Tierärztliche Hochschule Hannover Institut für Tierernährung

Tierärztliche Hochschule Hannover Institut für Tierernährung Untersuchungen zur Magen-Darm-Flora klinisch gesunder Agaporniden (Agapornis spp.) unter dem Einfluss eines stärke-, fett- bzw. rohfaserreichen Mischfutters INAUGURAL-DISSERTATION Zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin - Doctor medicinae veterinariae - (Dr. med. vet.) vorgelegt von Ulrike Kümmel aus Hannover Hannover 2007

Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. J. Kamphues 1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. J. Kamphues 2. Gutachter: PD Dr. G. Glünder Tag der mündlichen Prüfung: 12. November 2007

Meiner Familie

Wissenschaftliche Veröffentlichungen KÜMMEL, U., J. VERSPOHL, P. WOLF u. J. KAMPHUES (2007): Untersuchungen zur Magen-Darm-Flora klinisch gesunder Agaporniden (Agapornis spp.) unter dem Einfluss eines stärke-, fett- bzw. rohfaserreichen Mischfutters. II. Internationales Symposium über Ziervogelernährung, Hannover, 4. 5. Oktober 2007 KÜMMEL, U., J. VERSPOHL, P. WOLF u. J. KAMPHUES (2007): Microorganisms (species/counts) in contents of the alimentary tract in lovebirds (Agapornis spp.) fed different diets. ESVCN, Leipzig, 1. 3. November 2007

Inhaltsverzeichnis 1 Einleitung... 17 2 Schrifttum... 18 2.1 Biologie der Agaporniden... 18 2.1.1 Herkunft... 18 2.1.2 Grunddaten... 18 2.1.3 Ernährung... 18 2.1.4 Futter- und Wasseraufnahme... 18 2.2 Anatomie und Physiologie des Verdauungsapparates von Vögeln... 19 2.2.1 Physiologie des Gastrointestinaltraktes... 19 2.2.2 Länge und Volumen des Gastrointestinaltraktes... 23 2.2.3 Passagezeit der Ingesta... 23 2.2.4 ph-werte im Gastrointestinaltrakt... 25 2.2.5 Verdaulichkeit des Futters... 26 2.2.6 Autoenzymatische Verdauung... 28 2.2.7 Alloenzymatische Verdauung... 29 2.3 Gastrointestinale Mikroökologie... 31 2.3.1 Die Gastrointestinalflora... 31 2.3.1.1 Positive Effekte... 32 2.3.1.2 Funktion und Beeinflussung des ph-wertes... 33 2.3.1.3 Nutzgeflügel... 34 2.3.1.4 Ziervögel... 36 2.3.1.5 Einfluss der Fütterung... 41 2.4 Mikrobielle Diagnostik... 42 2.4.1 Verfahren zum Erregernachweis... 42 2.4.2 Nutzgeflügel... 44 2.4.3 Ziervögel... 45 2.5 Taxonomie der Bakterien... 48 2.5.1 Grampositive Keime... 48 2.5.2 Gramnegative Keime... 49 3 Material und Methoden... 51

3.1 Versuchsziel... 51 3.2 Versuchsaufbau... 52 3.2.1 Durchgang 1... 52 3.2.2 Durchgang 2... 52 3.2.3 Versuchsfutter... 53 3.2.4 Versuchstiere... 55 3.2.4.1 Haltung der Tiere... 55 3.2.4.2 Fütterung... 55 3.2.4.3 Wasser... 55 3.3 Chemische Analysen... 56 3.3.1 Rohnährstoffgehalte... 56 3.3.2 Stärke... 58 3.3.3 Zucker... 58 3.3.4 Mengenelemente... 59 3.3.5 Spurenelemente... 60 3.4 Mikrobiologische Untersuchungen... 60 3.4.1 Futter... 60 3.4.2 Wasser... 61 3.5 Erfassung der Daten... 61 3.5.1 Futteraufnahme... 61 3.5.2 Wasseraufnahme... 62 3.5.3 Körpermasseentwicklung... 62 3.5.4 Tiergesundheit und Verluste... 62 3.6 Analysen... 62 3.6.1 Versuchstiere... 62 3.6.2 Mikrobiologie... 64 3.6.2.1 Nachweismethode... 64 3.6.2.2 Differenzierungsmethoden... 65 3.6.3 Weitere Untersuchungen des Chymus... 69 3.6.3.1 Masse... 69 3.6.3.2 ph-wert... 69

3.6.3.3 Trockensubstanzgehalt... 69 3.7 Statistische Auswertung... 69 4 Ergebnisse... 71 4.1 Körpermasseentwicklung... 71 4.2 Futteraufnahme... 72 4.3 Wasseraufnahme... 75 4.4 Chymusmasse... 75 4.5 Trockensubstanzgehalt... 77 4.6 ph-wert... 79 4.7 Ergebnisse mikrobiologischer Untersuchungen... 80 4.7.1 Futter... 80 4.7.2 Wasser... 81 4.7.3 Chymus... 82 4.7.3.1 Quantitative Analysen... 82 4.7.3.2 Qualitative Analysen... 87 4.7.3.3 Semiquantitative Analysen... 88 4.7.4 Exkremente... 90 4.7.4.1 Quantitative Analysen... 90 4.7.4.2 Qualitative Analysen... 91 4.7.4.3 Semiquantitative Analysen... 92 4.7.5 Vergleich von Chymus und Exkrementen... 93 5 Diskussion... 96 5.1 Kritik der Methodik... 96 5.2 Körpermasseentwicklung... 99 5.3 Futteraufnahme... 100 5.4 Wasseraufnahme... 101 5.5 Exkrementequalität... 101 5.6 Chymusuntersuchungen... 102 5.6.1 Chymusmasse... 102 5.6.2 TS-Gehalt... 103 5.6.3 ph-wert... 104

5.7 Bakterielle Fermentation von Rohfaser... 105 5.8 Gesamtkeimzahlen im Gastrointestinaltrakt von Agaporniden... 107 5.9 Keimarten im Gastrointestinaltrakt von Agaporniden... 109 5.10 Einfluss der Mischfutter auf die Darmflora... 113 5.11 Keimarten und zahlen in den Exkrementen... 115 5.12 Aussagen für die Praxis... 116 5.13 Ausblick... 118 6 Zusammenfassung... 121 7 Summary... 125 8 Literaturverzeichnis... 129 9 Anhang... 151

Tabellenverzeichnis Tabelle 1: Länge und Volumen des Verdauungstraktes verschiedener Ziervogelspezies (POHLMEYER u. WENTHE 1998)... 23 Tabelle 2: Mittlere Passagezeit der Ingesta (in Stunden) nach Aufnahme eines Mischfutters durch Hühner... 24 Tabelle 3: Mittlere intestinale Passagezeiten (in Minuten) von Bariumsulfat bei Wellensittichen, Amazonen, Kanarienvögeln und Hühnern (GRIMM et al. 1984)... 24 Tabelle 4: Einfluss der Fütterung verschiedener Rohfaserarten und -konzentrationen auf die durchschnittlichen TS-Gehalte der Exkremente (Angaben in g TS/kg us) von Ziervögeln im Vergleich zum Haushuhn (nach FRÖMBLING 2000)... 25 Tabelle 5: ph-werte im Gastrointestinaltrakt von Hühnern und Ziervögeln... 26 Tabelle 6: Scheinbare Verdaulichkeit (sv ; in %) der Rohnährstoffe bei verschiedenen Ziervogelspezies im Vergleich zum Huhn (nach FRÖMBLING 2000)... 27 Tabelle 7: Einige bei Vögeln nachgewiesene Bakterien und deren Enzyme für den Rohfaserabbau... 30 Tabelle 8: Charakterisierung einer gastrointestinalen (GI) Normalflora (nach SAVAGE 1977)... 32 Tabelle 9: Zusammensetzung und Gesamtkeimzahl der autochthonen, enteralen Flora pro g Darminhalt von Gallus domesticus ab der fünften Lebenswoche (modifiziert nach GERLACH 1994a)... 36 Tabelle 10: Zusammensetzung der autochthonen Darmflora bei Psittaziden... 39 Tabelle 11: Nachweis gramnegativer Bakterien bei klinisch unauffälligen Psittaziden... 40 Tabelle 12: Verteilung der Tiere auf die Gruppen... 52 Tabelle 13: Botanische Zusammensetzung der Futtermischungen (in % der us)... 53 Tabelle 14: Rohnährstoffgehalte (Weender Analyse) der eingesetzten Mischfutter... 53 Tabelle 15: Zusammensetzung (in % der us) und chemische Analyse der Grit-Salz-Mischung... 54 Tabelle 16: Chemische Analyse der Mengen- und Spurenelemente der eingesetzten Mischfutter... 54

