Teil 1: Photosynthese

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1 Gliederung (1) Photosynthese (2) Andere physiologische Prozesse (3) Chloroplasten: Evolution und Genetik Teil 1: Photosynthese Lichtabsorption und Pigmente Licht UV Licht (niedrige Wellenlängen, hochenergetisch, gefährlich) sichtbarer Wellenlängenbereich 380nm-760nm IR Licht (energiearm, hohe Wellenlängen, Wärmestrahlung) Sonnenspektrum: auf der Erde ankommende Solarstrahlung (spektrale Energieverteilung) wird durch Streuverluste in allen Wellenlängenbereichen, vor allem aber im UV und sichtbarem Bereich gesenkt (Wellenlängen-Abhängigkeit der Lichtstreuung). Die Minima der spektralen Energieverteilung liegen bei den Wellenlängen, welche die Absorptionsmaxima der u.a. Atmosphärengase (Stickstoff, Wasser, Methan) darstellen. Die Minima entstehen durch Absorptionsverluste in der Atmosphäre. Wirkungsspektrum (Aktionsspektrum) der Photosynthese (Extinktion gegen Wellenlänge) kommt durch Ergänzung der Absorptionsmaxima verschiedener an der Lichtabsorption beteiligter Pigmente zustande (Chlorophylle / Carotinoide). Es ist identisch mit der Kurve für die O 2 Produktion in Abhängigkeit der Wellenlänge. Pigment-Klassifizierung: - Sensorpigmente (nur in geringen Mengen vorhanden): o Phytochrom (Photomorphogenese: unterscheidet hellrot von dunkelrot). Gehört zur Klasse der offenkettigen Tetrapyrrole. o Cryptochrom (Photomorphogenese: detektiert UV und blaues Licht) o Phototropin (Phototropismus); absorbieren Licht ( nm), Umwandlung in Signal, Signaltransduktion, lösen z.b. gerichtetes Wachstum aus. Gehört zur Klasse der Flavoproteine.

2 - Massenpigmente (in hohen Mengen vorhanden; klassifiziert nach Funktion: Photosynthese-, Schutz-, Färbepigmente): o Chlorophylle (mengenmäßig am häufigsten; a, b und c; je Pflanzliches und Bacteriochlorophyll) zur Photosynthese o Carotinoide (= Carotine und Xanthophylle; letztere haben zusätzlich Sauerstofffunktionen (Hydroxyle, Epoxide, Ester) als Schutzfunktion und zur Photosynthese o Phycobiline bei Rhodophyta (Rotalge), Cryptophyta (einzellige Braunalgen), Cyanophyta bzw. Cyanobacteria (früher: Blaualge) zur Photosynthese o Pigmente zur Färbung von Blüten: Anthocyane Struktur der Pigmente: haben konjugiertes π Elektronensystem. Durch die Delokalisierung der Elektronen in diesem System ist die Anregung durch Licht leichter. Je größer das mesomere System, desto energieärmeres Licht reicht aus, um ein Elektron anzuregen. Die Extinktion (Maß für die Absorption) ist abhängig vom absorbierenden Molekül und von dessen Umgebung (Lösungsmittel, Proteinumgebung). Chlorophylle: Die apolaren Chlorophylle bestehen aus dem Porphyrin, einem Tetrapyrrolring, mit einem Magnesium als Zentralatom (von zwei N kovalent und von zwei N koordinativ gebunden; ohne Mg: Pheophytin) und einem durch Veresterung der Propansäure angehängten langkettigen Alkohol, dem Phytol (Diterpen, 20 C-Atome), welcher nicht-kovalente Wechselwirkungen mit dem hydrophoben Innenbereich der Proteine eingeht. Der Phytol-Rest ist auch für die Wasser-Unlöslichkeit der Chlorophylle ursächlich (Chlorophyllid Chlorophyll ohne Phytol ist wasserlöslich). Durch die Assoziation der Chlorophylle mit unterschiedlichen Proteinkomponenten variieren deren Absorptionseigenschaften leicht, was den Excitonentransfer (strahlungsloser Energietransfer) von Pigmenten mit energiereicher Absorption zu Pigmenten mit niederenergetischer Anregbarkeit erlaubt. Das Grundgerüst hat insgesamt 11 konjugierte Doppelbindungen. Das blaugrüne Chlorophyll a trägt am C7-Atom eine Methylgruppe Das gelbgrüne Chlorophyll b trägt dort eine Aldehydgruppe, welche in das delokalisierte π-elektronensystem mit einbezogen werden kann. Die Soretund Q-Banden rücken näher in die Grünlücke als bei Chl a. In Braunalgen findet man auch Chlorophyll c1 und c2, das mit für die braune Farbe verantwortlich ist. Diesem Chlorophyll fehlt der Phytol-Rest. Chlorophyll d ist in geringen Mengen in Rotalgen zu finden, wobei das Hauptchlorophyll hier Chl a darstellt. Es ist aber das Hauptchlorophyll eines speziellen Cyanobakteriums, das in Umgebungen mit geringer VIS- und erhöhter IR-Strahlung lebt. Aufgrund einer Aldehydgruppe am C3 (statt der Ethengruppe in Chl a) absorbiert Chl d bei höheren Wellenlängen (Q-Bande: 697nm statt 665nm); beide Banden sind nach rechts verschoben.

3 Anthocyane Die polaren Anthocyane befinden sich in der Vakuole und sind für die Färbung der Blüten und Früchte verantwortlich. Des Weiteren sind sie als Schutzpigmente gegen UV-Strahlung wirksam (ähnlich der Carotinoide im sichtbaren Spektralbereich). Sie bestehen aus 2 aromatischen Ringsystemen mit Anthocyanidin als Grundgerüst und verschiedenen Substituenten und sind mit unterschiedlichen Mono-/ Disacchariden über Etherverbindungen verknüpft, was die große Vielfalt dieser Pigmente bedingt. Deren Farbe ist vom ph-wert sowie Kationen als auch weiteren Pigmenten in der Umgebung (Copigmentierung) abhängig. Sie sind hydrophil.

4 Carotinoide Carotinoide (Tetraterpene, 40 C-Atome) sind aufgrund ihres langen Kohlenstoffgerüsts mit konjugierten Doppelbindungen ebenfalls unpolare Pigmente. Man unterteilt sie nochmals in zwei Gruppen: Carotine, reine Kohlenwasserstoffe wie z.b. β-carotin; und Xanthophylle wie Lutein, die zusätzlich noch Sauerstoff gebunden haben. Neben ihrer Funktion als akzessorische Photosynthesepigmente dienen Carotinoide als Schutzpigmente, da sie Pflanzen vor zu starkem Lichteinfall schützen, indem sie überschüssige Lichtenergie in Wärmeenergie umwandeln sowie die Bildung von sehr reaktiven und daher schädlichem Singulettsauerstoff behindern. Für die Absorptionsfunktion ist hauptsächlich Lutein, Neoxanthin und Violaxanthin (Xanthophylle) in höheren Pflanzen und Grünalgen bzw. Fucoxanthin in Braunalgen und Kieselalgen verantwortlich. Der Absorptionsbereich von Fucoxanthin deckt diejenigen von Chlorophyll a und Lutein ab. Sie stellen die Lightharvesting- bzw. Antennenpigmente dar. Zeaxanthin und β-carotin haben Schutzfunktionen. Violaxanthin und Neoxanthin sind Zeaxanthin-Derivate und werden im Zuge ihrer Biogenese aus Zeaxanthin reversibel gebildet.

5 Blauer Bereich bei höheren Pflanzen durch Lutein + Chl a, bei Braunalgen durch Fucoxanthin abgedeckt. Phycobiline Phycoerythrin und Phycocyanin (Phycobiline) sind proteingebundene Pigmente (zusammen: Phycobiliproteide; Ringprotein mit Chromophoren Gruppen) bei Cyanobakterien, Rotalgen und Cryptophyceen. Es handelt sich um offene Porphyrinsysteme. Sie decken die Grün-Lücke der Chlorophylle ab. Sie sind im Gegensatz zu den Chlorophyllen kovalent (über Cystein) an die Proteine gebunden. Phycoerythrin hat eine Ethengruppe statt einer Ethangruppe, sodass das mesomere System vergrößert (niedrigere Energie) ist und die Absorption bei kleineren Wellenlängen (größere Energie) stattfindet.

