%igem Ethanol fixiert. Zusätzlich wurden von Taxa der Gruppe 2 deren absolute Anzahl geschätzt. Diese Ergebnisse (Taxa der Gruppe 1 und 2) wurden auf dem Site-Protokoll notiert. Die entnommenen Tiere aus Gruppe 2 bis 4 durften insgesamt eine Anzahl von 30 nicht überschreiten. Konservierung und Lagerung der Proben Das Probenmaterial wurde über einen Trichter in weithalsige Kautex-Flaschen gefüllt. Restliches Material im Handsieb oder in der Weißschale wurde mit wenig Alkohol in die Kautex- Flasche gespült. Das gesamte Probenmaterial wurde mit 96% igen Ethanol fixiert. Um eine hinreichend gute Konservierung der Proben zu gewährleisten, wurden die Kautex- Flaschen zunächst gekühlt aufbewahrt. Nach Stunden wurde die gesamte Flüssigkeit der Probe vorsichtig durch ein Sieb (500 µm) abgegossen und erneut mit 96% igem Ethanol aufgefüllt. Im Sieb liegende Organismen wurden zurück in das Probengefäß gegeben. Die Probe wurde weiterhin gekühlt aufbewahrt. Nach weiteren 1-2 Tagen wurde der 96% ige E- Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 4

10 thanol durch 70% igen Ethanol ersetzt. Die Probe konnte danach längere Zeit bis zur weiteren Verarbeitung bei Zimmertemperatur gelagert werden Sortierung der Proben nach AQEM/STAR Entnahme einer Unterprobe Um das zu bearbeitende Probenvolumen zu reduzieren, wurde eine definierte Unterprobe entnommen. Die Unterprobe entsprach mindestens 1/6 der Gesamtprobe und mindestens 700 Tiere mussten enthalten sein. Wurde die entsprechende Anzahl der Tiere nicht erreicht, wurde der Anteil der Unterprobe entsprechend erhöht. Zur Entnahme der Unterprobe wurden zwei Ausleseschalen verwendet, die ineinandergestellt werden konnten. Die äußere Schale entsprach einer konventionellen Weißschale. Bei der inneren Schale handelte es sich um ein modifiziertes Sieb (Unterproben-Sieb) mit einer Innenfläche von 30 x 36 cm und einer Maschenweite von 500 µm. Die Gaze des Siebes war durch Linien in ein Raster von 30 Teilflächen á 6 x 6 cm unterteilt. Die Markierung der Linien war ebenfalls auf der inneren Rahmenseite des Siebes zu sehen, wobei die einzelnen Felder am oberen Rahmen von 1 bis 5 und am seitlichen Rahmen von 1 bis 6 durchnummeriert waren. Somit bekam jedes einzelne Feld des Unterproben-Siebes eine eindeutige Kennung über die Zuweisung zweier Ziffern. Diese Apparatur ermöglichte zum einen das Sieben der im Gelände genommenen Probe und zum anderen eine definierte Unterprobennahme. Die Probe wurde auf dem Unterproben-Sieb ausgebreitet, wobei größere Substratteile (Ästchen, Steine, etc.) mit Wasser von Hand abgewaschen und aus der Probe entfernt wurden. Anschließend wurde das Sieb (samt Probe) in die äußere Schale gestellt und mit Wasser befüllt. Vorsichtig wurde das Probenmaterial gleichmäßig über das Sieb verteilt. Anschließend nahm man das Sieb wieder aus der äußeren Schale, damit das Wasser ablaufen konnte. Mit Hilfe zweier Würfel wurden per Zufall 5 der 30 Teilflächen (entsprechend 1/6 der Gesamtprobe) ermittelt, aus denen die Unterprobe entnommen werden sollte. Eine detaillierte Beschreibung der Vorgehensweise ist in Abschnitt zu finden. Mit Hilfe eines Ausstechrahmens (Innenfläche: 6 x 6 cm) und eines Löffels wurde das Material der fünf Teilflächen entnommen und in eine Weißschale überführt. Pflanzenmaterial, welches über die Ränder des zu entnehmenden Bereiches hinausreichte, war am einfachsten zuvor mit einer Schere zu durchtrennen. Lag ein Tier genau auf der Grenze des zu entnehmenden Bereiches, wurde es derjenigen Teilfläche zugerechnet, in der sich der größte Anteil des Tieres befand. Nach Entnahme der fünf Teilflächen verblieb das restliche Material so lange auf dem Sieb, bis nach der weiteren Bearbeitung der Unterprobe die Anzahl der darin enthaltenden Organismen bestimmt war. Der Grund dafür war, dass die Unterprobe die folgenden zwei Kriterien gleichzeitig erfüllen musste: Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 5

11 Das entnommene Material entsprach mindestens 1/6 der Gesamtprobe (= 5 von 30 Teilflächen). In dem genannten Anteil mussten mindestens 700 Tiere enthalten sein. Wurde diese Anzahl der Tiere nicht erreicht, musste der Inhalt weiterer Teilflächen entnommen werden, solange, bis die angegebene Anzahl von Tieren erreicht wurde. Erst nach abschließender Bearbeitung der Unterprobe (also dem Erreichen von 700 Individuen) konnte das restliche Probenmaterial verworfen werden. Auftrennen des Probenmaterials im Labor in Grob- und Feinfraktion Nach Entnahme der Unterprobe wurde das Material über eine Siebkaskade in eine Grobfraktion ( 2 mm) und eine Feinfraktion (500 µm bis 2 mm) getrennt. Der Vorgang des Trennens beider Fraktionen wurde standardisiert durchgeführt und ist im Detail in Abschnitt nachzulesen. Das in den Analysensieben verbliebene Material entsprach der Grobfraktion ( 2 mm) bzw. der Feinfraktion (< 2 mm). Das Material beider Fraktionen wurde in getrennte Schalen mit Wasser überführt und wie unten beschrieben weiter bearbeitet. Die Sortierung der Grob- und Feinfraktion erfolgte getrennt nach folgendem Schema: Zunächst wurde die Grobfraktionen portionsweise (z.b. 2 Esslöffel, je nach Größe der Sortierschale) in eine Sortierschale (kleine Weißschale) überführt, mit Wasser überschichtet und gleichmäßig verteilt. Dabei durfte das Probenmaterial den Boden der Sortierschale maximal zur Hälfte bedecken, um das Erkennen von kleinen und dunklen Organismen zu unterstützen. Im Material befindliche Organismen wurden vollständig heraussortiert und nach Ordnungen getrennt in 70% igen Ethanol aufbewahrt. Dabei wurde auch die Anzahl der insgesamt herausgelesenen Organismen ermittelt. Am einfachsten konnte diese während der Auslese mit einem Handzähler ermittelt werden. War die Sortierung der Grobfraktion abgeschlossen, wurde die Feinfraktion nach gleichem Schema bearbeitet. Die aussortierten Organismen der jeweiligen Fraktion wurden jedoch in getrennten Sortiergefäßen aufbewahrt. Erreichte die Individuenzahl nach Sortierung beider Fraktionen einen Wert > 700, war die Unterprobennahme abgeschlossen. War die Anzahl der ausgesuchten Organismen jedoch < 700 Individuen wurde per Zufall eine weitere Teilfläche ermittelt, in Grob- und Feinfraktion getrennt und die Organismen beider Fraktionen vollständig ausgelesen. Dieser Vorgang wurde so lange wiederholt, bis eine Anzahl von mindestens 700 ausgelesenen Individuen erreicht wurde. Der ausgelesene Anteil (Größe der Unterprobe) wurde für die spätere Auswertung notiert (z.b. 1/5; entsprechend 6 von 30 Teilflächen). Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 6

12 Bestimmung der Organismen Die Bestimmung der Organismen aus der Unterprobe sowie der Einzelexemplare (siehe oben) erfolgte weitestgehend nach den festgelegten Kriterien der in diesem Projekt parallel entwickelten Operationellen Taxaliste (siehe Abschnitt 5). Für die Bestimmung wurden ebenfalls i.d.r. die in der Operationellen Taxaliste angegebenen Werke verwendet. Einige Gruppen z.b. Gammaridae oder Simuliidae waren in einigen Proben mit hohen Abundanzen vertreten. Gleichzeitig bestehen diese Gruppen (zumeist) aus nur wenigen zu unterscheidenden Taxa. Bei der Bestimmung konnte daher folgende Vereinfachung vorgenommen werden, die den zeitlichen Aufwand der Bearbeitung reduzierte: Es wurde eine Anzahl von 50 Tieren ausgewählt und bestimmt, wobei die Auswahl zufällig erfolgte. Die restlichen Tiere wurden gezählt und anteilsmäßig den bestimmten Taxa zugeordnet. Auch für die Gruppe der Chironomidae konnte eine solche Vereinfachung vorgenommen werden. Allerdings wurde hier eine Anzahl von 100 Individuen zufällig entnommen und bestimmt. Auch hier wurden die restlichen Individuen den Bestimmungsergebnissen anteilsmäßig zugeordnet. 2.2 Protokoll nach RIVPACS Aufsammlung Wie die AQEM/STAR-Methode hat auch die Aufsammlungsmethode nach RIVPACS zum Ziel, direkt miteinander vergleichbare Proben zu erhalten, um die Gewässerqualität aus dem direkten Vergleich mit der Referenz ablesen zu können. Die Methode wird seit vielen Jahren erfolgreich von den Behörden in Großbritannien eingesetzt, um die Gewässerqualität anhand von Makroinvertebraten zu ermitteln. Ein sehr ähnliches Verfahren gibt es auch in Australien (AUSRIVAS). Übersicht über die Aufsammlungsmethode Für die Probennahme wird eine möglichst homogene und für einen längeren Gewässerabschnitt repräsentative Probestelle ausgewählt, die in einer Schnelle liegen sollte, da eine Besammlung dort einfacher durchzuführen ist. Ist keine Schnelle vorhanden, wird auf einen anderen repräsentativen Bereich ausgewichen. Die Beprobung sollte wenn möglich über die gesamte Gewässerbreite erfolgen. Die Länge der Probestrecke richtet sich dabei nach der Gewässerbreite: Je breiter das Gewässer ist, desto kürzer die zu beprobende Strecke. Sie liegt für gewöhnlich zwischen 5 und 20 Metern und muss zusammenhängend sein. Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 7

13 An Material werden ein langstieliger Kescher, eine (Stopp-) Uhr, ein Eimer, ein Probengefäß und Ethanol zum Konservieren der Probe benötigt. Idealerweise wird die Probennahme von zwei Personen durchgeführt, wobei eine Person am Ufer steht und die Beprobungszeit stoppt. Die RIVPACS-Methode gliedert sich in ein 3-minütiges Multi-Habitat-Sampling und eine insgesamt einminütige gezielte Suche nach (Einzel-) Organismen (letztere erfolgt in zwei Teilschritten). Dabei werden nur die Zeiten der aktiven Probennahme gestoppt, nicht die Zeit, die verstreicht, während man zwischen den Beprobungsstellen wechselt oder der Kescher geleert wird. Entnahme von Einzelorganismen Die Entnahme von Einzelorganismen gliedert sich in zwei Teilschritte und dauert insgesamt eine Minute. Der erste Teilschritt wird vor dem 3-minütigen Multi-Habitat-Sampling durchgeführt. Hierzu werden gezielt Einzelorganismen, die sich auf oder an der Wasseroberfläche aufhalten und mit dem Multi-Habitat-Sampling normalerweise nur selten erfasst werden können, gefangen. Dies sind z.b. Taumelkäfer (Gyrinidae), Wasserläufer (Gerridae) oder Bachläufer (Veliidae). Der zweite Teilschritt erfolgt nach dem 3-minütigen Multi-Habitat-Sampling. Hierbei werden Einzelorganismen gesammelt, die mit dem Multi-Habitat-Sampling nur eingeschränkt erfasst werden können. Hierzu gehören u.a. sessile, nur zeitweise mobile oder sich festsaugende Organismen bzw. solche, die in Hohlräumen von Steinen oder Totholz sitzen oder sich in der Vegetation aufhalten (z. B. Gastropoda, Glossosomatidae, Psychomyiidae, Blephariceridae). Mögliche Habitate werden gezielt aufgesucht und mittels Pinzette, Bürste oder den Fingern abgesammelt bzw. abgebürstet. Der Zeitaufwand für die beiden Teilschritte beträgt je ½ Minute. Es besteht aber die Möglichkeit dieses Verhältnis zu variieren. Dies kann nötig sein, wenn z.b. ein Absuchen der Wasseroberfläche in Folge zu starker Strömung nicht sinnvoll erscheint. Wichtig ist allerdings, dass der Gesamtaufwand (für beide Teilschritte) von 1 Minute stets beibehalten wird, auch dann, wenn hierdurch keine zusätzlichen Taxa erhalten werden. Multi-Habitat -Sampling Die dreiminütige Besammlungszeit bezieht sich auf die Dauer der aktiven Sammeltätigkeit. Die Zeit, die benötigt wird, um das Netz zu spülen oder auszuleeren oder nach geeigneten Mikrohabitaten zu suchen, ist davon ausgenommen. Es wird daher empfohlen, die Besammlung in kurzen Intervallen von jeweils etwa Sekunden Länge durchzuführen, mit dazwischen liegenden Pausen, um nach weiteren Flächen bzw. Substraten Ausschau zu halten. Die einzelnen Mikrohabitate werden gemäß ihrem Anteil an der Gesamtfläche im Beprobungsabschnitt besammelt, wobei jedoch keine genaue Abschätzung der Flächenanteile im Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 8