Tabelle 17: Verteilung sowie durchschnittliche Körpermasse (g) der Tiere zu Beginn des ersten und zweiten Durchganges (x ± SEM)... 55 Tabelle 18: Untersuchungsplan für die Einteilung und die Differenzierung der Bakterien... 68 Tabelle 19: Körpermasseentwicklung (in %; bezogen auf den vorherigen Wert) der Agaporniden in den ersten beiden Wochen in Durchgang 1 und 2... 71 Tabelle 20: Chemische Analyse der Rückwaagen... 73 Tabelle 21: Tägliche Futteraufnahmen der Tiere (x ± SEM, in g TS/Tier und Tag) in Durchgang 1 und 2... 74 Tabelle 22: Täglicher Wasserkonsum in Durchgang 1 und 2 (x ± SEM, in ml/tier und Tag sowie je g Futter-TS))... 75 Tabelle 23: Chymusmassen (x ± SEM, in g us)* an verschiedenen Lokalisationen des Gastrointestinaltraktes von Agaporniden unter dem Einfluss unterschiedlicher Mischfutter (Durchgang 1)... 76 Tabelle 24: Chymusmassen (x ± SEM, in g us) an verschiedenen Lokalisationen des Gastrointestinaltraktes von Agaporniden unter dem Einfluss unterschiedlicher Mischfutter (Durchgang 2)... 76 Tabelle 25: Trockensubstanzgehalte im Chymus (TS in % der us; x ± SEM) an verschiedenen Lokalisationen des Gastrointestinaltraktes von Agaporniden unter dem Einfluss unterschiedlicher Mischfutter... 77 Tabelle 26: ph-werte im Chymus (x ± SEM) an verschiedenen Lokalisationen des Gastrointestinaltraktes von Agaporniden unter dem Einfluss unterschiedlicher Mischfutter... 79 Tabelle 27: Mikrobiologische Beschaffenheit des Futters (in KBE/g us)... 81 Tabelle 28: Nachweishäufigkeit (in %) der untersuchten Bakteriengruppen im Chymus des Gastrointestinaltraktes von Agaporniden... 82 Tabelle 29: Aerobe grampositive Bakterien im Chymus (Keimzahlen in log 10 /g us, Medianwerte) an verschiedenen Lokalisationen des Gastrointestinaltraktes von Agaporniden unter dem Einfluss unterschiedlicher Mischfutter... 83 Tabelle 30: Laktobazillen im Chymus (Keimzahlen in log 10 /g us, Medianwerte) an verschiedenen Lokalisationen des Gastrointestinaltraktes von Agaporniden unter dem Einfluss unterschiedlicher Mischfutter... 83

Tabelle 31: Aerobe gramnegative Bakterien im Chymus (Keimzahlen in log10/g us, Medianwerte) des Kropfes von Agaporniden... 86 Tabelle 32: Grampositive Gesamtkeimzahlen im Chymus (Keimzahlen in log 10 /g TS, Medianwerte) an verschiedenen Lokalisationen des Gastrointestinaltraktes von Agaporniden unter dem Einfluss unterschiedlicher Mischfutter... 86 Tabelle 33: Nachweishäufigkeit grampositiver Bakterien (in %) im Chymus an verschiedenen Lokalisationen des Gastrointestinaltraktes von Agaporniden unter dem Einfluss unterschiedlicher Mischfutter... 87 Tabelle 34: Nachweishäufigkeit gramnegativer Bakterien (in %) im Chymus an verschiedenen Lokalisationen des Gastrointestinaltraktes von Agaporniden unter dem Einfluss unterschiedlicher Mischfutter... 88 Tabelle 35: Semiquantitative Verteilung der Bakterien (in %) im Chymus an den verschiedenen Lokalisationen des Gastrointestinaltraktes von Agaporniden unter dem Einfluss unterschiedlicher Mischfutter (bei Anzüchtung auf der Blutplatte)... 89 Tabelle 36: Einzel- und Durchschnittsmassen (in g us; x ± SEM) der Exkremente... 90 Tabelle 37: Keimzahlen (in log 10 /g us) in den Exkrementen von Agaporniden unter dem Einfluss unterschiedlicher Mischfutter... 91 Tabelle 38: Nachweishäufigkeit (Zahl der positiven Proben) von Bakterien in den Exkrementen von Agaporniden... 92 Tabelle 39: Semiquantitative Verteilung der Bakterien (Anzahl der positiven Proben) in den Exkrementen von Agaporniden (bei Anzüchtung auf der Blutplatte)... 93 Tabelle 40: Vergleichende Darstellung der Keimzahlen (Keimzahlen in log 10 /g us) im Chymus und in den Exkrementen von Agaporniden... 93 Tabelle 41: Nachweishäufigkeit der Bakterien (Anzahl der positiven Proben und in %) im Chymus von Dünn- und Dickdarm und in den Exkrementen von Agaporniden... 94 Tabelle 42: Energie- und Rohfasergehalte der Mischfutter (in MJ bzw. g/kg TS)...100 Tabelle 43: Effekte unterschiedlicher Rohfasergehalte und -arten im Mischfutter auf die scheinbare Verdaulichkeit der Rohfaser (in %) bei verschiedenen Ziervögeln im Vergleich zum Huhn (FRÖMBLING 2000)...106

Tabelle 44: Einige bei Vögeln nachgewiesene Bakterien und deren Enzyme für den Rohfaserabbau...106 Tabelle 45: Gesamtkeimzahl der autochthonen, enteralen Flora pro g Darminhalt vom Haushuhn im Vergleich zu Agaporniden...108 Tabelle 46: Bakterien im Gastrointestinaltrakt von Agaporniden im Vergleich zum Haushuhn...111 Tabelle 47: Chemische Analyse der eingesetzten Futtermittel...151 Tabelle 48: Rohdaten zur Körpermasseentwicklung (in g) in Durchgang 1...152 Tabelle 49: Rohdaten zur Körpermasseentwicklung (in g) in Durchgang 2...153 Tabelle 50: Rohdaten zur Futteraufnahme (in g us) in der Gruppe S (Durchgang 1)...154 Tabelle 51: Rohdaten zur Futteraufnahme (in g us) in der Gruppe F (Durchgang 1)...156 Tabelle 52: Rohdaten zur Futteraufnahme (in g us) in der Gruppe R (Durchgang 1)...158 Tabelle 53: Rohdaten zur Futteraufnahme (in g us) in Durchgang 2...160 Tabelle 54: Rohdaten zur Wasseraufnahme (in ml/tier und Tag) in der Gruppe S (Durchgang 1)...161 Tabelle 55: Rohdaten zur Wasseraufnahme (in ml/tier und Tag) in der Gruppe F (Durchgang 1)...162 Tabelle 56: Rohdaten zur Wasseraufnahme (in ml/tier und Tag) in der Gruppe R (Durchgang 1)...163 Tabelle 57: Rohdaten zur Wasseraufnahme (in ml/tier und Tag) in Durchgang 2...163 Tabelle 58: Rohdaten zur Chymusmasse (in g) an verschiedenen Lokalisationen des Gastrointestinaltraktes (Durchgang 2)...164 Tabelle 59: Rohdaten zum TS-Gehalt im Chymus (in % der us) an verschiedenen Lokalisationen des Gastrointestinaltraktes (Durchgang 2)...165 Tabelle 60: Rohdaten zum ph-wert im Chymus an verschiedenen Lokalisationen des Gastrointestinaltraktes (Durchgang 2)...166 Tabelle 61: Rohdaten zur mikrobiologischen Untersuchung in der Gruppe S (Durchgang 1)...167 Tabelle 62: Rohdaten zur mikrobiologischen Untersuchung in der Gruppe F (Durchgang 1)...172

Tabelle 63: Rohdaten zur mikrobiologischen Untersuchung in der Gruppe R (Durchgang 1)...177 Tabelle 64: Rohdaten zur mikrobiologischen Untersuchung der Exkremente (Durchgang 1)...182