6 In vivo Absorption eines Cyanobakteriums: Grünlücke, die von Grünalgen nicht abgedeckt wird, hier durch Phycobiline abgedeckt. Anpassung an die Meerestiefe Das breite Spektrum an Wellenlängen wird vom Wasser und den in einer bestimmten Meerestiefe lebenden Pflanzen gefiltert. Je höher die Meerestiefe, desto weniger Wellenlängen erreichen die Organismen im Wasser. eine Tiefe von 250m wird nur von blau-grünen ( nm) Lichtwellen erreicht. Diese Grün-Lücke kommt zustande, da Grünalgen diese Wellenlänge nicht absorbieren. Sie wird von den tiefer lebenden Rot- und Braunalgen ausgenutzt. Grünalgen: bis zu 10m Tiefe. Braunalgen10-30m. Rotalgen: m (Rekord: 268m). Absorption im blau-grünen Wellenlängenbereich ist bei den Rotalgen am höchsten. Sie weisen Phycobilisome auf, die zur Chromatischen Adaption fähig sind. Grünalgen haben hauptsächlich Chlorophylle, deren Absorption nicht anpassungsfähig ist.

7 Absorption von Licht Licht einer bestimmten Frequenz f hat eine definierte Energie h*f (h ist Plancksches Wirkungsquantum: 6,63*10-34 Js). Die Frequenz ist Proportional zu ihrer Energie (Proportionalitätskonstante ist h) und antiproportional zu ihrer Wellenlänge (Antiproportionalitätskonstante ist c) EPhoton c f = f = h λ In einem Atom gibt es genau ein unteres und ein oberes Energieniveau, das vom Elektron eingenommen werden kann. So kann nur Licht einer bestimmten Wellenlänge absorbiert werden und so zeigt sich die Absorptionsintensität als einen Pik bei einer bestimmten Frequenz bzw. Wellenlänge. Ein Molekül hat mehrere Energieniveaus, in denen sich Elektronen aufhalten können. So führen mehrere Frequenzen zur Anregung. Je nachdem welche Frequenz zur Anregung führt wird das Elektron um den jeweilig äquivalenten Energiebetrag angehoben. Die Absorptionsintensität lässt sich durch mehrere Piks bei unterschiedlichen Wellenlängen darstellen, wobei der mittlere Pik am höchsten und die Piks der oberen und unteren Grenze der Energieniveaus (größte und kleinste Frequenz) am kleinsten sind. Ein Molekül mit unendlich vielen Energieniveaus in einem Energieintervall macht es möglich alle Wellenlängen in diesem Intervall zu absorbieren. Die Absorptionsintensität lässt sich durch eine Gaußsche Glockenkurve darstellen. Rückkehr in den Grundzustand Nachdem die Energie absorbiert wurde, muss das Molekül wieder in seinen ursprünglichen Grundzustand zurückkehren. Hierzu gibt es die Energie wieder ab, wobei mehrere Möglichkeiten zur Verfügung stehen. Chlorophylle können die

8 Energie weiterleiten (und damit für die Photosynthese nutzbar machen, inklusive Ladungstrennung), als Wärme dissipiieren (dem System entziehen) oder als Fluoreszenz abstrahlen (wobei die Energie reabsorbiert werden kann). Anregungszustände des Chlorophylls

9 Die energetische Lage der Absorptionsbanden der Porphyrine ergibt sich für den einfachsten Fall aus dem Übergang des elektronischen Singulett-Grundzustands S0 in den ersten angeregten Singulettzustand S1 für die Q-Banden und aus dem Übergang des elektronischen Singulett-Grundzustands S0 in den zweiten angeregten Singulettzustand S2 für die Soret-Banden oder B-Banden (der höchste Übergang ist S0 S2; Abbildung oben irreführend!). Aufgrund der Asymmetrie des Chlorophylls spalten sich diese zwei Übergänge jeweils in zwei Banden auf (zwei verschiedene Übergangsdipolmomente). Der Übergang bei der längsten Wellenlänge (rote Farbe, niedrigste Energie) entspricht der Q y -Bande. Das entsprechende Übergangsdipolmoment verläuft entlang der y-achse des Moleküls (verläuft entlang der N-Atome der Ringe A und C; x-achse: N-Atome der Ringe B und D). Dieser Q y -Übergang ist der relevanteste für Energie-Transfer-Prozesse in Chlorophyllbindenden Proteinen. Die Triplett-Zustände oberhalb von T 1 sind irrelevant, da alle Singulett-Zustände oberhalb von S 1 nicht lange genug existieren (geringere Lebensdauer mit ~10^-12s statt ~10^-5s für S1), um eine Spin-Umkehr zu ermöglichen. Energietransfer zwischen Pigmenten: Vom S 1 Zustand ist ein Energietransfer zu anderen benachbarten Chlorophyll Molekülen möglich. Zwei Prozesse spielen dabei eine Rolle: (1) Excitonentransfer (strahlungsloser Energietransfer zwischen Pigmenten; FRET: gekoppelte Schwingungen). Der Resonanztransfer ist abhängig vom Abstand und von der Anordnung der Moleküle. Voraussetzung ist, dass die Emissionswellenlänge des Donor-Chl mit der Absorptionswellenlänge des Akzeptor-Chl überlappt. (2) Fluoreszenzstrahlung (Reabsorption). Chlorophyll a hat ein Absorptionsmaximum bei 662nm und gibt die aufgenommene Energie durch Fluoreszenz bei 669nm ab. Dieses Licht ist jedoch energieärmer. Man spricht von der Stokes Verschiebung. Die Energiedifferenz kommt durch die Anregung in höhere Schwingungsniveaus zustande, die über interne Konversion (Energieverlust) relaxieren. Die abgegebene Fluoreszenzstrahlung kann von anderen Chlorophyllen reabsorbiert werden. Der Energietransfer wird durch den Abstand bestimmt: nah genug für effizienten Excitonentransfer, aber weit genug entfernt, um den Elektronentransfer zu verhindern. Es werden Energietransferraten im Bereich von 100 fs erreicht.