14 Vorfeld der Beprobung erforderlich ist. Die Probennahme erfolgt entgegen der Fließrichtung und in diagonaler Richtung. Somit ist gewährleistet, dass einerseits die gesamte Breite des Gewässers erfasst wird und andererseits die unterschiedlichen Substrate und Strömungsbedingungen im Querschnitt des Gerinnes berücksichtigt werden. Ziel ist es, möglichst viele Taxa in der vorgegebenen Zeit zu sammeln. Während der Besammlung kann sich unter Umständen soviel Substrat in dem Handnetz ansammeln, dass es notwendig wird, den Netzinhalt auszuleeren. Es wird empfohlen, diesen Zwischenschritt nach jeweils drei Kescherzügen durchzuführen. Das gesamte Probenmaterial wird in ein gut verschließbares Gefäß gegeben und mit 70% i- gem Ethanol konserviert. Abschließende Hinweise zur Beprobung verschiedener Substrate Besammlung gröberer Substrate (z. B. Kies, Steine, Blöcke): Zunächst wird das Handnetz vertikal unterhalb der zu beprobenden Fläche auf das Substrat gedrückt; anschließend wird das Material vor dem Handnetz mit Fuß oder Hand kräftig in Bewegung versetzt (bis in etwa 10 cm Tiefe). Schwerere Steine müssen notfalls mit der Hand angehoben werden, um das feinere Material darunter besammeln zu können. Abschnitte, an denen große Blöcke die Sohle dominieren, sollten gemieden werden, da es nicht möglich ist, solche Habitate mittels Kick- Sampling und Zeitsammelmethode effektiv zu besammeln. Besammlung feinerer Substrate (z. B. Sand, Schlamm): Das Handnetz sollte vorsichtig durch die obersten Zentimeter des Substrats gezogen werden. Ist der Kescher aber bereits nach kurzer Zeit mit dem zu beprobenden Substrat gefüllt (z.b. Sand mit >1000 µm Korngröße), empfiehlt sich eine andere Vorgehensweise. Hierbei wird das Substrat vor dem Kescher mit der Hand aufgewirbelt, so dass darin enthaltene Tiere automatisch in das Netz gespült werden. Zur Beprobung von Feinsubstraten in strömungsarmen oder strömungsfreien Bereichen (Feinsand, Schlamm, FPOM) empfiehlt es sich, das Substrat mit dem Kescher kräftig aufzuwirbeln. Es entsteht eine dunkle Wolke aus aufgewirbeltem Substrat und Organismen. Das Netz wird dann mehrfach und schnell mit kräftigen Zügen durch diese Wolke gestreift. Vegetation: Das Handnetz wird in verschiedenen Richtungen durch die Makrophyten bewegt (vorwärts, aufwärts und seitlich). Dazu gehört auch, das Sediment im Wurzelbereich der Vegetation zu besammeln. Stabilere Wurzeln von Ufergehölzen (z. B. Erlen) werden mit dem Fuß in Erschütterungen versetzt, um anhaftende Organismen zur Drift zu bewegen. Zusätzlich sollten fester anhaftende Organismen vorsichtig mit der Hand oder mit einer weichen Bürste von den Wurzeln gelöst werden. Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 9

15 2.2.2 Sortierung der Proben nach RIVPACS Ziel dieser Sortiermethode ist, die Zeit für die Sortierung der Makrozoobenthosproben auf ein Minimum zu beschränken, dabei aber möglichst alle in der Probe vorkommenden Taxa zu erfassen. Dazu wird nur ein festgelegter Anteil der Probe (im Labor) vollständig aussortiert. Der restliche Teil der Probe wird jedoch durchgesehen, wobei bisher nicht gefundene Taxa ebenfalls aussortiert werden. Vorbereitung Eine ausreichend große (Maße ca. 25 x 30 cm) Sortierschale wird mit einem wasserfesten Marker in 16 gleichgroße Felder unterteilt. Die zu sortierende Probe wird über einem Sieb mit 500 µm Maschenweite gesiebt und in ein wassergefülltes Gefäß überführt. Nun muss entschieden werden, wie groß der Sortieranteil der Probe sein sollte. Als Vorgaben dafür gelten: Die Sortierung sollte möglichst nicht länger als 2 Stunden, auf keinen Fall aber länger als 4 Stunden dauern. Es sollten möglichst viele der enthaltenen Taxa in ausreichender Menge aussortiert werden. Die Sortierung erfolgt, möglichst nach Ordnungen getrennt, in mit 70% igem Ethanol gefüllte Sortiergefäße (z.b. Schraubdeckelgläschen aus Kunststoff) Neben der genauen Probenbezeichnung ist auch der Sortieranteil auf den Sortiergefäßen zu vermerken. Außerdem ist ein Sortiergefäß für die aus dem Rest der Probe aussortierten neuen Taxa vorzubereiten und als Extras zu kennzeichnen. Vorgehensweise bei der Sortierung Die Probe wird nun portionsweise (z.b. 2 Esslöffel, je nach Größe der Sortierschale) in die Sortierschale überführt und gleichmäßig verteilt, dabei sollte das Probenmaterial den Boden der Sortierschale um deutlich weniger als die Hälfte bedecken. Bei einem zuvor festgelegten Sortieranteil von z.b. ¼ (in diesem Fall wäre 4 der Faktor für die spätere Multiplikation, s.u.) werden 4 zusammenhängende Felder nach dem unten beschriebenen Rotationsverfahren ausgewählt und vollständig aussortiert. Die restlichen Felder Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 10

16 der Schale werden anschließend kurz auf Taxa durchgesehen, welche im aussortierten Anteil noch nicht enthalten waren. Diese werden dann in das mit Extras markierte Gläschen überführt und verbleiben dort, auch wenn dieselben Taxa später in dem zu sortierenden Anteil ebenfalls auftauchen. Von jedem Taxon sollte aber immer nur ein Individuum in das Extras -Gläschen sortiert werden, es sei denn, das erste war sehr klein oder beschädigt, und ein größeres kann das Bestimmungsergebnis verbessern. Vor dem Beenden eines Sortierdurchganges ist die Schale leicht zu schwenken, um sicherzustellen, dass auch wirklich alle Taxa gefunden werden. Sortieranteil (1/4) den nach der Sortierung verbleibenden ¾ der Probe werden die Extras entnommen Ist der erste Sortierdurchgang abgeschlossen, wird das aussortierte Material verworfen, die Schale erneut mit Wasser gefüllt, eine weitere Probenportion in die Schale überführt und die Sortierung wie oben beschrieben fortgesetzt. Um Randeffekte zu vermeiden, muss die Lage der aussortierten Fläche geändert werden. Für eine unvoreingenommene Auswahl der Sortierfläche bietet sich ein Rotationsverfahren an; hatte man z.b. im letzten Durchgang die 4 Felder oben links aussortiert, wählte man nun die 4 mittleren oberen Felder aus, im nächsten Durchgang dann die 4 Felder oben rechts usw. Dieser Vorgang wird wiederholt, bis die gesamte Probe aussortiert ist. Rotationsverfahren zur Auswahl der zu sortierenden Fläche Vorgehensweise bei der Auswertung Die aussortierten Organismen werden bestimmt, das Ergebnis gemeinsam mit der Anzahl und dem Sortieranteil notiert. Anschließend wird das Ergebnis auf die gesamte Probe hochgerechnet. Dies erfolgt durch Umrechnen des Sortieranteil auf die gesamte Probe; bei einem Sortieranteil von ¼ wird das Ergebnis mit 4 multipliziert. Taxa und deren Individuenzahlen aus dem Extras -Gefäß werden anschließend hinzugezählt. Dies aber nur dann, wenn sie im aussortierten Anteil nicht auftauchten. Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 11

17 Anmerkung: Im Rahmen der RIVPACS-Sortierung können optional weitere Modifikationen vorgenommen werden. Das ausführliche Protokoll der RIVPACS-Sortierung kann auf der Seite nachgelesen werden. 2.3 Lebendverfahren Für die hier als Lebendverfahren bezeichnete Variante wird seit vielen Jahren in den Bundesländern eingesetzt. Allerdings gibt es hierzu eine Vielzahl von Variationen sowohl bezüglich der Aufsammlung als auch bezüglich der Probensortierung. Sämtlich bundesweit zum Einsatz kommende Varianten zu testen, war im Rahmen dieses Projektes nicht möglich. Daher wurde lediglich eine etwas verbreitetere Variante der Lebend-Sortierung nach BRAUKMANN (2000) getestet Lebend-Sortierung Bei der modifizierten Lebend-Sortierung nach BRAUKMANN (2000) wird bereits im Gelände ein Teil der Tiere aus einer Probe heraussortiert, so weit wie möglich bestimmt und darüber hinaus die Häufigkeiten der Taxa abgeschätzt. Die Ansprache der Organismen im Gelände erfordert ausreichend Erfahrung und kann nur von Experten vorgenommen werden. Der Vorteil dieser Methode ist, dass im Vergleich zur Gesamtprobe nur wenige Tiere konserviert und zur Nachbestimmung ins Labor gebracht werden müssen. Die Probe wird nach der Entnahme in eine separate Weißschale gegeben, mit Wasser aufgeschwemmt und gesichtet. Zunächst werden alle im Gelände erkennbaren bzw. differenzierbaren Taxa notiert. Dann wird die Abundanz jedes dieser Taxa in Häufigkeitsklassen geschätzt. Dabei wird folgende Abstufung der Häufigkeitsklassen gewählt: 1 = 1; 2 = 2-20; 3 = 21-40; 4 = 41-80; 5 = ; 6 = ; (ALF et al. 1992). Von allen Taxa werden Belegexemplare aussortiert, in 70%igem Ethanol konserviert und zur späteren Nachbestimmung ins Labor verbracht. Bei allen im Gelände nicht hinreichend differenzierbaren Taxa (siehe Abschnitt 5; Operationelle Taxaliste) wird die Schätzung der Häufigkeitsklasse nach der Nachbestimmung der Tiere im Labor wie folgt revidiert. Beispiel: Im Gelände wird die Gattung Hydropsyche mit einer Häufigkeitsklasse 3 (entsprechend Individuen) notiert. Unter den 10 nachbestimmten Tieren befinden sich 3 Exemplare von Hydropsyche siltalai und 7 Exemplare von Hydropsyche incognita. Auf die mittlere Abundanz der Häufigkeitsklasse 3 (entsprechend 30 Individuen) hochgerechnet, ergibt sich für Hydropsyche siltalai eine Anzahl von 30/10 x 3 = 9 Individuen und somit die Häufigkeitsklasse 2 und entsprechend für Hydropsyche incognita eine Anzahl von 30/10 x 7 = 21 Individuen und somit die Häufigkeitsklasse 3. Als Ergebnis wird final eine Taxaliste mit Angaben zu den Häufigkeiten erstellt. Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 12

18 3 Entwicklung einer standardisierten Methodik und Methodenvergleichsuntersuchungen Die ursprüngliche AQEM-Methode sah keine Unterprobennahme vor (AQEM CONSORTIUM 2002). Da die Auswertung sämtlicher mit dieser Methode erhaltenen Organismen sehr aufwändig ist, wurde im Rahmen des STAR-Projektes eine Unterprobennahme eingeführt. Eine Unterprobe entspricht 1/6 der Gesamtprobe und enthält mindestens 700 Individuen. Die Herleitung des Kriteriums mindestens 700 Individuen stützte sich dabei auf die im Abschnitt 3.1 dargestellten Untersuchungen. Zudem wurden für die Entwicklung einer standardisierten Methodik zur Entnahme und Aufbereitung von Makrozoobenthosproben vergleichende Untersuchungen in den beiden folgenden Bereichen durchgeführt: Verschiedene Gesamtverfahren (Aufsammlung und Sortierung) Verschiedene Sortiermethoden Hinsichtlich der Gesamtverfahren wurden die Verfahren nach AQEM/STAR sowie nach RIVPACS getestet. Bei den Sortiermethoden wurden drei Varianten verglichen: a) AQEM/STAR, b) RIVPACS und c) Lebend-Sortierung. 3.1 Ermittlung von Mindestindividuenzahlen von Makrozoobenthosproben zur Fließgewässerbewertung Für die wasserwirtschaftliche Anwendung ist es wünschenswert, den zeitlichen und somit finanziellen Aufwand auf ein erforderliches Mindestmaß zu reduzieren, ohne dabei an Aussageschärfe zu verlieren oder einen signifikanten Informationsverlust zu riskieren. Es stellt sich daher die Frage, welchen Umfang eine Makrozoobenthosprobe haben muss, um hinreichend genaue und sichere Aussagen zum qualitativen Zustand eines Fließgewässerabschnitts formulieren und vorhandene Degradationserscheinungen möglichst genau identifizieren zu können. Hierzu wurde eine computergestützte elektronische Unterprobennahme in umfangreichen Taxalisten durchgeführt, mit dem Ziel, eine Mindestgröße (Mindestindividuenzahl) für eine Unterprobe abzuleiten Datengrundlage und Methodik der elektronischen Unterprobennahme Im Rahmen des EU-Projekts AQEM wurden für fünf deutsche Fließgewässertypen umfangreiche Datensätze mit einer standardisierten Methode erhoben (AQEM CONSORTIUM 2002). Bei der sogenannten AQEM-Methodik wird im Gegensatz zur ansonsten sehr ähnlichen AQEM/STAR-Methodik die Grobfraktion der gesamten Probe im Labor aussortiert. Im Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 13

19 Durchschnitt wurden dabei mehr als 1100 Individuen (Tieflandflüsse) bzw. mehr als 1500 Individuen (Mittelgebirgsbäche, Mittelgebirgsflüsse) je Probe bestimmt (Tab. 3.1). Daten von drei Gewässertypen wurden für die elektronische Unterprobennahme ausgewertet. Das Verlaufsschema für die elektronische Unterprobennahme ist in Abb. 3.1 dargestellt. Tab. 3.1: Datengrundlage für die computergestützte elektronische Unterprobennahme. Typ Proben Ø Ind. Min Ind. Max Ind. Ø Taxa Min Taxa Max Taxa Sandflüsse im TL Bäche im MG Flüsse im MG TL=Tiefland; MG=Mittelgebirge; Ind.=Individuen Aus den Taxalisten des AQEM-Projekts wurden mit einem Zufallsgenerator jeweils 100 Stichproben mit den Umfängen 100, 200, 300, 500 und 700 Individuen generiert. Für jede Stichprobe ( Unterprobe ) wurden zahlreiche biozönotische Kenngrößen ( Metrics ) berechnet, die schließlich mit den entsprechenden Werten für eine vollständig sortierte (Original-) Probe (= Bezugswert) verglichen wurden (Abb. 3.1). 100 Zufallsziehungen 152 Proben (drei Gewässertypen) aus jeder Probe von je: 100, 200, 300, 500 und 700 Individuen Metric - Ergebnisse zu 152 Proben (Bezugswerte) Stichproben Berechnung SI, Taxazahl, Faunaindex, EQI M, etc. Metric - Ergebnisse Vergleich mit den zu Bezugswerten Stichproben Abb. 3.1: Schema der computergestützten elektronischen Unterprobennahme. Das Kürzel EQI M kennzeichnet den multimetrischen Index. Es wurden ca. 100 verschiedene Metrics (ökologische Kenngrößen) ausgewertet, darunter der Saprobienindex (SI), die Taxazahl, der Deutsche Faunaindex und der multimetrische Index zur Bewertung der ökologischen Qualität mit Hilfe der benthischen Wirbellosen, der im Rahmen des AQEM Projektes spezifisch für jeden Gewässertyp entwickelt wurde (im Fol- Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 14