Abbildungsverzeichnis Abbildung 1: Scheinbare Verdaulichkeit der organischen Substanz (os; in %) bei Agaporniden in Abhängigkeit vom Rohfasergehalt (lignifizierte Rfa) im Vergleich zum Haushuhn (FRÖMBLING 2000)... 27 Abbildung 2: Körpermasseentwicklung der Agaporniden (in g) im Verlauf des ersten Durchgangs... 72 Abbildung 3: Tägliche Rohfaseraufnahmen der Agaporniden (in g/tier und Tag) in Durchgang 1 und 2... 74 Abbildung 4: Trockensubstanzgehalte (TS in % der us, x ± SEM) an verschiedenen Lokalisationen des Gastrointestinaltraktes von Agaporniden unter dem Einfluss unterschiedlicher Mischfutter (ad libitum gefüttert)... 78 Abbildung 5: ph-werte im Chymus (x ± SEM) an verschiedenen Lokalisationen des Gastrointestinaltraktes von Agaporniden unter dem Einfluss unterschiedlicher Mischfutter (ad libitum gefüttert)... 80 Abbildung 6: Aerobe Bakterien im Chymus (Keimzahlen in log 10 /g us, Medianwerte) an verschiedenen Lokalisationen des Gastrointestinaltraktes von Agaporniden unter dem Einfluss unterschiedlicher Mischfutter... 85 Abbildung 7: Laktobazillen im Chymus (Keimzahlen in log 10 /g us, Medianwerte) an verschiedenen Lokalisationen des Gastrointestinaltraktes von Agaporniden unter dem Einfluss unterschiedlicher Mischfutter... 85

Abkürzungsverzeichnis In dieser Arbeit wurden neben den allgemein üblichen Abkürzungen folgende spezielle Kurzformen verwendet: AG Agaporniden α-häm. α-hämolysierend anhäm. anhämolysierend AM Amazonen β-häm. β-hämolysierend cm Zentimeter E. coli Escherichia coli Fa. Firma g Gramm grampos. grampositiv HU Haushühner KA Kanarien k.a. keine Angaben KBE koloniebildende Einheiten kg Kilogramm kj Kilojoule ME umsetzbare Energie mg Milligramm min Minuten MJ Megajoule ml Milliliter n Anzahl NfE stickstofffreie Extraktstoffe NS Nymphensittiche os organische Substanz PBS Phosphat-gepufferte Salzlösung ph Potentia Hydrogenii r Korrelationkoeffizient Ra Rohasche Rfa Rohfaser Rfe Rohfett Rp Rohprotein s. siehe SEM Standardabweichung s.o. siehe oben Sbl. Sonnenblumenkerne Spp. species sv scheinbare Verdaulichkeit TS Trockensubstanz u. und U Umdrehungen us ursprüngliche Substanz WS Wellensittiche z.b. zum Beispiel

Einleitung 1 Einleitung Von vielen Tierarten, insbesondere von denen, die als Nutztiere Bedeutung haben, sind Zusammensetzung und Funktion der Gastrointestinalflora bereits intensivst erforscht. Für die Tierernährung sind Kenntnisse über bakterielle Stoffwechselleistungen im Magen-Darm- Trakt essenziell, nicht zuletzt um Verdauungsvorgänge wie z. B. die bakterielle Fermentation der Rohfaser zu verstehen und daraus Schlussfolgerungen für die Fütterung ziehen zu können. Aber auch für die tierärztliche Praxis sind Vorstellungen über die normale, d.h. physiologische Darmflora von Interesse, um Infektionen mit pathogenen Keimen überhaupt erkennen und zielgerichtet möglichst ohne Unterdrückung der autochthonen Flora therapieren zu können. Die Kenntnisse über diverse Verdauungsvorgänge wurden und werden häufig vom Nutzgeflügel auf Ziervögel übertragen; dieses Vorgehen ist jedoch nicht kritiklos zu übernehmen. Forschungen ergaben sowohl Unterschiede in der Anatomie des Verdauungstraktes als auch in der Zusammensetzung der Gastrointestinalflora. So besitzt Nutzgeflügel z.b. häufig gut ausgebildete, paarige Blinddärme, die bei Ziervögeln (Psittaciformes) nicht oder nur rudimentär entwickelt sind. Die bei Nutzgeflügel häufig aus dem Magen-Darm-Trakt isolierten gramnegativen Keime gelten bei Ziervögeln nicht als physiologisch. Die Erforschung der Gastrointestinalflora von Ziervögeln ist zudem vor dem Hintergrund möglicher Störungen der Darmgesundheit von klinischer und diagnostischer Relevanz. Aufgrund einer beachtlichen Rohfaserverdaulichkeit bei einigen Ziervögeln ohne dass bisher die dies ermöglichenden zellulolytischen Bakterien isoliert werden konnten im Vergleich zum Haushuhn (FRÖMBLING 2000) wurden in der vorliegenden Arbeit Agaporniden untersucht. Unter dem Einsatz verschiedener Mischfutter sollten grundlegende Erkenntnisse über die Zusammensetzung der autochthonen Gastrointestinalflora bei Agaporniden und deren Variation in Abhängigkeit von der Mischfutterzusammensetzung gewonnen werden. Zudem wurden auch die Exkremente in die mikrobiologischen Untersuchungen mit einbezogen, da diese von besonderem diagnostischen Interesse für die Praxis sind. 17

Schrifttum 2 Schrifttum 2.1 Biologie der Agaporniden 2.1.1 Herkunft Agaporniden gehören in der Ordnung der Psittaciformes (Papageienvögel) zu der Gattung Agapornis (Unzertrennliche) mit 9 Arten und 15 Unterarten. Ihr natürlicher Lebensraum liegt im mittleren und südlichen Afrika und den östlich vorgelagerten Inseln (GRZIMEK 1969), wo sie offene, trockene Steppenlandschaften mit einzelnen Waldstrecken und Baumgruppen bewohnen. 2.1.2 Grunddaten Die Gesamtlänge von Agaporniden vom Schnabel bis zur Schwanzspitze beträgt 13 17 cm (GRZIMEK 1969) bei einer Körpermasse von 45 70 g (KAMPHUES et al. 2004). Agaporniden gehören wie alle Papageien zu den Nesthockern, in den ersten vier bis fünf Wochen sind die Nestlinge vollständig von den Eltern abhängig (HATT 2003). Bereits 30 Tage nach dem Schlupf erreichen die Nestlinge die Körpermasse Adulter, und mit einem Jahr erreichen Agaporniden die Zuchtreife (KAMPHUES et al. 2004). 2.1.3 Ernährung In dem natürlichen Habitat besteht die Ernährung von Agaporniden hauptsächlich aus Samen verschiedener Gräserarten und Bäumen (Akazien) sowie aus Getreidekörnern (Hirsen) und Beeren (GRZIMEK 1969). Die Ernährung in menschlicher Obhut basiert traditionell auf einer Sämereien- und Saatenmischung, speziell bei Agaporniden stellen Sonnenblumenkerne, verschiedene Hirsearten, Glanz und Haferkerne die Hauptkomponenten dar. Häufig wird die Ration durch Grünfutter und verschiedene kalziumhaltige Präparate (Sepiaschale, Kalksteinchen) ergänzt (KAMPHUES et al. 2004). 2.1.4 Futter- und Wasseraufnahme Die Trockensubstanzaufnahme von Agaporniden beträgt 5,4 6,5 g/tier und Tag (KAMPHUES et al. 2004). Da Ziervögel im Allgemeinen auf Energiekonstanz fressen, ist die 18