10 Wegen der Energiedifferenz zwischen den Q-Übergängen von Chl a und Chl b (Chl a ist rotverschoben gegenüber Chl b => Chl b absorbiert höhere Energie, da wegen Vergrößerung des mesomeren Systems energetisch herabgesetzt), erfolgt der Energietransfer in Lichtsammelproteinen immer von Chl b zu Chl a. Reabsorption und Excitonentransfer zwischen Chl a Molekülen sind möglich, da Chlorophylle von unterschiedlichen Proteinen umgeben sind und somit andere Absorptionsmaxima aufweisen. Der Transfer erfolgt von Chl b zu Chl a und weiter zu Chl a Molekülen, die aufgrund der Proteinumgebung bei noch höheren Wellenlängen absorbieren, bis letztlich das Reaktionszentrum erreicht ist (2 Chl a Moleküle, die bei größter Wellenlänge absorbieren). Primäre Photochemie Speziell gebundene Chlorophyll a Moleküle (haben höheres Redoxpotential), die im Reaktionszentrum liegen, können eine Ladungstrennung durchführen, wobei Lichtenergie in chemische Energie umgewandelt wird. Dieses Chl a wird mittels Lichtenergie in den S 1 Zustand angeregt. Nun kann ein primärer Akzeptor A das angeregte Elektron aus dem S 1 Zustand akzeptieren, wobei A - und Chl a + entstehen. Der Elektronentransfer ist nur durch im Reaktionszentrum befindliche Chlorophyll a Moleküle möglich und geht ausschließlich vom S1 Zustand aus (Anregung durch rotes Licht oder häufiger durch niederenergetisches Exciton ausreichend). Zu diesen Molekülen wird die Energie von den anderen Chlorophyllmolekülen letztlich transferiert. Triplett-Chlorophyll und Schutzfunktion der Carotinoide Bei der Spinumkehr (S 1 T 1 ) geht Energie in Form von Wärme verloren, da der Triplettzustand energetisch niedriger ist als der Singulettzustand. Der Trippletzustand ist für die Pflanze sehr gefährlich, da bei der Rückkehr in den Grundzustand ein Energietransfer auf ein Triplett Sauerstoffmolekül stattfinden kann. Es entsteht der angeregte und hochreaktive Singulettsauerstoff. Es handelt sich dabei um eine ROS (reactive oxygen species; u.a. Singulettsauerstoff, Wasserstoffperoxid, Hydroxylradikale). Hinzu kommt, dass Triplett-Chlorophyll sehr langlebig ist. Singulett Carotinoide (Grundzustand) sind in der Lage Singulettsauerstoffmoleküle (angeregter Zustand) zurück zum ungefährlichen Triplettsauerstoff (Grundzustand) umzuwandeln, indem sie selber in den Trippletzustand (angeregter Zustand) übergehen. Singulett Carotinoide sind darüber hinaus in der Lage direkt die Energie des Triplett Chlorophyll aufzunehmen, sodass die Entstehung von ROS verhindert wird. Dabei gehen die Carotinoide ebenso in den angeregten Trippletzustand über. Carotinoide können letztlich durch Wärmeabgabe vom angeregten Triplettzustand einfach in den Singulettzustand gelangen, was die Schutzfunktion definiert. Für die Schutzfunktion ist hauptsächlich β-carotin und Zeaxanthin verantwortlich.

11 Schutzfunktion von Carotinoiden gegen zuviel Licht: Der VAZ Zyklus Die Photosyntheserate steigt mit höherer Lichtintensität bis zu ihrer Sättigung an, während ab einer bestimmten Lichtintensität die Fluoreszenzlöschung qe erheblich ansteigt. Sie ist Maß für die Wärmestrahlung ( Wärmedissipation). Es wird also das einkommende Licht, welches nicht mehr zur Photosynthese genutzt werden kann in Wärme umgewandelt, damit es keinen Schaden anrichten kann. Diese Beobachtung korreliert mit einem Anstieg an Zeaxanthin (keine Epoxid-Gruppe) und einem Abfall an Violaxanthin (2 Epoxid- Gruppen). Als Intermediat bei der Umwandlung tritt Antheraxanthin (eine Epoxid-Gruppe) auf. Wenn der ph-gradient über der Thylakoidmembran sehr hoch ist (Zeichen für hohen Reduktionspegel der Lichtreaktion), katalysiert eine Deepoxidase die Reaktion von Violaxanthin zu Zeaxanthin. Die Deepoxidase hat ihr ph- Optimum im Sauren und arbeitet daher bei Tageslicht während eines starken ph-gradienten (Tageslicht: Stroma ph=7,6 / Lumen ph=5). Da die Epoxidase, welche die Rückreaktion (Zeaxanthin zu Violaxanthin) katalysiert ihr ph-optimum im Alkalischen hat, findet die Rückreaktion erst im Dunkeln (bei Nacht) statt, wenn der ph-gradient abgenommen hat. Violaxanthin kommt in den Antennenproteinen vor und ermöglicht eine Steigerung der Absoprtion. Das bei zu hoher Lichtintensität entstandene Zeaxanthin quencht LHCII Anregungsenergie (LHCII gebundene Population), wodurch weniger Excitonentransfer stattfindet. Zeaxanthin kann aber auch an andere Proteine binden und dort NPQ vermitteln.

12 Im NPQ sind verschiedene Proteine involviert. Das an LHCII gebundene Protein PsbS zählt zu den Lichtsammel-Proteinen, ist aber lediglich in die thermische Dissipation involviert. Es ist für NPQ neben einem niedrigen ph-wert und der Anwesenheit von Zeaxanthin essentiell. PsbS enthält keine Chlorophylle oder Xanthophylle, kann aber in der protonierten Form, die nur bei saurem Lumen (Tageslicht) vorliegt, Zeaxanthin binden und mit dem PSII wechselwirken. Durch diese Bindung findet eine Konformationsänderung im PSII statt, was zur Folge hat, dass PSII im Reaktionszentrum mehr Wärme abstrahlt (nicht-photochemisches Quenching, NPQ). Es finden weniger Ladungstrennungen statt. Zusammenfassung Photonen werden von Chl a, Chl b oder Xanthophyllen absorbiert (Light harvesting, Lichtsammlung). Die absorbierte Energie wird zwischen den einzelnen Pigmenten weitergeleitet (Energieweiterleitung), bis sie das Chl a im Reaktionszentrum erreicht. Hier findet die Ladungstrennung (primäre Photochemie) statt, sodass ein Elektron des Chl a von einem primären Akzeptor akzeptiert werden kann (Redoxreaktion). Im Folgenden werden Redoxäquivalente NADPH+H + hergestellt und ein Protonengradient zur Synthese von ATP aufgebaut. Strukturelle Basis der Lichtabsorption Die Strukturelle Basis der Lichtabsorption unterscheidet sich zwischen Algen, höheren Pflanzen und Bakterien erheblich voneinander. Bei allen Domänen liegen speziell organisierte Proteine vor, welche Pigmente gebunden haben, so genannte Lichtsammelkomplexe (Light-harvesting-Complexes = LHC, Antennenproteine). Es gibt zwei mögliche Antennenproteine: lösliche (der Membran aufgelagert) oder Membran-gebundene. Für anoxygene Photosynthetiker siehe anoxygene Photosynthese. Rotalgen (Rhodophyta) und Blaualgen (Cyanobacteria)

13 Cyanobacteria: Phycobilisomen-tragende Thylakoidmembran ist Ausstülpung der inneren Cytoplasmamembran, die mehrschichtig entlang des Zellrandes verläuft, um mehr Licht einzufangen. Rhodophyta: haben Rhodoplasten, welche Phycobilisomen-tragende Thylakoide aufweisen. Phycobilisomen versorgen nur PSII, während PSI durch Chl a und Zeaxanthin haltige LHCs mit Licht versorgt werden. Phycobilisome sind hoch organisierte Komplexe, die aus verschiedenen pigmenthaltigen Biliproteinen und (pigmentfreien) Linkerpolypeptiden aufgebaut sind und in der Regel mit zwei PSII assoziiert sind. Das Phycobilisom besteht aus einem Kern (meist 3 zur Thylakoidmembran senkrecht liegende Zylinder) und peripheren Stäbchen (ebenfalls zylindrisch; stehen senkrecht auf den Zylindern des Kerns). Kern und Stäbchen sind aus kreis-scheibenförmigen Biliproteinaggregaten zusammengesetzt. Die Phycobiliproteine unterscheiden sich hauptsächlich durch die Art und Anzahl ihrer kovalent gebundenen Chromophore. Sie bestehen alle aus drei kleinen α-untereinheiten und drei größeren β-untereinheiten (α 3 β 3 -Hexamer), die zusammen ein ringförmiges Aggregat bilden. Mehrere ringförmige Aggregate zusammengelagert bilden ein Stäbchen. Um die Energieweiterleitung zu erleichtern, liegen die hochenergetisch absorbierenden Phycoerythrine (570nm) an der Peripherie der Stäbchen, die Phycocyanine (630nm) im unteren Teil der Stäbchen und die niedrigenergetisch absorbierenden Allophycocyanine (650nm) im Kern, die schließlich die Energie auf

