Die Populationsstruktur und -dynamik der Großen Fichtengespinstblattwespe (Cephalcia abietis L.) im Forstrevier Heubach (Waldviertel)

Transkript

1 Institut für Forstentomologie, Forstpathologie und Forstschutz Department für Wald- und Bodenwissenschaften Universität für Bodenkultur, Wien Die Populationsstruktur und -dynamik der Großen Fichtengespinstblattwespe (Cephalcia abietis L.) im Forstrevier Heubach (Waldviertel) Masterarbeit Zur Erlangung des wissenschaftlichen Grades Diplom Ingenieurin Studienrichtung Phytomedizin Anna Antonitsch, BSc Wissenschaftliche Betreuung und Begutachtung Priv.-Doz. Dr.phil. Christa Schafellner Wien, im Juni 2017

2 Danksagung An dieser Stelle möchte ich mich bei allen mitwirkenden und unterstützenden Personen, die mich durch den Prozess des Verfassens meiner Masterarbeit begleitet haben, bedanken. Meiner Betreuerin Frau Dr. Christa Schafellner, die mir die Möglichkeit geboten hat, dieses Thema zu bearbeiten und mich während dieser Zeit höchst kompetent und liebenswert begleitet hat, möchte ich zuallererst meinen Dank aussprechen. Besonders hervorheben möchte ich, dass ich mich in jeder Phase der Masterarbeit an meine Betreuerin wenden konnte und sie mir bei allen aufkommenden Problemen und Fragen mit Rat und Tat zur Seite stand. Danke dafür ich hätte mir keine bessere Betreuung wünschen können. Weiters möchte ich mich bei Prof. Axel Schopf, für die Beratung hinsichtlich des Aufbaues und Ablaufes der Erhebungen und der Anregungen zum Ablauf der Untersuchungen der Parasitoiden von Cephalcia abietis bedanken. Für die tatkräftige Unterstützung an den zahlreichen Arbeiten im Freiland möchte ich mich bei Thomas Weinkopf, Andrea Stradner, Sascha Hütter und DI Peter Zelinka bedanken. Herzlich bedanken möchte ich mich auch bei Herrn Dr. Ewald Altenhofer, der uns oft beratend zur Seite stand und beim Leeren der Eklektoren half. Besonderer Dank gilt auch Frau Gabriele Motlik für die kompetente Unterstützung während der Laboranalysen und ihre Geduld während der Durchführung der Vorversuche zur Erprobung einer für uns geeigneten Methode. Dem Waldeigentümer Stift Zwettl und dem zuständigen Oberförster Ing. Rudolf Duhan möchte ich für die Erlaubnis zur Durchführung der Untersuchungen im Befallsgebiet danken. Meinen lieben Eltern, Anton und Karin Antonitsch, bin ich wohl zum größten Dank verpflichtet. Danke, dass ihr immer für mich da seid, mich immer unterstützt und immer an mich glaubt. Ihr seid mein Ruhepol, mein Rückzugsort und meine Quelle der Inspiration und Motivation. Egal wie schwierig die Zeiten waren, ihr seid immer an meiner Seite gestanden. Ohne euch hätte ich es nicht bis hierhin geschafft. Ich bin stolz so liebevolle und starke Persönlichkeiten in meinem Leben zu haben. Danke für all das, was ihr mir ermöglicht habt.

3 Erklärung Ich erkläre eidesstattlich, dass ich die Arbeit selbstständig angefertigt habe. Es wurden keine anderen als die angegebenen Hilfsmittel benutzt. Die aus fremden Quellen direkt oder indirekt übernommenen Formulierungen und Gedanken sind als solche kenntlich gemacht. Diese schriftliche Arbeit wurde noch an keiner Stelle vorgelegt. Datum Unterschrift

4 Inhaltsverzeichnis 1. Einleitung Ziel der Arbeit Biologie von Cephalcia abietis Parasiten von Cephalcia abietis Cephalcia abietis als Forstschädling Material und Methoden Freiland Standort Dichteerhebungen im Boden Schlupfkontrolle und Lebendfänge der adulten Blattwespen Abbaumkontrolle der Larven Entwicklungskontrolle der Nymphen Klimadaten Morphologische Untersuchungen Entwicklungsstadium der Nymphen Vitalität der Nymphen Farbpolymorphismus der Nymphen und Puppen Geschlechterverhältnis der Nymphen, Puppen und Imagines Fertilität der Imagines Physiologische Untersuchungen Respiration Unterkühlungspunkt Biochemische Untersuchungen Frisch- und Trockengewicht Energiehaushalt Statistische Analysen

5 3. Ergebnisse Nymphen im Boden Individuendichte im Boden Entwicklung der Individuendichte im Boden Vitalität und Fitness der Individuen im Boden Geschlechterverhältnis und Farbpolymorphismus Gewichtsverteilung Entwicklungskontrolle Schlupfverlauf und Fertilität der adulten Wespen Verlauf des Abbaumens der Larven Luft- und Bodentemperaturen auf der Befallsfläche Physiologische Parameter Supercooling Point Respiration Biochemische Parameter Körperwasser Proteine Lipide Zucker Glykogen Energiereserven Diskussion Aktuelle Situation auf der Befallsfläche Frosthärte und Sauerstoffverbrauch Energiereserven Zusammenfassung Literaturverzeichnis Anhang Abbildungsverzeichnis Tabellenverzeichnis

6 Abstract In 2013 an infestation of the spruce web-spinning sawfly Cephalcia abietis, a forest pest of spruce with irregular mass outbreaks, was reported from a 10 ha pure spruce stand near Zwettl. The insect has a 1-3 year life cycle, the diapausing larvae (eonymphs, pronymphs) overwinter in the soil. Accordingly, population eruptions vary significantly. In spring 2014 and 2015 only a small number of adult wasps emerged; in autumn 2015 more than 90 % of the resting larvae were pronymphs, indicating a main flight year in In this study we examined the sawfly population development from February to September Nymph densities in the soil, their development stages and fitness were determined throughout the period. In spring, emerging adult wasps were trapped with photoeclectors; in summer, mature larvae from the tree crowns were collected with funnel traps. Physiological tests included respiration activities and supercooling abilities of nymphs, pupae and adult wasps. Additionally, the energy budget of immature and mature stages was investigated. Adult female wasps were dissected to determine the number of eggs in the ovaries. From 2014 to 2016, the number of nymphs per m 2 decreased from 640 to 139. The tachinid fly Myxexoristops abietis caused about 40 % of pronymph mortality. Adult sawflies emerged in mid-june, mature larvae were trapped from mid to late August. Respiration rates were high in active stages (pronymphs, pupae) and low in diapausing eonymphs. Supercooling abilities were high in all immature stages, only pupae showed a significant decline. During metamorphosis lipid and sugar levels of pronymphs decreased. Protein and glycogen levels were high in adult wasps. Newly-emerged female wasps carry a high number of mature (31) and immature (100) eggs. Nymph mortality caused by the parasitic fly and unfavourable weather conditions during wasp oviposition and larval feeding are likely responsible for a significant decline in the population density of the sawfly. Keywords: Cephalcia abietis, eonymph, pronymph, diapause, Myxexoristops abietis, parasitism, energy budget

7 1. Einleitung Im Jahr 2013 wurde von einem 10 ha großen Fichtenreinbestand des Reviers Heubach, Besitz des Stiftes Zwettl, ein Massenauftreten von Cephalcia abietis gemeldet. Der zuständige Betriebsförster, Ing. Ewald Duhan, erkannte das Schadbild, da es in seiner Kindheit ebenfalls zu einem Massenauftreten dieser Blattwespe gekommen war. Vor rund 50 Jahren (1966) begleitete Ing. Duhan seinen Vater in dieses Revier, um den Schaden zu begutachten (Steyrer et. al, 2014). Laut Jahn (1976) brach diese Population durch weitgehende Reduktion der Erdlarven bereits im Jahr 1967 wieder zusammen. Die Gemeine Fichtengespinstblattwespe, Cephalcia abietis, ist ein Forstschädling, der in Nord- und Mitteleuropa, Sibirien und Nordchina an der Gemeinen Fichte, Picea abies, auftritt (Schwenke, 1982). Das Insekt neigt zu gelegentlichem Massenauftreten, mit einer ein-, zwei- oder dreijährigen Entwicklungsdauer. In Mitteleuropa benötigt C. abietis meist drei Jahre für die Entwicklung. In Verbindung mit für das Insekt günstigen abiotischen Faktoren kann es bereits ab einer Nymphendichte von 30 Individuen pro Quadratmeter zu sichtbaren Fraßschäden kommen. Durch das Fällen der beschädigten Bäume kann es zu einem Nahrungsmangel für die Larven kommen, was zur Folge hat, dass auch neu aufgeforstete Fichten befallen werden. Als kritische Schadschwelle werden 200 Nymphen pro Quadratmeter (Jahn, 1976) angegeben. Nach Baier & Stürtz (1999) führen Eier pro Ast zu einem Nadelverlust von 30 %. Der Schaden wird durch den Fraß der Larven (Afterraupen) hervorgerufen, diese fressen an den älteren Nadeln in den Kronen der Fichten. Namensgebend ist die für die Art typische Bildung von Gespinsten, welche bei starkem Befall vom Boden aus sichtbar sind. Die Larven fressen gesellig in den Gespinsten, die nach und nach mit Kot und Nadelresten gefüllt werden dadurch entstehen braune Gespinstballen in den Kronen, die später auch zu Boden fallen können

8 1.1 Ziel der Arbeit In dieser Arbeit wird die Populationsstruktur und -dynamik von C. abietis im Schwarmjahr 2016 dokumentiert. Es wurden sowohl Erhebungen auf der Befallsfläche als auch morphologische, physiologische und biochemische Untersuchungen im Labor durchgeführt. Im Freiland wurde die Dichte der Nymphen, Puppen und Imagines erhoben. Veränderungen der Populationsdichte im Verlauf der Entwicklung wurden statistisch ausgewertet und interpretiert. Die Mortalitätsrate der Nymphen vor dem Wespenschlupf wurde erhoben und die Mortalitätsfaktoren untersucht. Der Schlupfverlauf der adulten Blattwespen und ihrer Gegenspieler wurde erfasst und deren Zusammenhang interpretiert. Die Dauer der Larvenentwicklung am Baum wurde ermittelt und die Dichte der abbaumenden Nymphen erhoben. Die Luft- und Bodentemperaturen auf der Befallsfläche wurden von März bis Oktober 2016 aufgezeichnet. Aus den gewonnenen Daten wurden die benötigten Temperatursummen für das Vollenden der verschiedenen Entwicklungsstadien berechnet. Entwicklungsstadium, Färbung, Gewicht, Geschlecht und Parasitierungsrate der Versuchstiere wurden an mehreren Terminen von März bis September 2016 erhoben. Das Geschlechterverhältnis innerhalb der Entwicklungsstadien wurde berechnet und verglichen. Zusätzlich wurden Respirationsaktivität, Unterkühlungspunkt und Wassergehalt von einer Auswahl an gesammelten Tiere im Zeitraum April bis Juli 2016 bestimmt. Ergänzend wurde der Energiehaushalt von Eonymphen, Pronymphen, Puppen und Imagines von April bis Juli 2016 untersucht. Dazu wurden an ausgewählten Tieren Messungen des Protein-, Lipid-, Zucker- und Glykogengehaltes durchgeführt. Mit Hilfe einer adaptierten Mikromethode zur Bestimmung der Energiereserven von Insekten konnten alle biochemischen Parameter an Einzelindividuen bestimmt werden

9 1.2 Biologie von Cephalcia abietis Die Große Fichtengespinstblattwespe gehört zur Familie der Pamphiliidae (Gespinstblattwespen), die in Europa mit über 50 Arten vertreten ist. Die Subfamilie der Cephalciinae beinhaltet wichtige Forstschädlinge und ihre Vertreter kommen ausschließlich an Koniferen vor (Schwenke, 1982). Imagines von C. abietis werden mm groß und besitzen, wie alle Blattwespen, keine Wespentaille zwischen Thorax und Abdomen. Das Abdomen ist flachgedrückt und seitlich gerandet. Der Kopf ist groß und schwarz gefärbt, mit rötlichen Flecken im Bereich der Antennen und Wangen. Die Wespen besitzen lange, vielgliedrige Antennen und glasige Flügel mit dunkler Aderung. Der Thorax ist schwarz, das Abdomen dorsal rötlich braun (Abb. 1). Die Larven werden mm groß, haben keine Abdominalbeine und besitzen Spinndrüsen. Der Kopf ist sklerotisiert und dunkel gefärbt, der Vorderkopf hell, auf dem Stirnfeld ist eine X-förmige Zeichnung zu erkennen. Die Färbung ist braun bis gräulich mit deutlich erkennbaren, dorsalen Längsstreifen (Schwenke, 1982). Die Nymphen sind gelb bis grün gefärbt, wobei diverse Schattierungen vorkommen. Dorsal sind unscharfe Längsstreifen erkennbar (Abb. 2). Abb. 1: Adultes Weibchen (links) und Männchen (rechts) von C. abietis. Abb. 2: Männliche (gelb) und weibliche (grün) Eonymphe von C. abietis. Cephalcia abietis kommt ausschließlich an der gemeinen Fichte (Picea abies) vor. Die adulten Wespen weisen einen ausgeprägten Sexualdimorphismus auf, wobei die Weibchen deutlich größer sind als die Männchen. Die Weibchen sind schwerfällig, da ihr Abdomen mit einem enormen Vorrat - 3 -