Schrifttum TS-Aufnahme vom Energiegehalt der angebotenen Saaten abhängig (WOLF et al. 1997). So nehmen Agaporniden mehr von kohlenhydratreichen als von fett- und somit energiereichen Saaten auf. Die TS-Aufnahme in Prozent der Lebendmasse variiert um Werte von 6 8 % für kohlenhydratreiche und um 4 6 % für fettreiche Saaten (WOLF u. KAMPHUES 1994). Der Energiebedarf beträgt 110 130 kj ME/Tier und Tag, und der Rohproteingehalt des Futters soll Werte von 10 14 % aufweisen. Da noch keine spezifischen Angaben über die Zusammensetzung eines Ziervogelfutters für Agaporniden existieren, orientiert man sich an den Werten für Nutzgeflügel wie z.b. Junghennen (KAMPHUES et al. 2004). Die Wasseraufnahme beträgt 5 14 ml/tier und Tag, diese variiert unter anderem in Abhängigkeit von der TS-Aufnahme. So werden bei Angebot einer herkömmlichen Sämereienmischung durchschnittlich 2,0 2,2 ml Wasser/g TS aufgenommen (KAMPHUES et al. 2004). Bei der Fütterung fettreicher Sämereien ist die Wasseraufnahme zudem höher (2,06 ml/g TS Sonnenblumenkerne) als bei der Fütterung kohlenhydratreicher Sämereien (1,34 ml/g TS Haferkerne; WOLF u. KAMPHUES 1994). 2.2 Anatomie und Physiologie des Verdauungsapparates von Vögeln 2.2.1 Physiologie des Gastrointestinaltraktes Die Morphologie des Gastrointestinaltraktes verschiedener Spezies ist an das Nahrungsspektrum angepasst und soll eine optimale Ausnutzung des aufgenommenen Futters gewährleisten (DUKE 1986; AECKERLEIN 1993). In der folgenden Zusammenfassung handelt es sich hautsächlich um den Verdauungstrakt von Psittaziden. Papageien besitzen einen kräftig ausgebildeten, nach unten gebogenen Oberschnabel mit gelenkiger Verbindung zum Hirnschädel, der über den Unterschnabel hinausragt (GYLSTORFF u. GRIMM 1998). An der Unterseite des Oberschnabels befinden sich schmale Leisten, die als Feilkerben bezeichnet werden und dazu dienen, die aufgenommenen Körner zu fixieren (HVIDSTEN u. ESKELAND 1983; GYLSTORFF u. GRIMM 1998). Neben der Schnabelspitze und der Schnabelhöhle weist auch die Zunge eine hohe Anzahl an Tastkörperchen auf, welche die aufgenommene Nahrung auf deren Größe, Form, Oberflächenbeschaffenheit, Struktur und Konsistenz überprüfen (GYLSTORFF u. GRIMM 1998). Zudem befindet sich auf der Zunge eine unterschiedliche Anzahl an Geschmacksknospen, deshalb werden Papageien zu den eher geschmacksempfindlichen 19

Schrifttum Vögeln gezählt (GYLSTORFF u. GRIMM 1998). Da in der Schnabelhöhle keine Zähne ausgebildet sind, erfolgt dort keine nennenswerte mechanische Zerkleinerung (HVIDSTEN u. ESKELAND 1983; KOLB 1989; GYLSTORFF u. GRIMM 1998). Nach Befeuchten der Nahrung über Speicheldrüsensekret (AECKERLEIN 1993), das aber keine Verdauungsenzyme enthält (FARNER 1982), wird die Nahrung abgeschluckt und gelangt so in die Speiseröhre und über peristaltische Bewegungen in den Kropf. Sowohl im Kropf als auch in der Speiseröhre wird ein muköser Schleim sezerniert (BEZZEL u. PRINZINGER 1990), der die Nahrung gleitfähig macht und sie durch das Aufquellen auf die Verdauung vorbereitet (DUKE 1986; AECKERLEIN 1993). Bei Psittaziden verbleibt die Nahrung für eine gewisse Zeit im Kropf. Die Verweildauer ist von der Füllung des nachfolgenden Gastrointestinaltraktes und von der Menge und Konsistenz der Nahrung abhängig (HVIDSTEN u. ESKELAND 1983; AECKERLEIN 1993). Obwohl im Kropf keine eigenen Enzyme sezerniert werden (BEZZEL u. PRINZINGER 1990), kommt es durch Regurgigation des Mageninhaltes bzw. -saftes sowie durch die vorhandene Mikroflora zu einer beginnenden Verdauung (DUKE 1986; AECKERLEIN 1993). Der Drüsenmagen ist bei Körnerfressern nur schwach ausgebildet, durch die Magendrüsen werden Salzsäure und proteolytische Enzyme sezerniert (HVIDSTEN u. ESKELAND 1983; DUKE 1986; GYLSTORFF u. GRIMM 1998). Bei Papageien befinden sich die Drüsen nur im kranialen Teil des Drüsenmagens, die unter anderem bei den Agaporniden in Bändern oder Feldern angeordnet sind (GYLSTORFF u. GRIMM 1998). Der Verbleib des Futters im Drüsenmagen ist abhängig von der Aktivität des Muskelmagens, unter Umständen bei leerem Muskelmagen ist die Passagezeit sehr kurz. Vor dem Muskelmagen befindet sich bei Papageien ein variables Schaltstück, das lediglich als Speicher dient. Dort ist die Schleimhaut von Schlauchdrüsen besetzt, die bei Papageien eine typisch grüne Sekretschicht produzieren (BEZZEL u. PRINZINGER 1990; GYLSTORFF u. GRIMM 1998). Im Muskelmagen wird das Futter mit Hilfe unlöslicher Steinchen (Grit) zwischen den Koilinschichten mechanisch zerkleinert (NICKEL et al. 1992; BARTELS et al. 1997); dabei ersetzen die Koilinschichten funktionell die fehlenden Zähne (BARTELS et al. 1997). Als Folge der rhythmischen Kontraktionen bei hohem Druck findet eine Trennung des rohfaserreichen Materials von den leichter löslichen Bestandteilen statt (HVIDSTEN u. 20

Schrifttum ESKELAND 1983). Zudem erfolgt eine Vermischung des Mageninhaltes mit den Verdauungssekreten des Drüsenmagens, so dass unter anderem die Proteinverdauung eingeleitet wird (HVIDSTEN u. ESKELAND 1983; AECKERLEIN 1993). Durch peristaltische Wellen wird der Mageninhalt in den Dünndarm, den längsten Abschnitt des Magen-Darm-Traktes, transportiert. Aufgrund von antiperistaltischen Wellen, die für das Geflügel typisch sind, kann der Inhalt des Duodenums auch zurück in die beiden Magenanteile bzw. in den Kropf gelangen (HVIDSTEN u. ESKELAND 1983). Der Dünndarm ist bei den Körnerfressern verhältnismäßig lang, wobei innerhalb einer Art erhebliche Variationen auftreten können (GYLSTORFF u. GRIMM 1998). Der Darminhalt wird mit den Sekreten der Galle und der Bauchspeicheldrüse sowie weiteren im Verlauf des Dünndarms gebildeten Enzymen vermischt (HVIDSTEN u. ESKELAND 1983; GYLSTORFF u. GRIMM 1998). Die im Dünndarm selbst gebildeten Sekrete enthalten unter anderem Amylasen, Pepsin, Trypsin und Lipasen, die laut DUKE (1986) Stärke, Proteine und Fette verdauen können; HVIDSTEN u. ESKELAND (1983) hingegen messen diesen Sekreten eine eher untergeordnete Bedeutung zu. Laut DUKE (1986) werden bei Hühnern 1,1 ml/stunde und Tier sezerniert und der ph-wert variiert im leicht sauren oder leicht alkalischen Bereich. Da bei den meisten Psittaciformes die Gallenblase fehlt, wird die Gallensäure direkt von der Leber ins Darmlumen gegeben (AECKERLEIN 1993; GYLSTORFF u. GRIMM 1998). Mit der Gallenflüssigkeit werden die Fette emulgiert, so dass die Angriffsfläche für die Verdauungsenzyme größer wird (DUKE 1986; AECKERLEIN 1993), zudem enthält die Gallenflüssigkeit Amylase und ist somit an der Kohlenhydratverdauung beteiligt. Die Sekretionsrate bei Hühnern beträgt 0,4 1 ml/kg KM und Stunde, der ph-wert der Galle variiert im leicht sauren Bereich (DUKE 1986). Das Sekret der Bauchspeicheldrüse, das Proteasen, Lipasen und Amylasen enthält, hat bei Vögeln bei denen das Darmepithel lediglich in geringem Umfang Enzyme produziert (HVIDSTEN u. ESKELAND 1983; DUKE 1986) eine größere Bedeutung als bei Säugetieren (HVIDSTEN u. ESKELAND 1983; BEZZEL u. PRINZINGER 1990; AECKERLEIN 1993). Menge und Zusammensetzung sind dabei vom Alter der Tiere, der aufgenommenen Futtermenge und der Zusammensetzung des Futters abhängig (KOLB 1989). Die Sekretionsrate ist laut DUKE (1986) im Verhältnis zum Körpergewicht höher als bei 21