14 das bei 680nm absorbierende Chl a des Reaktionszentrums im PSII (P680) übertragen. Die Linkerproteine tragen zur Organisation und Stabilisierung der Phycobilisomen bei, können aber auch die spektralen Eigenschaften der Biliproteine beeinflussen. Die Chromophore sind meist am Ring A an Cysteine des Proteins gebunden. Phycobilisomen sind zur chromatischen Adaption fähig (Anpassung der Absporption an die eingestrahlten Wellenlängen), in dem sie die Genexpression der Phycobiliproteine regulieren. Zudem sind Phycobilisomen aufgrund ihrer Struktur und Absorption ideal angepasst an das Leben in tiefen Gewässern. Die Phycobilisomen-Fluoreszenz wird bei zu hoher Lichtintensität Carotinoidabhängig gequencht (NPQ). Es gibt drei Populationen von Phycobilisomen (assoziiert mit PSII, mit PSI oder frei, also Lipid-assoziiert). Bei zu hoher Lichtintensität erfolgt der Energietransfer zu Carotinoiden des OCP (orange carotinoid binding protein) im Kern statt zum PSII. Die PSI-gebundene Population überträgt jedoch unabhängig vom Redoxzustand des PSII weiter sehr effizient Energie zum PSI diese Population unterliegt also keinem Quench-Prozes. Prochlorophyata Prochlorobakterien sind eine Klasse von Cyanobakterien, die keine Phycobiliproteine als Antennenproteine verwenden, sondern Chl a/b Bindeproteine enthalten (Pcb-Proteine = Prochlorophytes chlorphyll a/b binding proteins). Diese haben sich aber unabhängig von denen in Pflanzen und Algen entwickelt und zeigen keine Verwandtschaft zu den LHCs der Chloroplasten (Cyanobakterien-Vorläufer entwickelten sich zu (1) Cyanobakterien, (2) Prochlorobakterien und (3) durch verschiedene Endosymbiosen zu Pflanzen und Algen). Sie zeigen aber Homologie zu CP43, sodass Prochlorobakterien ihre Pcb-Vorläufer durch Gentransfer von höheren Organismen erhalten hatten. Der Antennenprotein-Komplex bildet einen Ring aus 18 Pcb-Untereinheiten um das dimere Reaktionszentrum in PSI, wodurch die Lichtsammel-Effizienz des PSI um 80% gesteigert wird. In anderen Organismen dieser Gruppe gibt es ähnliche Antennenkomplexe, die um PSII assoziieren und die Lichtsammeleffizienz um 200% steigern. Interessanterweise findet man bei Prochlorobakterien eine Unterteilung der Thylakoide in Stroma und Grana bei Cyanobakterien nicht.

15 Die Cyanobakterien sind eine relativ diverse Gruppe: Man kennt auch von den Cyanobakterien abstammende Bakterien, die Chl d als Hauptpigment enthalten. Grüne Pflanzen und Grüne Algen Die Photosysteme enthalten äußere Lichtsammelantennen (trimeres LHCII bei PSII und monomeres LHCI bei PSI), welche die Photonen einfangen. PSI enthält Core-Antennen (Lhca1-4), die insgesamt aus 90 Chl a und 22 Carotinoiden je Photosystem bestehen und integraler Bestandteil des Reaktionszentrums selbst sind. Carotinoide und Chlorophylle haben van-derwaals Kontakte, sodass die Photoprotektionsfunktion sowie Energie-Transfer- Funktion sehr effizient ist. Lhca1-4 sind in einem Halbkreis um das Reaktionszentrum angeordnet. PSII enthält Core-Antennen (CP43 und CP47, 16 Chl a in CP47 und 13 Chl a in CP43) sowie monomere periphere Antennen (CP24, CP26, CP29, auch Lhcb4-6). Die Hauptantenne bildet LHCII, ein Trimer bestehend aus den Polypeptiden Lhcb1-3 (akzessorische Antennen) in unterschiedlichen Stöchiometrien. LHCII bindet über die peripheren Antennen an das PSII Reaktionszentrum. Die Excitonen wandern von LHCII über die peripheren Antennen und die Core-Antennen zum Reaktionszentrum (P680). Das PSII ist ein Dimer, während das PSI ein Monomer ist. In beiden Fällen ist das Reaktionszentrum ein Heterodimer. Das LHCII-Apoprotein (Monomer) besteht aus 3 membranständigen α-helices und einer amphipatischen Helix an der Lumenseite der Membran. Die Bindung der Chlorophylle erfolgt durch Glu, Gln, His und H-Brücken. Der Phytholrest des Chlorophylls stabilisiert die Bindung. Je Monomer befinden sich 8 Chl a, 6 Chl b und 2 Lutein im LHCII, wobei sie in allen Winkeln und gut verteilt positioniert sind, um Licht aus jeder Richtung und Qualität nutzen zu können. Chl a liegt im Zentrum, Chl b mehr in der Peripherie des Proteins. Die Chlorophylle haben Abstände von 0,5-3 nm (effektiver Excitontransfer). In der Membran liegt LHCII als Trimer vor. Im Trimer befinden sich auch 3 Neoxanthin und 3 Violaxanthin, die jeweils an der Grenzfläche zwischen den Monomeren schwach gebunden vorliegen. Violaxanthin kann auch duch andere Xanthophylle des Xanthophyll-Zyklus ersetzt sein (Zeaxanthin, Antheraxanthin).

16 Ein Blick auf ein LHCII Monomer parallel zur Membranfläche zeigt, dass Chlorophylle in zwei Schichten arrangiert sind: Eine in der Nähe des Stromas (8 Chl), die andere in der Nähe des Lumens (6 Chl). Betrachtet man den Trimer von der stromalen Seite (Aufsicht) erkennt man einen äußeren Ring (18 Chl), in dem 3 Chl a und 3 Chl b abwechselnd auftreten und einen inneren Ring (6 Chl) aus Chl a Molekülen. Über diese Anordnung wird die Energie auf Chl a 612 übertragen (Qy- Übergang bei höchster Wellenlänge), das sich am Rand des Trimers befindet und von wo aus die Energie auf das Reaktionszentrum übertragen wird. Die Abstände der lumenal orientierten Chl Molekülen sind größer, sodass der Energietransfer weniger effizient ist. Diese Chl Moleküle agieren upstream der stromal orientierten. Die zwei Luteine sind ideal für den Energietransfer auf verschiedene Chl a Moleküle orientiert, während Neoxanthin den Energietransfer auf Chl b ermöglicht. Die Xanthophylle ermöglichen die Ausnutzung anderer Wellenlängen. Jedem Reaktionszentrum von PSII sind etwa 300 Antennenpigmentmoleküle (LHCII, CPs, PSII) zugeordnet. LHCII ist für die Hälfte der Chlorophyll-Pigmente innerhalb der Thylakoidmembran verantwortlich. Braunalgen und Kieselalgen Braunalgen besitzen Membran-intrinsische Antennenprotein-Komplexe, wie höhere Pflanzen (LHC), jedoch mit Chl c statt Chl b und Fucoxanthin statt Lutein. Die FCPs (Fucoxanthin-Chlorophyll a/c Bindeproteine) zeigen hohe Homologie zu den LHCs der höheren Pflanzen, sind aber trotz der drei TMHs kleiner (17-24 kda) als die LHCs (kleinere Loops und Termini) und damit hydrophober. Die niedrigste Organisationseinheit der FCPs ist ein Trimer, wobei auch höheroligomere Zustände vorliegen können. Es existieren FCPs, welche die Lichtenergie spezifisch zum PSI weiterleiten und andere FCPs, die spezifisch Schutzfunktionen erfüllen. Als Hauptschutzpigment in diesen Algen fungiert Diatoxanthin (Dtx, funktionell homolog zu Zeaxanthin), das aus Diadinoxanthin (Ddx, funktionell homolog zu Violaxanthin)