20 genden bezeichnet als EQI M Ecological Quality Index using Macroinvertebrates, LORENZ et al. 2001). Die Abweichungen der für die Unterproben ermittelten Werte einzelner Metrics zu den Bezugswerten wurden dann statistisch analysiert und grafisch dargestellt. Über den Grad der Abweichungen vom Bezugswert sind somit Aussagen über die Zuverlässigkeit der einzelnen Metrics sowie des multimetrischen Index bei verminderten Probenumfängen (Stichprobengrößen) zu machen. Hieraus lässt sich die Mindeststichprobengröße ableiten Ergebnisse der elektronische Unterprobennahme In Abb. 3.2 sind beispielhaft für eine Probestelle des Gewässertyps 9 ( Mittelgebirgsflüsse ) die Spannweiten für die drei Metrics Faunaindex, multimetrischer Index EQI M und Saprobienindex in Abhängigkeit von den unterschiedlichen Stichprobengrößen (Individuenanzahlen) dargestellt. 1,2 4,5 1,0 0,8 4,0 Faunaindex 0,6 0,4 0,2 0,0 EQI M 3,5 3,0-0,2 2,5-0,4-0, Stichprobengröße Min/Max 25% -75% Median Ausreißer 2, Stichprobengröße Min/Max 25% -75% Median Ausreißer Extrema 2,1 2,0 1,9 SI 1,8 1,7 1,6 1, Stichprobengröße Min/Max 25% -75% Median Ausreißer Abb. 3.2: Spannweiten des Faunaindex, des multimetrischen Index (EQI M ) und des Saprobienindex (SI) für eine Probestelle des Gewässertyps Silikatische Mittelgebirgsflüsse (Typ 9) in Abhängigkeit von der Stichprobengröße. Die waagerechte Linie gibt den jeweiligen Bezugswert der entsprechenden (vollständig aussortierten) Probe an. Zu erkennen ist, dass die Spannweite der ermittelten Metricwerte, also der Grad der Abweichungen vom jeweiligen Bezugswert, mit Zunahme der Stichprobengröße abnimmt. Für den multimetrischen Index ist eine Annäherung des Medians an den entsprechenden Bezugswert Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 15

21 erst ab einer Stichprobengröße von 500 Individuen zu erkennen. Er schwankt aber dennoch bis zu 0,2 Punkte um den Bezugswert (Spannweite des Metrics: 4,0 Punkte). Die Abweichungen ausgewählter Metrics vom jeweiligen Bezugswert in Abhängigkeit von der Stichprobengröße zeigt Abb. 3.3 für den Gewässertyp silikatische Mittelgebirgsflüsse. Erkennbar ist, dass insbesondere die Taxazahl stark von der Stichprobengröße abhängt. Sie erweist sich als weniger robust gegenüber einer Unterprobennahme. Die Abweichungen von Saprobien- und Faunaindex gegenüber dem Bezugswert sind hingegen auch schon bei stark verringerten Stichprobengrößen eher gering; lediglich der Anteil der Ausreißer (Abweichung > 2fache Standardabweichung) wird mit zunehmender Stichprobengröße geringer. Für den multimetrischen Index (EQI M ) lagen die Abweichungen von etwa 50% der Werte auch bei einer Stichprobengröße von 700 Individuen noch über 0,2 Punkte. Bei den beiden weiteren untersuchten Gewässertypen (Typ 5 Mittelgebirgsbäche und Typ 15 Tieflandsandflüsse ) zeigten sich vergleichbare Ergebnisse Min/Max 25-75% Ausreißer 0,7 0,6 0,5 Min/Max 25-75% Ausreißer Extrema Taxazahl SI 0,4 0,3 20 0,2 10 0, Stichprobengröße 0, Stichprobengröße 2,2 2,0 1,8 Min/Max 25-75% Ausreißer Extrema 2,2 2,0 1,8 Min/Max 25-75% Ausreißer Extrema 1,6 1,6 Faunaindex 1,4 1,2 1,0 0,8 EQI M 1,4 1,2 1,0 0,8 0,6 0,6 0,4 0,4 0,2 0,2 0, Stichprobengröße 0, Stichprobengröße Abb. 3.3: Abweichungen der Taxazahl, des SI, des Faunaindex und des multimetrischen Index (EQI M ) von den jeweiligen Bezugswerten der vollständig sortierten Proben für den Gewässertyp Silikatische Mittelgebirgsflüsse (Typ 9) Schlussfolgerungen Die elektronische Unterprobennahme hat gezeigt, dass in Abhängig des jeweiligen Metric und des untersuchten Gewässertyps - Stichprobengrößen von etwa Individuen zu befrie- Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 16

22 digenden Bewertungsergebnissen führen können. Dies bedeutet eine Verringerung des Probenumfangs um bis zu 75%. Daraus ergeben sich erhebliche Zeiteinsparungen und somit eine Reduktion der Kosten. 3.2 Vergleich verschiedener Gesamtprotokolle In der Fließgewässerlimnologie existieren verschiedenste Verfahren zur Entnahme und Aufbereitung von Makrozoobenthosproben. Diese Freiland- und Labormethoden werden im Folgenden, in Anlehnung an den englischen Begriff, als Protokolle bezeichnet. Ein Test sämtlicher Protokolle war weder aus Zeit- noch aus Kostengründen im Rahmen dieses Projektes möglich. Zudem sind Vor- und Nachteile vieler Methoden gut bekannt. So eignen sich beispielsweise Zeitsammelmethoden weniger gut für den Vergleich unterschiedlichen Gewässertypen; andere Verfahren, wie etwa die DIN-Methode, sind für die Zwecke der EU-WRRL nicht ausreichend standardisiert. Demgegenüber handelt es sich bei der relativ neuen AQEM/STAR-Methodik um ein flächenbezogenes Multi-Habitat-Sampling-Verfahren, das zudem in hohem Maße standardisiert ist. Letzteres gilt auch für die RIVPACS-Methode, die vergleichsweise schnell durchführbar ist (geringerer Kostenaufwand), jedoch auf einer Zeitsammelmethode basiert. Die wichtigste Fragestellung, die hinter dem Vergleich der beiden Gesamtprotokolle steht, lautet: Unterscheiden sich verschiedene Protokolle im Hinblick auf das Bewertungsergebnis, oder ist das Bewertungsverfahren so robust, dass es trotz verschiedener Methoden zu demselben Bewertungsergebnis kommt? Ergebnisse des Vergleichs der Gesamtprotokolle Grundlage des Vergleichs Der Vergleich der Gesamtprotokolle nach AQEM/STAR und RIVPACS wurde an zwei Gewässertypen (Typ 5: grobmaterialreiche, silikatische Mittelgebirgsbäche und Typ 15: sandund lehmgeprägte Tieflandflüsse) durchgeführt. An beiden Gewässertypen wurden jeweils 14 Proben nach AQEM/STAR und 14 nach RIVPACS entnommen und entsprechend weiterbearbeitet. Insgesamt basiert also der Vergleich auf 56 Datensätzen (2 Typen x 14 Aufsammlungen x 2 Protokolle). Die Daten wurden im Rahmen des EU-Projektes STAR vom selben Probennehmer erhoben. Für alle 56 Datensätze wurden anschließend die jeweils für ihren Typ relevanten Core-Metrics sowie der entsprechende multimetrische Index (MMI 1 ; Bewertungsergebnis) berechnet. Ergebnisse des Vergleichs Die Auswahl der Probestellen im STAR-Projekt stand unter der Prämisse, möglichst das 1 entwickelt im Rahmen des UBA-Projektes: Weiterentwicklung des nationalen Bewertungssystems mit dem Makrozoobenthos Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 17

23 komplette Spektrum potenzieller struktureller Degradation abzudecken. Die beiden zur Anwendung gekommenen Verfahren zeigen somit ein breites Spektrum an Bewertungsergebnissen. So decken sie im Fall des Typs 5 die Klassen 1 bis 4, im Fall des Typs 15 die Klassen 2 bis 5 (AQEM/STAR) bzw. 2 bis 4 (RIVPACS) ab (Abb. 3.4). 1,00 ökologische Zustandsklasse I - sehr gut 0,80 Werte des MMI 0,60 0,40 II - gut III - mäßig IV - unbefriedigend 0,20 V - schlecht 0,00 Proben Gewässertyp 5 AQEM/STAR-Gesamt RIVPACS-Gesamtprotokoll 1,00 ökologische Zustandsklasse I - sehr gut 0,80 Werte des MMI 0,60 0,40 0,20 II - gut III - mäßig IV - unbefriedigend V - schlecht 0,00 Proben Gewässertyp 15 AQEM/STAR-Gesamt RIVPACS-Gesamtprotokoll Abb. 3.4: MMI-Ergebnisse des Gesamtprotokollvergleichs von AQEM/STAR-Gesamt und RIVPACS (jeweils Probennahme und Sortierung). Dargestellt sind die Ergebnisse für beide Gewässertypen (Typ 5 obere Grafik, Typ 15 untere Grafik). Rechts dargestellt sind jeweils die ökologischen Zustandsklassen die eine Bewertung nach dem MMI ergibt. Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 18

24 Ausgehend von den AQEM/STAR- bzw. RIVPACS-Gesamtprotokollen ergeben sich teilweise unterschiedliche ökologische Zustandsklassen; dies betrifft drei Fälle bei Typ 5 sowie acht Fälle bei Typ 15, von jeweils 14 Proben insgesamt (Abb. 3.4). Die Unterschiede betragen in allen Fällen eine Zustandsklasse. Somit deutet sich an, dass sich Unterschiede zwischen beiden Verfahren im Fall der Tieflandflüsse deutlicher auf das Ergebnis auswirken als im Fall der Mittelgebirgsbäche. Insgesamt sind die Abweichungen jedoch indifferent, d.h. keines der beiden Verfahren bewertet die Gewässer grundsätzlich höherwertig als das jeweils andere. Fazit und weiteres Vorgehen Der Vergleich der beiden Gesamtprotokolle hat gezeigt, dass in 11 von 28 Fällen (39%) unterschiedliche Bewertungsergebnisse erzielt werden. Diese sehr hohe Quote macht deutlich, dass unterschiedliche Protokolle zu unterschiedlichen Ergebnissen führen. Daraus ergibt sich die dringende Notwendigkeit, die Untersuchungen zur Bewertung von Fließgewässern gemäß der EU-WRRL mit einer einheitlichen Methodik durchzuführen. Bei der Entwicklung einer einheitlichen (standardisierten) Methodik sind drei wesentliche Bereiche zu unterscheiden: 1. Aufsammlung 2. Sortierung 3. Bestimmung Zu 1.: Die AQEM/STAR-Aufsammlungsmethodik ist in hohem Maße standardisiert. Dies trifft für andere Verfahren in weit geringerem Umfang zu (z.b. RIVPACS- Aufsammlungsmethodik), die, begründet in ihrer Struktur, prinzipiell weniger standardisierbar ist. Aus diesem Grund wird für die folgenden Sortiermethodenvergleiche auf die A- QEM/STAR-Aufsammlungsmethodik zurückgegriffen. Zu 2.: Ausgehend von der AQEM/STAR-Aufsammlungsmethodik werden verschiedene Sortiervorschriften getestet. Die Ergebnisse dazu werden in den folgenden Abschnitten dargestellt. Zu 3. Für die Bestimmung der Organismen wurde eine Operationelle Taxaliste entwickelt (Abschnitt 5). Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 19

25 3.3 Die AQEM/STAR-Methode (Aufwand und Ergebnisse) Zentrales Ziel des hier vorliegenden Projektes war es, eine Methodik zur Erfassung und Auswertung des Makrozoobenthos aus Fließgewässern zu entwickeln. Diese Methodik sollte zum einen in hohem Maße standardisiert und zum anderen mit einem vertretbaren Zeit- und damit auch Kostenaufwand durchführbar sein. Da es sich bei der AQEM/STAR-Methode um ein standardisiertes Verfahren handelt, stellte sich die Frage nach ihrem Zeitaufwand. Hierfür wurde in einem ersten Schritt der Zeitaufwand dieser Methode für eine größere Zahl von AQEM/STAR-Proben ermittelt. Hierzu wurden für die einzelnen Proben jeweils die Zeiten für die Probennahme im Gelände sowie die Bearbeitungszeiten im Labor (Unterprobennahme, Probensortierung, Bestimmung der Taxa) erfasst (Tab. 3.2). Tab. 3.2: Durchschnittlicher Zeitaufwand für die Bearbeitung einer AQEM/STAR- Unterprobe. Unterprobe (gesamt) [h] Aufsammlung (im Gelände): 0,75 Probennahme (n=123) Bearbeitung (im Labor): 0,5 Unterprobennahme (n=123) Sortierung (n=123) 5,7 Bestimmung (n=70) 4,9 Dateneingabe (n=70) 0,75 Gesamtaufwand 12,6 Die mittlere Anzahl der ausgewerteten Felder für eine Unterprobe (siehe Abschnitt 2.1.2) beträgt 7,5 (von 30). D.h., im Durchschnitt entsprach eine Unterprobe einem Viertel der Gesamtprobe. Tab. 3.3: Durchschnittliche Individuen- und Taxazahlen für eine AQEM/STAR-Unterprobe. Unterprobe (gesamt) Unterprobe auf Gesamtprobe (1,25 m 2 ) hochgerechnet Individuenzahl (n=70) Taxazahl (n=70) 52 - Zusammenfassend lässt sich festhalten, dass für die Bearbeitung einer AQEM/STAR-(Unter-) Probe im Mittel 12,6 Stunden nötig sind. Im Schnitt werden dabei 52 Taxa erfasst und über 1000 Individuen sortiert und bestimmt, was hochgerechnet auf die Gesamtprobe im Mittel über 5300 Tiere bedeutet (Tab. 3.3). Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 20