10 an Eiern gefüllt ist, und können nicht gut fliegen - sie werden bereits am Boden begattet und klettern dann in die Baumkronen, um ihre Eier abzulegen. Die Männchen sind deutlich kleiner und haben einen länglicheren, schmäleren Hinterleib als die Weibchen. Die Männchen sind gute Flieger und suchen die Weibchen aktiv auf, um sie zu begatten. Ausschlaggebend für die Aktivität der adulten Wespen ist die Sonneneinstrahlung - an regnerischen, kühlen oder windigen Tagen sind die Tiere träge und verkriechen sich eher im Unterwuchs (Schwenke, 1982). Bei Temperaturen über 15 C und intensivem Niederschlag wird zwar die Flugaktivität der Männchen unterbunden, jedoch wurde beobachtet, dass sowohl Männchen als auch Weibchen auf die nächstgelegenen Bäume kletterten um aufzubaumen (Baier et al., 1997). Ein Einfluss von Sexualpheromonen auf die Flugaktivität der Männchen wurde von Gruppe und Nißlein (1996) nachgewiesen. Nicht begattete Weibchen geben demnach leicht flüchtige Pheromone ab, welche die Anlockung von Männchen aus großen Distanzen ermöglichen. Auf kurze Entfernung wirken schwer flüchtige Komponenten und optische Signale. Der Schlupf und das Schwärmen der Adulten weist eine deutliche Protandrie auf, die Männchen erscheinen ein bis zwei Wochen vor den Weibchen. In Mitteleuropa schwärmen die Wespen im Juni, danach findet die Eiablage in den Kronen statt. Die Weibchen sägen einen winzigen Schlitz in die Fichtennadeln und versenken einen kleinen Teil des Eies darin durch das Aufquellen des Eies wird dieses fest mit der Nadel verbunden (Schwenke, 1982). Der übrige Teil des Eies liegt außerhalb des Schlitzes und ist gut sichtbar. Wie bei allen Hymenopteren entwickeln sich aus unbefruchteten Eiern männliche und aus befruchteten Eiern weibliche Tiere die Fortpflanzung von C. abietis erfolgt also arrhenotok (Eichhorn, 1990). Die Weibchen besitzen paarige Ovarien mit je 8 Eischläuchen, die an der Basis miteinander verwachsen sind, und je 1-2 reife Eier beinhalten. Der durchschnittliche Eivorrat pro Weibchen beträgt 79, wobei es sich dabei um reife und unreife Oozyten handelt. Ob und wie viele unreife Eier noch nachreifen und abgelegt werden können, ist noch nicht geklärt (Eichhorn und Bogenschütz, 2000). Abgekapselte, schwarze Partikel im Inneren von Weibchen deuten auf eine Abwehr eines Parasitierungsversuches hin. Unterschiede in der Oozytenanzahl von Weibchen mit und ohne Abkapselungen wurden nicht festgestellt (Baier, 1991). Parasitierte Weibchen, in denen braune Abkapselungen vorhanden sind, besitzen häufig unterentwickelte Ovarien und erscheinen gegenüber gesunden Tieren deutlich verzögert (erst gegen Ende der Schlupfperiode) (Eichhorn und Bogenschütz, 2000). Die Embryonalentwicklung und die Entwicklung der Larven finden in Mitteleuropa bis August statt. Durch den Fraß der jungen Larven entstehen die gut sichtbaren Gespinste in den Kronen. Die Larven fressen gesellig in den Gespinsten und verbleiben auch bis zum Abbaumen an der selben Stelle. Im - 4 -

11 Normalfall werden nur die älteren Nadeln gefressen, kommt es jedoch zur Nahrungskonkurrenz während eines Massenauftretens, werden auch die Maitriebe befallen. Die fressenden Larven am Baum sind gräulich-braun gefärbt und durchlaufen 4 (Männchen) bzw. 5 (Weibchen) Stadien, nach der letzte Häutung verlieren sie ihr Spinnvermögen und verändern ihre Färbung zu einem leuchtenden Grün oder Gelb bis Gelborange (Schwenke, 1982). Ursache und Bedeutung für diesen Farbpolymorphismus sind nicht vollständig geklärt. Scheidter (1916) konnte durch seine Untersuchungen einen Zusammenhang mit dem Geschlecht der Tiere bzw. einer Parasitierung ausschließen, stellte jedoch fest, dass die unterschiedlichen Farben der Larven von deren Hämolymphe herrühren. Der Anteil an gelben Individuen liegt laut Scheidter (1916) bei 12 %, Eichhorn und Bogenschütz (2000) berichten von 11 %, Eichhorn und Pausch (1986) geben 2-18 % an und Eichhorn (1990) spricht von 6,2 %. Die Ergebnisse von Gruppe (1995) zeigen eindeutig, dass das Geschlechterverhältnis bei grünen Nymphen ausgeglichen ist, während bei gelben Nymphen der Anteil der Männchen 80 % beträgt. Daraus schloss er, dass die Farbe Gelb monogen rezessiv vererbt wird. Sobald die erwachsenen Larven den Fraß in den Kronen beendet und sich ein letztes Mal gehäutet haben, lassen sie sich zu Boden fallen. Sie graben sich durch die Humusschicht bis in den Mineralboden (ca cm tief) und formen eine Höhle, in der sie in gekrümmter Haltung überliegen. Zur Stabilisierung dieser Höhle scheiden sie ein Sekret aus, welches die umliegende Erde erhärtet und verdichtet (Eichhorn und Bogenschütz, 2000). Wahrscheinlich besitzt dieses Sekret auch antibakterielle und antimykotische Eigenschaften. Die Larven im Boden werden als Ruhelarven oder Nymphen bezeichnet. Je nach Entwicklungszustand wird am Fehlen oder Vorhandensein des sogenannten Puppenauges, zwischen Eonymphen und Pronymphen unterschieden (Eichhorn und Pausch, 1986) (Abb. 17 und 18). Sowohl Eonymphen als auch Pronymphen durchlaufen Diapauseperioden. Eonymphen können ein bis drei Jahre im Boden überliegen, beenden dann im Herbst vor der Verpuppung ihre Diapause und entwickeln sich zu Pronymphen weiter. Ein einjähriger Entwicklungszyklus wird bei der nah verwandten Art Cephalcia arvensis eher von männlichen Individuen durchgeführt, während die Weibchen meist eine mehrjährige Entwicklung haben. Dies ist eventuell darauf zurückzuführen, dass sich die schwereren Weibchen in tiefere Bodenschichten zurückziehen als die leichteren Männchen. Da die Temperatur mit zunehmender Bodentiefe sinkt erreichen die Männchen die benötigte Temperatursumme früher als die Weibchen und können sich dadurch schneller entwickeln (Battisti, 1994). Die Entwicklung des Puppenauges verläuft schrittweise über vier Stadien (P1 bis P4). Ist das Puppenauge vollständig ausgebildet, folgt über die Wintermonate die Diapause der Pronymphen, die sich im Frühjahr zur Puppe weiter - 5 -

12 entwickeln (Baier und Leubert, 1988). Die optimale Temperatur für die Entwicklung der Eonymphe zur Pronymphe liegt zwischen 13 C und 22 C. Nach dem Pronymphenstadium (P4) muss eine Frostperiode (-1 C für mindestens 2 Monate) folgen, damit die Weiterentwicklung zur Puppe stattfinden kann (Baier, 1994; Gruppe, 1996). Eichhorn und Bogenschütz (2000) zitieren Gruppe (1993) und geben an, dass die Metamorphose zur Puppe nach der Überwinterung ab einer Bodentemperatur von 3 C eingeleitet wird. Die Farbe der Puppe entspricht jener der Nymphe gelbe Nymphen entwickeln sich zu gelben Puppen, grüne Nymphen entwickeln sich zu grünen Puppen. Die adulten Blattwespen weisen hingegen keinen Farbpolymorphismus auf. Die Verpuppung (freie Puppe) im Frühjahr dauert zwischen Tage (Schwenke, 1982). Danach schlüpfen die Imagines und verlassen die Erdhöhlen, um sich an der Oberfläche zu paaren. 1.3 Parasiten von Cephalcia abietis Alle Präimaginalstadien von C. abietis dienen einem großen Parasitenkomplex als Wirte. Weit verbreitet sind Ei- Larven- und Nymphenparasiten. Reine Puppen- und Imaginalparasiten wurden noch nicht beobachtet. Dies ist wahrscheinlich darauf zurückzuführen, dass sich nur die nicht parasitierten Nymphen zu Puppen bzw. Imagines weiterentwickeln. Hinzu kommt, dass nur die Eier und die Larvenstadien am Baum von entomoparasitischen Insekten befallen werden können. Sind solche in Eonymphen oder Pronymphen vorhanden, hat die Parasitierung bereits an den Tieren außerhalb des Bodens stattgefunden; der Parasit überdauert im Inneren des Wirtes. Viele Parasiten schließen ihre Entwicklung aber bereits vor der Verpuppung ihres Wirtes ab, indem sie sich ausbohren und verpuppen dadurch wird die Blattwespennymphe getötet. Die Eier von C. abietis werden ausschließlich von Trichogramma Arten parasitiert, v.a. von T. cephalciae, T. zeirapherae und T. embryophagum. Als wichtigste Art gilt T. cephalciae, ein oligophager Parasitoid, der die Eier aller Gespinstblattwespen der Gattung Cephalcia befällt. Typisch für diese Art ist, dass die Parasitoidenlarven im Wirtsei eine Diapause (zur Überwinterung) durchführen können. Anfang Juli beginnt der Schlupf der Adulten, welche die erste Generation bilden. Bei günstigen klimatischen Bedingungen entsteht noch eine zweite Generation, von der aber nur mehr ein Teil die Entwicklung abschließt. Die restlichen Parasitoidenlarven gehen in Diapause, überwintern im Wirtsei und bilden dann im nächsten Jahr wieder die erste Generation. Pro Wirtsei - 6 -

13 entwickeln sich 9-10 Parasiten, wobei die Zahl der Weibchen überwiegt. Trichogramma zeirapherae legt ebenfalls 9-10 Eier pro Wirtsei ab, aus der Mehrheit entstehen Weibchen. Im Unterschied zu T. cephalciae bildet diese Art zwei vollständige und eine partielle Generation pro Jahr aus und benötigt den Grauen Lärchenwickler (Zeiraphera diniana) als Zwischenwirt. Die erste Generation parasitiert die Eier der Gespinstblattwespen, ab der zweiten werden die Eier des Grauen Lärchenwicklers befallen. Die Diapause wird in den Eiern des Lärchenwicklers vollzogen (Eichhorn, 1990; Walter, 1983, 1985, 1986). Eichhorn und Bogenschütz (2000) geben folgende 10 Arten aus den Familien der Ichneumonidae als Larvenparasitoide von C. abietis an: Homaspis rufinus, Homaspis narrator, Xenoschesis fulvipes, Xenoschesis mordax, Notopygus flavicornis, Notopygus bicarinatus, Sinophorus crassifemur, Olesicampe monticola, Mesochorus nov. sp. (Hyperparasitoid) und als einzigen Vertreter der Tachinidae Myxexoristops abietis. Diese Beobachtungen decken sich mit jenen von Eichhorn (1988). Da in Jahren mit hohen Dichten der Parasitoiden geringe Wirtsdichten auftraten, scheint die Wirkung der Parasitoide umgekehrt dichteabhängig zu sein. Die durchschnittliche Parasitierungsrate der Larven wurde mit 37 % angegeben, schwankte aber in den Jahren 1986 bis 1996 zwischen 27 % und 47 %. Diese ausführlichen Untersuchungen betreffen das oberschwäbische Forstrevier Erolzheim (Eichhorn und Bogenschütz, 2000). Die direkte Parasitierung von Eonymphen und Pronymphen im Boden kann ausschließlich durch Nematoden erfolgen. Hier wurden die zwei Arten Neoplectana janickii und Steinernema kraussei beschrieben (Eichhorn 1988, 129, Fischer 1991). Beide Arten übertragen symbiontische Bakterien (Achromobacter, Flavobacterium), die zu einer raschen Abtötung des Wirtstieres führen dies geschieht innerhalb von 48 Stunden durch Sepsis. Die Nematoden beginnen mit ihrer Entwicklung erst kurz vor dem Tod des Wirtes und schließen die Entwicklung zu Geschlechtstieren dann innerhalb von 3-5 Tagen (bei C) ab. Durch das enge Zeitfenster zwischen Infektion und Zersetzung des Wirtes ist es sehr schwierig, durch Nematoden befallene Larven zu identifizieren. Die entomoparasitischen Nematoden halten sich, genau wie die Larven der Blattwespen, nur in der Humus- und Organomineralschicht auf, in der Falllaubschicht sind sie nicht vorhanden. Im Juli und im November werden die Populationsmaxima erreicht, im Juli durch die hohen Temperaturen bei ausreichender Bodenfeuchte, im November durch die höhere Wirtsdichte im Boden (abgebaumte Blattwespenlarven) (Mràcek, 1982). Fischer (1991) stellte fest, dass bei einem ph-wert unter 3,3 keine Parasitierung durch S. kraussei erfolgt. Lag der ph-wert zwischen 3,4 und 3,6 wurde eine - 7 -