Schrifttum Säugetieren, bei Hühnern hat das Sekret einen ph-wert von 6,4 6,8. In den ersten Stunden nach der Futteraufnahme ist die Sekretion am höchsten, eine erhöhte Protein- bzw. Fettaufnahme steigert die Protease- bzw. die Lipaseaktivität (DUKE 1986). Eine futterabhängige Enzymaktivität (erhöhter Kohlenhydrat- oder Fettanteil in der Ration) von Amylase und Lipase hat WOLF (1996b) auch bei Ziervögeln beobachtet. Nach ihren Untersuchungen über die Enzymaktivitäten im Gastrointestinaltrakt verschiedener Ziervogelarten berichtet WOLF (1996b) von folgenden Ergebnissen: Von den darmwandständigen Disaccharidasen erreichte die Maltase Aktivitäten von 750 1600 U/g Protein und somit höhere Werte als bei Schwein, Hund oder Katze. Die Saccharasewerte von 50 150 U/g Protein waren ebenfalls höher als bei Hund und Katze, aber vergleichbar mit denen von Schweinen. Die Aktivitäten von Amylase und Lipase von Ziervögeln in Pankreas und Chymus gemessen übertrafen die entsprechenden Werte bei Schwein, Hund, Pferd und auch beim Huhn. Der Dickdarm beginnt an der Stelle, an der die paarigen Blinddärme hier findet durch bakteriell bedingte Gärung die Rohfaserverdauung statt (AECKERLEIN 1993) ansetzen. Diese sind jedoch bei Papageien nicht oder nur rudimentär ausgebildet (AECKERLEIN 1986; STEVENS 1988; NICKEL et al. 1992; GYLSTORFF u. GRIMM 1998). Die Schleimhaut des Dickdarms ist insbesondere bei Papageien in Falten und Lamellen gelegt (GYLSTORFF u. GRIMM 1998). In dem kurzen Dickdarm werden dem Darminhalt Wasser und Elektrolyte entzogen (HVIDSTEN u. ESKELAND 1983; GYLSTORFF u. GRIMM 1998). Aufgrund der fehlenden Blinddärme bei den meisten Ziervogelarten wird vermutet, dass die bakterielle Zellulosespaltung im gesamten Darmrohr (BERNDT u. MEISE 1959) oder vor allem im Dickdarm stattfindet (DUKE et al. 1984; CHAPLIN 1989). 22

Schrifttum 2.2.2 Länge und Volumen des Gastrointestinaltraktes Nach Untersuchungen von POHLMEYER u. WENTHE (1998) über Länge und Volumen der einzelnen Abschnitte des Gastrointestinaltraktes von Ziervögeln anhand von makroskopischpräparatorischen Studien ergaben sich die in Tabelle 1 dargestellten Werte. Tabelle 1: Länge und Volumen des Verdauungstraktes verschiedener Ziervogelspezies (POHLMEYER u. WENTHE 1998) Volumen (ml) Spezies Kropf Drüsenmagen Muskelmagen Dünndarm Dickdarm Dünndarmlänge (cm) Dickdarmlänge (cm) Dünndarmzu Dickdarmlänge KA 0,5 0,8 0,4 zusammen 1,0 30,2 1,0 30,2 : 1 WS 3,0 0,75 0,5 zusammen 1,0 20,8 1,9 10,9 : 1 AG 5,0 2,0 0,8 zusammen 2,0 26,2 3,9 6,7 : 1 AM 25,0 9,0 1,5 23 1,0 91,2 7,1 13,0 : 1 GP 25,0 15,0 2,0 35 2,0 97,5 7,5 13,0 : 1 KA = Kanarien, WS = Wellensittich, AG = Agaporniden, AM = Amazonen, GP = Graupapagei 2.2.3 Passagezeit der Ingesta Da die Passagezeit der Ingesta bei Vögeln wesentlich kürzer als bei Säugetieren ist, muss man von einer grösseren Leistungsfähigkeit des Darmes ausgehen. Laut KOLB (1989) verweilt eine entsprechende Futtermenge bei einer Maus drei- bis viermal so lange im Verdauungstrakt wie bei einem Vogel. Dabei ist die Passagezeit unter anderem abhängig von der Art der Futtermittel und der Konsistenz des Chymus im Verdauungstrakt (STURKIE 1976). So wird diese durch hohe Rohfasergehalte verlängert oder durch einen hohen Wassergehalt oder durch Pellets verkürzt (SIBBALD 1979). Auch bei einem hohen Fett- oder Proteingehalt verbleibt die Nahrung länger im Gastrointestinaltrakt (LARBIER et al. 1977; SIBBALD 1979; MATEOS 1982). Neben der Beschaffenheit der Futtermittel wird die Passagezeit auch durch das vorherrschende Nahrungsspektrum, die Anatomie des Gastrointestinaltraktes und die Körpergröße beeinflusst. Grundsätzlich berichtet KLASING (1998) bei granivoren Spezies von einer 40 100-minütigen Passagedauer aufgenommener Nahrung. Das Haushuhn ist für eine vergleichende Darstellung insofern geeignet, da es wie viele Ziervogelspezies insbesondere die hier untersuchten Agaporniden ebenfalls zu der Gruppe der Körnerfresser, 23

Schrifttum das heißt zu den granivoren Spezies, zählt. Die Untersuchung der Passagezeit beim Haushuhn ergab bei der Verwendung unterschiedlicher Marker folgende Werte: Tabelle 2: Mittlere Passagezeit der Ingesta (in Stunden) nach Aufnahme eines Mischfutters durch Hühner Passagezeit Autor(en) min. 2 2,5 h, max. 24 h TUCKEY et al. (1958) 7 11,5 h SIBBALD (1980) min. = mindestens, max. = maximal, h = Stunden Wenn wasserunlösliches, dünnbreiiges Bariumsulfat mit einer Knopfkanüle in den Kropf gegeben wird, ergeben sich bei einigen Ziervogelarten und Haushühnern folgende mittlere Passagezeiten (Tabelle 3). Tabelle 3: Mittlere intestinale Passagezeiten (in Minuten) von Bariumsulfat bei Wellensittichen, Amazonen, Kanarienvögeln und Hühnern (GRIMM et al. 1984) Lokalisation WS AM KA HU Kropf 0 15 0 15 0 5 0 15 Magen 30 45 30 60 0 10 30 45 Dünndarm 60 90 90 10 60 120 Dickdarm 120 120 15 150 Kloake 150 150 30 60 180 240 WS = Wellensittich, AM = Amazonen, KA = Kanarien, HU = Haushuhn Durch den Anteil an Rohfaser in der Ration wird über die Wasserbindungs- bzw. Quellfähigkeit neben der Passagezeit auch der Wassergehalt der Exkremente beeinflusst. Dieser variiert je nachdem ob lignifizierte oder nicht-lignifizierte Rohfaser aufgenommen wird. So führte eine Fütterung von 25 % Zellulose an Hühner zu einem geringeren Wassergehalt in den Exkrementen als die gleiche Menge an Apfelpektin (ZANDER et al. 1988). HADORN und WENK (1996) berichteten von einer schmierigen Kotkonsistenz bei Hühnern nach Zulage von 20 % Sojaschalen. FRÖMBLING (2000) untersuchte den Einfluss der Rohfaser auf den Trockensubstanzgehalt der Exkremente bei verschiedenen Ziervogelspezies im Vergleich zum Haushuhn (Tabelle 4). 24