17 über Deepoxidierung bei hoher Lichtintensität gebildet wird (Xanthophyll-Zyklus: Ddx- Deepoxidase, Rückreaktion im Dunkeln: Dtx-Epoxidase). Die entsprechenden Xynthophylle sind innerhalb der FCP-Antennen lokalisiert und sind für NPQ verantwortlich. Lichtreaktion der oxygenen Photosynthese 6CO H 2 O + Licht C 6 H 12 O 6 + 6O 2 + 6H 2 O ( G 0 =+2872kJ) Reaktionen der Photosynthese: Primärreaktion (=Lichtreaktion) ist direkt Lichtabhängig / Sekundärreaktion (=Dunkelreaktion) ist nicht direkt lichtabhängig, findet aber NICHT im Dunkeln statt, da, wäre dies der Fall, ATP und NADPH zwischengelagert werden müssten. Chloroplasten der höheren Pflanzen: Im Chloroplasten befinden sich Plastoglobuli (Lipidspeicher) und Stärkeeinlagerungen, außerdem DNS Fibrillen und Ribosomen. Er ist von einer doppelten Hüllmembran umschlossen, bestehend aus einer durchlässigen äußeren Hüllmembran (mit Porinen) und einer Metabolitundurchlässigen inneren Hüllmembran, die durch einen Intermembranraum voneinander getrennt sind. Die Thylakoide sind durch Einstülpungen der Inneren Hüllmembran entstanden. Nach ihrer Abschnürung hat sich ein durchgehendes Membransystem mit durchgehendem Lumen entwickelt. Man unterscheidet Grana- Thylakoide (Stapel) von Stroma-Thylakoide. 50% aller Proteine in der Thylakoidmembran sind LHC. Die einzelnen Photosynthese-Komplexe sind asymmetrisch über die Thylakoid-Membran verteilt, was durch unterschiedliche Absorptionsmaxima für diese Membranfragmente gezeigt werden kann:

18 LHCII+PSII nur in Grana. PSI und ATP-Synthase nur in Stroma. Cyt-b6f gleichmäßig verteilt. Photosystem II (Komplex I: H 2 O-Plastochinon-Oxidoreductase) Ein PSII-Monomer besteht aus 20 Proteinen. Das Reaktionszentrum besteht je aus den Proteinen D 1 und D 2 (eigentliches Reaktionszentrum) sowie CP43 und CP47 (Core-Antennen). Die am Elektronentransfer, ausgehend vom Reaktionszentrum, beteiligten Pigmente sind an D 1 gebunden. Das PSII befindet sich in der Membran der Granathylakoide. Ladungstrennung, Elektronentransfer: Wenn die Energie von LHCII über die Core- Antennen zum Reaktionszentrum P680 (dimeres Chl a je heterodimeres Reaktionszentrum: PD1/PD2) gelangt ist, wird dieses in den angeregten Zustand P680* überführt. Die dem Chl a Dimer direkt benachbarten Chl a Moleküle (ChlDa/ChlD2) erweitern das mesomere System, sodass das Elektron über die vier Pigmente delokalisiert ist. In diesem angeregten Zustand kann die Ladungstrennung vollzogen werden, indem ChlD1 ein Elektron abgibt, wodurch PD1 + entsteht. Der primäre Akzeptor des Elektrons ist Pheophytin a im D1-Protein, ein Chl a ohne zentrales Mg. Das Elektron wird nun von dort über Q A des D2- Proteins und ein Fe-Atom auf Q B (Plastochinone) transferiert, das nun als Semichinonradikal vorliegt.

19 Regenerierung des Reaktionszentrums P680: Um P680 wieder zu regenerieren wird ½ H 2 O zu einem Elektron, einem Proton und ¼ O 2 gespalten (Dies findet am Wasserspaltenden Komplex des Reaktionszentrums statt). Das Elektron gelangt über ein Mn 4 Ca-Komplex des Wasserspaltenden Komplexes zu einem Tyr Z des D1-Proteins (Tyr161 ist aufgrund passender Proteinumgebung Redoxüberträger) und weiter zum Reaktionszentrum P680 +, welches nun wieder neutral ist und eine erneute Ladungstrennung durchführen kann. Beim Übergang zwischen den Redoxzuständen von Tyr z erfolgt die Aufnahme/Abgabe des Protons an His190. Es existiert außerdem ein alternativer sekundärer Elektronentransfer, ausgehend von einem Häm aus Cyt b 559 oder von Chl z je über ein β-carotin auf P Dieser Elektronentransfer hat eine protektive Rolle (wichtig während der Assemblierung des Komplexes und während Stress-Bedingungen, wenn der primäre Elektronentransfer zur Regenerierung von P680 inhibiert ist). Elektronentransport, Plastochinone: Q A kann ein Elektron übertragen. Q B muss jedoch 2 Elektronen gleichzeitig übertragen, da es selbst mit 2 Elektronen vom PSII abdissoziiert. Es müssen also 2 Ladungstrennungen hintereinander stattfinden. Nach der ersten Ladungstrennung liegt Q - B vor. Erst nach der zweiten Ladungstrennung nimmt Q 2- B 2H + auf, wodurch Q B H 2 entsteht, das in den, in der Thylakoidmembran gelösten, Plastochinon-Pool übertritt (Lipidlöslichkeit ist durch Prenylrest gegeben). An seiner Stelle tritt ein neues Q B. Im Plastochinon-Pool kommen auf ein PSII insgesamt 8 Plastochinon- Moleküle, von denen bis zu vier als QH 2 vorliegen.

20 Wasseroxidation, S-Zyklus: Der Wasserspaltende Komplex (OEC) besteht aus einem Mn 4 -Ca-Komplex, der über Sauerstoffbrücken koordinativ zusammengehalten wird (3 Mn, 1 Ca, 4 O bilden Ecken eines Würfels Sauerstoffatome verbrücken die Mn/Ca Atome; 1 Mn liegt außerhalb des Würfels und ist mit diesem über eine Sauerstoff-Brücke verbunden) und zum Thylakoidlumen hin orientiert ist. Das Mangan-Cluster wird durch ein stabilisierendes Protein (MSP33) nach außen abgeschirmt. In direkter Reichweite befindet sich der Tyr Z Rest, an dem nacheinander je ein Elektron weitergegeben wird. Der Mangankomplex spaltet nach dem S-Zyklus zunächst 2H 2 O, wodurch ein O 2 und 4H + frei und 4 Elektronen durch den Cluster aufgenommen werden. Dabei geht der Cluster vom S 4 -Zustand (vier Elektronen fehlen) in den S 0 -Zustand (Grundzustand, kein Elektronenbedarf) Zustand über. Das Cluster ist also ein 4-Elektronen Speicher. Zwecks Spaltung von 2H 2 O binden das Mn außerhalb des Würfels sowie das Ca jeweils ein Wasser-Molekül. Wenn Mn oxidiert wird und das gebundene Wasser deprotoniert ist, wird der an Mn V gebundene Sauerstoff elektrophil. Dadurch wird der Sauerstoff zum Ziel eines nukleophilen Angriffs durch das an Ca gebundene Wasser-Molekül. Es bildet sich eine O=O Bindung. Das Mangancluster wird also in vier aufeinander folgenden Schritten oxidiert: zunächst wird je ein Elektron und ein Proton, dann je nur ein Elektron abgegeben, wodurch 4 P680 + zurück zu 4 P680 regeneriert werden. Insgesamt finden 4 Ladungstrennungen hintereinander statt, worauf dann zwei Wasserspaltungen folgen (Regenerierung des Mn Clusters). Auf diese Weise wird vermieden, dass ROS entstehen.

21 Das Photosystem ist die Schnittstelle zwischen Energietransfer und Elektronentransport. Der Emerson Enhancement Effekt: Die gleichzeitige Bestrahlung mit Licht zweier Wellenlängen bewirkt eine größere Photosyntheserate, als die Summe der Bestrahlungen mit jeweils nur einer der beiden Wellenlängen. Belichtet man einzellige Algen oder isolierte Chloroplasten mit monochromatischem Licht mit den Wellenlänge von entweder 680 nm oder 700 nm, so erhält man ganz bestimmte Photosyntheseraten (O 2 -Produktion). Bei einer gleichzeitigen Bestrahlung mit beiden Wellenlängen erhält man eine deutlich höhere Photosyntheserate, als durch die Summe der Einzelbelichtungen. Dieses scheinbar paradoxe Ergebnis wird erklärbar, wenn man die Existenz zweier Photosysteme mit einem jeweils wellenlängen-spezifischen Reaktionszentrum P700 bzw. P680 annimmt. Nur wenn beide Systeme ausgelastet sind, kann die maximale Photosyntheserate erreicht werden. Wird nur mit 700 bzw. 680 nm bestrahlt, gibt es einen Stau in der Elektronentransportkette und kein Photosystem kann optimal arbeiten.