14 1 %ige Parsitierungsrate festgestellt. Erst ab Werten über 4,3 konnten Parasitierungsraten über 10 % beobachtet werden. 1.4 Cephalcia abietis als Forstschädling Cephalcia abietis kommt in Mittel- und Nordeuropa vor und ist in allen Fichtenwäldern präsent. Durch die immer stärker werdende anthropogene Belastung der Wälder und verschiedene abiotische Faktoren wurde diese Art seit den 1950er Jahren, v.a. durch ausgedehnte Gradationen zu einer Bedrohung für heimische Fichtenwälder. Besonders in reinen Fichtenbeständen an unnatürlichen Standorten kommt es zu Massenvermehrungen, bevorzugt werden jährige Fichten in Mittelgebirgslagen zwischen m Seehöhe. Als Primärschädling befällt C. abietis gesunde Fichten eher als sichtbar geschädigte (Baier und Stürtz, 1994). Im nördlichen Waldviertel (Sieghartsberg, Wieningerberg, Karlsteinberg, Weinsbergwald und Ostrong) kam es 1966 zu einer Massenvermehrung waren in dieser Region insgesamt 1000 ha befallen, 20 ha davon wiesen Nadelverluste zwischen % auf, ha zeigten deutlichen Lichtfraß (Schwenke, 1982). Der entstandene wirtschaftliche Schaden ist schwer abschätzbar. Häufig bleibt es auch nach starkem Befall nur bei Zuwachsverlusten und geringen Ausfällen. Es kann aber auch zu Kahlfraß und in Folge zum Absterben der Bäume kommen, wenn nach einer Gradation der Gespinstblattwespe Sekundärbefall durch Borkenkäfer auftritt (Pausch, 1987). Durch den Fraß der Fichtengespinstblattwespe verliert die Fichte Assimilationsfläche und wird geschwächt. Dies lockt wiederum Borkenkäfer wie den Buchdrucker (Ips typographus) an, der als typischer Sekundärschädling nur geschwächte Bäume befällt. Von Borkenkäfern befallene Fichten müssen entfernt werden, um eine Vermehrung zu verhindern. Dies wiederum kann, verursacht durch Nahrungsmangel, das konzentrierte Auftreten von C. abietis in diesen Gebieten fördern (Jahn, 1976). In Deutschland verursacht C. abietis seit den 1950-er Jahren immer wieder starke Fraßschäden. Seit Anfang der 1980-er Jahre wurden Massenvermehrungen in den Kammlagen des Mittelgebirges in Thüringen und Sachsen beobachtet (Baier, 1995). Im Thüringer Wald fand 1994 massiver Larvenfraß statt. Der Verlust an Assimilationsflächen konnte von den Fichten durch den Maitrieb nicht kompensiert werden und die Bäume starben im nächsten Jahr ab (Baier et al., 1997). In den Folgejahren wurden zusätzliche Bäume durch den Sekundärbefall von Borkenkäfern abgetötet - 8 -

15 (Baier und Otto, 2000). In den ostbayrischen und angrenzenden Mittelgebirgen kam es zwischen zu Massenvermehrungen der Großen Fichtengespinstblattwespe auf einer Fläche von ha (Eichhorn und Pausch, 1986; Eichhorn, 1990). Im Sommer 2006 wurde in den ostbayrischen Mittelgebirgen starker Wespenflug beobachtet, die Nymphendichte im Boden blieb aber unter dem Schadschwellenwert (Immler, 2006). Im östlichen Baden-Würtemberg waren 1979 insgesamt 110 ha von örtlich auftretendem Licht- bis Kahlfraß betroffen (König, 1979). Zwischen 1950 und 1970 kam es in verschiedenen Teilen Nord-Böhmens zu einer 20 Jahre andauernden Gradation (Schwenke, 1982). Von 1961 bis 1970 wurden Fraßschäden aus Süd-Böhmen gemeldet (Martinek in Schenke, 1982). In Südschweden waren ha mittelalter Fichten von einem Massenauftreten von C. abietis betroffen, bis 1950 erreichte das Befallsgebiet eine Fläche von 525 ha mit einem Belag von 450 Nymphen/m 2 (Hedqvist in Schwenke, 1982). In den Jahrzehnten nach dem 2. Weltkrieg wurden Fichtengespinstblattwespen und Afterraupen in den Kronen chemisch bekämpft. Dafür wurden Aerosole und Stäubemittel mit Flugzeugen über den Befallsflächen ausgebracht. In Tschechien und Österreich konnten damit gute Erfolge erzielt werden, in Schweden erwies sich diese Methode als ungenügend. Problematisch war jedoch die negative Beeinflussung des Parasitenbestandes laut Meldungen aus dem Erzgebirge wurden ca. 60 % der Parasiten abgetötet (Schwenke, 1986). In den Jahren 1972 bis 1976 wurde im Waldviertel mit Phosphorinsektiziden und Lindanpräparaten vom Flugzeug aus gegen die Junglarven im Kronenraum vorgegangen. Einzelne Betriebe setzten zusätzlich Lindanpräparate als Stäube- oder Nebelmittel gegen die schwärmenden Imagines ein (Jahn, 1978). Heutzutage ist der Einsatz des Häutungshemmers Dimilin 25 WP verbreitet, die negativen Auswirkungen auf die Parasitoiden bleibt hierbei als vordergründiges Problem bestehen. Daher ist die chemische Bekämpfung von C. abietis nur in Ausnahmefällen ratsam und sinnvoll (Pausch, 1987). Für eine Bekämpfung vom Flugzeug aus besteht in Österreich aber keine Zulassung mehr

16 2. Material und Methoden Alle Freilandversuche wurden 2016 im Revierteil Miniwald des Reviers Heubach (GPS: Breitengrad: 15,19323; Längengrad 48,47914) an 22 ausgewählten Probebäumen durchgeführt, ebenso die Dichteerhebungen der Nymphen im Boden. Bodenproben zur Beschaffung von Nymphen für die physiologischen Untersuchungen wurden teilweise an willkürlich gewählten Stellen im Befallsgebiet entnommen. Die physiologischen und biochemischen Untersuchungen fanden am Institut für Forstentomologie, Forstpathologie und Forstschutz (IFFF) der Universität für Bodenkultur in der Hasenauerstraße 38, 1190 Wien, statt. 2.1 Freiland Standort Das untersuchte Befallsgebiet befindet sich 3 km südöstlich der Ortschaft Grafenschlag (15 km südlich von Zwettl) in Niederösterreich. Es handelt sich um einen 86-jährigen Fichtenreinbestand auf einer Seehöhe von m. Der mineralische Untergrund besteht aus Gföhler Gneis und wird geologisch dem Granit- und Gneishochland (Böhmische Masse) zugeordnet (Faupl 2003). Das Gelände ist flach und leicht nach Osten hin abfallend. Der Gföhler Gneis begünstigt als basenarmes Grundgestein die Bodenversauerung. Die Organomineralschicht ist sehr wassergesättigt und als lehmig zu bezeichnen. Im Unterwuchs finden sich Moose, Gräser und natürliche Fichtenverjüngung. Bis zum Auftreten der Massenvermehrung von C. abietis im Sommer 2013 war der Bestand sehr dicht, im Herbst 2014 wurde ein Lichtungshieb durchgeführt. Anfang Dezember 2014 kam es aufgrund eines markanten Temperatursturzes innerhalb weniger Stunden zu massivem Eisbruch (Steyrer et al. 2014). Es mussten zusätzliche Bäume entnommen werden, deren Wipfel gebrochen oder in Folge von Borkenkäfern befallen waren. In Grafenschlag herrscht kontinentales Klima. Dies zeichnet sich durch kalte Winter und angenehm warme Sommer mit einer Jahresdurchschnittstemperatur von 6 C aus. Am wärmsten ist es im Juli mit Durchschnittstemperaturen von 15,6 C, am kältesten im Jänner mit einer mittleren Temperatur von - 3,8 C. Der Gesamtniederschlag pro Jahr wird mit durchschnittlich 883 mm angegeben, wobei Juni der niederschlagreichste (durchschnittlich 116 mm) und Jänner der niederschlagärmste (durchschnittlich 48 mm) Monat ist. Im Herbst 2013 meldete OF Duhan vom Forstamt Stift Zwettl massive Fraßschäden in den Kronen eines 10 ha großen Fichtenbestands im südlichen Teil (Miniwald) des Reviers Heubach. Sowohl in

17 den Kronen als auch am Boden wurden Gespinstnester von C. abietis vorgefunden. Bei Probegrabungen im Jänner 2014 wurden sehr hohe Nymphendichten erhoben. Im Befallszentrum wiesen die Fichtenkronen starke Fraßschäden auf, einzelne Äste waren kahlgefressen. Die Kronen wirkten durch die vertrockneten Nadeln und die Kotgespinste bräunlich. Auf der Fläche wurden im Winter 2014 zwei Transekte mit insgesamt 22 Probebäumen angelegt (Abb. 3) und seitdem regelmäßig durch Probegrabungen die Dichte der Nymphen erhoben. Zusätzlich wurde in den Jahren 2015 und 2016 der Schlupf der adulten Wespen mittels Bodenphotoeklektoren kontrolliert. Im Herbst 2015 und 2016 wurden Trichterfallen aufgebaut, um abbaumende Larven zu erfassen. Abb. 3: Verteilung der Probebäume (rechts oben) im Befallsgebiet (rot schraffiert) mit Cephalcia abietis im Revier Heubach, Grafenschlag. Baum 11 und 21 befinden sich am Rand der Befallsfläche und sind von der eigentlichen Fläche durch eine Forststraße getrennt. Quelle:

18 2.1.2 Dichteerhebungen im Boden Für die Bestimmung der Dichte von Eonymphen, Pronymphen und Puppen wurden an drei Terminen (2. März, 17. Mai und 4. August 2016) Bodenproben mit Flächenbezug entnommen und ausgewertet. Die Erhebungen wurden nach der Methode von Lemme und Petercord (2010) durchgeführt. Die Grabungen wurden jeweils in einem Abstand von 1,5 2,0 m vom Stamm der 22 Probebäume vorgenommen. Mit Hilfe eines Maßbandes wurden Rechtecke mit 30 x 33 cm Seitenlänge festgelegt, anschließend wurden die Eckpunkte mit Plastikstäben markiert und die Fläche mit einer Schaufel ca. 22 cm tief ausgehoben. Die gewählte Fläche entspricht 0,1 m 2. Die Streuschicht wurde noch vor Ort auf das Vorhandensein von Nymphen oder Puppen untersucht. Anschließend wurde die Streu entfernt und die Erdprobe in Jutesäcke verpackt. Die Jutesäcke wurden beschriftet, verschlossen und für den Transport ans Institut in den Anhänger geschlichtet - dabei wurde darauf geachtet keine Säcke übereinander zu stapeln (Gefahr des Zerquetschens der Nymphen). Die Proben der ersten Grabung wurden in der Garage des IFFF, die Proben der zweiten Grabung im Garten des IFFF und die Proben der dritten Grabung direkt im Freiland ausgesiebt. Dazu wurde eine Kombination von einem grobmaschigen (5 mm Maschenweite) und einem feinmaschigen (3 mm Maschenweite) Sieb verwendet, die übereinander gesteckt wurden. Das Erdgemenge wurde aufgeteilt - pro Bodenprobe waren etwa zehn Siebdurchgänge nötig. Vor Beginn des Siebens wurden große Steine und Wurzeln entfernt. Große Erdklumpen wurden händisch zerkleinert. Es wurde in kreisenden Bewegungen gesiebt, die Erde wurde niemals mit den Händen durch das Sieb gedrückt, um die Nymphen nicht zu verletzen oder zu quetschen. Im groben Sieb blieben nur noch kleine Steine und Wurzelfragmente übrig. In den gesiebten Erdresten im feinen Sieb wurde nach Nymphen gesucht. Die Tiere wurden mit der Federpinzette entnommen und in einen mit fein gesiebter Erde befüllten, mit der Baumnummer beschrifteten, 1 Liter Plastikbeutel mit Zippverschluss gegeben. Der Zipp wurde nicht ganz verschlossen (ca. 5 cm offen), um einen Luft- und Feuchtigkeitsaustausch zu ermöglichen. Die 22 Plastiktüten wurden in einem Gitterkäfig im Garten des IFFF bis zur Auszählung gelagert. Das Procedere war bei allen drei Probenahmeterminen ident. Die Auszählung der Proben erfolgte 2-3 Tage nach der Probenwerbung im Freiland. Der Inhalt der Plastikbeutel wurde wieder vorsichtig in das feinmaschige Sieb geschüttet, die Nymphen mit einer Federpinzette in ein feinmaschiges Handsieb gelegt und mit Wasser aus einer Sprühflasche von anhaftenden Bodenpartikeln gesäubert. Wasserreste wurden durch Andrücken von Küchenpapier an den Siebboden aufgesaugt. Die Nymphen wurden auf Küchenpapier gelegt und für 15 Minuten