26 3.3.1 Modifikation der AQEM/STAR-Methode Der Gesamtaufwand für eine AQEM/STAR-Probe (Grob- und Feinfraktion) beträgt - wie bereits oben erwähnt - im Mittel 12,6 Stunden. Ein solch hoher Wert ist für ein bundesweit anzuwendendes Verfahren im Routinebetrieb als deutlich zu hoch anzusehen. Es war daher notwendig, das AQEM/STAR-Verfahren zu modifizieren. Hierbei galt es zu beachten, dass zum einen der hohe Standardisierungsgrad und die Aussagekraft dieses Verfahrens erhalten bleibt und zum anderen der Zeitaufwand deutlich reduziert wird. Über 80% der Zeit werden für das Sortieren und Bestimmen einer AQEM/STAR-Probe benötigt (siehe Tab. 3.2). Daher haben sich die Überlegungen für eine Modifikation des Verfahrens auf diesen Bereich konzentriert. Ausgangspunkt hierfür war folgende Hypothese: Für die Aussagekraft der Bewertungsverfahren ist ein möglichst hohes taxonomisches Niveau (Artniveau) bedeutsam, da dieses die höchste Information enthält. Das Außerachtlassen von vielfach nur auf Familien- oder maximal Gattungsniveau bestimmbaren Jungstadien des Makrozoobenthos sollte daher keine nennenswerte Auswirkung auf die Bewertungsverfahren haben. Ausgehend von dieser Hypothese wurde folgende Verfahrensmodifikation eingeführt: Jede AQEM/STAR-Probe wurde nach der Entnahme einer Unterprobe über einer Siebkaskade gespült und in eine Grob- ( 2 mm) und eine Feinfraktion (< 2 mm) getrennt. Im Sinne der o.g. Hypothese müsste ein größerer Teil der Jungstadien in die Feinfraktion gespült werden, während die älteren Stadien zu einem größeren Teil in der Grobfraktion verbleiben. Damit verbunden müsste auch ein größerer Teil der (Art-) Informationen in der Grobfraktion enthalten sein. Um diese Hypothese zu prüfen, wurden schon während der Bearbeitung sämtliche Proben aus Tab. 3.2 in eine Grob- und eine Feinfraktion aufgeteilt (siehe Abschnitt 2.1.2). Die Sortierund Bestimmungszeiten der beiden Fraktionen wurden erfasst und sind in Tab. 3.4 wiedergegeben. Tab. 3.4: Arbeitsaufwand sowie Individuen- und Taxazahlen von Grob- und Feinfraktion einer Unterprobe (AQEM/STAR-Methodik). Feinfraktion < 2 mm Grobfraktion 2 mm* Unterprobe (gesamt) Sortierung [h] (n=123) 3,1 2,6 5,7 Bestimmung [h] (n=70) 2,4 2,5 4,9 Individuenzahl (n=70)** Taxazahl (n=70) 40* Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 21

27 Relative Taxazahl [%] (n=70) 77* * = Inklusive Einzelexemplare; ** = tatsächlich aussortierte (nicht hochgerechnete) Individuen Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 22

28 Aus Tab. 3.4 geht hervor, dass der Zeitaufwand für die Bearbeitung (Sortierung und Bestimmung) für jeweils eine der beiden Fraktionen im Vergleich zur gesamten Unterprobe etwa halb so groß ist. die Bearbeitung der Grobfraktion (5,1 h) dabei noch etwas weniger aufwändig als die der Feinfraktion (5,5 h) ist. Dies korrespondiert mit den etwas unterschiedlichen Individuenzahlen (Feinfraktion: 597; Grobfraktion: 469). im Mittel die Grobfraktion 81% der Taxa der gesamten Unterprobe enthält. Der entsprechende Wert für die Feinfraktion liegt bei 77%. Die folgende Tabelle enthält eine Zusammenfassung für den Gesamtaufwand der untersuchten Varianten. Tab. 3.5: Zeitaufwand zur Bearbeitung der verschiedenen Fraktionen einer AQEM/STAR- Unterprobe. Feinfraktion < 2 mm Grobfraktion 2 mm Unterprobe (gesamt) Probennahme [h] (n=123) O,75* O,75* O,75* Unterprobennahme [h] (n=123) 0,5* 0,5* 0,5* Sortierung [h] (n=123) 3,1 2,6 5,7 Bestimmung [h] (n=70) 2,4 2,5 4,9 Dateneingabe [h] (n=70) 0,5 0,5 0,75 Gesamtaufwand[h] 7,25 6,85 12,6 Taxazahl (n=70) Relative Taxazahl [%] (n=70) * = Die Werte für Probennahme und Unterprobennahme sind identisch, da erst in dem darauffolgenden Schritt die Trennung in die Fraktionen erfolgt. Sehr wesentlich ist allerdings die Frage, welche Auswirkungen die Auftrennung in die beiden Fraktionen auf das Bewertungsergebnis (MMI) hat. Hierzu wurden für 30 Datensätze die MMI-Werte jeweils für AQEM/STAR-Gesamtprobe, -Grobfraktion und -Feinfraktion berechnet. Die Abb. 3.5 gibt die entsprechenden Ergebnisse wieder. Gemessen an AQEM/STAR-Gesamt erreicht die AQEM/STAR-Grobfraktion in 26 von 30 Fällen (87%) dieselbe ökologische Zustandsklasse. Die mittlere Abweichung beträgt 6,1% (Standardabweichung ± 5,85%). Für die Feinfraktion liegen die Werte bei 27 von 30 (90%) bei einer mittleren Abweichung von 9,6% (Standardabweichung ± 5,63%). Die beiden Verfahren liefern demnach vergleichbare Ergebnisse. Vor dem Hintergrund der schnelleren und einfacheren Bearbeitung der Grobfraktion im Vergleich zur Feinfraktion (vgl. Tab. 3.5) beschränken sich die folgenden Untersuchungen auf die Grobfraktion. Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 23

29 1,00 ökologische Zustandsklasse I - sehr gut 0,80 II - gut Werte des MMI 0,60 0,40 III - mäßig IV - unbefriedigend 0,20 V - schlecht 0,00 Typ 1 Typ 19 Typ 3 Typ 5.1 Typ 9.2 Proben nach Gewässertypen AQEM/STAR-Gesamt AQEM/STAR-Grobfraktion AQEM/STAR-Feinfraktion Abb. 3.5: Bewertungsergebnisse der Sortiervarianten des AQEM/STAR-Protokolls. Aufgetragen sind jeweils die MMI-Werte für AQEM/STAR-Gesamt, AQEM/STAR-Grobfraktion und AQEM/STAR-Feinfraktion nach Proben für die jeweiligen Gewässertypen. Die entsprechenden ökologischen Zustandsklassen sind rechts eingeblendet. Fazit: Durch die Trennung der Unterprobe in eine Grob- und eine Feinfraktion und lediglich der Weiterbearbeitung der Grobfraktion wird der Arbeitsaufwand annähernd halbiert. Gleichzeitig verbleiben im Mittel 81% der Taxa in der Grobfraktion. In 87% der Fälle erreicht die Grobfraktion dieselbe ökologische Zustandsklasse wie AQEM/STAR-Gesamt. Damit stellt die AQEM/STAR-Grobfraktion im Sinne der oben aufgestellten Hypothese ein praktikables und bewertungsstabiles Verfahren dar. Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 24

30 3.4 AQEM/STAR-Sortierung im Vergleich mit anderen Sortiertechniken Die meisten Aufsammlungsmethoden produzieren sehr hohe Individuenzahlen. Eine vollständige Aussortierung der Individuen aus der Probe ist daher mit einem hohen Aufwand verbunden, der für die Praxis wenig geeignet ist. Um diesen Aufwand zu reduzieren, gibt es grundsätzlich zwei verschiedene Herangehensweisen: Es wird eine repräsentative Teilmenge entnommen und nur diese vollständig aussortiert oder es werden von jedem (mit dem bloßen Auge) unterscheidbaren Taxon nur einige Exemplare aussortiert und die Häufigkeit dieser Taxa in der Probe geschätzt. Letztere Variante wird bei der biologischen Fließgewässerüberwachung in Deutschland seit langem angewandt und ist weit verbreitet. Dabei werden die Organismen im lebenden Zustand im Gelände sortiert (sog. Lebend-Sortierung). Bei der ersten Variante hingegen handelt es sich um ein Laborverfahren, d.h. die Proben werden im Gelände konserviert und im Labor aussortiert. Hierfür wurden die Techniken nach AQEM/STAR (vollständige Sortierung sowie Grobfraktion) und nach RIVPACS (nur Teilsortierung) getestet. Insgesamt wurden also vier verschiedene Protokolle miteinander verglichen: Lebend- Sortierung, RIVPACS, AQEM/STAR-Gesamt und AQEM/STAR-Grobfraktion. Für diesen Sortiermethodenvergleich wurden alle Proben nach der AQEM/STAR-Methode entnommen. Anschließend wurden die verschiedenen Sortiertechniken paarweise gegeneinander getestet. Hierdurch konnten die jeweils miteinander verglichenen Verfahren stets auf dieselbe (Unter-) Probe zurückgreifen (Details zu den jeweiligen Sortierprotokollen sind in Abschnitt erläutert). Überprüft wurden dabei folgende Aspekte: Wie hoch ist der Zeitaufwand der jeweiligen Methode? Wie hoch sind die Individuen- und Taxazahlen? und Wie unterscheiden sich die Bewertungsergebnisse? Durch dieses Versuchsdesign wurde sichergestellt, dass mögliche Unterschiede in den Ergebnissen ausschließlich auf den Unterschieden der angewandten Sortiertechniken basieren und nicht auf unterschiedlichen Probennahmetechniken und/oder Proben. Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 25

31 3.4.1 Methodenvergleich der RIVPACS- und AQEM/STAR-Sortierung Ziel dieses Vergleiches war, zu überprüfen, ob sich die aus RIVPACS- bzw. AQEM/STAR- Sortierung resultierenden Taxalisten und damit insbesondere die späteren Bewertungsergebnisse der Gewässer unterscheiden. Der Vergleich der beiden Sortiermethoden wurde jeweils an derselben Unterprobe einer nach AQEM/STAR-Aufsammlungsmethodik entnommenen Probe (siehe Abschnitt 2.1.1) durchgeführt. Insgesamt wurden 20 Unterproben der Gewässertypen 1, 3 und 5.1 nach beiden Sortiervorschriften bearbeitet. Die in Abschnitt beschriebene Vorschrift der AQEM/STAR-Sortierung fordert eine Trennung der zu sortierenden Unterprobe in eine Grob- ( 2 mm) und eine Feinfraktion (< 2 mm). Die RIVPACS-Sortierung wurde somit nach dem oben beschriebenen Verfahren an beiden Fraktionen durchgeführt. Es ist davon auszugehen, dass durch die Auftrennung in Grob- und Feinfraktion das Ergebnis der RIVPACS-Sortierung verbessert wurde, da das Auffinden und damit das Aussortieren kleinerer Organismen in einer homogeneren Fraktion i.d.r. leichter ist. Im Rahmen der RIVPACS-Sortierung (Abschnitt 2.2.2) wurden alle aussortierten Individuen mittels eines Handzählers gezählt und nach Fraktionen getrennt in verschiedene Gefäße sortiert. Das verbliebene Material wurde anschließend analog zum Sortierprotokoll nach AQEM/STAR (Abschnitt 2.1.2) vollständig ausgelesen und, nach Fraktionen getrennt, in separate Gefäße sortiert. Auch hierbei wurden alle Individuen gezählt. Dieser Vorgang wurde so lange wiederholt, bis Grob- und Feinfraktion der Unterprobe vollständig aussortiert waren. Bei Erreichen von insgesamt 700 Individuen (RIVPACS- inklusive AQEM/STAR- Sortierung) war das Kriterium der Unterprobe erfüllt und der Sortiervorgang abgeschlossen. War dies nicht der Fall, wurde der Anteil der Unterprobe erhöht (siehe Abschnitt 2.1.2) und die Sortierung nach beschriebenem Muster fortgesetzt. Die ausgelesenen Individuen wurden dann jeweils getrennt nach Sortiermethode sowie Grobund Feinfraktion bestimmt. Ebenfalls wurden alle Sortier- und Bestimmungszeiten separat nach Methode und Fraktion notiert. Im Rahmen der RIVPACS-Sortierung wurden die aus den Bestimmungsergebnissen resultierenden Taxalisten beider Fraktionen vereint und anschließend das Ergebnis der teilsortierten Unterprobe auf die gesamte Unterprobe hochgerechnet (Abschnitt 2.2.2). Das Ergebnis der AQEM/STAR-Sortierung wurde getrennt nach Fraktionen ermittelt. So wurde zunächst eine Taxaliste für alle (inklusive der im Rahmen der RIVPACS-Sortierung) ausgesuchten Individuen aus der Grobfraktion (AQEM/STAR-Grobfraktion) erstellt. In einem zweiten Schritt wurde die Taxaliste aller Individuen aus der vollständig sortierten Unterprobe erstellt (AQEM/STAR-Gesamt). Anschließend wurden die Ergebnisse der Unterprobe (beider Sortiermethoden) auf die Gesamtprobe (Flächenbezug: 1,25 m 2 ) hochgerechnet und die im Gelände entnommenen und bestimmten Einzelexemplare (Abschnitt 2.1.1) hinzu addiert. Auch für die Bestimmung der Einzelexemplare wurden die Bearbeitungszeiten notiert. Die Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 26

32 aus den Taxalisten resultierenden Bewertungsergebnisse der Gewässer wurden mit Hilfe der im UBA-Projekt 2 entwickelten multimetrischen Indizes berechnet. Tab. 3.6: Vergleich der Sortiervorschriften nach AQEM/STAR und RIVPACS; durchschnittliche Bearbeitungszeiten mit Angaben zur Anzahl ausgelesener und bestimmter Individuen sowie zu Taxazahlen in Abhängigkeit von der Sortiermethode. n = 20 Sortierung Bestimmung Mittlere Mittlere Relative Taxazahl [%] [h] [h] Individuenzahl * Taxazahl AQEM/STAR-Gesamt 9,1 4, AQEM/STAR-Grobfraktion 3,0 2, RIVPACS 2,3 2, * = tatsächlich aussortierte (nicht hochgerechnete) Individuen Der bereits weiter oben beschriebene Effekt, dass eine Reduktion auf die Grobfraktion mit einer deutlichen Zeitersparnis einhergeht, wird auch durch diesen Datensatz bestätigt (Tab. 3.6). Gleiches gilt für relative und absolute Taxazahlen. Die etwas höhere Individuenzahl (vgl. mit Tab. 3.4) bei AQEM/STAR-Gesamt hängt mit einigen wenigen sehr individuenreichen Proben zusammen, die zudem einen überproportionalen Anteil an Jungstadien enthielten. Das RIVPACS-Sortierverfahren ist etwas schneller als die AQEM/STAR-Vorschrift. Allerdings sind auch Individuen und Taxazahlen etwas niedriger. Wie bereits weiter oben festgestellt, ist AQEM/STAR-Gesamt zwar am aufwändigsten, liefert aber auch die höchsten Individuen- und Taxazahlen. Es ist daher davon auszugehen, dass dieses Verfahren der Realität am nächsten kommt. Aus diesem Grunde, und weil es letztlich hier nur um den Vergleich der beiden deutlich schnelleren Vorschriften AQEM/STAR- Grobfraktion und RIVPACS geht, wurde AQEM/STAR-Gesamt als Richtwert genutzt, also als korrektes Bewertungsergebnis angesehen. Im Folgenden sind die mittleren Abweichungen der einzelnen Metrics des MMI der AQEM/STAR-Grobfraktion bzw. RIVPACS-Sortierung von den entsprechenden Werten von AQEM/STAR-Gesamt wiedergegeben (Abb. 3.6). 2 UBA-Projekt: Weiterentwicklung und Anpassung des nationalen Bewertungssystems für Makrozoobenthos an neue internationale Vorgaben Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 27