Schrifttum Tabelle 4: Einfluss der Fütterung verschiedener Rohfaserarten und -konzentrationen auf die durchschnittlichen TS-Gehalte der Exkremente (Angaben in g TS/kg us) von Ziervögeln im Vergleich zum Haushuhn (nach FRÖMBLING 2000) Rfa-Gehalt (%) KA WS AG NS AM HU L 1 245 241 164 138 208 210 L 6 296 295 203 166 247 273 L 11,5 312 318 235 215 232 329 NL 3 174 289 196 146 201 191 NL 5 145 240 161 113 177 151 L = lignifizierte Rohfaser, NL = nicht-lignifizierte Rohfaser, KA = Kanarien, WS = Wellensittich, AG = Agaporniden, NS = Nymphensittich, AM = Amazonen, HU = Haushuhn Mit steigenden Gehalten an lignifizierter Rohfaser stieg auch der TS-Gehalt in den Exkrementen. Bei steigenden Gehalten an nicht-lignifizierter Rohfaser reduzierte sich hingegen der TS-Gehalt in den Fäzes (FRÖMBLING 2000). 2.2.4 ph-werte im Gastrointestinaltrakt In den einzelnen Abschnitten des Gastrointestinaltraktes liegen unterschiedliche ph-werte vor. Im gesamten Darmrohr herrscht ein eher saures Milieu, basierend auf der sezernierten Salzsäure im Drüsenmagen. Durch die Sekrete von Galle und Pankreas sowie die puffernden Substanzen aus der Darmwand erfolgt eine gewisse Neutralisierung, der ph-wert im Dünnund Dickdarm ist jedoch weiterhin leicht sauer (DUKE 1986). Obwohl im Kropf keine Verdauungsenzyme sezerniert werden, beginnt teils durch Regurgitation des Mageninhaltes, teils durch die Einwirkung von Bakterien der Abbau der Nahrungsbestandteile. Ein Teil der Stärke wird zu Zucker hydrolysiert und dieser über die Mikroflora weiter abgebaut. Die dabei entstehende Säure senkt den ph-wert bereits auf 3,5 4,5 (HVIDSTEN u. ESKELAND 1983; GYLSTORFF u. GRIMM 1998). Im Drüsenmagen liegt aufgrund der sezernierten Salzsäure ein sehr niedriger ph-wert vor. Das Sekret hat einen ph-wert von 2, wird jedoch durch die aufgenommene Nahrung gepuffert und der ph-wert somit erhöht (KLASING 1998). Der niedrige ph-wert im Chymus ist neben der bakteriziden Wirkung essenziell für die Proteinverdauung und bewegt sich bei adulten Tieren in einem Bereich von 2,5 bis 4,5 (EWING u. COLE 1994). Durch die rhythmischen Kontraktionen des Muskelmagens findet eine Durchmischung mit den Sekreten des Drüsenmagens statt, so dass sich die ph-werte der beiden 25

Schrifttum Magenabteilungen auf einem Niveau befinden (HVIDSTEN u. ESKELAND 1983; AECKERLEIN 1993). Die in den Dünndarm sezernierten Sekrete haben wie die Sekrete aus der Darmwand selbst einen leicht sauren bis leicht alkalischen ph-wert und neutralisieren somit den zuvor stark sauren Chymus (DUKE 1986). In der folgenden Tabelle werden die ph-werte des Haushuhnes mit denen verschiedener Ziervögel verglichen. WOLF et al. (1996b) verwendeten bei ihren Untersuchungen Kanarienvögel, Reisamadinen und Wellensittiche. Tabelle 5: ph-werte im Gastrointestinaltrakt von Hühnern und Ziervögeln Huhn (STURKIE 1976, mod. nach Ziervögel HERPOL u. van GREMBERGEN 1967) (WOLF et al. 1996b) Kropf 4,51 4,73 Drüsenmagen 4,80 4,58 Muskelmagen 4,74 3,59 Duodenum 6,40 k. A. vorderes Ileum 6,60 k. A. hinteres Ileum 7,20 k. A. Zäka 6,90 - Dickdarm 6,30 k. A. k. A. = keine Angaben 2.2.5 Verdaulichkeit des Futters Psittaziden weisen eine hohe scheinbare Verdaulichkeit der organischen Substanz (os) und verschiedener Rohnährstoffe auf. So berichtete GRAUBOHM (1998) bei Angebot einer Sämereienmischung an Amazonen (Amazona spp.) bzw. Graupapageien (Psittacus erithacus) von einer scheinbaren Verdaulichkeit der os von 91,4 %. Untersuchungen von WOLF u. KAMPHUES (1992) ergaben bei Ziervögeln eine Verdaulichkeit für Stärke im Bereich von 88 90 % und für Fett von 97 99 %. Vergleichende Untersuchungen zur scheinbaren Verdaulichkeit bei einem Rfa-Gehalt von 1 % im Futter führte auch FRÖMBLING (2000) an verschiedenen Ziervögeln im Vergleich zum Haushuhn durch (Tabelle 6). 26

Schrifttum Tabelle 6: Scheinbare Verdaulichkeit (sv; in %) der Rohnährstoffe bei verschiedenen Ziervogelspezies im Vergleich zum Huhn (nach FRÖMBLING 2000) sv KA WS AG NS AM HU os 84,6 82,1 88,4 87,2 84,7 83,8 Rp 80,4 84,0 89,9 84,6 83,4 78,0 Rfe 91,1 86,6 93,6 93,2 92,0 93,1 Rfa 29,3 24,3 24,9 22,5 4,58 18,0 NfE 81,9 77,8 84,5 84,1 80,8 85,2 os = organische Substanz, Rp = Rohprotein, Rfe = Rohfett, Rfa = Rohfaser, NfE = N-freie Extraktstoffe, KA = Kanarien, WS = Wellensittich, AG = Agaporniden, NS = Nymphensittich, AM = Amazonen, HU = Haushuhn Die Verdaulichkeit der organischen Substanz ist unter anderem abhängig von Anteil und Art sowie der Struktur der Rohfaser (KAMPHUES et al. 2004). Bei Erhöhung des Rohfaseranteils eines kommerziellen Mischfutters von 4,8 auf 7,8 % sinkt laut ROMRUEN (1988) die scheinbare Verdaulichkeit der organischen Substanz bei Haushühnern von 81,4 auf 71,1 %. Ähnliche Ergebnisse erzielte FRÖMBLNG (2000). Bei einem Angebot mehrerer Rationen mit unterschiedlichen Gehalten an lignifizierter und nicht-lignifizierter Rohfaser an verschiedene Ziervogelarten sowie an Haushühner reduzierte sich die scheinbare Verdaulichkeit der os bei Erhöhung des Rohfaseranteils: 90 sv (os) 85 80 75 70 Hühner Agaporniden HU: y = 85,5-1,37 x, r = 0,99 AG: y = 88,4-0,92 x, r = 0,91 65 60 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 Rfa-Gehalt (in % der TS) Abbildung 1: Scheinbare Verdaulichkeit der organischen Substanz (os; in %) bei Agaporniden in Abhängigkeit vom Rohfasergehalt (lignifizierte Rfa) im Vergleich zum Haushuhn (FRÖMBLING 2000) 27

Schrifttum Für die scheinbare Verdaulichkeit der Rohfaser wiesen die Agaporniden die höchsten Werte auf. Bei Rohfasergehalten (lignifiziert) von 1 bzw. 6 % erreichten sie scheinbare Verdaulichkeiten von 24,9 bzw. 19,0 %, die Haushühner lediglich 18,0 bzw. 8,01 % (FRÖMBLING 2000). Zudem waren die Verdaulichkeitsquotienten der nicht-lignifizierten Rohfaser insgesamt niedriger als die der lignifizierten Rohfaser. 2.2.6 Autoenzymatische Verdauung Die Verdauung der Nährstoffe kann über Autoenzyme (körpereigene Enzyme) und durch Alloenzyme (bakterielle Enzyme) erfolgen (KLASING 1998). Zunächst soll ein Überblick über die Verdauungsvorgänge mit Hilfe von körpereigenen Enzymen dargestellt werden: Kohlenhydrate: Kohlenhydrate werden in zwei Gruppen eingeteilt. Die eine Gruppe (Nicht-Struktur- Kohlenhydrate) enthält Substanzen wie Stärke und Zucker, die von körpereigenen Enzymen aufgeschlossen werden können. Die andere Gruppe (Struktur-Kohlenhydrate) enthält die Gerüstsubstanzen der Pflanzenzelle wie Zellulose, Lignin und Pektin, die sogenannten Nichtstärke-Polysaccharide (FULLER 1991; KIRCHGESSNER 1997; KAMPHUES et al. 2004). Der Hauptort der Stärkeverdauung ist der Dünndarm; eine geringgradige Stärkeverdauung im Muskelmagen wird diskutiert (FULLER 1991). Die Enzyme für die Kohlenhydratverdauung (v. a. α-amylase) stammen aus dem Pankreas und aus dem Dünndarm selbst; zellulolytische Enzyme werden dabei nicht produziert (FULLER 1991; KIRCHGESSNER 1997; KAMPHUES et al. 2004). Die Kohlenhydrate werden zu Monosacchariden abgebaut und anschließend über die Darmwand absorbiert (FULLER 1991; KIRCHGESSNER 1997). Im Unterschied zu anderen Tierarten enthält der Speichel beim Nutzgeflügel keine Amylase (DUKE 1986; FULLER 1991). In den Darm werden weder Laktase noch Trehalase sezerniert (FULLER 1991). Proteine: Die Proteinverdauung wird im Drüsenmagen durch die Sekretion von Pepsinogen eingeleitet. Durch die ebenfalls sezernierte Salzsäure wird das Enzym aktiviert und der ph-wert des Magensaftes verringert sich auf 2,0 3,5, dem Wirkoptimum für das Pepsin (FULLER 1991; KIRCHGESSNER 1997). Im sauren Milieu des Magens werden die Proteine denaturiert und 28