19 bei Raumtemperatur liegen gelassen. Anschließend wurden Entwicklungsstadium, Farbe, Gewicht und Vitalitätszustand der einzelnen Nymphen erhoben Schlupfkontrolle und Lebendfänge der adulten Blattwespen Um die im Frühjahr aus dem Boden schlüpfenden Imagines abzufangen, wurden auf der Fläche insgesamt 30 Bodenphotoeklektoren aufgestellt. Diese bestehen aus einem pyramidenförmigen Metallgerüst mit 72 cm Seitenlänge. An den Eckpunkten sind runde Ösen eingeschweißt, an denen der Eklektor mit Hilfe von Heringen am Boden fixiert wird. Es wurden jeweils zwei Heringe diagonal zueinander in den Boden geschlagen. Die Eklektoren wurden an einer möglichst ebenen Fläche in Stammnähe platziert. Steine und Zweige wurden händisch entfernt, um den maximalen Bodenkontakt des Gestells zu gewährleisten. An der Spitze des Gestells befindet sich ein ringförmiger Einsatz mit einer Höhe von ca. 5 cm. In diesen Ring wurde ein durchsichtiger, zylindrischer Acrylglasbehälter eingesetzt. Der Acrylglasbehälter ist ca. 10 cm hoch und hat einen Durchmesser von 7 cm. Mittig im Boden des Behälters befindet sich eine runde Öffnung, von der aus ein ca. 5 cm hoher Zylinder ins Innere des Gefäßes führt. Dadurch entsteht ein ringförmiger Auffangbehälter, der mit einer Konservierungsflüssigkeit (0,5 % Rocima GT K20KG; BRENNTAG) gefüllt wurde. Der Fangbehälter wurde mit einem durchsichtigen Acrylglasdeckel verschlossen (Abb. 4). Das pyramidenförmige Eisengestell wurde mit einem schwarzen Stofftuch lichtdicht abgedeckt. Im Bereich des Auffangbehälters war ein Kreis ausgeschnitten, dies ermöglichte das einfache Überstülpen des Stoffes über den Eklektorrahmen. An den Ecken wurde der Stoff drei cm tief eingeschnitten, um eine bessere Auflage auf dem Boden zu ermöglichen. Zuletzt wurden die überstehenden Stoffteile an der Basis des Eklektors an allen vier Seiten mit Erde, Moos und Streu lichtdicht bedeckt (Abb. 5). Das Funktionsprinzip eines Bodenphotoeklektors besteht darin, die aus dem Boden schlüpfenden Insekten, die dem Lichteinfall folgen, im Fangbehälter abzufangen. Über die bekannte Bodenfläche lässt sich die Dichte der schlüpfenden Insekten pro m 2 berechnen. Durch das regelmäßige Entleeren der Fangbehälter ist ein zeitlicher Bezug zum Schlupfverlauf gegeben. Durch das Abdecken des Metallgestelles mit dunklem Stoff und die Abdichtung mit Substrat an den Überlappungen am Boden wird zum einen ein ungewolltes Abwandern der Imagines verhindert, zum anderen der Lichtreiz allein durch den Fangbehälter erreicht. Dies führt dazu, dass die geschlüpften Insekten innen am Eklektor hochklettern und in den Fangbehälter gelangen. Über die Öffnung im Boden des Fangbehälters gelangen sie ins Innere des Behälters. Die Tiere fallen in die Konservierungsflüssigkeit,

20 werden abgetötet und gleichzeitig konserviert. Beim Einfüllen der Konservierungslösung wurde darauf geachtet, dass diese maximal einen Zentimeter hoch im Fangbehälter stand, um zu verhindern, dass das Flüssigkeitsvolumen durch Niederschlag zu hoch anstieg. Anderenfalls wäre es dann schwierig den Inhalt des Fangbehälters in Plastikbehälter umzufüllen, bzw. hätte die überschüssige Flüssigkeit die gefangenen Insekten ausgespült. Abb. 4: Fangbehälter eines Bodenphotoeklektors gefüllt mit Konservierungsflüssigkeit (0,5 % Rocima) Abb. 5: Bodenphotoeklektor Von den insgesamt 30 Bodenphotoeklektoren wurden am 3. Mai 2016 die ersten 9 im Befallszentrum bei den Bäumen 1, 2, 3, 4, 8, 9, 12, 13 und 14 aufgestellt. Am 17. Mai 2016 wurden weitere 21 Eklektoren an den Bäumen 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 10a, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17, 18, 19 und 20 platziert. Baum Nummer 21 blieb ohne Eklektor, da aufgrund der ausgewerteten Bodenproben ersichtlich war, dass hier kaum Nymphen im Boden vorhanden waren. Die Bäume im Befallszentrum wurden mit je zwei Eklektoren bestückt

21 Die Fangbehälter wurden wöchentlich (ausgenommen Fangperiode 1) geleert (Tab. 1). Tab. 1: Beginn und Ende der Fangperioden 1 10 (Mai bis Juli 2016) mittels Bodenphotoeklektoren Fangperiode Beginn Ende n Eklektoren Anmerkungen 1 3. Mai 17. Mai Mai 25. Mai Mai 31. Mai 30 3, 4, 5, 6 & 7 nicht geleert 4 1. Juni 7. Juni Juni 14. Juni Juni 21. Juni 30 7 & 8 nicht geleert Juni 28. Juni Juni 5. Juli Juli 12. Juli Juli 21. Juli 30 Vom 3. Mai bis zum 17. Mai 2016 (Fangperiode 1) waren nur 9 Bodenphotoeklektoren aufgestellt. Zwischen 26. Mai und 31. Mai 2016 (Fangperiode 3) wurden die Eklektoren der Probebäume 3, 4, 5, 6 und 7 nicht geleert. Zwischen 15. Juni und 21. Juni (Fangperiode 6) wurden die Eklektoren der Probebäume 7 und 8 nicht geleert. Der Inhalt der Eklektoren wurden zur jeweils nächsten Fangperiode gezählt. Der Inhalt der Fangbehälter wurde in 100 ml Plastikfläschchen (Greiner) mit Schraubverschluss gefüllt. Einzelne Individuen, die am Fangbehälter festklebten, wurden vorsichtig mit einer Federpinzette gelöst und ebenfalls in den jeweiligen Behälter gegeben. Die Behälter wurden mit Eklektornummer und Datum beschriftet und die Insekten am IFFF ausgezählt. Die Eklektorfänge wurden für jeden Eklektor einzeln bearbeitet. Die Auszählung erfolgte unter einem Binokular. Die Auftrennung der Insekten erfolgte nach Ordnungen, es wurde zwischen Cephalcia Männchen, Cephalcia Weibchen, anderen Blattwespen, Dipteren, Coleopteren und Hymenopteren unterschieden. Hymenopteren wurden nach C. abietis Männchen und Weibchen und parasitischen Wespen (Ichneumoniden, Braconiden) getrennt

22 Die Dichte der geschlüpften C. abietis Individuen wurde auf 1 m 2 Bodenfläche berechnet. Formel:! #$%&'&%()$ *+, -. = (<) a = Seitenlänge des Bodenphotoeklektors (= 72 cm) n (B) = Anzahl der Bodenphotoeklektoren (= 30) Lebendfänge adulter Blattwespen An zwei Terminen (7. und 14. Juni 2016) wurden schwärmende Wespen mit der Kescherfangmethode lebend eingefangen. Dafür wurden zwei verschiedene Kescher mit feinmaschigen Netzen verwendet. Einer der Kescher hatte einen Durchmesser von 100 cm, der andere einen Durchmesser von 30 cm, wobei der kleinere Kescher im Gelände besser zu handhaben war. Gekeschert wurde an Stellen, an denen eine hohe Flugaktivität beobachtet wurde. Die Imagines hielten sich bevorzugt an sonnigen Bereichen im Unterwuchs, besonders an den jungen Fichten, auf. Beim ersten Sammeltermin mit dem Kescher wurden nur Cephalcia Männchen gefangen, beim zweiten Termin wurden Cephalcia Weibchen händisch eingesammelt. Die Weibchen waren nicht flugaktiv und hielten sich im Unterwuchs auf, wodurch sie mit dem Kescher schlecht erreicht werden konnten. Die Imagines aus den Keschern wurden vorsichtig mit der Hand in mit Gras gefüllte 1 Liter Plastikbeutel gegeben, um den Tieren eine Versteckmöglichkeit zu bieten und ein Zerquetschen zu vermeiden. Die per Hand gefangenen Weibchen wurden in einen 500 ml Plastikbehälter mit Schraubdeckel gegeben. Auch dieser wurde zuvor mit Gras gefüllt. Die gefangenen Imagines wurden in Kühlboxen ans IFFF transportiert. Das Geschlecht der Tiere wurde unter dem Binokular (WILD M3) bestimmt, die Tiere wurden gewogen (METTLER TOLEO MT5) und anschließend durch Tiefkühlen in einer Tiefkühltruhe (-20 C) abgetötet. Für die weiteren biochemischen Untersuchungen wurden die Tiere 10 Tage lang gefriergetrocknet (LYOVAC GT2) (Abb. 6) und in einem Exsiccator über Silicagranulat (Chameleon; VWR) aufbewahrt (Abb. 7), um zu verhindern, dass die gefriergetrockneten Tiere wieder Wasser aus der Umgebungsluft aufnahmen

23 Abb. 6: Lyophilisator Abb. 7: Exsiccator Abbaumkontrolle der Larven Um die abbaumenden Larven abzufangen, wurden alle 30 Bodenphotoeklektoren am 21. Juli 2016 zu Trichterfallen umgebaut. Dafür wurden die Metallrahmen der Eklektoren als Gerüst für die Trichterfallen verwendet. Für die Konstruktion einer Trichterfalle wurden vier angespitzte Dachlatten (H: 150 cm x B: 3 cm x L: 5 cm) an den Eckpunkten eines Quadrates mit 72 cm Seitenlänge (entsprechend den Maßen des Metallgestells) in den Boden geschlagen. Das Metallgestell wurde umgedreht und mit den angeschweißten Ösen auf die Kopffläche der Dachlatten gelegt und mit Nägeln fixiert. In das Metallgestell wurde ein (auf dem Kopf stehender) weißer Zylinder aus Plastik eingesetzt, der an der Spitze eine kreisförmige Öffnung mit ca. 10 cm Durchmesser hat. Der Plastikzylinder wurde mit Industrieklebeband am Metallrahmen befestigt (Abb. 8). An der nach unten zeigenden Öffnung für den Eklektorfangbehälter wurde eine Konservendose (Volumen ca. 1,0 l) befestigt (Abb. 9). Die Konservendose wurde vorab gereinigt und mehrmals mit einer Blechschere am oberen Rand eingeschnitten. Der Boden wurde entfernt und durch ein feinmaschiges Netz ersetzt. Das Netz wurde mit Draht an der Dose befestigt und sollte das Abfließen von Regenwasser ermöglichen. Die Metalldose wurde auf die Öffnung des Gestelles gesteckt und am Übergang zur Halterung mit Industrieklebeband abgedichtet. Die Dosen wurden vor dem Befestigen 10 cm hoch mit gesiebter Erde vom Standort befüllt. Die Dosen wurden mit den