33 Abweichung Typ 1 AQEM/STAR- Grobfraktion RIVPACS % Abweichung GFI D04 % epirhithral % lithal % gath/coll %-xeno % crustacea Core Metrics - N =1 Mittlere Abweichung Typ 3 AQEM/STAR- Grobfraktion RIVPACS % Abweichung GFI_D04 % Plecoptera RTI SW Diversity szo_hk Core Metrics - N =12 Abb. 3.6 (Seite 27-28): Mittlere prozentuale Abweichung der Core Metric -Ergebnisse der AQEM/STAR-Grobfraktion und der RIVPACS-Sortierung von AQEM/STAR-Gesamt (getrennt nach Gewässertyp). Erläuterung der Core Metrics : % crus = prozentualer Anteil Crustacea-Individuen; % epirhithral = prozentualer Anteil Epirhithral präferierender Individuen; % EPT HK = prozentualer Anteil Ephemeroptera-, Plecoptera-, Trichoptera-Individuen nach Häufigkeitsklassen; % gath/coll = prozentualer Anteil Sammler; % lithal = prozentualer Anteil lithal präferierender Individuen; % metarhithral = prozentualer Anteil Metarhithral präferierender Individuen; % pelal = prozentualer Anteil Pelal präferierender Individuen; % Plec = prozentualer Anteil Plecoptera-Individuen; cuprp_hk = prozentualer Anteil rheophiler Individuen nach Häufigkeitsklassen; GFI D01 = German Fauna Index D01; GFI D05 = German Fauna Index D05; GFID04 = German Fauna Index D04; no_pleco = Anzahl Plecoptera-Taxa.; p_shred = prozentualer Anteil Zerkleinerer-Individuen; rheo IZ = Rheoindex nach Banning (Individuenzahl); RTI = Rhithron-Typie-Index; SW Diversity = Shannon-Wiener Diversity; szo_hk = prozentualer Anteil oligosaprober Individuen nach Häufigkeitsklassen; szx_hk = prozentualer Anteil xenosaprober Individuen nach Häufigkeitsklassen; xeno % = prozentualer Anteil xenosaprober Individuen Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 28

34 Mittlere Abweichung Typ 5.1 AQEM/STAR- Grobfraktion RIVPACS % Abweichung SW Diversity GFI_D04 szx_hk % Plecoptera Core Metrics - N =7 Bei einer Abweichung von 20% wird in Bezug auf ein einzelnes Metric in jedem Fall eine Klassengrenze überschritten. Bei der RIVPACS-Sortierung ist dies bei 5 von 14 Metrics (36%) der Fall. Bei der AQEM/STAR-Grobfraktion wird dieser Wert in 4 von 14 Fällen (29%) überschritten. Aus diesen Metrics wurden für die je 20 Datensätze zu AQEM/STAR-Gesamt, AQEM/STAR-Grobfraktion sowie RIVPACS die Bewertungsergebnisse (MMI) berechnet (Abb. 3.7). Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 29

35 1,0 ökologische Zustandsklasse I - sehr gut 0,8 II - gut Werte des MMI 0,6 0,4 III - mäßig IV - unbefriedigend 0,2 V - schlecht 0,0 Typ 1 Typ 3 Typ 5.1 Proben nach Gewässertypen AQEM/STAR-Gesamt AQEM/STAR-Grobfraktion RIVPACS Abb. 3.7: Bewertungsergebnisse nach Sortiermethoden. Aufgetragen sind jeweils die MMI- Werte für AQEM/STAR-Gesamt, AQEM/STAR-Grobfraktion und RIVPACS-Sortierung nach Proben für die jeweiligen Gewässertypen. Die entsprechenden ökologischen Zustandsklassen sind rechts eingeblendet. Das RIVPACS-Verfahren gelangt in 3 von 20, die AQEM/STAR-Grobfraktion in 4 von 20 Fällen zu einem anderen Bewertungsergebnis als AQEM/STAR-Gesamt. Die Abweichungen betragen jeweils eine Zustandsklasse (in beiden Verfahren Abweichungen sowohl nach oben wie auch nach unten). Die mittlere Abweichung des RIVPACS-Verfahrens (von AQEM/STAR-Gesamt) beträgt 5,8% (Standardabweichung: ± 10,1%), die der AQEM/STAR-Grobfraktion 6,7% (Standardabweichung: ± 5,8%) Methodenvergleich der Lebend- und AQEM/STAR-Sortierung Ziel dieses Vergleichs war zu erkennen, welche Unterschiede sich ergeben, wenn im Gelände ein Teil der Organismen einer Unterprobe im lebenden Zustand sortiert werden (modifizierte Lebend-Sortierung nach BRAUKMANN 2000) und anschließend dieselbe Unterprobe im Labor nach der AQEM/STAR-Sortiervorschrift bearbeitet wird. Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 30

36 Insgesamt wurde dieser Vergleich an 20 Proben verschiedener Gewässertypen (Typen 1, 3, 5.1, 9.2 und 18) durchgeführt. Um die Lebend-Sortierung im Rahmen des Methodenvergleichs an einer Probe durchzuführen, wurde die nach der AQEM/STAR- Aufsammlungsmethode genommene Probe zunächst wie folgt behandelt: Nach der Probennahme wurde die Gesamtprobe über dem Unterproben-Sieb ausgebreitet und in die passende Weißschale gestellt. Unter Zugabe von Wasser wurde die Probe aufgeschwemmt und der Anteil geschätzt, der den Kriterien einer Unterprobe (1/6 der Gesamtprobe und mindestens 700 Individuen) entspricht. Das Substrat auf der entsprechenden Anzahl von Feldern wurde nach der in Abschnitt erläuterten Vorgehensweise entnommen und an diesem Material (Unterprobe) die Lebend-Sortierung durchgeführt. Das nach der Lebend-Sortierung verbliebene Material der Unterprobe wurde nicht verworfen, sondern weiter bearbeitet: Es wurden nach den in Abschnitt genannten Kriterien Einzelexemplare entnommen und getrennt konserviert. Der verbleibende Rest der Unterprobe wurde zur weiteren Bearbeitung ins Labor gebracht. Die im Rahmen der Lebend-Sortierung entnommenen Belegexemplare wurden im Labor bestimmt und anschließend wieder vorsichtig in die Unterprobe gemischt. Daraufhin wurde dieselbe Unterprobe nach der in Abschnitt (AQEM/STAR-Sortiervorschrift) erläuterten Methode aufgearbeitet. Da das Ergebnis der Lebend-Sortierung auf Häufigkeitsklassen basiert, mussten diese für die Berechnung der Bewertungsergebnisse in mittlere Individuenzahlen umgerechnet werden (z.b. Häufigkeitsklasse 3 in 30 Individuen). Die so erhaltenen Individuenzahlen wurden anschließend auf die Gesamtprobe (unter Berücksichtigung des Anteils der Unterprobe) hochgerechnet. Das Ergebnis der AQEM/STAR-Sortierung wurde wiederum getrennt nach Fraktionen ermittelt (siehe Abschnitt 3.4.1). So wurden Taxalisten für die gesamte nach AQEM/STAR sortierte Unterprobe (AQEM/STAR-Gesamt) und für die AQEM/STAR-Grobfraktion erstellt. Die Hochrechnung der Ergebnisse und Berechnung der Bewertungsergebnisse erfolgt analog der Vorgehensweise in Abschnitt Tab. 3.7: Sortiervorschriften nach AQEM/STAR im Vergleich mit der Lebend-Sortierung; Bearbeitungszeiten mit Angaben zur Anzahl ausgelesener und bestimmter Individuen sowie zu Taxazahlen in Abhängigkeit von der Sortiermethode. n = 20 Sortierung [h] Bestimmung [h] Mittlere Individuenzahl* Mittlere Taxazahl Relative Taxazahl [%] AQEM/STAR-Gesamt 7,7 5, AQEM/STAR-Grobfraktion 3,1 3, Lebend-Sortierung 0,7 1, * = tatsächlich aussortierte (nicht hochgerechnete) Individuen Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 31

37 Auch dieser Datensatz (Tab. 3.7) zeigt für beide Varianten des AQEM/STAR-Verfahrens (Gesamt und Grobfraktion) sehr ähnliche mittlere Taxazahlen, wie jene aus dem großen Datensatz (vgl. Tab. 3.4). Gleiches gilt für die deutliche Reduktion des Zeitaufwands für die Grobfraktion im Vergleich zu AQEM/STAR-Gesamt. Die bei AQEM/STAR-Gesamt und AQEM/STAR-Grobfraktion überdurchschnittlich hohen Individuenzahlen hängen damit zusammen, dass der Unterprobenanteil (1/6 und mindestens 700 Individuen) im Gelände geschätzt werden musste. Diese Schätzung wurde bewusst etwas großzügig durchgeführt, um stets die erforderlich Mindestindividuenzahl zu erreichen. Das Lebend-Sortierverfahren ist im Vergleich zur AQEM/STAR-Grobfraktion deutlich schneller, liefert aber auch nur knapp 50% der Taxa. Die folgende Abbildung stellt wieder die mittleren Abweichungen der einzelnen Metrics des MMI der AQEM/STAR-Grobfraktion bzw. Lebend-Sortierung von den entsprechenden Werten von AQEM/STAR-Gesamt dar (Abb. 3.8). Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 32

38 Mittlere Abweichung Typ AQEM/STAR- Grobfraktion Lebend-Sortierung % Abweichung xeno % GFI D04 % lithal % gath/coll % crus % epirhithral Core metric - N =5 Mittlere Abweichung Typ 3 AQEM/STAR- Grobfraktion Lebend-Sortierung % Abweichung RTI GFI D04 % Plec szo_hk SW Diversity Core metric - N =7 Abb. 3.8 (Seite 32-33): Mittlere prozentuale Abweichung der Core Metric -Ergebnisse der AQEM/STAR-Grobfraktion und der Lebend-Sortierung von AQEM/STAR-Gesamt (getrennt nach Gewässertyp; zur Erläuterungen der einzelnen Metrics siehe Abb. 3.6). Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 33

39 60 50 Mittlere Abweichung Typ AQEM/STAR- Grobfraktion Lebend-Sortierung % Abweichung SW Diversity GFI D04 % Plec szx_hk Core metric - N =4 Abweichung Typ 9.2 AQEM/STAR- Grobfraktion Lebend-Sortierung % Abweichung rheo IZ % EPT HK SW Diversity % meta rhithral GFI D05 % pelal Core metric - N = Mittlere Abweichung Typ AQEM/STAR- Grobfraktion Lebend-Sortierung % Abweichung SW Diversity cuprp_hk p_shred GFI D01 %EPT_HK no_pleco Core Metric - N =3 Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 34

40 Bei der Lebend-Sortierung tritt in 11 von 27 Fällen (41%) eine Abweichung von mindestens 20% auf (bei einer Abweichung von 20% wird in Bezug auf ein einzelnes Metric in jedem Fall eine Klassengrenze überschritten). Bei der AQEM/STAR-Grobfraktion ist dies bei 7 von 27 Metrics (26%) der Fall. Letzterer Wert liegt in der gleichen Größenordnung wie der entsprechende Wert aus dem Vergleich mit der RIVPACS-Sortierung (dort für AQEM/STAR-Grobfraktion: 29%). Aus diesen Metrics wurden ebenfalls für die je 20 Datensätze zu AQEM/STAR-Gesamt, AQEM/STAR-Grobfraktion sowie Lebend-Sortierung die Bewertungsergebnisse (MMI) berechnet. Die entsprechenden ökologischen Zustandsklassen sind rechts eingeblendet (Abb. 3.9). 1 ökologische Zustandsklasse I - sehr gut 0,8 II - gut Werte des MMI 0,6 0,4 III - mäßig IV - unbefriedigend 0,2 V - schlecht 0 Typ 1 Typ 3 Typ 5.1 Typ 9.2 Typ 18 AQEM/STAR-Gesamt AQEM/STAR-Grobfraktion Proben nach Gewässertypen Lebend-Sortierung Abb. 3.9: Bewertungsergebnisse nach Sortiermethoden. Aufgetragen sind jeweils die MMI- Werte für AQEM/STAR-Gesamt, AQEM/STAR-Grobfraktion und Lebend-Sortierung nach Proben für die jeweiligen Gewässertypen. Die entsprechenden ökologischen Zustandsklassen sind rechts eingeblendet. Beim Lebend-Sortierverfahren kommt es in 8 von 20 Fällen zu einer Fehleinstufung, bei AQEM/STAR-Grobfraktion lediglich in einem von 20. Die Abweichungen betragen jeweils eine Zustandsklasse (beim Lebend-Sortierverfahren sowohl nach oben als auch nach unten). Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 35

41 Die mittlere Abweichung des Lebend-Sortierverfahrens von AQEM/STAR-Gesamt beträgt 13,6% (Standardabweichung: ± 11%), die der AQEM/STAR-Grobfraktion 5,2% (Standardabweichung: ± 5,2%) Zusammenfassung des Sortiermethodenvergleiches Die folgende Tabelle 3.8 enthält komprimiert die Daten der Tabellen 3.4, 3.6 und 3.7 und gibt eine Übersicht über die wesentlichen Ergebnisse der Methodenvergleichsuntersuchungen. Tab. 3.8: Übersicht wichtiger Eckdaten zum Sortiermethodenvergleich. AQEM/STAR- Gesamt AQEM/STAR- Grobfraktion 2 mm RIVPACS Zeitaufwand [h] 10,6 5,1 4,3 (Sortierung + Bestimmung) (n=70) (n=70) (n=20) Mittlere Individuenzahl** (n=70) (n=70) (n=20) Mittlere Taxazahl (n=70) (n=70) (n=20) Relative Taxazahl [%] (n=70) (n=70) (n=20) Richtige ökologische Zustandsklasse [%] (n=70)* (n=20) (Richtwert) * = Ergebnis aus beiden Sortiervergleichen sowie den Daten aus Abschnitt ** = tatsächlich aussortierte (nicht hochgerechnete) Individuen Lebend 1,7 (n=20) 225 (n=20) 28 (n=20) 48 (n=20) 60 (n=20) Die beiden Laborsortierungsverfahren AQEM/STAR-Grobfraktion und RIVPACS liefern insgesamt vergleichbare Werte. Das RIVPACS-Verfahren ist etwas weniger zeitaufwändig, liefert aber auch geringere Individuen- und Taxazahlen. Auch im Hinblick auf die richtige ökologische Zustandsklasse ist der Unterschied gering (AQEM/STAR 87%, RIVPACS 85%). Ganz anders fallen die Werte für das Lebend-Sortierverfahren aus: Diese Methodik ist im Vergleich zu den beiden Laborverfahren wesentlich weniger zeitaufwändig. Allerdings ist hier eine deutliche Abnahme der Individuen- und Taxazahlen festzustellen. Die richtige ökologische Zustandsklasse wird lediglich in 60% der Fälle erreicht. 3.5 Fazit der Methodenvergleichsuntersuchungen Die Ergebnisse der Methodenvergleichsuntersuchungen für die Gesamtprotokolle (Abschnitt 3.2.1) zeigen deutlich, dass die Anwendung verschiedener Methoden zu unterschiedlichen Ergebnissen führt. Die Notwendigkeit einer standardisierten Methode ist damit evident. Es stellt sich nun die Frage: Wie soll diese Methode aussehen? Hierzu wird zunächst zwischen den beiden Bereichen Aufsammlungsmethode und Sortiermethode unterschieden. Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 36