22 Elektronentransportkette Nachdem das Licht vom LHCII absorbiert wurde, die Energie zum Reaktionszentrum über Core-Antennen gelangt, die Ladungstrennung vollzogen ist und die so entstandenen Elektronen im Plastochinon-Pool in der Thylakoidmembran gespeichert wurden, muss ein gerichteter Elektronentransport stattfinden. Elektronentransport: Der Elektronentransport muss entlang eines Redoxpotentialgefälles erfolgen. Am oxidierten Elektronendonator herrscht demnach der größte Elektronendruck (H 2 O/½O 2 EE = +00, ). Der Elektronendruck sinkt, je mehr Elektronenüberträgermoleküle das Elektron passiert hat, da ΔΔΔΔ in jeder einzelnen Reaktion negativ sein muss. Am Ende reduziert das Elektron seinen Endakzeptor, welcher das niedrigste Redoxpotential (niedrigster Elektronendruck; NADPH+H + /NADP + EE = 00, ) aufweist. Insgesamt ergibt sich damit eine Potentialdifferenz von ΔΔΔΔ = 1,14VV und eine Energieausbeute von ΔΔΔΔ = zzzzzzzz = 218kkkk/mmmmmm gebildetem NADPH+H +. Der Elektronentransport selbst erfolgt mechanistisch über den Tunnel-Effekt. Die Tunnel-Rate ist der limitierende Schritt im Elektronentransfer. Die einzelnen Cofaktoren sind dabei so angeordnet, dass die Tunnelwahrscheinlichkeit maximiert ist. Faktoren, welche die Tunnel-Wahrscheinlichkeit beeinflussen sind: (1) Geringe Abstände der Pigmente maximieren die Tunnelwahrscheinlichkeit (exponentieller Zusammenhang). (2) Das Proteinmedium zwischen den Pigmenten kann die Tunnelwahrscheinlichkeit leicht erhöhen oder erniedrigen (Extrema: (a) kovalente Bindung zwischen Donor und Akzeptor würde Tunnelwahrscheinlichkeit erhöhen; (b) ein Vakuum zwischen Donor und Akzeptor würde die Tunnelwahrscheinlichkeit verringern). (3) Wichtiger als die Packungsdichte ist die treibende Kraft ΔG 0, die aus der Differenz der Redoxpotentiale zwischen Donor und Akzeptor abgeschätzt werden kann, wenn man annimmt, dass die Pigmente soweit voneinander entfernt sind, dass keine elektrostatischen Wechselwirkungen bestehen. Die Elektronentransportkette erfolgt zwischen den Photosystemen II und I. Das Elektron verliert dabei an Energie, welche im H + -Gradienten gespeichert wird. Das Prinzip der Elektronentransportkette (ETC) lässt sich nach dem Z-Schema erklären. Die Absorptionsmaxima der Reaktionszentren beider PS unterscheiden sich (P680 bzw. P700).

23 Die Zwischenschaltung mobiler, löslicher Redoxsysteme ist vorteilhaft: Sie entkoppelt Anregungszustände der beiden Photosysteme, sodass sie nicht synchron arbeiten müssen (dies wäre wegen der schnellen photochemischen Primärprozesse sehr schwierig). Sie ermöglicht die Überwindung räumlicher Distanzen zwischen den drei transmembranen Proteinkomplexen, die nicht statistisch in der Thylakoidmembran verteilt sind (PSII in Granathylakoiden inklusive LHCII, das die Stapelung der Thylakoide induziert; PSI und Cytb6f in Stromathylakoiden)

24 Am vektoriellen Elektronentransport ist ein vektorieller Protonentransport gekoppelt. Es fungiert, im Gegensatz zu den Komplexen der oxidativen Phosphorylierung, jedoch kein Komplex als Protonenpumpe! 4 H + entstehen im Lumen durch Wasserspaltung (skalare Protonen). 4 H + werden von PQ aus dem Stroma aufgenommen und im Lumen abgegeben (chemische Protonen). 4 H + werden im Q-Zyklus ins Lumen transportiert (chemische Protonen). Pro gebildetem O 2 akkumulieren damit 12 Protonen im Thylakoidlumen. Dadurch ist bei belichteten Pflanzen im Stroma ph=8 und im Lumen ph=4,5-5 (ΔpH=3,5). Zwecks Ladungsausgleich werden Chloridionen über einen Kanal mittransportiert, sodass es (im Gegensatz zur oxidativen Phosphorylierung) zu keinem elektrischen Gradienten kommt! Der Cytochrom-b 6 /f-komplex (Komplex II) Der Cytb6-f-Komplex liegt als funktionaler Dimer vor und fungiert als Plastohydrochinon-Plastocyanin-Oxidoreduktase und als Protonenpumpe. Er besteht aus vier großen Untereinheiten: Cytochrom f, Cytochrom b 6 und ein Eisen- Schwefel Protein (=Rieske Protein) fungieren als Redoxsysteme; Untereinheit IV bindet verschiedene kleine Untereinheiten. Cytochrome und Eisen-Schwefel Zentren sind 1-Elektronen-Überträger. Stroma β-carotin / Häm Qi Stelle Häm b in Cyt b6 Chl Häm b in Cyt b6 Fe 2 S 2 in Rieske Häm c in Cyt f Lumen

25 Cytochrome sind farbige Proteine, die Häm als prosthetische Gruppe enthalten. Die Cytochrome unterscheiden sich vom Häm Typ und vom Apoprotein und daher auch vom Redoxpotential und spektroskopischen Eigenschaften Ein einheitliche Klassifizierung gibt es nicht. Häm leitet sich wie die Chlorophylle vom Porphyrinringsystem ab, besitzt jedoch ein Eisen als Zentralatom des Tetrapyrrolringes. Cytochrom f gehört zu der Cytochrom c Gruppe. Häm c ist kovalent über seine beiden Vinylgruppen an SH Gruppen von Cysteinen addiert und mit seinem Fe Zentralatom über ein His koordiniert. Cyt f ist zum Thylakoidlumen hin orientiert, also gut erreichbar vom PC Pool (Elektronenakzeptor), der sich im Lumen befindet. Cyt f ist über eine Aminosäurekette in der Membran verankert. Cytochrom b 6 ist ein integrales Membranprotein. Es enthält 2 Häm b Moleküle, die senkrecht zur Membran stehen. Das Rieske Protein ist ein peripheres Protein mit einem Fe 2 S 2 Zentrum als Redoxsystem. Der Schwefel ist atomar und kann leicht durch Säurebehandlung aus dem Eisen-Schwefel-Zentrum gelöst werden (im Gegensatz zu Schwefel aus Cystein).