24 entsprechenden Eklektornummern beschriftet. Dieser Vorgang wurde für jede Trichterfalle wiederholt. Abb. 8: Trichterfalle zum Abfangen abbaumender Larven Abb. 9: Fangbehälter einer Trichterfalle Die Trichterfallen wurden im Abstand von zwei bzw. drei Wochen geleert (Tab. 2). Fichtenzapfen oder kleine Äste, die in den Trichtern feststeckten, wurden entfernt und eventuell darauf befindliche Tiere in die Auswertung miteinbezogen. Die Konservendose wurden vom Metallgestell abgenommen wenn vorhanden wurde das Industrieklebeband an der Übergangsstelle entfernt. Die oberste Schicht, bestehend aus Kotpartikeln und Nadelstreu (Abb. 9), wurde vorsichtig mit einer Federpinzette gewendet. Die gefundenen Larven und Nymphen wurden in einen 1 Liter Plastikbeutel mit Zippverschluss, welcher zuvor mit etwas gesiebter Erde befüllt wurde, gelegt. Nun wurde ein Plastiksack (60 Liter) am Boden ausgebreitet und der Inhalt der Dose darauf verteilt. Die Erde wurde mit der Hand vorsichtig ausgestrichen, die darin befindlichen Larven und Nymphen mit der Federpinzette in den Plastikbeutel gelegt und dieser mit der entsprechenden Trichterfallennummer und der Anzahl der gefundenen toten und lebenden Tiere beschriftet. Die Proben wurden ans IFFF transportiert und bei 15 C im Klimaschrank bis zur Auszählung gelagert

25 Tab. 2: Beginn und Ende der Fangperioden 1 5 (Juli bis Oktober 2016) mittels Trichterfallen Fangperiode Beginn Ende n Trichterfallen Anmerkungen Juli 4. August August 18. August August 1. September September 21. September 30 3 Wochen September 4. Oktober 30 Fangperioden 1, 2, 3 und 5 hatten eine Zeitspanne von zwei Wochen, Fangperiode 4 hatte eine Zeitspanne von drei Wochen. Jede Probe wurde einzeln ausgezählt und tabellarisch ausgewertet. Larven und Nymphen wurden einzeln unter dem Binokular betrachtet, um deren Entwicklungsstadium und Färbung festzustellen. Jene Larven, die noch die braun gestreifte Färbung aufwiesen, wurden zur Beobachtung in eine Plastikschale mit gesiebter Erde gelegt und im Garten des IFFF gelagert. Wurde eine Häutung mit einhergehender Grün- oder Gelbfärbung beobachtet, wurde das Individuum als Nymphe gewertet. Blieb dieser Entwicklungsschritt aus, wurde das Tier als Larve gewertet. Als Larven wurden Individuen mit braun gestreifter Färbung und unvollständiger Entwicklung gezählt (Abb. 10). Diese Tiere wurden vermutlich durch Regen oder Wind noch vor dem Abschluss der Entwicklung zur Eonymphe zu Boden geworfen. Als Nymphen wurden fertig entwickelte, grün oder gelb gefärbte Eonymphen gezählt. Die Tiere wurden mit Hilfe einer Federpinzette in ein Handsieb gelegt und kurz mit einer Sprühflasche (Leitungswasser) abgespült und das überschüssige Wasser durch ein Blatt Küchenrolle aufgesaugt. Die Tiere wurden zum Trocknen auf ein Blatt Küchenrolle gelegt und gewogen. Die Dichte der abgebaumten Tiere wurde auf m 2 Kronenfläche berechnet. Eine Trichterfalle deckt eine Fläche von 0,41 m 2 ab (Fläche eines Kreises mit 72 cm Durchmesser). Formel:! #$%&'&%()$ *+, -. = Σ ? 2 (A) r = Radius der Trichterfalle (= 36 cm) n (T) = Anzahl der Trichterfallen (= 30)

26 Abb. 10: Larve von C. abietis mit dorsalem dunklem Längsstreifen. Maßstab 1 Kästchen = 1 mm Entwicklungskontrolle der Nymphen Um den Entwicklungsverlauf der Nymphen, v.a. den Beginn der Verpuppung der Pronymphen, zu verfolgen, wurden sechs Eonymphen und 50 Pronymphen aus der Sammlung vom 2. März 2016 ausgewählt und regelmäßig kontrolliert. Es wurde darauf geachtet nur äußerlich intakte und vital erscheinende Tiere zu selektieren. Die sechs Eonymphen hatten ein Gewicht von > 100 mg (Weibchen), 25 Pronymphen ein Gewicht von < 100 mg (Männchen) und 25 Pronymphen ein Gewicht von > 100 mg (Weibchen). Das Gewicht sowie die Färbung der Tiere wurde am 20. März 2016 aufgenommen. Die Nymphen wurden nach dem Wiegen einzeln mit einer Federpinzette in durchsichtige 2 ml Röhrchen (Eppendorf) gelegt. In den Deckel des Röhrchens wurde mit einer Nadel ein Loch gestochen, um den Luftaustausch zu ermöglichen. Die Röhrchen wurden mit einem wasserfesten Stift mit den entsprechenden Tiernummern beschriftet (E1 bis E6 und P1 bis P50). Die Eppendorfbehälter wurden verschlossen und in Kartons aus Pappe lichtdicht im Garten des IFFF aufbewahrt. Die Versuchstiere wurden einmal pro Woche visuell kontrolliert und ihre Entwicklung protokolliert. Dabei wurden die Röhrchen nicht geöffnet, um die Tiere möglichst wenig zu stören. Lediglich tote und verpilzte Tiere wurden entfernt

27 2.1.6 Klimadaten Zwei Datenlogger (HOBO PENDANT UA-001) wurden auf der Befallsfläche in Grafenschlag bei Probebaum Nr. 2 zur Aufzeichnung der Luft- und Bodentemperatur verwendet. Probebaum Nr. 2 stellt das Zentrum der Befallsfläche dar und wurde deshalb als Standort zur Ermittlung der Temperaturdaten herangezogen. Ein Sensor wurde ca. 20 cm tief in der Erde eingegraben, um die Bodentemperatur im Horizont der überliegenden Nymphen zu messen. Der andere wurde auf einem Holzstab in ca. 1 m Höhe befestigt, um die bodennahe Lufttemperatur auf der Befallsfläche zu ermitteln. Der Datenlogger zur Messung der Lufttemperatur wurde mit einem Einstrahlungsschutz versehen (Abb. 11). Die Sensoren zeichneten die Temperatur vier mal pro Stunde auf und ermittelten daraus einen Stundenmittelwert. Aus diesen Messwerten wurden die Tages- und Monatsmittelwerte, -minima und maxima berechnet. Die Luft- und Bodentemperaturaufzeichnungen der Befallsfläche wurden zur Berechnung der benötigten Temperatursummen für die Entwicklung der Gespinstblattwepe herangezogen. Die Temperatursumme ist die Summe der Tagesmitteltemperaturen über dem Entwicklungsnullpunkt (ENP) und wird in Gradtagen (GT) angegeben. Als Entwicklungsnullpunkt wird ein Schwellenwert bezeichnet, der überschritten werden muss, damit eine Entwicklung stattfindet. Wird dieser Temperaturwert unterschritten, findet keine Entwicklung statt. Für die Entwicklung von Eonymphen zu Pronymphen geben Baier (1994) und Gruppe (1996) einen ENP von 13 C im Boden an. Pronymphen müssen eine mindestens 2- monatige Kältephase durchlaufen und entwickeln sich dann im Frühjahr, sobald die Bodentemperaturen über 3 C steigen zu Puppen und später zu adulten Wespen weiter (Eichhorn und Bogenschütz, 2000). Für die Embryonalentwicklung und den Larvenfraß wurde ein ENP von 13 C der Lufttemperatur angenommen. Abb. 11: Datenlogger zur Aufzeichnung von Bodentemperatur (a) und Lufttemperatur (b)

28 2.2 Morphologische Untersuchungen Für die morphologischen Untersuchungen wurden Nymphen und Puppen aus den Bodenproben der verschiedenen Probenahmetermine, Nymphen aus den Trichterfallen sowie Imagines aus den Eklektorfängen verwendet Entwicklungsstadium der Nymphen Jedes Tier wurde unter dem Binokular (Wild M3) betrachtet, die Zuordnung zu Eonymphe oder Pronymphe erfolgte nach dem Fehlen oder Vorhandensein des Puppenauges. War kein Puppenauge erkennbar, wurde das Individuum als Eonymphe gewertet (Abb. 12). Waren schon Ansätze des Puppenauges vorhanden oder das Puppenauge vollständig entwickelt, wurde das Individuum als Pronymphe gewertet (Abb. 13). Hatte bereits die Metamorphose zur freien Puppe stattgefunden, wurde dieses Individuum als solche gewertet. Abb. 12: C. abietis Eonymphe ohne Puppenauge Abb. 13: C. abietis Pronymphe mit Puppenauge (gelb umrandet)

29 2.2.2 Vitalität der Nymphen Der Gesundheitszustand der Tiere wurde visuell beurteilt; dafür wurden drei Kategorien gewählt: lebend, tot und parasitiert. Die Tiere wurden mit der Federpinzette berührt, bewegten sie sich und hatten keine äußerlich sichtbaren Verletzungen, wurden sie als lebend gewertet. Jene Individuen, welche durch den Transport oder durch Handhabung starben, wurden ebenso als lebend gewertet. Tiere, die offensichtlich parasitiert waren, und jene, die sich nicht mehr bewegten und deren Hämolymphe weiße Hämozytenklumpen aufwiesen, wurden als parasitiert gewertet. Anhand einer Stichprobe wurden einige der als parasitiert gewerteten Nymphen seziert. Als tot wurden jene Tiere bezeichnet, welche bereits beim Aussortieren aus den Bodenproben tot waren Farbpolymorphismus der Nymphen und Puppen Die Färbung der Nymphen/Puppen wurden in die Kategorien grün oder gelb eingeteilt. Nur leuchtend gelbe Individuen wurden als gelb, alle anderen Schattierungen als grün gewertet Geschlechterverhältnis der Nymphen, Puppen und Imagines Die Tiere wurden mit einer Federpinzette auf der Mikrowaage (METTLER TOLEO MT5) gewogen und das Gewicht auf 0,1 mg notiert. Anhand des Gewichts wurde zwischen männlichen und weiblichen Individuen unterschieden. Bei einem Gewicht von unter 100 mg wurde das Tier als Männchen gewertet, bei einem Gewicht von über 100 mg als Weibchen. Diese Unterteilung wurde zuvor aus der Gesamtzahl innerhalb der Gruppen (Eonymphen, Pronymphen, Puppen) und für jeden der Sammeltermine separat mittels einer Gewichtverteilungskurve ermittelt. Die dadurch gewonnenen Werte wurden zur Unterscheidung zwischen männlichen und weiblichen Individuen herangezogen Fertilität der Imagines Zur Bestimmung des Eivorrats adulter Weibchen wurden 25 frisch geschlüpfte Tiere seziert und ihre Ovarien untersucht. Die Tiere stammten aus den Fängen der Bodenphotoeklektoren (15. Juni bis 5. Juli 2016) (Abb. 14). Zusätzlich wurden 6 Individuen seziert die lebend gefangen und durch Einfrieren getötet worden waren (Abb. 15). Tiefgefrorene Weibchen zu sezieren, war wenig zielführend, da es unmöglich war die Ovarien unversehrt zu präparieren. Um die Ovarien freizulegen, wurde das Abdomen der Weibchen ventral geöffnet. Hierfür wurden zwei Spitzpinzetten verwendet, mit deren Hilfe jedes einzelne Segment vorsichtig geöffnet wurde. Dabei wurde darauf geachtet, die Spitzen der Pinzetten über die Intersegmentalhäute flach unter die sklerotisierten Segmentschuppen einzuführen, um diese zu fassen - dadurch konnte eine