42 Aufsammlungsmethode Wie bereits oben erwähnt, war es nicht möglich, sämtliche Aufsammlungsmethoden in den Vergleich einzubeziehen. Allerdings lassen sich einige Vor- und Nachteile unterschiedlicher Aufsammlungsmethoden auch empirisch herleiten. Eine entscheidende Eigenschaft einer Aufsammlungsmethode ist ein möglichst hoher Grad an Reproduzierbarkeit. Die Reproduzierbarkeit muss dabei sowohl qualitative wie quantitative Aspekte berücksichtigen. Für den qualitativen Aspekt ist insbesondere die (paritätische) Berücksichtigung der unterschiedlichen Habitate einer Probestelle bedeutend. Der quantitative Aspekt beinhaltet ein möglichst konstantes Probenvolumen. Die AQEM/STAR-Aufsammlungsvorschrift erfüllt diese Anforderungen: Das zugrunde liegende Multi-Habitat-Sampling mit den 20 Teilproben berücksichtigt in standardisierter Form die unterschiedlichen Substrate einer Probestelle (qualitativer Aspekt). Die Größe einer Teilprobe (0,25 x 0,25 m) und damit die Größe der Gesamtprobe sind ebenfalls festgelegt (quantitativer Aspekt). Andere Verfahren wie beispielsweise die RIVPACS-Aufsammlungsvorschrift sind wesentlich variabler. Die hier zugrunde liegende Zeitsammelmethode liefert in Abhängigkeit der Substrate unterschiedliche Ergebnisse (Probenvolumina). Gleiches gilt für andere, zeitbasierte Methoden. In anderen Verfahren ist zwar der Umfang festgelegt, nicht aber, wo genau die Proben (also aus welchem Habitat) zu entnehmen sind. Aus diesen Gründen wird die AQEM/STAR-Aufsammlungsmethode als Standardverfahren für die Erhebung von Makrozoobenthosdaten aus Fließgewässern vor dem Hintergrund der EU- WRRL vorgeschlagen. Sortiermethode Verbleibt die Frage nach einer geeigneten Sortiermethode. Hierfür wurden zusätzlich der zeitliche Aufwand für die einzelnen Schritte sowie die damit verbundenen Kosten zusammengestellt (Tab. 3.9). Die Kosten wurden getrennt nach Personengruppen (Hilfskraft für einfache Arbeiten, TA für mittlere Arbeiten, Wissenschaftler für anspruchsvollere Arbeiten) ermittelt. Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 37

43 Tab. 3.9: Aufwand und Kosten verschiedener (Sortier-) Methoden. Lebend RIVPACS AQEM/STAR- Grobfraktion Zeit [h] Person 1 Kosten [ ] Zeit [h] Person 1 Kosten [ ] Zeit [h] Person 1 Kosten Aufsammlung und Unterprobennahme 1,25 2 Wi 62,50 1,25 2 Wi 62,50 1,25 2 Wi 62,50 2 Sortierung 0,7 Wi 35 2,3 TA 69 2,6 Hi 39 Bestimmung 1,0 Wi 50 2,0 Wi 100 2,5 Wi 125 Dateneingabe 0,5 TA 15 0,5 TA 15 0,5 TA 15 Gesamtaufwand 3,45 162,50 6,05 246,50 6,85 241,50 1 : Hi (Hilfskraft) =15 /h; TA=30 /h; Wi (Wissenschaftler)=50 /h 2 : Aufsammlung und Unterprobennahme immer nach AQEM/STAR [ ] Die Gesamt(Personal)kosten für eine Makrozoobenthosprobe, die nach der Lebend- Sortiervorschrift bearbeitet wurde, betragen demnach 162,50 Euro. Die entsprechenden Werte für RIVPACS und AQEM/STAR-Grobfraktion sind 246,50 Euro, bzw. 241,50 Euro. Damit ist das Lebend-Sortierverfahren nicht nur das schnellste, sondern auch das preiswerteste. Allerdings wurde bereits weiter oben festgestellt, dass das Lebend-Sortierverfahren eine hohe Fehleinstufungsquote aufweist (40%). Es muss jedoch darauf hingewiesen werden, dass es keine Standard-Lebend-Sortiervorschrift gibt. So liegen die durchschnittlichen Sortierzeiten im Gelände, z.b. bei der in Bayern angewandten Variante, deutlich über dem o.g. Wert (FISCHER, mündl. Mitteilung 2004). Es ist davon auszugehen, dass mit einem erhöhten Sortieraufwand auch die Individuen und Taxazahlen steigen und damit letztlich die Fehleinstufungsquote deutlich gesenkt werden kann. Andererseits ist mit einer Erhöhung des Sortieraufwandes und damit der Individuen- und Taxazahlen auch eine Erhöhung der Kosten verbunden. Steigt die Sortierzeit auf 1,5h und der Bestimmungsaufwand auf 2h, erhöht sich (auf der Grundlage der in Tab. 3.9 wiedergegebenen Kosten) der Gesamtaufwand für diese Methode auf 252,50 Euro. Damit wäre das Lebend- Sortierverfahren das teuerste. Es gibt aber noch weitere Gründe, die gegen ein solches Verfahren sprechen. Die Sortierqualität im Gelände ist von zwei Faktoren abhängig: Den Kenntnissen des Bearbeiters und den (Witterungs- und Licht-) Verhältnissen vor Ort. Bei dem ersten Punkt kommt zum Tragen, dass Bearbeiter mit guten taxonomischen Kenntnissen eine größere Zahl unterschiedlicher Taxa in einer Probe erkennen und damit herausnehmen und quantifizieren als weniger versierte Bearbeiter. Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 38

44 Beim zweiten Punkt gilt es zu beachten, dass für den Sortiererfolg darüber hinaus auch die Lichtverhältnisse eine entscheidende Rolle spielen. Unterschiedliche Lichtverhältnisse können durch unterschiedliche Witterungen (Sonnenschein, Bewölkung, etc.) oder verschiedene Beschattungsgrade an der Probestelle (starke Beschattung im Wald, fehlende auf Wiese, etc.) hervorgerufen werden. Nicht zu unterschätzen ist auch der Faktor, dass bei widrigen Witterungsverhältnissen die Motivation eines Bearbeiters und damit sein Sortiererfolg geringer sind (RAWER-JOST 2001). Allein die genannten Faktoren führen zu einer nicht unerheblichen Variabilität des Lebend- Sortierverfahrens, was vor dem Hintergrund der hohen Bedeutung der Bewertungsergebnisse nicht tolerabel erscheint. Ein weiterer Grund, der gegen dieses Verfahren spricht, ist eine schwerer durchführbare Qualitätssicherung. Das im Gelände nach Aussortierung verbleibende Material wird verworfen. Dadurch lässt sich weder feststellen, ob sämtliche Taxa herausgelesen wurden, noch ob die richtige Anzahl berücksichtigt wurde. Dieser Faktor ließe sich dann reduzieren, wenn als Auflage die Mitnahme des Sortierrückstandes vorgeschrieben würde. Diese Auflage verursacht allerdings zusätzliche Kosten. Zudem müsste der Sortierrückstand konserviert werden, was wiederum für die Qualitätssicherung problematisch ist, da dann eine lebend sortierte Probe an einer konservierten Probe überprüft werden müsste. Verbleiben also noch die beiden Laborsortiervorschriften RIVPACS und AQEM/STAR- Grobfraktion. Die Unterschiede zwischen den beiden Methoden sind vergleichsweise gering, wobei die AQEM/STAR-Sortiervorschrift (Grobfraktion) geringfügig kostengünstiger ist. Es gibt allerdings drei weitere Argumente, die gegen das RIVPACS-Sortierverfahren sprechen: Das Verfahren ist im Vergleich zu AQEM/STAR deutlich komplexer. Es ist daher notwendig, das (Sortier-) Personal für diese Aufgabe zu schulen, was wiederum zusätzlich Kosten verursacht. Das Verfahren ist variabler als AQEM/STAR. Der Bearbeiter muss entscheiden, wie groß der Anteil des auszusortierenden Materials ist (1/4, 1/2...). Darüber hinaus muss der Bearbeiter schon bei der Sortierung über gute taxonomische Kenntnisse verfügen, da er in dem nicht vollständig aussortierten Teil der Probe bisher noch nicht berücksichtigte Taxa erkennen muss. Für eine solche Tätigkeit ist daher ein TA notwendig, während die AQEM/STAR-Sortierung auch von einer Hilfskraft durchgeführt werden kann. Wie bei dem Lebend-Sortierverfahren können auch bei der RIVPACS- Sortiervorschrift unterschiedliche taxonomische Kenntnisse der Bearbeiter zu verschiednen Ergebnissen führen. Aus diesen Gründen wird die Sortiervorschrift AQEM/STAR-Grobfraktion als Standardmethode vorgeschlagen. Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 39

45 Gesamtfazit Für die Umsetzung der EU-WRRL wird für Makrozoobenthosuntersuchungen in Fließgewässern die im Rahmen des hier vorliegenden Projektes modifizierte Methode nach AQEM/STAR empfohlen. Eine ausführliche Methodenbeschreibung für alle relevanten Bereiche (Aufsammlung, Unterprobennahme, Sortierung, etc.) ist in Abschnitt 4 wiedergegeben. Für 2004 ist im Rahmen des neuen LAWA-Projektes O eine Erprobung der hier entwickelten Methodik sowie der im Rahmen des UBA-Projektes 4 entwickelten Bewertungsverfahren vorgesehen. Hierbei besteht die Möglichkeit, das Bewertungsverfahren im Hinblick auf die hier vorgeschlagene Methodik feinzujustieren. Abschließend noch folgende Anmerkung: Bei den in Tabelle 3.9 wiedergegebenen Kosten handelt es sich um reine Personalkosten. Für die Ermittlung der Gesamtkosten einer Probe müssen eine Reihe weiter Kostenfaktoren berücksichtigt werden. Hierzu gehören u.a. Fahrtkosten, Verbrauchsmaterialen, ggf. Begleitperson für Probennahmen in größeren Gewässern, Mehrwertsteuer, etc. Für den Methodenvergleich ist eine Berücksichtigung dieser Kosten nicht notwendig, da sie in allen getesteten Verfahren gleich hoch sind. 3 LAWA-Projekt O 3.04: Bundesweite Anwendung und Erprobung der neu entwickelten Verfahren zur Fließgewässerbewertung mit dem Makrozoobenthos gemäß EU-WRRL (bundesweiter Praxistest) 4 UBA-Projekt: : Weiterentwicklung und Anpassung des nationalen Bewertungssystems für Makrozoobenthos an neue internationale Vorgaben Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 40

46 4 Vorschlag einer standardisierten Methodik 4.1 Aufsammlungsmethode nach AQEM/STAR für Bäche und Flüsse Die im Folgenden vorgestellte Aufsammlungsmethode ist im Wesentlichen gleichermaßen für durchwatbare sowie nicht durchwatbare Bäche und Flüsse anzuwenden. Die geringen Modifikationen, die sich für die Beprobung der nicht durchwatbaren Gewässer ergeben, werden am Ende des Abschnitts erläutert Wahl des Probennahmezeitpunktes Der Probennahmezeitpunkt orientiert sich an der Einzugsgebietsgröße des Gewässers. Als günstigster Probennahmezeitpunkt für größere Fließgewässer mit einem Einzugsgebiet > 1000 km 2 wird der Frühsommer (Juni, ggf. Juli) angesehen. Für kleinere Fließgewässer mit einem EZG < 1000 km 2 liegt der günstigste Probennahmezeitpunkt im März/April, unter Umständen kann eine Beprobung auch schon ab Mitte Februar durchgeführt werden. Grundsätzlich sollte eine Probennahme nicht bei oder unmittelbar nach Trockenfallen des Gewässers durchgeführt werden. Das gleiche gilt für Hochwassersituationen die Beprobung sollte idealer weise bei einem Abfluss, der geringer ist als der Mittelwasserabfluss, durchgeführt werden Auswahl der Probestelle Als Probestelle wird ein Bereich des Gewässers ausgewählt, der typisch für einen längeren Gewässerabschnitt ist. Der betrachtete Gewässerabschnitt sollte dabei mehrere hundert Meter lang sein. Wechseln in diesem z.b. mehrfach Schnellen (riffle-) und Stillen (pool- Sequenzen) einander ab, so sollten diese Strukturen auch in der späteren Probestelle vorhanden sein. Die Länge der Probestelle sollte Meter in Bächen ( km 2 Einzugsgebietsgröße) und Meter in kleinen und großen Flüssen ( km 2 ) betragen Beschreibung der Probennahme Im Folgenden wird zunächst in einer kurzen Übersicht die Methode vorgestellt, nach der die Proben genommen und ausgewertet werden. Nähere Erläuterungen zu den einzelnen Bearbeitungsschritten werden in den folgenden Kapiteln dargestellt. Zum besseren Verständnis ist jedoch die Kenntnis über den groben Ablauf von Vorteil. Die Methode sieht vor, die Habitate proportional zu ihrem Vorkommen an der Probestelle zu beproben (Multi-Habitat-Sampling). Hierzu wurden zunächst alle Habitate in 5%-Stufen kartiert. Jedes 5%-Habitat entspricht einer Teilprobe; insgesamt besteht die Gesamtprobe aus 20 Teilproben, die gemeinsam ausgewertet werden. Die Größe einer Teilprobe umfasst eine Fläche von 0,25 x 0,25 m, insgesamt wird demnach eine Fläche von 1,25 m 2 beprobt. Die Pro- Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 41