Schrifttum über die proteolytische Wirkung des Pepsins teilweise abgebaut. Bei Erreichen des Dünndarms steigt der ph-wert im Chymus an und proteolytische Enzyme des Pankreas und des Darmes spalten die übrigen Proteine zunächst zu Peptiden und anschließend zu Aminosäuren (FULLER 1991; KIRCHGESSNER 1997). Fette: Fette werden im Dünndarm über Pankreaslipasen abgebaut. Zunächst müssen die Fette mit Hilfe der Gallensäuren emulgiert werden. Als Endprodukte entstehen unter anderem Monoglyceride und freie Fettsäuren. Nach Bildung sogenannter Micellen mit den Gallensäuren werden die Spaltprodukte über die Darmwand aufgenommen (FULLER 1991; KIRCHGESSNER 1997). 2.2.7 Alloenzymatische Verdauung Die Magen-Darm-Flora beeinflusst die Verdauung zum einen durch die Spaltung körpereigener Enzyme; so ist bei gnotobiotischen Hühnern im Gegensatz zu konventionellen Tieren eine autoenzymatische Aktivität bis in den Dickdarm nachzuweisen (RATCLIFFE 1991). Zum anderen besitzen Bakterien ein sehr breit gefächertes Enzymspektrum, so dass im katabolen Stoffwechsel Proteine, Lipide und Kohlenhydrate verwertet werden können (ROLLE u. MAYR 2007). Zum Beispiel konnten allein bei Bacillus spp. α-amylase, Glucose-Isomerase, β-glucanase, Exo-Amylase sowie alkalische und neutrale Proteasen nachgewiesen werden (EWING u. COLE 1994). Im Darm des Huhnes wurden zahlreiche bakterielle Enzyme mit der Fähigkeit zur Spaltung von Zellulose (HEDGE et al. 1982), Stärke (IVOREC-SZYLIT 1971), Disacchariden (SIDDONS u. OATES 1972), Harnstoff (HARBERS et al. 1963), Harnsäure (BARNES u. IMPEY 1974), Aminosäuren (FUJITA 1968) und Gallensäuren (COLE u. FULLER 1984) nachgewiesen. Der Nutzen für das Tier ist jedoch vor allem bei der Fütterung ausgewogener Rationen unsicher. Bei unausgewogener Ernährung in der freien Natur bieten die Darmbakterien vermutlich mehr Vorteile (FULLER 1984). Die Gastrointestinalflora ist auf folgende Weise an den Verdauungsvorgängen beteiligt: Kohlenhydrate: Der Einfluss der Magen-Darm-Flora auf die Kohlenhydratverdauung im oberen Dünndarm ist vor allem unter dem Einfluss der Gallensäuren als gering einzustufen (GERLACH 1994a). 29

Schrifttum Die Aktivität der Pankreasenzyme wird durch Bakterien nicht wesentlich beeinflusst (SZABO 1979) und die glykolytische Aktivität ist bei konventionellen Tieren vergleichbar mit der von keimfreien Tieren (SIDDONS 1969; COATES et al. 1970). Allerdings wird im Kropf unter dem Einfluss mikrobieller Enzyme Stärke aufgeschlossen (DUKE 1986; FULLER 1991; AECKERLEIN 1993). Die nicht resorbierbaren Kohlenhydrate wie Zellulose, Lignine, Pektine usw. werden vor allem in den Blinddärmen durch Bakterien gespalten (RATCLIFFE 1991; GERLACH 1994a). Eine bakterielle Fermentation kann zudem im Kropf, im Ileum oder erst im Dickdarm auftreten (FULLER 1991; KLASING 1998). Bei der Spaltung der Gerüstsubstanzen entstehen flüchtige Fettsäuren, Methangas und Wasser (FULLER 1991). Von den Mikroorganismen werden zudem B-Vitamine gebildet, die wie die Fettsäuren über die Darmwand aufgenommen werden können (AECKERLEIN 1986; KOLB 1989; BEZZEL u. PRINZINGER 1990; GERLACH 1994a). Die mikrobielle Fermentation der Rohfaser beim Geflügel wird von einigen Autoren aufgrund zu geringer Bakterienzahlen und des fehlenden Nachweises zellulolytischer Enzyme bestritten (BARNES et al. 1972; VISPO u. KARASOV 1997). Andere Autoren konnten jedoch bakterielle zellulolytische Enzyme sowie die entsprechenden Bakterien in ausreichender Zahl nachweisen (SALANITRO et al. 1974, 1978; BEDBURY u. DUKE 1983). Tabelle 7 zeigt einige Bakterien aus dem Gastrointestinaltrakt von Vögeln, die eine Fähigkeit zum Abbau von Rohfaser aufweisen. Tabelle 7: Einige bei Vögeln nachgewiesene Bakterien und deren Enzyme für den Rohfaserabbau Enzym Bakterien Autoren Pektinase β-glukanase Bacillus Aeromonas Streptococcus Streptococcus Enterococcus DROCHNER et al. (1993) DROCHNER et al. (1993) EWING u. COLE (1994) BECKMANN et al. (2000a) BECKMANN et al. (2000a) Zellulase obligate Anaerobier HEDGE et al. (1982) Proteine: Welchen Anteil bakterielle Proteasen bei der Spaltung von Proteinen einnehmen, gilt nach GERLACH (1994a) aufgrund der ähnlichen Wirkungsweise mit den wirtseigenen Proteasen 30

Schrifttum als noch nicht geklärt. Die Konzentrationen von Trypsin und anderen proteinspaltenden Enzymen werden durch Bakterien nicht beeinflusst (LEPKOVSKY et al. 1964). In Fütterungsversuchen mit keimfreien Hühnern und solchen mit normaler Darmflora ergaben sich keine Unterschiede in der Proteinverdauung; hingegen spielt die Darmflora eine Rolle im endogenen Stickstoffstoffwechsel (LUCKEY 1963; SALTER u. FULFORD 1974). Die Darmflora kann sämtliche Aminosäuren verstoffwechseln und ist an der Desaminierung und Decarboxylierung von Aminosäuren sowie der Hydrolyse von Harnstoff beteiligt (MICHEL 1966; RATCLIFFE 1991). Der bakterielle Abbau von Proteinen ist verantwortlich für die Ammoniakkonzentrationen im Darm (RATCLIFFE 1991; GERLACH 1994a). Gleichzeitig verwenden die Mikroorganismen Ammoniak für die Synthese bakterieller Aminosäuren (RATCLIFFE 1991; EWING u. COLE 1994). Fette: Die Magen-Darm-Flora beeinflusst die Fettverdauung negativ, indem einige Bakterien die Fähigkeit besitzen, konjugierte Gallensäuren zu spalten und somit in eine weniger wirksame Form zu überführen (COLE u. FULLER 1984). Laut GERLACH (1994a) ist die Wirkung der Spaltprodukte vom Fetttyp abhängig. Zudem greifen die Bakterien über eigene Lipasen in den Fettstoffwechsel ein. So ist z.b. ein gewisser Teil des im Kot nachgewiesenen Fettes bakteriellen Ursprungs (RATCLIFFE 1991). 2.3 Gastrointestinale Mikroökologie 2.3.1 Die Gastrointestinalflora Die gastrointestinale Mikroflora besteht aus autochthonen und allochthonen Keimen. Allgemein weist die Darmflora eine hohe Populationsdichte, ein weites Bakterienspektrum und vielfältige Interaktionen auf. Die Zahl der anaeroben Bakterien überwiegt insgesamt die der aeroben um das gut 700-fache. Im Gastrointestinaltrakt werden folgende Mikrohabitate unterschieden: das Darmlumen, eine Schleim- oder Gelschicht (bedeckt vollständig das Epithel zum Lumen hin), eine tiefe Schleimschicht in den Krypten und die Oberfläche der Schleimhautepithelien (ROLLE u. MAYR 2007). Die Bakterien, die sich im Lumen ansiedeln, müssen dabei eine schnellere Wachstumsrate als die Passagezeit der Ingesta aufweisen (FULLER 1984; EWING u. COLE 1994). 31