30 Beschädigung der inneren Organe vermieden werden. Die Segmentschuppen wurden auf diese Weise bis zum Ovipositor geöffnet. Die darunter liegenden Ovarien waren durch ihre leuchtend grüne Farbe gut erkennbar und füllten das Abdomen fast zur Gänze aus. Der Thorax wurde mit der einen und das letzte Segment des Abdomens mit der anderen Pinzette gefasst und langsam auseinandergezogen. Dadurch konnte die Verwachsung der Ovarien im anterioren Teil des Abdomens gelöst werden. Nun wurden zwei Nadeln verwendet, um die restlichen Segmente zu entfernen. Hierbei musste sehr behutsam vorgegangen werden, da die einzelnen Oozyten sehr filigran aufgebaut und nur mit einem dünnen Häutchen umgeben sind, welches bereits bei leichter Berührung mit der Nadelspitze aufplatzte. Als nächster Schritt wurde die faserige Verwachsung der Terminalfilamente der linken und rechten Hälfte der Ovarien vorsichtig mit den Nadelspitzen entfernt und so die beiden Hälften getrennt. Gewebereste und Fettklümpchen wurden mit Hilfe einer Pasteurpipette mit Leitungswasser ausgespült. Nach der Präparation der Ovarien wurden die Anzahl der Eischläuche und die reifen und unreifen Eier gezählt. Als reif wurden nur vollständig entwickelte, leuchtend grüne Eier gewertet, kleine, blassgelbe Eier dagegen als unreif. Abb. 14: Rechte Hälfte eines Ovars mit reifen (grünen) und unreifen (gelben) Eiern von C. abietis, nativ. Abb. 15: Rechte Hälfte eines Ovars mit reifen (grünen) und unreifen (gelben) Eiern von C. abietis in Konservierungsflüssigkeit (0,5 % Rocima). Kästchenlänge = 1 mm

31 2.3 Physiologische Untersuchungen Alle Versuchstiere wurden unmittelbar vor den Messungen gewogen. Die Auswahl der Tiere erfolgte visuell, d.h. es wurden nur aktive, vital aussehende Tiere selektiert Respiration Die Atmungsaktivität der von der Befallsfläche gewonnenen Eonymphen, Pronymphen und Puppen wurde mit einem selbstregistrierenden, volumetrischen Mikrorespirometer nach Pruscha (1984) gemessen. Das Mikrorespirometer besteht aus 10 Messstationen, die mit einem Computer verbunden sind. Die Messungen wurden in einem Wasserbad durchgeführt, dessen Temperatur über eine Pumpe reguliert und individuell angepasst wurde (Abb. 16). Jede Messeinheit besteht aus fünf Grundelementen (Abb. 17). Abb. 16: Mikrorespirometer nach Pruscha (1984), Eigenbau Abb. 17: Messeinheit im Detail (Pruscha, 1984) Der Manometerblock (A) beinhaltet ein Respirationsgefäß (2), ein Kompensationsgefäß (3) und das eigentliche Manometer (1), welches aus einer V-förmigen Bohrung besteht, die mit dem Respirationsgefäß und dem Kompensationsgefäß verbunden ist. Das Respirationsgefäß ist ein Plastikröhrchen, in dem sich ein mit Kalilauge (KOH; 20 %) getränkter Wattebausch in einem Glasschälchen befindet. Darüber befindet sich ein feinmaschiges Netz, welches den Kontakt des Versuchstieres mit der KOH Lösung verhindert. Im durch die Bohrung entstandenen Hohlraum befindet sich Haushaltsöl (Wenko). Der Manometerblock ist mit einer Mikroliterspritze (B) verbunden, welche für eine geregelte Luftzufuhr in das Respirationsgefäß sorgt. Das Einspritzen von Luft wird durch einen Motor mit Getriebe reguliert (D), welcher eine Mikrometerschraube (C) bewegt, sobald er ein Signal von der Infrarot-Lichtschranke (IRL) erhält. Die Infrarot-Lichtschranke wird durch die Veränderung des Ölstandes in der Bohrung ausgelöst, diese entsteht durch den

32 Druckabfall verursacht durch die Atmungsaktivität (O 2 Verbrauch) der Versuchstiere. Durch die Atmung wird CO 2 freigesetzt, welches von der Kalilauge gebunden wird, dadurch entsteht ein Unterdruck im Respirationsgefäß, die Ölsäule steigt und passiert die Lichtschranke. Durch dieses Signal wird das Nachdrücken von Luft aus der Mikroliterspritze ausgelöst. Das Versuchstier wurde mit Hilfe einer Federpinzette in das Respirationsgefäß gelegt, das Respirationsgefäß an den Manometerblock angesteckt und in das Wasserbad getaucht. Anschließend wurde die Mikrometerschraube (automatisch gesteuert) nach oben geschraubt und somit die 100 µl Mikroliterspritze (Hamilton, gasdicht) mit Luft gefüllt. Die Versuchstiere wurden für 30 min im Wasserbad belassen, um sich zu akklimatisieren. Danach wurden die beiden Stössel am Mikrometerblock festgezogen und somit das System geschlossen. Mit der Feinjustierschraube wurde die Höhe der Ölsäule so angepasst, dass sie die Lichtschranke auslöste (erkennbar am Aufleuchten eines grünen Lichts am Manometerblock). Bei konstantem Leuchten ist das System dicht und die Messungen konnten gestartet werden. Die Messungen wurden in monatlichen Intervallen von April bis Juli 2016 durchgeführt (Tab. 3). Tab. 3: Zeitlicher Ablauf, Anzahl, Entwicklungsstadium und Geschlecht der getesteten Individuen und Wassertemperatur während den Respirationsmessungen von April bis Juli 2016 Datum Temperatur Eonymphen Pronymphen Puppen C n n n n n n Wasserbad Männchen Weibchen Männchen Weibchen Männchen Weibchen 4. & 5. April / / 5. & 14 Mai & 9. Juni / / Juli 22 / 9 / / / / Die Raumklimatisierung und die Pumpe für das Wasserbad wurden jeweils 24 Stunden vor Beginn der Messungen eingeschaltet, um eine konstante Temperatur während der Messungen zu erreichen. Vor Beginn der monatlichen Messungen wurde die Watte in den Respirationsgefäßen gewechselt und mit 2 Tropfen 20 %iger KOH beträufelt, um eine ausreichende CO 2 Absorption zu gewährleisten

33 Für die Berechnung des Sauerstoffverbrauches wurde für jede Messung eine Zeitspanne von 1-4,5 Stunden herangezogen, in welcher die Atmung der Tiere möglichst gleichmäßig verlief. Es wurden Anfangswert und Endwert jedes Tieres ermittelt und die Differenz daraus mit dem vorgegebenen Multiplikationsfaktor für die jeweilige Messeinheit (100 µl Spritze des Mikrorespirometers) multipliziert, um den O 2 Verbrauch in µl zu erhalten. Die Atmungsaktivität wurde in µl O 2 pro mg Körpergewicht und Stunde, über die gemessene CO 2 Produktion, berechnet. Formel: BC-($DEFGC&'&CäC (µl O 2 h mg FG) = R T UV W VX A E MF t FG = Anfangswert (Messwert) = Endwert (Messwert) = Multiplikationsfaktor (Spritzenvolumen) = Zeit in h = Frischgewicht in mg Unterkühlungspunkt Der Unterkühlungspunkt (Supercooling Point, SCP) der Eonymphen, Pronymphen und Puppen wurde mit Hilfe von Thermoelementen (Riacon), die über ein Messsystem (OMEGA OMB-DAQ-56) mit einem Computer verbunden sind, bestimmt (Abb. 18). Das verwendete Messsystem verfügt über 10 Steckplätze für Thermoelemente, sodass 10 Tiere gleichzeitig gemessen werden können. Die Temperatur wurde einmal pro Sekunde gemessen. Die Messeinheit besteht aus einem Thermosensor (Draht), einem Probenbehälter (Plastik) für die zu messenden Tiere und einem Schutzbehälter (Plastik) zur besseren Isolierung (Luft) (Abb. 19). Der Thermosensor befindet sich in einem Metallröhrchen, an dessen Ende er ca. 1 mm hervorsteht. An diesem Metallröhrchen befindet sich ein verstellbares Stecksystem, mit dessen Hilfe der Probenbehälter befestigt werden kann. Um den Sensor und den Probenbehälter wird der Schutzbehälter geschraubt. Um die notwendige Temperaturabsenkung zu erreichen, wurden die Thermoelemente in einen handelsüblichen Gefrierschrank (-25 C) gelegt. Der Temperaturabfall beträgt ca. 1 C pro Minute und wird für jedes Thermoelement einzeln mit dem Programm pdagview 1.9 am Computer aufgezeichnet und graphisch dargestellt. An jenem Punkt, an dem das Wasser im Versuchstier zu

34 frieren beginnt, steigt die Temperatur sprunghaft an (Kristallisationswärme wird freigesetzt; exotherme Reaktion). Der Temperaturwert unmittelbar vor dem Anstieg der Kurve wird als Supercooling Point (Unterkühlungspunkt) bezeichnet (Abb. 20). Schutzbehälter Temperatursensor Probenbehälter Versuchstier Abb. 18: Messstation zur Bestimmung des Supercooling Points Abb. 19: Thermoelement Temperatur [ C] Abb. 20: Temperaturverlauf einer SCP Messung. Der rote Pfeil markiert den SCP Die Versuchstiere wurden zur Messung mit einer Federpinzette in die Probenbehälter gelegt, dabei wurde darauf geachtet, sie möglichst flach auf den Boden des Behälters zu legen. Anschließend

35 wurde der Probenbehälter auf das Metallröhrchen mit dem Thermosensor gesteckt. Die Entfernung zwischen Thermosensor und dem Boden des Probebehälters wurde durch den verstellbaren Steckverschluss der Größe des Versuchstieres angepasst. Hierbei wurde darauf geachtet das Tier nicht zu quetschen, aber dennoch mit dem Sensor dessen Oberfläche zu berühren. Zuletzt wurde der Schutzbehälter aufgeschraubt und der Vorgang für die restlichen neun Thermoelemente wiederholt. Das Programm für die Aufzeichnung am PC wurde gestartet und die Thermoelemente mit den Versuchstieren in den Gefrierschrank gehängt. Die Tiere wurden solange abgekühlt bis bei jeder der Kurven ein Anstieg am Bildschirm erkennbar war. Die Versuchstiere wurden wieder aus dem Probenbehälter entnommen, auf Vitalität geprüft und in einem beschrifteten 2 ml Eppendorfröhrchen bis zur Gefriertrocknung in der Tiefkühltruhe gelagert. Die Messungen wurden von April bis Juli 2016 in monatlichen Abständen durchgeführt (Tab. 4). Tab. 4: Zeitlicher Ablauf und Anzahl, Entwicklungsstadium und Geschlecht der getesteten Individuen für die Supercooling Point Messungen von April bis Juli 2016 Datum Eonymphen Pronymphen Puppen n Männchen n Weibchen n Männchen n Weibchen n Männchen n Weibchen 5. April / / 14. Mai Juni 9 9 / / Juli / 9 / / / /

36 2.4 Biochemische Untersuchungen Frisch- und Trockengewicht Um den Wassergehalt der Versuchstiere zu ermitteln, wurden die Individuen nach dem Wiegen in einem Lyophilisator (LYOVAC GT2) gefriergetrocknet und danach nochmals gewogen. Im ersten Schritt wurde die integrierte Kühlung im Gefriertrockner aktiviert. Im zweiten Schritt wurde ein Unterdruck in der Trockenkammer erzeugt, dies verhindert die Bildung der flüssigen, und ermöglicht einen direkten Übertritt von der festen (Eis) zur gasförmigen (Dampf) Phase des Wassers. Die Gefriertrocknungsanlage besteht aus zwei Kammern, eine Kammer ist mit kühlbaren Platten ausgestattet, auf denen die Proben platziert werden, die zweite Kammer ist die sogenannte Kondensationskammer, in der die verdampfte Flüssigkeit aufgefangen wird. Während der Trocknung sind diese beiden Kammern verbunden. Nach dem Ende der Trocknung werden die Kammern manuell getrennt und das Wasser aus der Kondensationskammer über einen Schlauch abgelassen. Die Metallplatten aus der Trockenkammer wurden bis zur nächsten Verwendung in einem Gefrierschrank vorgekühlt. Die Berechnung des Wassergehaltes in Prozent erfolgte durch die Errechnung der Differenz zwischen dem Frischgewicht (FG) und dem Trockengewicht (TG) nach der Gefriertrocknung. Formel: YFEE)+D)ZF[C (%) = VX ]X 100 VX Das Frischgewicht (auf 0,1 mg genau) wurde unmittelbar vor dem Einfrieren der Tiere mit einer Mikrowaage (METTLER TOLEO MT5) ermittelt. Anschließend wurden die Tiere in 2 ml Eppendorfbehälter gelegt. Die Eppendorfbehälter wurden fortlaufend nummeriert und offen (um ein Abdampfen des Wassers zu ermöglichen) in Kartonschachteln auf die gekühlten Metallplatten in der Gefriertrocknungsapparatur für 10 Tage getrocknet. Danach wurden die Tiere gewogen und für weitere 24 Stunden gefriergetrocknet. War danach das Gewicht unverändert, wurden die Tiere in einem Exsiccator mit Silicagranulat (zur Absorption von Feuchtigkeit) bei Raumtemperatur aufbewahrt. Diese Tiere wurden dann für die biochemischen Untersuchungen verwendet