26 Elektronentransfer: Plastohydrochinon (PQH 2 ) überträgt zwei Elektronen auf Cyt-b 6 f, wobei jedes Elektron einen anderen Weg einschlägt und genau ein Proton ins Lumen freisetzt. Das erste Elektron wandert von einem reduzierten Ubichinon an der Q 0 -Stelle zum Eisen Schwefel Zentrum des Rieske Proteins und von dort weiter zum Häm c des Cyt f (Eisenatom macht einen Wertigkeitswechsel durch: Fe 3+ /Fe 2+ ). Das Häm c gibt das Elektron weiter an Plastocyanin. Plastocyanin ist ein kleines Protein, welches ein Cu-Atom an Cys, Met und 2His koordiniert hat. Es wechselt bei Elektronenaufnahme seine Wertigkeit von Cu 2+ auf Cu +. Es handelt sich um einen 1-Elektronen Überträger, der im Thylakoidlumen lokalisiert ist. Infolge des Elektronentransfers auf das Rieske-Proteine erfolgt eine Konformationsänderung, sodass das reduzierte Eisen-Schwefel-Cluster näher zum Cyt f liegt, um den Elektronentransfer zu ermöglichen. Das zweite Elektron wandert in das Cyt b 6 über das erste Häm b L zum zweiten Häm b h und wird von dort auf ein Plastochinon (PQ) an der Q i -Stelle übertragen, welches zum Semichinonradikal (PQ - ) wird. Dieses Radikal bleibt vorerst in der Nähe des zweiten Häm b h am Protein gebunden. In der Nähe vom Häm b h ist ein weiteres Häm zwischen Q i und Häm b h an Cyt b 6 f gebunden (das einzige kovalent gebundene Häm des Komplexes). Es wird vermutet, dass der Elektronentransfer von Häm b h auf Q i über dieses Häm vermittelt wird. Dockt nun ein zweites Plastohydrochinon PQH 2 am Cyt-b 6 f Komplex an, wandert das dritte Elektron erneut wie beim ersten beschrieben und das vierte Elektron erneut wie beim zweiten zum Häm b. Diesmal befindet sich am Häm b das Semichinonradikal PQ -, welches nun das vierte Elektron mit 2 Protonen aus dem Chloroplastenstroma aufnehmen kann und abdissoziiert. Es gelangt zurück zum Plastohydrochinonpool. Es wird also nur jedes zweite Elektron direkt vom PQH 2 zum Plastocyanin zum Weitertransport transferiert. Die anderen wandern im Kreis zurück in den PQH 2 Pool der Thylakoidmembran. Dies wird auch als Q-Zyklus bezeichnet. Zweck des Q-Zyklus ist die Verstärkung des Protonengradienten, da nun jedes Elektron zwei Protonen pumpt. Außerdem müssen zwei Elektronen irgendwie auf einen 1-Elektronen-Überträger transferiert werden, was unmöglich ist. Deshalb nimmt ein Elektron einen Umweg. Das Photosystem I (Komplex III) Das Photosystem I besteht aus 12 verschiedenen Untereinheiten und liegt im Chloroplasten als Monomer vor (Cyanobakterien: Trimer!). Die Untereinheiten A und B (Heterodimer) enthalten die Redoxsysteme, den Chl a Dimer P700 des Reaktionszentrums und die Core-Antenne. Die Untereinheit A des PSI ist der Untereinheit D 1 + CP43 des PSII homolog. Die Untereinheit B des PSI ist der Untereinheit D 2 + CP47 des PSII homolog.

27 Die Untereinheit F interagiert mit Plastocyanin, dem Elektronendonor. Die Untereinheit D interagiert mit Ferredoxin, dem Elektronenakzeptor. Die Untereinheit C vermittelt zwischen dem Reaktionszentrum und der Untereinheit D, transportiert demnach die Elektronen vom Reaktionszentrum hin zur Ferredoxinandockstelle. In Cyanobakterien zeigt PSI eine hohe Flexibilität als Antwort auf Nährstoffverfügbarkeit: PSI kann hier einen alternativen Elektronendonor (Cyt c 6 statt PC) und einen alterantiven Elektronenakzeptor (Flavodoxin mit FMN statt Fd) verwenden. Das Photosystem I muss zunächst Licht absorbieren, Energie zum Reaktionszentrum transferieren und eine Ladungstrennung im Reaktionszentrum durchführen. Die Mechanismen sind identisch mit denen in PSII. Die Ladungstrennung erfolgt im Chl a P700, das zum P700 + wird. Die Elektronen vom reduzierten Plastocyanin (PC), welches im Thylakoidlumen umherschwebt, kann nun auf das Photosystem I übertragen werden, um das P700 + zu P700 zurück zu regenerieren. Das von P700 stammende Elektron wandert über eines von zwei monomeren Chl a Molekülen (A 0 = primärer Akzeptor; ungewöhnlich koordiniert über Met-S) auf eines von zwei Phyllochinone (A 1 entspricht dem Q A des PSII; bildet übergangsweise ein Semichinonradikal), welches eine Semichinonradikalform annimmt. Das angeregte

28 Elektron wird über 3 Fe 4 S 4 Zentren auf das an der Stromaseite über die D-Untereinheit bindende Ferredoxin übertragen. Ferredoxin ist ein kleines Protein (111 AS) mit einem Fe 2 S 2 Zentrum. Es handelt sich um einen 1-Elektronen Überträger. Es kann nun auf der Stromaseite der Thylakoidmembran in den Ferredoxinpool entlassen werden. Zwei Unterschiede existieren zwischen PSI und PSII: (1) Das Chl-Paar P700 ist strukturell verschieden. Die Untereinheit A koordieniert Chl a, die Untereinheit B koordiniert Chl a (C13 Epimer zu Chl a). (2) Die zwei symmetrischen Seiten des PSI sind beide aktiv: Der Elektronentransfer kann entlang beider Seiten verlaufen. PSI ist dem Reaktionszentrum der grünen Schwefelbakterien homolog Nutzung des reduzierten Ferredoxinpools Die Elektronen im Ferredoxinpool haben nun mehrere Möglichkeiten. (1) Das reduzierte Ferredoxin kann von der Ferredoxin-NADPH- Oxidoreduktase (FNR, Komplex IV) gebunden werden und dort NADP + zu NADPH+H + reduzieren, also Redoxäquivalente synthetisieren. Dabei docken nacheinander zwei Moleküle Fd red an das Enzym an und übertragen je ihr Elektron auf FNR. FNR hat als Cofaktoren FAD und Flavin, ist also ein Flavoprotein. Als Intermediate entstehen FADH und FADH 2. Letztlich werden die Elektronen an NADP + abgegeben. FNR ist eine Membran-gebundene Komponente, jedoch nicht integral. (2) Das reduzierte Ferredoxin kann auch sein Elektron über den PQ-Pool, Cytochrom-b 6 f-komplex und PC zurück auf P700 + abgeben (zyklischer Elektronentransport). Dies führt, durch Einbezug des Cyt-b 6 f Komplexes, wie der Q-Zyklus dazu, dass mehr Protonen gepumpt werden. Dies liefert einen Beitrag zur ATP Synthese, auf Kosten von der NADPH+H + Synthese. Man nennt diesen Prozess auch zyklische Photophosphorylierung. Er tritt vor allem bei einem Substratmangel von Komplex IV (viel NADPH+H + / wenig NADP + ) auf. Vermittelt wird diese Reduktion des PQ-Pools durch das noch weitestgehend unbekannte Enzym Ferredoxin-Chinon-Reduktase (FQR). (3) Zudem kann Ferredoxin direkt als Elektronendonor für verschiedene Enzyme fungieren: Acyl-ACP Desaturase, Glutamat-Synthase, Nitritreduktase, Sulfitreduktase, Nitrogenase.