47 bennahme wird im Wesentlichen nach der Methode des Kicksampling (BARBOUR et al. 1999) entnommen. Mit Hilfe einer Schwemmtechnik wird die mineralische Fraktion abgetrennt und noch im Gelände verworfen. Aus der organischen Fraktion (inkl. der Organismen) wird im Labor eine Unterprobe entnommen, die in eine Grob- ( 2 mm) und eine Feinfraktion (< 2 mm) getrennt wird. Aus der Grobfraktion (mindestens 1/6 der Gesamtprobe und mindestens 350 Individuen) werden sämtliche Organismen nach Ordnungen getrennt ausgelesen und nach den Kriterien der operationellen Taxaliste bestimmt. Aufgrund der Tatsache, dass in vielen Fällen nur ein vergleichsweise kleiner Anteil der Gesamtprobe für die Auswertung benötigt wird und daher nicht selten viele Tiere unnötig getötet werden, wird zudem ein Alternativverfahren beschrieben. Hierbei erfolgt bereits im Gelände die Auftrennung in Grob- und Feinfraktion sowie ggf. eine weitere Reduktion des Probenmaterials Technische Ausstattung für die Probennahme Für die Probennahme wird ein langstieliger Kescher mit einem rechteckigen Rahmen von 25 x 25 cm verwendet. Das sackförmige Netz des Keschers, in dem die Organismen gefangen werden, besteht aus einer Gaze mit einer Maschenweite von 500 µm und hat eine Tiefe von ca. 70 cm. Für die weiteren Schritte der Probennahme sowie der Aufarbeitung der Probe im Gelände werden weitere Materialien benötigt. Die folgende Liste enthält eine Zusammenstellung aller benötigten Materialien für die Arbeit im Gelände: langstieliger Kescher (Rahmen 25 x 25 cm; Maschenweite 500 µm) Feldprotokoll zwei bis drei 10-Liter Eimer zwei große Weißschalen (Maße: ca. 30 x 50 cm) mehrere Probengefäße, möglichst weithalsig (Volumen 1-2 Liter) Handsieb (Maschenweite 500 µm) Trichter zum Aufsetzen auf die Probengefäße 2-3 Sortiergefäße für die Aussortierung einzelner Organismen im Gelände (Volumen: ca. 25 ml) vorgedruckte Etiketten zum Beschriften der Probengefäße (siehe Abb. 5.1) Pinzette weiche Bürste zum Ablösen von Organismen von Glatten Oberflächen (große Steine, Totholz, etc.) langärmlige Handschuhe Ethanol (96%ig, ca. 2 Liter pro Probe) Kühltasche mit Kühlakkus ggf. (Hand-) Desinfektionsmittel Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 42

48 ggf. Schwimmweste ggf. Sicherungsseil Geländesieb (Maße 25 x 45 cm; Maschenweite: 2 mm) Das Geländesieb wird jedoch nur in folgendem Fall benötigt: In Abschnitt wird ein alternatives Verfahren zur Auftrennung des Probenmaterials in zwei Fraktionen im Gelände beschrieben. Dieser Bearbeitungsschritt ist jedoch optional und kann auch zu einem späteren Zeitpunkt im Labor durchgeführt werden. Wird er im Gelände ausgeführt, wird ein Analysensieb (Geländesieb, siehe oben) benötigt. In dem Sieb sollte eine Markierung angebracht sein, die das Sieb in vier gleich große Felder gliedert. Die Markierung sollte auch an den Innenseiten der Ränder zu sehen sein, so dass eine Unterteilung in die Felder auch bei gefülltem Sieb möglich ist. Ein solches Sieb kann in eine der oben aufgeführten Weißschalen gesetzt werden und ist gleichzeitig groß genug, um das gesamte Probenmaterial zu sieben. Gewässer: Windach (I) bei Hirschberg (By) Gewässer: Windach (I) bei Hirschberg (By) Gewässertyp: Typ 3 Datum: Gewässertyp: Typ 3 Probenehmer: Sundermann Datum: Probengefäß: 1 von Probenehmer: Sundermann Grob- und Feinfraktion bereits getrennt: JA NEIN Einzelexemplare Anteil der Gesamtprobe: 1 / 1 ½ ¼ Abb. 4.1: Beispiel vorgedruckter Etiketten zur Beschriftung der Einzelexemplare (rechts) bzw. des Probenmaterials (links). Letzteres Etikett ist im Gelände zu vervollständigen (fett gedruckte Bereiche); u.a. ist die Angabe bezüglich Anzahl der zur Probe gehörigen Probenflaschen z.b. Probengefäß: 1 von 2 zu ergänzen. Weitere notwendige Angaben werden durch ankreuzen der vorgegebenen Möglichkeiten in den letzten zwei Zeilen gemacht Kartierung der Habitate und Festlegung der Teilproben Zunächst wird eine Kartierung aller vorkommenden Habitate im Bereich der Probestelle durchgeführt. Um die Fließgewässersohle möglichst ungestört zu lassen, sollte diese nach Möglichkeit vom Ufer aus vorgenommen werden. Die Ergebnisse der Kartierung sind im Feldprotokoll (Abb. 4.2, vollständiges Feldprotokoll im Anhang) festzuhalten. Die Anteile der im Feldprotokoll aufgeführten Substrattypen (organische und mineralische Substrate) werden im Bereich der Probestelle in 5%-Stufen abgeschätzt und in die Spalte Deckungsgrad (5% Stufen) notiert. Im beispielhaft ausgefüllten Feldprotokoll in Abb. 4.2 betragen diese 55% Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 43

49 Mesolithal, 25% Psammal, 15% CPOM und 5% Akal. Die Summe des Deckungsgrades aller Substrattypen muss 100% ergeben. Abb. 4.2: Beispiel eines im Rahmen der Habitatkartierung ausgefüllten Feldprotokolls, abgestimmt auf die Verteilung der Teilproben in Abb Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 44

50 Ist mineralisches Substrat von organischen Substraten (z.b. CPOM oder Makrophyten) bedeckt, ist das bedeckende organische Substrat als Substrattyp zu notieren. Das Vorkommen von Substraten mit weniger als 5% Deckungsgrad wird durch ein Kreuz gekennzeichnet und ebenfalls in der Spalte Deckungsgrad (5% Stufen) vermerkt. In der Spalte Bemerkungen des Feldprotokolls können Besonderheiten der Teilproben, z.b. ein besonders hoher Anteil von organischem Material in sandigen Substraten oder ein hoher Sandanteil im Mesolithal, notiert werden. Ist das Substrat in Teilbereichen des Gewässers sehr heterogen, z.b. eine kleinräumige Durchmischung von Mesolithal, Akal und Psammal, ist das Substrat mit dem größten Anteil auf dieser Teilfläche des Gewässers zu notieren. Basierend auf der Abschätzung des Deckungsgrades (Feldprotokoll) wird die Zahl der Teilproben für die einzelnen Substrattypen bestimmt. Auf jeweils 5% Deckungsgrad eines Substrattyps entfällt eine Teilprobe, die Gesamtzahl der Teilproben beträgt 20. Ergibt die Substratabschätzung z.b. einen Anteil von 55% Mesolithal, 25% Psammal, 15% CPOM und 5% Akal (s.o.), ist die Zahl der Teilproben demnach: 11 x Mesolithal, 5 x Psammal, 3 x CPOM und 1 x Akal. Die Zahl der Teilproben ist im Feldprotokoll in der Spalte Anzahl der Teilproben zu vermerken. Mesolithal (55% = 11 Teilproben) Akal ( 5% = 1 Teilproben) Psammal (25% = 5 Teilproben) CPOM (15% = 3 Teilproben) Xylal (<5% = 0 Teilproben) Teilprobe Abb. 4.3: Beispielhafte Verteilung der Teilproben im Gewässer paritätisch zu den vorhandenen Substrattypen, Totholz (Xylal) findet in diesem Beispiel bei der Probennahme keine Beachtung. Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 45

51 Bei der Verteilung der Teilproben in Abhängigkeit der Substrattypen im Bachbett sind die folgenden Grundsätze zu berücksichtigen: Die Teilproben in Substraten mit einem sehr hohen Deckungsgrad sollten sowohl die Uferbereiche als auch die zentralen Bereiche des Gewässers berücksichtigen, z.b. in Form eines Transektes. Zwei bis drei Teilproben sollten den unmittelbaren Uferbereich abdecken. Ist ein häufiger Substrattyp sowohl in Schnellen ( riffles ) als auch in Stillen ( pools ) verbreitet, sollten die Teilproben Schnellen und Stillen berücksichtigen, in etwa gemäß der Häufigkeit des Substrattyps in diesen beiden Bereichen. Habitate bzw. Substrattypen mit einem Flächenanteil < 5% werden für die Beprobung des Gewässers nicht berücksichtigt. Ist die Verteilung der Substrattypen vom Ufer nicht einsehbar, kann das Gewässer an einzelnen Punkten betreten werden. Die späteren Teilprobestellen sollten hiervon unbeeinflusst bleiben. Zur Verteilung der Teilproben in größeren Makrophytenbeständen (z.b. in Tieflandgewässern) sollten die folgenden Punkte beachtet werden: Grundsätzlich sollte in größeren Beständen von Makrophyten (z.b. Callitriche sp., E- lodea sp., Myriophyllum sp. oder Potamogeton sp.) die Teilprobe vorzugsweise im Anheftungsbereich des Bestandes liegen. Handelt es sich um einen einzelnen schmalen, aber langen (flutenden) Bestand (z.b. Callitriche sp. oder Ranunculus sp.), dessen Anheftungsbereich im Vergleich zur Projektionsfläche des übrigen Bestandes weniger als 20% beträgt, so kann eine Teilprobe auch außerhalb des Anheftungsbereiches des Bestandes genommen werden. Wird nur eine Teilprobe genommen, so ist unter Beachtung der unterschiedlichen Wuchsformtypen verschiedener Arten der typische (dominierende) Aspekt des Makrophytenbestandes zu erfassen. Werden mehrere Teilproben in einem Makrophytenbestand entnommen, so sind die Teilproben so zu legen, dass wiederum die unterschiedlichen Aspekte inklusive verschiedener Wuchsformtypen des Bestandes bei der Beprobung erfasst werden. Modifikation bei der Kartierung und Verteilung der Teilproben in nicht durchwatbaren Bächen und Flüssen Gewässerabschnitte (siehe Abschnitt 4.1.2) gelten dann als nicht durchwatbar, wenn sie in wesentlichen Teilen und damit auch im Bereich der Probestelle nicht zu durchwaten sind. In diesen Fällen erfolgt die Substratabschätzung nur für den durchwatbaren (Ufer-) Bereich, da Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 46

52 die daraus resultierende Verteilung der Teilproben und somit die spätere Probennahme nur in diesem Bereich möglich ist. Sollten in solchen Gewässern lediglich vereinzelte Bereiche durchwatbar sein (z.b. Schnellen), wird aus Gründen einer besseren Vergleichbarkeit zu den nicht durchwatbaren Gewässern, die Anzahl der Teilproben aus der Mitte des Gewässers beschränkt. Somit sind in diesen Gewässern maximal 5 Teilproben aus der Gewässermitte zu entnehmen, 15 Teilproben sind für die ufernahen Bereiche vorgesehen Probennahme Die Beprobung erfolgt grundsätzlich entgegen der Fließrichtung beginnend am untersten Ende der Probestelle. Für die Entnahme einer Teilprobe wird eine Fläche von 0,25 x 0,25 m (Rahmenmaße des Keschers) bearbeitet. Dabei wird der Kescher senkrecht zum Gewässerboden aufgesetzt und das Substrat in Fließrichtung vor dem Kescher mit dem Fuß aufgewirbelt. Bei dieser Methode des Kicksampling wird feineres Substrat inklusive Meso- und Makrolithal bis zu einer Tiefe von ca. 2 bis 5 cm aufgewirbelt. Um driftende Organismen abzufangen, wird bei der Bearbeitung des Substrates der Kescher dicht genug an die Probefläche gehalten. In geringer Tiefe werden große Steine oder Totholz mit der Hand abgewaschen oder ggf. abgebürstet. Nach jeder etwa 3. bis 5. Teilprobennahme sollte der Kescher ausgeleert und das Substrat in einen mit ca. 2 bis 3 Litern Wasser gefüllten 10 Liter Eimer überführt werden. Das Probenmaterial (ohne Wasser) sollte die Hälfte des Eimervolumens nicht überschreiten, andernfalls wird das Material auf entsprechend mehrere Eimer verteilt. Rollen einzelne große Steine aufgrund starker Strömung in den Kescher, können diese schon zwischen der Entnahme von zwei Teilproben aus dem Kescher genommen werden, nachdem die anheftenden Organismen gelöst und in den Kescher überführt wurden. Vorgehensweise bei der Beprobung von Makrophyten Grundsätzlich sind zwei Situationen bei der Beprobung größerer Bestände von Makrophyten zu unterscheiden: 1. Beprobung flutender (längerer) Bestände (z.b. Bestände von Callitriche sp., Elodea sp., Myriophyllum sp. oder Potamogeton sp.) und 2. Beprobung von Makrophyten in tieferen (lenitischen) Gewässerabschnitten (z.b. Bestände von Sparganium emersum, Sagittaria sagittifolia oder Nuphar lutea). Beprobung flutender Bestände: Die Lage der Teilprobestelle im Bereich der Anheftungspunkte der Makrophyten beinhaltet die Beprobung der Makrophyten selbst sowie die Beprobung des Sohlensubstrats im Wurzelbereich unter den Makrophyten. Die Beprobung wird wie oben beschrieben durchgeführt. Auch hier wird eine Fläche von 0,25 x 0,25 m zugrunde gelegt, der Kescher senkrecht zur Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 47

53 Strömung aufgestellt und Makrophyten und darunter liegendes Substrat mit dem Fuß aufgewirbelt. Wird die Teilprobe außerhalb des Anheftungsbereiches des Bestandes genommen (siehe Abschnitt ), werden auch in diesem Fall Makrophyten wie auch das darunter liegende Sohlsubstrat beprobt. Beprobung von Beständen in tieferen Bereichen: In tieferen (meist lenitischen) Probennahmeabschnitten können sich die Bestände über mehr als einen Meter senkrecht in die Wassersäule erstrecken. Für jede Teilprobe wird die Projektionsfläche von ca. 0,25 x 0,25 m auf der Gewässersohle festgelegt. Beprobt wird die darüber stehende Wassersäule, die von der Gewässersohle bis zur Wasseroberfläche reicht und auf der Projektionsfläche steht. Ausgehend von der Wasseroberfläche wird der Kescher über die zu beprobende Wassersäule gestülpt und mit den Makrophyten zur Gewässersohle bewegt, als wolle man die Wassersäule mit dem Kescher umfassen. Der Kescher bleibt dabei nach Möglichkeit immer in Strömungsrichtung hinter der zu beprobenden Fläche positioniert, so dass losgelöste Organismen mit der Strömung in den Kescher gelangen. Auf der Gewässersohle angekommen werden die Makrophyten von der Gewässersohle losgelöst und vollständig in den Netzbeutel überführt. Zur gleichen Teilprobe gehört ferner die Beprobung der entsprechenden Projektionsfläche der Sohle, die nach der Standardmethodik durchgeführt wird. Größere Makrophytenmengen werden dem Kescher portionsweise entnommen in einen separaten Eimer mit Wasser überführt. Sonderfälle bei der Probennahme Ist die Strömung zu gering, um Organismen samt Substrat in den Kescher zu spülen, werden die obersten 2-5 cm des Substrates mit dem Kescher abgenommen. In Gewässern mit hoher Geschiebefracht (insbesondere Gewässertyp 1) werden wie oben beschrieben die Teilproben anteilmäßig auf die vorhandenen Substrattypen verteilt, jedoch sollten die Teilproben innerhalb der entsprechenden Substrattypen vorzugsweise in lagestabileren Bereichen liegen. Unter Umständen ist die Besiedlung durch Makrozoobenthos in den instabilen Bereichen der Sohle so gering, dass bei einer stärkeren Beprobung dieser Bereiche keine ausreichend hohe Anzahl an Organismen erreicht wird. Analog kann auch für sandgeprägte Gewässer verfahren werden Aufarbeitung der Benthosprobe im Gelände (Reduzierung des Probenvolumens) Nach der 20. Teilprobe befindet sich das gesamte Probenmaterial in einem Gefäß (10 Liter Eimer), es sei denn, es wurde aufgrund des umfangreichen Volumens auf mehrere Gefäße aufgeteilt (siehe Abschnitt ). Ist letzteres der Fall, wird mit dem Material eines jeden 10-Liter Eimers wie folgt verfahren (Ausnahme: Eimer, die lediglich größere Mengen an Makrophyten enthalten): Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 48