37 2.4.2 Energiehaushalt Um den Energiehaushalt von Eonymphen, Pronymphen, Puppen und Imagines von C. abietis zu bestimmen, wurde die Methode von Foray et al. (2012) adaptiert. Bei diesen Bestimmungen der Zucker-, Glykogen,- und Fettgehalte handelt es sich um eine Weiterentwicklung der Methode von Van Handel (1985), bei der alle Komponenten an einem einzigen Individuum gemessen werden können. Neben den drei genannten Hauptgruppen wurde zusätzlich der Proteingehalt der Tiere bestimmt. Für die Untersuchung von C. abietis waren einige Adaptierungen der Methode nötig. Versuchstiere Als Versuchstiere wurden Männchen und Weibchen von C. abietis aus allen Entwicklungsstadien herangezogen (Tab. 5). Tab. 5: Zeitlicher Ablauf, Anzahl der getesteten Individuen mit zugehörigen Entwicklungsstadien und Geschlecht zur Bestimmung von Wasser-, Protein-, Lipid-, Zucker- und Glykogengehalten von April bis Juli 2016 Datum Eonymphen Pronymphen Puppen Imagines n Männchen n Weibchen n Männchen n Weibchen n Männchen n Weibchen n n Männchen Weibchen / / 5. April / / / / 14. Mai / / 9. Juni 9 9 / / 3 4 / / 14. Juni / / / / / / Juli / 9 / / / / / / Eonymphen, Pronymphen und Puppen mit einem Gewicht unter 100 mg wurden als Männchen gewertet, jene mit einem Gewicht über 100 mg als Weibchen. Das Geschlecht der Imagines wurde morphologisch bestimmt. Die gefriergetrockneten Versuchstiere wurden in eine 10 ml Eprouvette (Schott Duran, 16 x 100 mm; 1-1,2 mm) gelegt und in 2 ml wässrigem Lysispuffer (100 mm KH 2 PO mm DTT + 1 mm EDTA; ph 7,4) homogenisiert (IKA Ultra-Turrax T25). Dithiothreitol (Sigma; G) ist ein Reduktionsmittel, welches Proteine stabilisiert und die Oxidation von Cysteinresten verhindert

38 Ethylendiamintetraessigsäure EDTA (Merck; ) bindet Metallionen, um ein Blockieren von Enzymen zu verhindern. Gesamtprotein Der homogenisierte Insektenkörper wurde für 5 Minuten bei 30 C im Ultraschallbad (Elma; Transsonic TS540) durchmischt und dann bei 300 U/min und 4 C für 15 Minuten zentrifugiert (Heraeus; Varifuge 3.OR). Vom Überstand der Probe wurden zweimal 10 µl entnommen und in zwei 1,5 ml Eppendorfröhrchen pipettiert. Dabei wurde darauf geachtet die Lipidschicht, welche sich an der Oberfläche des Homogenisates bildete, nicht zu entfernen. Für den Fall, dass eine Messung wiederholt werden musste, wurde eines der beiden Eppendorfröhrchen tiefgekühlt. Zu den 10 µl wurden 40 µl (bei Männchen) oder 80 µl (bei Weibchen) Lysispuffer hinzugefügt. Davon wurden 30 µl in ein neues 1,5 ml Eppendorfröhrchen pipettiert und 900 µl Bradford Reagenz (Sigma; Bradford Reagent) hinzugefügt. Von dieser Lösung wurden 3 x 250 µl in die 96-well Mikrotiterplatte aus Kunststoff (BRAND; ) pipettiert. Als Standard diente eine BSA (Sigma; Bovine Serum Albumin) Lösung (1 mg/ml) in wässrigem Lysispuffer (Tab. 6). Tab. 6: Verdünnungsreihe des BSA-Standards für die Bestimmung der Proteingehalte Standard BSA stock (1 mg/ml) Lysis Puffer Protein [µl] [µl] [mg/ml] Blank ,0 S ,1 S ,2 S ,4 S ,6 S ,8 S ,0 Je 30 µl der Standards (B-S6) wurden in 1,5 ml Eppis pipettiert, 900 µl Bradford Reagenz hinzugefügt und gevortext. Davon wurden dann 3 x 250 µl in die Mikrotiterplatte pipettiert. Die Messung erfolgte mit einem Photometer (Thermo SCIENTIFIC Multiscan FC) bei 590 nm. Die Messdaten wurden mit dem Programm SkanIt for Multiscan FC 3.1 aufgezeichnet. Das Bestimmtheitsmaß R

39 der Standardkurven lag zwischen 0,9942 und 0,9995. Der Proteingehalt wurde als prozentueller Anteil am Frischgewicht der Tiere berechnet. Formel: `+,C)&$D)ZF[C (%) = a 2 b c d c 9 VX 100 y n m V 1 V 2 FG = Extinktion bei 590 nm(messwert) = y Achsenabschnitt der Standardkurve = Steigung der Standardkurve = Verdünnungsfaktor = 5 bei Männchen bzw. 9 bei Weibchen = Volumen des Homogenisates = 2 (ml) = Frischgewicht in mg Lösliche Kohlenhydrate Für die Bestimmung der löslichen Kohlenhydrate (Zucker, Zuckeralkohole) wurden 1,98 ml der Probe im Lysispuffer (20 µl wurden zur Proteinbestimmung entfernt) mit 40 mg Natriumsulfat Pulver (Fluka; 71962) versetzt (ergibt 2 %ige Lösung), um die Kohlenhydrate zu lösen. 20 µl Lysis Puffer wurden hinzugegeben, um wieder das ursprüngliche Volumen von 2,0 ml zu erreichen. 2 ml Chloroform (CHCl 3 ):Methanol (MeOH) Lösung (1:1, V:V) wurden in die Eprouvetten pipettiert, gevortext und bei 400 U/min und 4 C für 15 Minuten zentrifugiert. Der Überstand wurde in eine neue Eprouvette überführt und die Extraktion wiederholt. Der Überstand wurde mit dem vorigen vereint. Das Pellet wurde später für die Glykogenbestimmung verwendet. Die Eprouvette mit dem Überstand wurde bei 4000 U/min bei 22 C für 5 min zentrifugiert, um die Chloroform- von der Methanolphase zu trennen. Je 1 ml der Chloroform- und Methanolphase wurden in 1,5 ml Eppendorfröhrchen pipettiert und tiefgekühlt. Die Chloroformphase wurde zur Lipidbestimmung, die Methanolphase zur Zuckerbestimmung verwendet

40 Als Standard für die Zuckergehalte wurde D-Glukose (1 mg/ml) in CHCl 3 :MeOH Lösung (1:2, V:V) eingesetzt (Tab. 7). Tab. 7: Verdünnungsreihe des Glukose-Standards für die Bestimmung der löslichen Kohlenhydrate Standard D-Glu stock (1 mg/ml) MeOH : H 2 O Glukose [µl] [µl] [mg/ml] Blank ,0 S ,1 S ,2 S ,3 S ,4 S ,5 S ,6 S ,8 S ,0 Je 100 µl der Standards (B-S8) und der Proben wurden in 2 ml Eppendorfröhrchen pipettiert und mit 1,5 ml Anthron Reagenz mit einer Konzentration von 1,42 g/l (385 ml H 2 SO 4 (95-98 %) ml Aqua dest mg Anthron Pulver (Sigma; G)) versetzt. Die Eppendorfröhrchen wurden verschlossen, bei 90 C für 15 min im Wasserbad erhitzt, gevortext und auf Raumtemperatur gekühlt. Davon wurden dann 3 x 250 µl in die 96-well Mikrotiterplatte (Brosilikatglas; Hellma Analytics Quartz Microplate) pipettiert. Die Messung erfolgte mit einem Photometer (Thermo SCIENTIFIC Multiscan FC) bei 620 nm Wellenlänge. Die Aufzeichnung der Messdaten erfolgte mit dem Programm SkanIt for Multiscan FC 3.1. Das Bestimmtheitsmaß R 2 der Standardkurven lag zwischen 0,9934 und 0,9995. Der Zuckergehalt (als Glukose Äquivalent) wurde als prozentueller Anteil am Frischgewichte der Tiere berechnet

41 Formel: e(fg)+d)zf[c (%) = a 2 b VX c d 100 y n m V 1 FG = Extinktion bei 620 nm (Messwert) = y Achsenabschnitt der Standardkurve = Steigung der Standardkurve = Verdünnungsfaktor = 4 (Volumen der wässrigen Methanolphase 4 ml) = Frischgewicht in mg Gesamtlipide Zur Bestimmung der Lipidgehalte der Tiere wurden 250 µl der Chloroformphase in ein 1,5 ml Eppendorfröhrchen pipettiert und im Abzug bei 60 C im Wasserbad für ca. zwei Stunden getrocknet. Zur Herstellung des Hydroxylamin Reagenz wurden die Stammlösungen A (8 g NaOH (Merck; ) + 5 ml Aqua dest. auf 100 ml mit EtOH (VWR; ) aufgefüllt) und B (4 g Hydroxylamin (Merck; ) + 5 ml Aqua dest. auf 100 ml mit EtOH aufgefüllt) zu gleichen Volumina gemischt und bei 22 C bei 3000 U/min für 4 min zentrifugiert. Der Überstand wurde als Reagenz verwendet. Der Rückstand der Proben wurde mit 250 µl Hydroxylamin Reagenz versetzt, gevortext, für 3 min bei 60 C im Wasserbad erhitzt und 5 min bei Raumtemperatur abgekühlt. Das Eisenperchlorat Reagenz wurde bereitet, indem 4 ml der Stammlösung (5 g Eisenperchlorat (ALDRICH; ) + 5 ml Aqua dest ml 70 %iger HClO 4 auf 100 ml mit EtOH aufgefüllt) mit 30 ml 70 %iger HClO 4 versetzt und auf 100 ml mit EtOH aufgefüllt wurden. 625 µl des Eisenperchlorat Reagenz wurden in das 1,5 ml Eppendorfröhrchen pipettiert, gevortext und 3 x 250 µl pro Probe/Standard in die 96-well Quarzglasmikrotiterplatte überführt. Als Standard wurden 100 µl Ölsäuremethylester OME (0,87 g/ml) (ALDRICH; 31,111-1) in 10 ml CHCl 3 verwendet (Tab. 8)

42 Tab. 8: Verdünnungsreihe des OME-Standards für die Bestimmung der Lipidgehalte Standard Ölsäuremethylester (8,7 mg/ml) [µl] Lipide total [mg] Blank 0 0 S1 25 0,218 S2 50 0,435 S3 75 0,653 S ,87 S ,088 S ,305 S ,523 S ,74 Die Standards wurden in 1,5 ml Eppendorfröhrchen pipettiert, bei 60 C im Wasserbad getrocknet, mit 250 µl Hydroxylamin Reagenz versetzt, für 3 min bei 60 C im Wasserbad erhitzt, 625 µl Eisenperchlorat Reagenz hinzugefügt und je 3 x 250 µl in die 96-well Mikrotiterplatte (Brosilikatglas; Hellma Analytics Quartz Microplate) pipettiert. Anschließend wurde die Absorption im Photometer (Thermo SCIENTIFIC Multiscan FC) bei 520 nm gemessen. Die Aufzeichnung der Messdaten erfolgte mit dem Programm SkanIt for Multiscan FC 3.1. Das Bestimmtheitsmaß R 2 der Standardkurven lag zwischen 0,9917 und 0,9985. Der Lipidgehalt (als OME Äquivalent) wurde als prozentueller Anteil am Frischgewicht der Tiere berechnet. Formel: g&*&%d)zf[c (%) = a ± 2 b c d VX 100 y n m V 1 FG = Extinktion bei 520 nm (Messwert) = y Achsenabschnitt der Standardkurve = Steigung der Standardkurve = Verdünnungsfaktor = 8 (250 µl aus 2 ml Homegenisat) = Frischgewicht in mg