29 Falls es zu einer übermäßigen Reduktion des Ferredoxinpools kommt, werden Elektronen vom reduzierten Ferredoxin auf Sauerstoff übertragen. Dabei entstehen ROS, die über den Mehler-Zyklus zu Wasser entgiftet werden können. Diesen Prozess nennt man pseudocyclischen Elektronentransport. Auch er führt indirekt zur Synthese von ATP (es werden bei der Mehler-Reaktion Protonen aus dem Stroma verbraucht, indem NADPH+H + zu NADP + reagiert, und somit der Gradient verstärkt), verhindert aber die Synthese von NADPH+H + (Ferredoxin wird durch Elektronenabgabe an Sauerstoff reduziert, nicht durch Übertragung der Elektronen auf NADP + ). Mehler-Zyklus: 1. reduziertes Ferredoxin überträgt sein Elektron auf O 2 Superoxid O Superoxidradikale werden durch die Superoxid-Dismutase mittels 2 Protonen zu Wasserstoffperoxid H 2 O 2 und O Moleküle Wasserstoffperoxid werden nun durch die Ascorbat-Peroxidase mittels 2 Ascorbat (reduzierte Form) zu 2H 2 O reduziert, wobei 2 Monodehydroascorbat (1. oxidierte Form = Radikal) entstehen Mono-Dehydroascorbat reagieren spontan unter Disproportionierung zu Ascorbat und Dehydroascorbat (2. oxidierte Form = stabil) 5. Dehydroascorbat wird durch die Dehydroascorbat-Reduktase mittels 2GSH (reduziertes Gluthation) ebenso wieder zu Ascorbat regeneriert, wobei GSSG (oxidiertes Gluthation) entsteht. Ascorbat kann auch direkt über den reduzierten Ferredoxin Pool regeneriert werden. 6. Das oxidierte Gluthation kann nun NADPH+H + zu NADP + oxidieren. Dies geschieht durch die Gluthation-Reduktase. Der Mehler-Zyklus wird durch das Ascrobat-Gluthation System der Chloroplasten ermöglicht. Auch der Xanthophyll-Zyklus (Dissipation von Anregungsenergie des PSII) ist an dieses System gekoppelt, da Epoxidierung und Deepoxidierung über 2 NADPH+H + bzw. 2 Ascorbat vermittelt werden. Nutzung des Protonengradienten Protonen, welche beim Aufbau einer protonenmotorischen Kraft mitwirken: Wasserspaltung (es entstehen skalare Protonen im Lumen), Cytochrom b 6 f (PQ nimmt 2H + aus dem Stroma auf und gibt es an diesem Komplex auf der Lumenseite wieder ab + Q-Zyklus: vektorielle Protonen), Mehler-Zyklus ( Protonenverbrauch im Stroma zur Entgiftung von Superoxid; nur wenn zuviel reduziertes Fd vorhanden), zyklischer Elektronentransport (nur bei viel NADPH) Der im Laufe des Elektronentransportes aufgebaute Protonengradient (=protonenmotorische Kraft; im Lumen positiv, im Stroma negativ; ΔpH=3 => ΔG=- 17kJ/mol) kann nun dazu genutzt werden ATP zu synthetisieren (ΔG=+45-50kJ/mol unter physiologischen Bedingungen). Hierfür ist Komplex V der Photosynthese verantwortlich, eine f 0 f 1 -ATPase, oder einfach ATP-Synthase. Pro gebildetes ATP

30 werden mindestens 3 Protonen benötigt, was an den Gibbs-Energien zu sehen ist. Die ATP-Synthase befindet sich im Bereich der Stroma-Thylakoide. Die ATP-Synthase gliedert sich in 2 Einheiten mit jeweils mehreren Untereinheiten. In der Membran befindet sich die CF 0 Einheit, welche Protonen aus dem Lumen aufnehmen kann und auf der Seite des Stromas wieder abgibt. Auf der Seite des Stromas befindet sich die CF 1 Einheit, welche nun aus der durch die Protonen erzeugte motorische Kraft ATP synthetisiert. CF steht für Coupling Factor. Der Index o steht für oligomycingehemmt und wurde für das Chloroplastenenzym übernommen, obwohl es nicht durch Oligomycin inhibierbar ist. Die f 0 Einheit besteht aus der A und der C Untereinheit. Ein Proton wird über die A-Untereinheit (Halbkanal mit einem Eingang auf der Lumenseite und einem Ausgang auf der Stromaseite) aufgenommen. Über den Eingang wird es zur C-Untereinheit weitergegeben. Die C-Untereinheit (Rotor) besteht aus mehreren Doppel-Helices, die im Zentrum Aspartat (negative Ladung) enthalten. Die Helix, die sich neben dem Eingang der A Untereinheit befindet nimmt nun das Proton auf. Dabei wird Aspartat neutralisiert. In diesem neutralen Zustand kann das vorherige Proton in die hydrophobe Membran gelangen, wodurch ein protoniertes Aspartat im anderen Halbkanal die Möglichkeit erhält das Proton auf der anderen Seite freizugeben. So werden kontinuierlich Protonen vom Lumen ins Stroma gepumpt, was zu dem Antrieb des Minimotors (C Untereinheit) führt. Der Rotor schafft bis zu 100 Umdrehungen pro Sekunde. Dadurch, dass γ innerhalb des f 1 Komplexes rotiert, bewirkt es eine Konformationsveränderung des f 1 Komplexes, genauer des α 3 -β 3 Hexamers. Durch diese Konformationsveränderung wird es möglich gemacht, dass ADP + P i zu ATP reagieren. Jede der 3 α-β Untereinheiten hat einen anderen Zustand: O-Zustand (open; hat nichts gebunden), L-Zustand (loose; hat ADP + P i gebunden), T- Zustand (tight; hat ATP sehr fest gebunden) Der O-Zustand geht mit der Bindung von ADP und P i in den L-Zustand über. Dieser

31 geht mit der Reaktion von ADP + P i zu ATP in den T Zustand über. Mit der Freigabe von ATP in das Stroma geht der T-Zustand erneut in den O-Zustand über. Pro 120 Drehung wird 1ATP synthetisiert. Da die C-Untereinheit aus Doppel-Helices besteht, lässt sich berechnen wie viele Protonen transportiert werden müssen, um ein ATP zu produzieren. Bei 12 Doppel-Helices werden 4 Protonen für die Synthese von einem ATP benötigt. Da je O 2 etwa 12 Protonen akkumulieren, werden 3 ATP je O 2 (4 Elektronen) produziert. Das entspricht einem Verhältnis von 1 NADPH (2 Elektronen) : 1,5 ATP, was genau dem Verhältnis entspricht, wie es in der Dunkelreaktion benötigt wird! 2008 wurde jedoch gezeigt, dass das H + /ATP Verhältnis bei 10 Peptiden in der C-Untereinheit (E.coli) und bei 14 Peptiden in der C-Untereinheit (Chloroplasten, Spinat) identisch ist, und zwar 4, statt der Erwartungswerte cc/ββ = HH + /AAAAAA = 3,3 bzw. = 4,7. Triebkraft Die ATP-Synthase wird im Chloroplasten nur durch den ph-gradienten (ΔpH=3) bzw. Protonen-Konzentrationsgradienten angetrieben (Chlorid strömt nach => kein elektrischer Gradient). Im Mitochondrium ist die Triebkraft der elektrische Gradient (Δφ=200mV, ΔpH=0,2), da hier kein Anionentransport an die Protonentranslokation gekoppelt ist. Wirkungsgrad: Für die NADPH+H + Bildung werden 218kJ/mol benötigt. Für die ATP-Bildung werden 30,5 kj/mol benötigt. Es werden pro mol O 2 genau 2 mol NADPH und 3 mol ATP generiert, also ca. 530 kj/mol gebildetem O 2 verwertet. Hierfür müssen zweimal vier Excitonen aus insgesamt 8 Photonen mit einer Wellenlänge von 700 nm gebildet werden. Dies entspricht 8 mol * 170 kj/mol = 1360 kj absorbierte Lichtenergie. Daraus ergibt sich ein Wirkungsgrad von ca. <40%. Die restliche Energie geht in Form von Wärme verloren (Xanthophyll-Zyklus! Wichtiger Schutzmechanismus!). Zudem ist der tatsächliche Wirkungsgrad viel geringer, da auch höher energetisches Licht zur Anregung führt (~20%). Regulation der ATP-Synthase Protonen werden aus bioenergetischen Gründen (ATP-Synthese), jedoch nur bei Tageslicht gegen den Ladungs- und ph- Gradienten (zusammen: Protonengradient) gepumpt. Nachts wird der Gradient abgeschwächt (Lichtreaktion baut keinen Gradienten mehr auf und Protonen laufen vermehrt in die andere Richtung, entlang ihres Konzentrationsgefälles). So muss im Dunkeln die ATP-Synthase abgeschaltet werden, um zu verhindern, dass sie rückwärts läuft und ATP verbraucht. Dies geschieht über eine Disulfid-Dithiol-Konversion: Über das