Schrifttum Die residente Bakterienflora wird von ihren Wirten toleriert und ist in der Homöostase für den Makroorganismus von Nutzen (ROLLE u. MAYR 2007). Tabelle 8: Charakterisierung einer gastrointestinalen (GI) Normalflora (nach SAVAGE 1977) Autochthone Flora (residente Flora) Allochthone Flora (transiente Flora) Definition Residente Mikroorganismen kommen bei allen Tieren einer bestimmten Tierspezies vor Transiente Mikroorganismen kommen nur vorübergehend/ nicht essenziell bei allen Vertretern einer bestimmten Tierspezies vor Eigenschaften - Wachsen anaerob im GI-Trakt - Permanent im GI-Trakt erwachsener Tiere vorkommend - V. a. im GI-Habitat bzw. den Nischen siedelnd - Besitzen eine stabile Mikroorganismenpopulation - Oft mit Mukosaepithel eng assoziiert Da die gastrointestinale Flora in sogenannten Keimkonsortien lebt, entzieht sie sich ihrem kulturellen Nachweis, lediglich 60 80 % der Bakterien können kulturell isoliert werden. Wenn die Bakterien auf Nährböden wachsen, hat somit schon eine Selektion durch das Kulturmedium stattgefunden (ROLLE u. MAYR 2007). 2.3.1.1 Positive Effekte Die autochthone Darmflora hat neben der mikrobiellen Fermentation bestimmter Nährstoffe unter anderem folgende Effekte auf das Wirtstier: Durch die Besetzung der Darmschleimhaut und weitere Interaktionen zwischen den Bakterien wird das Anheften und die Vermehrung pathogener Mikroorganismen erschwert (DUBOS et al. 1965; LLOYD et al. 1977; ROLLE u. MAYR 2007) Durch die Produktion organischer Säuren wird der ph-wert gesenkt und das Wachstum pathogener gramnegativer Mikroorganismen erschwert (TRAMER 1966; COLE et al. 1968; FULLER u. BROKER 1974; ROLLE u. MAYR 2007). 32

Schrifttum Manche Bakterienarten produzieren antibiotisch wirksame Substanzen und hemmen dadurch pathogene Mikroorganismen (HIRSH u. WEATHER 1951; VINCENT et al. 1951; SANDINE 1979; ROLLE u. MAYR 2007). Bakterien, die Gallensäuren spalten, erhöhen zum Teil deren Wirksamkeit gegen die Besiedlung des Darmes mit fremden Mikroorganismen (FLOCH et al. 1970, 1972; SANDINE 1979; GERLACH 1994a). Die autochthone Darmflora ist in der Lage, bestimmte Amine oder andere Stoffwechselprodukte zu detoxifizieren und so den Wirt zu schützen (HILL et al. 1970; MURALIDHARA et al. 1977; ROLLE u. MAYR 2007). Die autochthone Darmflora kann auch Enterotoxine pathogener Bakterien detoxifizieren (FULLER u. COLE 1988; ROLLE u. MAYR 2007). 2.3.1.2 Funktion und Beeinflussung des ph-wertes Wie bereits beschrieben, wird der ph-wert im Gastrointestinaltrakt durch die Sezernierung von Säuren und puffernden Substanzen durch die Schleimhaut des Magen-Darm-Traktes bestimmt (HVIDSTEN u. ESKELAND 1983; DUKE 1986; GYLSTORFF u. GRIMM 1998). Zudem entstehen beim mikrobiellen Abbau der Nahrungsbestandteile organische Säuren, die den ph-wert senken. Die Art und Menge der Fermentationsprodukte variiert mit dem Angebot an Stärke und anderen Kohlenhydraten. Insbesondere bei der mikrobiellen Fermentation von Rohfaser entstehen flüchtige Fettsäuren, die den ph-wert im Chymus senken (EWING u. COLE 1994). Der optimale ph-wert für das Wachstum vieler Bakterien variiert um 6,0 7,5 (ROLLE u. MAYR 2007). Das Minimum bewegt sich in einem Bereich von 3,0 4,0 und das Maximum in einem Bereich von 9,0 10,0 (EWING u. COLE 1994). Unterhalb und oberhalb dieser Grenzwerte werden die Keime abgetötet. Diese Werte variieren je nach Art des Bakteriums, so haben Laktobazillen ihr Wachstumsoptimum im leicht sauren ph-wert-bereich (EWING u. COLE 1994). Der niedrige ph-wert im Magen spielt somit eine wichtige Rolle in der Abtötung von Bakterien (HOF u. DÖRRIES 2005). Der höhere ph-wert im Dünn- und Dickdarm entspricht eher dem Wachstumsoptimum der meisten Mikroorganismen und gibt somit neben der 33

Schrifttum autochthonen Flora auch pathogenen Bakterien wie z.b. E. coli die Möglichkeit zur Vermehrung (EWING u. COLE 1994). Allgemein ergeben sich bei ph-wert Messungen an keimfreien und konventionellen Hühnern leichte Unterschiede. In allen Darmabschnitten außer dem Drüsenmagen der konventionellen Hühner wurden tiefere ph-werte gemessen als bei den keimfreien Tieren (FORD 1974). Dies wurde auf die Produktion saurer Stoffwechselprodukte durch die Bakterien zurückgeführt. Ein weiterer Hinweis auf die Auswirkungen der Darmflora ergab sich durch den Vergleich nüchterner mit gefütterten Hühnern. Hier wurde ein höherer ph-wert bei den Tieren gemessen, die nüchtern waren. Dies wird dadurch erklärt, dass durch Nüchternheit also fehlende Nährstoffe die Anzahl der Bakterien und somit auch die Menge ihrer sauren Stoffwechselprodukte reduziert wird (FORD 1974). Die meisten Messungen zu ph-werten wurden zudem an frisch getöteten Tieren durchgeführt. Messungen in situ ergaben leicht höhere Werte für den Darm, aber nicht für den Magen bei lebenden Tieren. Dies wurde auf ein gesteigertes Bakterienwachstum post mortem und daraus folgend eine vermehrte Freisetzung ihrer sauren Metaboliten zurückgeführt (DUKE 1986). 2.3.1.3 Nutzgeflügel Wesentlich ausführlicher als bei Ziervögeln ist die autochthone Darmflora beim Wirtschaftsgeflügel, insbesondere beim Huhn, untersucht. Bei adulten Tieren können bis zu 200 verschiedene Spezies nachgewiesen werden (OCHI et al. 1964; MEAD u. ADAMS 1975; MEAD 1989), dabei ergeben sich Gesamtkeimzahlen bis 10 11 KBE/g Chymus. Bei adulten Tieren wird im Kropf und im Zäkum die stärkste bakterielle Aktivität erreicht (FULLER 1984). Beim Schlupf sind die Küken fast keimfrei und entwickeln bis zur vierten bis sechsten Lebenswoche ihre autochthone Darmflora. Dabei besiedeln die verschiedenen Bakteriengruppen den Gastrointestinaltrakt zu unterschiedlichen Zeiten (GERLACH 1994a). Zunächst findet eine schnelle Vermehrung zu hohen Keimzahlen statt, anschließend stellt sich die Bakterienzahl auf ein konstantes Niveau ein (GERLACH 1994a). Die Besiedlung erfolgt über den Kontakt zur Umgebung sowie über das aufgenommene Futter und ist zudem von der Entwicklung des Darmes abhängig (MITSUOKA 1973; FULLER 1984). 34