43 Glykogen Um den Glykogengehalt der Tiere zu bestimmen, wurde das Pellet in 1 ml wässrigem Methanol (80 %) gelöst. Die Probe wurde gevortext und bei 4000 U/min bei Raumtemperatur (22 C) für 5 Minuten zentrifugiert. Der Überstand wurde mit einer Pasteurpipette entfernt und verworfen. Das Waschen des Pellets wurde zweimal wiederholt. Das gewaschene Pellet wurde nun mit 5 ml Anthron Reagenz versetzt. Zur Erstellung einer Kalibrierkurve wurde D-Glukose (2 mg/ml) in MeOH:H 2 O (1:1; V:V) verwendet (Tab. 9). Tab. 9: Verdünnungsreihe des Glukose-Standards für die Bestimmung der Glykogengehalte Standard D-Glu stock (2 mg/ml) MeOH : H 2 O Glukose [µl] [µl] [mg/ml] Blank ,0 S ,2 S ,4 S ,6 S ,8 S ,0 S ,2 S ,6 S ,0 Die Eprouvetten mit den Proben und den Standards wurden für 15 Minuten bei 90 C im Wasserbad inkubiert. Danach wurden die Eprouvetten auf Eis gekühlt und bei 4000 U/min bei Raumtemperatur (22 C) für 3 min zentrifugiert, um grobe Partikel vor der Messung zu entfernen. Je 3 x 250 µl der Proben/Standards wurden in die wells der Brosilikatglas-Mikrotiterplatte (Hellma Analytics Quartz Microplate) pipettiert. Anschließend wurde die Absorption im Photometer (Thermo SCIENTIFIC Multiscan FC) bei 620 nm gemessen. Die Aufzeichnung der Messdaten erfolgte mit dem Programm SkanIt for Multiscan FC 3.1. Das Bestimmtheitsmaß R 2 der Standardkurven lag zwischen 0,9978 und 0,9998. Der Glykogengehalt (als Glukose-Äquivalent) wurde als prozentueller Anteil am Frischgewicht der Tiere berechnet

44 Formel: % i[jg,d)$d)zf[c = a 2 b VX 100 y n m FG = Extinktion (Messwert) = y Achsenabschnitt der Standardkurve = Steigung der Standardkurve = Frischgewicht in mg 2.5 Statistische Analysen Die statistische Auswertung erfolgte mit SPSS 23.0 für Windows und Microsoft Excel für Mac OSX. Mittelwerte (MW) ± Standardfehler (SE) sowie die Anzahl der Individuen (n) wurden angegeben. Die Werte wurden im Vorfeld auf Abhängigkeiten geprüft. Signifikante Unterschiede zweier Gruppen wurden mit stichprobenunabhängigem t-test ermittelt. Mittelwerte von mehr als zwei Gruppen wurden mit einer einfaktoriellen Varianzanalyse (ANOVA) und einem Post-Hoc-Test (Scheffé) getestet. Die Irrtumswahrscheinlichkeit (Signifikanzniveau) wurde auf p < 0,05 gesetzt. P Werte < 0,05 werden als signifikant, p < 0,01 als hoch signifikant und p < 0,001 als höchst signifikant bezeichnet. Bivariate, lineare Zusammenhänge wurden mittels Pearson Korrelationskoeffizient (r) ermittelt, r Werte < 0 werden als negative, r Werte > 0 als positive Korrelation gewertet; bei r Werten = 0 besteht kein Zusammenhang der Variablen. Die Irrtumswahrscheinlichkeit (Signifikanzniveau) wurde auf p < 0,05 gesetzt (2-seitig). Grafiken wurden mit Microsoft Excel und Ibm SPSS erstellt

45 3. Ergebnisse 3.1 Nymphen im Boden Individuendichte im Boden Die Dichte der Nymphen und Puppen im Boden nahm von März bis August 2016 um 95 % ab. Pronymphen und Puppen wurden nur im März und Mai gefunden, Eonymphen waren im März, Mai und August vorhanden, wobei ihr Anteil bis zum alleinigen Vorkommen im August anstieg (= Überlieger). Pronymphen und Puppen schlüpften als adulte Wespen im Frühsommer. Die Anzahl der Tiere im Boden schwankte sehr stark, sowohl zwischen den einzelnen Probebäumen als auch zwischen den drei Terminen. Zum Zeitpunkt der Probenahme im März wurden insgesamt 582 Nymphen und 1 Puppe in den 22 Bodenproben gefunden. Im Durchschnitt wurden 265 Tiere pro m 2 errechnet. Der Anteil der Pronymphen betrug 90,2 % (n = 526), der der Eonymphen 9,6 % (n = 56) und der der Puppen 0,2 % (n = 1). Die meisten Nymphen (n = 96) wurden bei Baum Nr. 14 gefunden, bei allen Bäumen fand sich zumindest eine Nymphe (Abb. 21). Zum Zeitpunkt der Probenahme im Mai wurden 290 Nymphen und 16 Puppen in den 22 Bodenproben gefunden. Im Durchschnitt wurden 139 Tiere pro m 2 errechnet. Der Anteil der Pronymphen betrug 73 % (n = 222), der der Eonymphen 22 % (n = 68) und der der Puppen 5 % (n = 16). Der Schlupf der adulten Blattwespen begann erst im Juni, somit stellten die ermittelten Zahlen für Pronymphen und Puppen die schlupfbereiten Tiere im Jahr 2016 dar (Abb. 21). Zum Zeitpunkt der Probenahme im August wurden insgesamt 30 Eoymphen in 10 Bodenproben gefunden, die meisten Nymphen fanden sich bei Baum Nr. 4 (n = 12), 12 Proben enthielten keine Nymphen. Im Durchschnitt sind das 14 Tiere pro m 2. Diese Eonymphen stellen den Anteil an Überliegern dar, Pronymphen und Puppen wurden zu diesem Zeitpunkt keine gefunden (Abb. 21). Für alle drei Sammeltermine gemeinsam, bezogen auf 0,1 m 2 Bodenprobe, wurden die meisten Eonymphen bei den Bäumen 4 (n = 19), 9 (n = 13), 11 (n = 11) und 19 (n = 11) und die meisten Pronymphen bei den Bäumen 9 (n = 62), 10 (n = 50), 12 (n = 49), 13 (n = 49) und 14 (n = 93) gefunden

46 Eonymphen Pronymphen Puppen n pro 0,1 m² Mär Aug Mär Aug Mär Aug Mär Aug Mär Aug Mär Aug Mär Aug Mär Aug Mär Aug Mär Aug Mär Aug Mär Aug Mär Aug Mär Aug Mär Aug Mär Aug Mär Aug Mär Aug Mär Aug Mär Aug Mär Aug Mär Aug a Baumnummer / Probenahme Abb. 21: Anzahl an Eonymphen, Pronymphen und Puppen von C. abietis in 0,1 m 2 Bodenprobe bei den 22 Probebäumen der Befallsfläche im März, Mai und August

47 3.1.2 Entwicklung der Individuendichte im Boden Im März wurden insgesamt 583 Individuen in 22 x 0,1 m 2 Bodenproben gefunden. Darunter waren 526 Pronymphen (90 %), 56 Eonymphen (9,6 %) und eine Puppe (0,2 %). Im Mai wurden 306 Individuen gefunden. Darunter waren 222 Pronymphen (73 %), 68 Eonymphen (22 %) und 16 Puppen (5 %). Im August wurden 30 Individuen gefunden, alle befanden sich im Eonymphenstadium. Die durchschnittliche Dichte an Individuen pro m 2 nahm von n = 265±44 im März über n = 139±21 im Mai und n = 14±6 im August 2016 ab (Abb. 22). Der prozentuelle Anteil der Pronymphen fiel von 90 % im März auf 73 % im Mai, auf 0 % im August. Der prozentuelle Anteil der Eonymphen stieg hingegen von 9,6 % im März auf 22 % im Mai. Im August befanden sich alle gefundenen Larven im Eonymphenstadium. Im März wurde in der oberen Streuschicht eine einzelne Puppe gefunden (0,2 %). Im Mai betrug der prozentuelle Anteil der Puppen 5 % an der Gesamtzahl der gefundenen Individuen (Abb. 23). 100% 90% 80% 70% 60% 50% 40% 30% 20% 10% 0% März Mai August Puppen Pronymphen Eonymphen Abb. 22: Anzahl von C. abietis Eonymphen, Pronymphen und Puppen pro m 2 (22 Probebäume) im März, Mai und August 2016 Abb. 23: Relative Anteile von Eonymphen, Pronymphen und Puppen von C. abietis im Boden im März, Mai und August

48 3.1.3 Vitalität und Fitness der Individuen im Boden Alle in den Bodenproben von März, Mai und August gefundenen Individuen wurden drei Fitnesskategorien zugeteilt: lebend (fit), parasitiert oder tot. Im März machten 54,4 % (n = 286) der Pronymphen einen vitalen Eindruck (lebend = fit), 8,2 % (n = 43) waren tot und 37,4 % (n = 197) waren parasitiert. 94,6 % (n = 53) der Eonymphen waren fit, 3,6 % (n = 2) tot und 1,8 % (n = 1) parasitiert. Die einzige aufgefundene Puppe lebte (fit). Im Mai waren 86,4 % (n = 191) der Pronymphen lebend (fit), 0,5 % (n = 1) tot und 13,5 % (n = 30) parasitiert. Von den Eonymphen waren 76,5 % (n = 52) lebend (fit), 1,5 % (n = 1) tot und 22 % (n = 15) parasitiert. Zwei Drittel (n = 8) der Puppen waren lebend (fit), und ein Drittel (n = 4) parasitiert. Im August waren knapp 97 % (n = 30) der Eonymphen vital und nur 3 % (n = 1) parasitiert (Abb. 24) Eonymphen Pronympen Puppen Eonymphen Pronymphen Puppen Eonymphen Pronymphen Puppen n absolut Puppen parasitiert Puppen tot Puppen lebend (fit) Pronymphen parasitiert Pronymphen tot Pronymphen lebend (fit) Eonymphen parasitiert Eonymphen tot Eonymphen lebend (fit) März Mai August Abb. 24: Vitalitätszustand von C. abietis Eonymphen, Pronymphen und Puppen im März, Mai und August Die gefundenen Individuen wurden pro Termin für alle 22 Probebäume zusammengefasst

49 Bei weitem am häufigsten parasitiert waren die Pronymphen, im März lag der Anteil an parasitierten Tieren bei 37,4 %. Unter den weiblichen Pronymphen (n = 172) wurde eine höhere Parasitierungsrate (55, 8 %; n = 96) als bei den männlichen (n = 250) festgestellt (43,6 %; n = 109). Bei der Bewertung der Parasitierung wurde zwischen Parasitoiden und entomopathogenen Pilzen unterschieden, Hinweise auf parasitische Nematoden gab es keine wurden ph Messungen des Bodens auf der Befallsfläche durchgeführt (Gober, 2017; Zelinka, 2017). Die ph-werte lagen zwischen 3,6 und 4,1, die Wahrscheinlichkeit eines Nematodenbefalls ist als sehr gering einzuschätzen. Im März wurden nur zwei Cephalcia Nymphen gefunden, die von einem entomopathogenen Pilz befallen waren (eine Eonymphe und eine Pronymphe), diese Tiere waren dunkel verfärbt, aber nicht vertrocknet. Nach einigen Tagen bildete sich ein weißer Mycelrasen an der Oberfläche. Die übrigen parasitierten Pronymphen waren von parasitischen Insekten befallen, bei den meisten konnte man die Parasitoidenlarven schon durch die Kutikula erkennen, bei einigen waren nur weiße Hämozytenklumpen erkennbar. Es wurden fünf Pronymphen mit Hämozytenklumpen und fünf mit Parasitoidenlarven seziert. Dabei stellte sich heraus, dass jene mit Parasitoidenlarven eine, zwei oder sogar drei Parasitoiden enthielten (Abb. 25), wobei diese die Leibeshöhle des Wirtes komplett ausfüllten. Interessant ist die Tatsache, dass sich bei allen anderen parasitierten Pronymphen, die weiter beobachtet wurden, immer nur eine Parasitoidenlarve ausbohrte und verpuppte (Abb. 26 und 27), was auf intraspezifische Konkurrenz hindeuten könnte. Die Cephalcia Nymphen verfärbten sich kurz vor dem Schlüpfen der Parasitenlarven vom Kopf ausgehend braun, verendeten aber erst nach dem Ausbohren der Tachinenlarven. Bei allen ausgebohrten Parasitoidenlarven handelte es sich um die Tachine Myxexoristops abietis Herting (P. Cerretti, Univ. Rom, pers. Mitteilung). Die Tachinenlarven (Abb. 26), bildeten nach dem Ausbohren die typischen Tönnchen zur Verpuppung (Abb. 27). Nach etwa zwei Wochen schlüpften die adulten Raupenfliegen (Abb. 28). Die Ursache für die weißen Hämozytenklumpen konnte nicht festgestellt werden. In den fünf sezierten Larven wurden keine abgekapselten oder lebenden Parasitoidenlarven gefunden, auch eine bakterielle Infektion konnte nicht festgestellt werden

50 Abb. 25: Sezierte C. abietis Pronymphe mit frühen Stadien von Myxexoristops abietis Larven Abb. 26: Frisch ausgebohrte Larve von Myxexoristops abietis aus einer C. abietis Pronymphe Abb. 28: Adulte Raupenfliege (Myxexoristops abietis) Abb. 27: Tönnchenpuppe von Myxexoristops abietis neben einer C. abietis Pronymphe