54 Zunächst werden einzelne große Steine oder große Äste herausgelesen, anheftenden Organismen von diesen mit einer Pinzette oder mit der Hand abgesucht und die Organismen wieder zurück in den Kescher gegeben. Das abgesuchte Material kann verworfen werden. Anschließend ist in vielen Proben noch ein erheblicher Anteil an mineralischen Substraten enthalten. Mit Hilfe einer einfachen Schlämmtechnik kann dieser Anteil abgetrennt werden, um somit die Sortierung der Probe zu vereinfachen. Hierzu ist wie folgt zu verfahren: Der Eimer mit dem Probenmaterial wird bis zu ca. ¾ mit Wasser aufgefüllt und das Probenmaterial mit der Hand vorsichtig aufgeschwemmt. Das aufgewirbelte (organische) Material wird wieder zurück in den Kescher gegossen, der mit dem Ende des Netzbeutels im Gewässer liegt. Die mineralischen Substrate verbleiben auf dem Grund des Eimers. Der Eimer wird wiederholt mit Wasser aufgefüllt und der Vorgang des Waschens solange fortgeführt, bis lediglich der mineralische Anteil im Eimer verbleibt. Dieser wird in einer Weißschale (Fotoschale) auf verbliebene Organismen (z.b. Trichoptera mit Gehäusen aus Steinchen oder Mollusca) durchgeschaut. Diese Organismen werden zu der organischen Fraktion in den Kescher gegeben. Das nun organismenfreie mineralische Substrat wird verworfen. Wurde zu Beginn das Material auf mehrere 10-Liter Eimer verteilt, wird mit diesen ebenfalls wie oben beschrieben verfahren. Wurden in einem separaten Eimer größere Mengen von Makrophyten separiert, werden die Makrophyten im Eimer abgewaschen und anschließend nach anheftenden Organismen abgesucht. Anheftende Organismen im Puppenstadium (z.b. Simuliidae) brauchen nicht abgesucht werden, sie spielen für die weitere Bearbeitung der Proben keine Rolle. Die abgewaschenen bzw. von Pflanzen abgesuchten Organismen werden wiederum zu der restlichen organischen Fraktion in den Kescher gegeben. Das abgesuchte Pflanzenmaterial kann verworfen werden. Abschließend befindet sich der gesamte organische Anteil aller Teilproben inklusive der Organismen im Kescher Aussuchen der Einzelexemplare Im nächsten Schritt wird nun das gesamte organische Material aus dem Kescher in eine Weißschale gegeben. Anheftende Organismen am Kescher können mit wenig Wasser in die Weißschale gespült werden, das Probenmaterial sollte annähernd mit Wasser bedeckt sein. Anschließend wird das Material gesichtet und es werden nach den folgenden Kriterien einzelne Individuen (Einzelexemplare) aus der Probe entnommen: 1. Taxa, die aus artenschutzrechtlichen Gründen nicht getötet werden sollten (z.b. Astacus astacus, Margaritifera margaritifera, Unio crassus). 2. Taxa, deren Bestimmbarkeit nach Fixierung in Ethanol nicht mehr möglich ist (z.b. Turbellaria) 3. Empfindliche Taxa, die nach mechanischer Einwirkung nicht mehr hinreichend gut bestimmbar sind (z.b. Ephemeroptera). 4. Taxa, die nach erster Sichtung nur 1-2 mal in der Probe enthalten sind. Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 49

55 Die Taxa der ersten Gruppe werden mit den in der operationellen Taxaliste genannten Bestimmungsschlüssel im Gelände bestimmt und wieder ins Gewässer zurück gesetzt. Von Taxa der Gruppe 2 werden jeweils zwei bis drei Individuen im Gelände bestimmt und anschließend mit den übrigen Einzelexemplaren in einem separaten Gefäß in 70%igem Ethanol fixiert. Zusätzlich wird von Taxa der Gruppe 2 deren absolute Anzahl geschätzt. Diese Ergebnisse (Taxa der Gruppe 1 und 2) werden auf dem Feldprotokoll unter Notizen notiert. Die entnommenen Tiere aus Gruppe 2 bis 4 dürfen insgesamt eine Anzahl von 30 nicht überschreiten. Diese maximale Anzahl von 30 Einzelexemplaren erscheint gering, erweist sich in der Praxis jedoch in den allermeisten Fällen als völlig ausreichend. Für die Aussortierung der Einzelexemplare sollte ein zeitlicher Aufwand von 10 Minuten nicht überschritten werden. Es ist darauf zu achten, dass nach Beendigung der Probennahme der Kescher gründlich gespült wird, um zu vermeiden, dass eventuell übersehene Tiere mit dem Kescher in die nächste Probe gelangen bzw. an der nächsten Probestelle freigesetzt werden Konservierung und Lagerung der Proben Das Probenmaterial wird über einen Trichter in möglichst weithalsige Kautex-Flaschen (Volumen 1-2 Liter) gefüllt. Das restliche Material im Handsieb oder in der Weißschale kann mit wenig Alkohol in die Kautex-Flasche gespült werden. Das gesamte Probenmaterial wird mit 96%igem Ethanol fixiert. Bei einem Volumen der Probenflasche von einem Liter, soll mindestens eine Menge von 500 ml Alkohol aufgefüllt werden. In der Regel kann das Probenmaterial in 1-2 Kautex-Flaschen untergebracht werden, nur in Ausnahmefällen werden mehrere Gefäße benötigt. Die Beschriftung der Probe sollte folgende Angaben enthalten: Gewässername Name der Probestelle Datum Name des Probenehmers Kodierung der Probestelle (optional) Um eine hinreichend gute Konservierung der Probe zu gewährleisten, werden die Kautex- Flaschen zunächst gekühlt aufbewahrt. Im Gelände sollte die Probe daher in einer Kühltasche transportiert werden. Nach Stunden wird die gesamte Flüssigkeit der Probe vorsichtig durch ein Sieb (500 µm) abgegossen und erneut mit 96%igem Ethanol aufgefüllt. Im Sieb liegende Organismen werden zurück in das Probengefäß verbracht. Die Probe wird weiterhin gekühlt aufbewahrt. Nach weiteren 1-2 Tagen wird der 96%ige Ethanol durch 70%igen Ethanol ersetzt. Die Probe kann danach längere Zeit bis zur weiteren Verarbeitung bei Zimmer- Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 50

56 temperatur gelagert werden. Wichtig ist allerdings, dass bei jeder Alkoholzugabe, also auch schon im Gelände, mehrfach vorsichtig hin und her geschwenkt wird, damit sich der Alkohol gleichmäßig in der Flasche verteilen kann Weitergehende Reduktion des Probenmaterials im Gelände (optional) Für die eigentliche Auswertung wird in den meisten Fällen lediglich eine vergleichsweise kleine Teilprobe benötigt. Entsprechend wird ein Großteil der Organismen unnötig getötet. Im Folgenden wird daher auch auf Anregung des LAWA-UA ein alternatives Verfahren zur weitergehenden Reduktion des Probenmaterials im Gelände beschrieben. Es wird jedoch ausdrücklich darauf hingewiesen, dass diese Variante zum derzeitigen Zeitpunkt zwar im Wesentlichen, aber noch nicht in allen Details getestet werden konnte. Die Praktikabilität dieses Vorgehens wird jedoch im Rahmen des Praxistests abschließend geprüft. Im Rahmendes alternativen Verfahrens werden zwei Schritte durchgeführt: Aufteilung des Probenmaterials in eine Grob- ( 2 mm) und eine Feinfraktion (< 2 mm) und Abtrennung einer Teilmenge der Grobfraktion. Die Durchführung dieser Schritte im Gelände ist im Feldprotokoll unter Notizen zu vermerken! Dieses alternative Verfahren setzt unmittelbar im Anschluss an Abschnitt ein. Das gesamte im Kescher befindliche organische Material wird in das Geländesieb (siehe Abschnitt ) gegeben. Anheftende Organismen am Kescher können mit wenig Wasser in das Sieb gespült werden. Anschließend wird das Sieb in die Weißschale gesetzt und die Weißschale mit Wasser gefüllt. Erst jetzt werden nach den in Abschnitt genannten Kriterien die Einzelexemplare entnommen. Im Anschluss wird die Trennung in Grob- und Feinfraktion vorgenommen. Hierzu wird das aufgeschwemmte Material im Sieb vorsichtig umgerührt, das Sieb wird aus der Weißschale genommen und das Wasser kann ablaufen. Die in der Weißschale zurück bleibende Feinfraktion des Materials kann verworfen werden. Anschließend wird das Sieb wieder in die Schale gesetzt und das Material unter Zugabe von Wasser aufgeschwemmt. Dieser Vorgang des Spülens wird insgesamt fünf Mal durchgeführt, wobei beim letzten Durchgang darauf geachtet wird, dass das Material gleichmäßig auf dem Sieb verteilt wird. Erst dann wird das Sieb aus der Weißschale gehoben und das Wasser aus der Schale abgegossen. Das Sieb wird anschließend in die ansonsten leere Weißschale zurückgesetzt. Das im Sieb zurückbleibende Probenmaterial entspricht der Grobfraktion und wird wie folgt weiter bearbeitet: Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 51

57 Das im Sieb liegende Material wird gesichtet und es wird abgeschätzt, wie viele Organismen sich darin befinden. Ziel ist eine definierte Teilmenge von mindestens 350 Tieren mitzunehmen. Unsicherheiten bei der Schätzung sollten dadurch ausgeglichen werden, dass großzügig geschätzt wird. Für das Erreichen der mindestens 350 Individuen sind nur drei alternative Möglichkeiten zulässig: Das gesamte Probenmaterial oder ½ des Probenmaterials oder lediglich ¼ des Probenmaterials. wird zur weiteren Bearbeitung mit ins Labor genommen. Wird nach der Sichtung des Materials entschieden, dass in der Hälfte (bzw. einem Viertel) des Materials ausreichend Tiere (>> 350) enthalten sind, kann wie folgt vorgegangen werden: Die Markierungen in dem Sieb werden zur Orientierung verwendet, um möglichst exakt die Hälfte (bzw. ein Viertel) des Materials zu entnehmen. Der Anteil des entnommenen Materials ist unbedingt im Feldprotokoll unter Notizen zu vermerken. Das entnommene Material wird anschließend wie in Abschnitt beschrieben, über einen Trichter in weithalsige Kautex-Flaschen gefüllt und mit Alkohol konserviert. Das restliche (im Sieb zurück bleibende) Material kann verworfen werden Aufsammlung von weiteren Organismen (optional) Mit Abarbeitung der oben geschilderten Bearbeitungsschritte, ist die eigentliche Probennahme abgeschlossen. Darüber hinaus besteht jedoch die Möglichkeit im Anschluss an die eigentliche Probennahme weitere Benthos-Organismen (Zusatzexemplare) aufzusammeln. In diesem Rahmen können sowohl Habitate mit einem Flächenanteil < 5% beprobt werden als auch Imagines gesammelt werden. Diese zusätzlichen Taxa gehören jedoch nicht zur eigentlichen Probe und werden daher in separaten Gefäßen aufbewahrt! Sie können als Zusatzinformation betrachtet werden und eventuell eine weiterführende Dokumentation des ökologischen Potenzials des Gewässers darstellen, sie finden jedoch keine Berücksichtigung bei der späteren Berechnung der Bewertungsergebnisse. Daher sind diese Taxa auch auf separaten Taxalisten für das jeweilige Gewässer zu führen. Insgesamt sollte der zeitliche Aufwand für die Sammlung, Sortierung und Bestimmung der Zusatzexemplare 15 Minuten nicht überschreiten. Der zeitliche Rahmen dient hier lediglich als Orientierungshilfe für die Kostenkalkulation Aufarbeitung und Unterprobennahme im Labor Um das zu bearbeitende Probenvolumen (weiter) zu reduzieren, wird eine definierte Unterprobe entnommen. Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 52

58 Technische Ausstattung Zur Entnahme der Unterprobe werden zwei Ausleseschalen verwendet, die ineinander gestellt werden können. Die äußere Schale ist eine konventionelle Weißschale. Bei der inneren Schale handelt es sich um ein modifiziertes Sieb (Unterproben-Sieb) mit einer Innenfläche von 30 x 36 cm und einer Maschenweite von 500 µm. Die Gaze des Siebes ist durch Linien in ein Raster von 30 Teilflächen á 6 x 6 cm unterteilt (siehe Abb.4.4). Die Markierung der Linien ist ebenfalls auf der inneren Rahmenseite des Siebes zu sehen, wobei die einzelnen Felder am oberen Rahmen von 1 bis 5 und am seitlichen Rahmen von 1 bis 6 durchnummeriert sind. Somit bekommt jedes einzelne Feld des Unterproben-Siebes eine eindeutige Kennung über die Zuweisung zweier Ziffern. Diese Apparatur ermöglicht eine definierte Unterprobennahme. Abb. 4.4: Ausleseschale zur Unterprobennahme: Gegittertes Sieb in Weißschale mit Ausstechrahmen und Löffel. Abb. 4.5: Unterprobennahme im Labor. Folgende Geräte werden für die weitere Aufarbeitung der Proben im Labor benötigt: Unterproben-Sieb (Innenfläche: 30 cm x 36 cm; Maschenweite: 500 µm) mit passender Außenschale (größere Weißschale) ca. 15 Sortiergefäße (Volumen: ca. 25 ml) Zwei bis drei kleine Weißschalen (Maße: 12 x 20 cm) Pinzetten Ethanol (70%ig, ca. ¾ Liter) Handzähler Methodenstandardisierung Makrozoobenthos 53