Membranen und Potentiale

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Dominik Baumann
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1 Membranen und Potentiale 1. Einleitung 2. Zellmembran 3. Ionenkanäle 4. Ruhepotential 5. Aktionspotential 6. Methode: Patch-Clamp-Technik Quelle: Thompson Kap. 3, (Pinel Kap. 3) 2. ZELLMEMBRAN Abbildung Pinel 3.7, Th 3.1 und 3.2 (oder B & S a, b) Abgrenzung zur Umgebung, Schutzfunktion; Informationsaustausch über Ionenkanäle und Rezeptoren in der Membran ca. zehn Milliardstel Meter dick (= 10 nm) Zweischichtige flüssig-flexible Membran bestehend aus Phosphoglyceriden (Phospholipiden; Doppel-Lipidmembran, bilayer, mit a) hydrophilem Kopf aus Phosphorsäure, b) lipophilem Doppel-Schwanz aus Fettsäuren (mit Kohlenwasserstoffketten) andere Moleküle in Zellmembran sind Proteine (transmembrane, integrale und periphere Proteine; periphere P. besitzen häufig Kohlenhydratseitenketten. Vier allgemeine Funktionen: Stellen Poren & Kanäle dar Träger- und Transportmoleküle Beteiligung an Stoffwechsel Beitrag zur Membranstabilität 3. IONENKANÄLE leiten Ionen (= Atome oder Moleküle mit positiver oder negativer elektrischer Ladung) mit hoher Geschwindigkeit durch die Zellmembran; Kationen, Anionen in wässrigen Medien: Wassermoleküle gruppieren sich um die Ionen Hydratisierte Ionen Abb. Neurowissenschaften 7.1 1/5

2 integrale Membranproteine, welche Tunnel durch die gesamte Membran bilden (Abb. Pinel 3.7) zu eng, um große Moleküle (etwa Zucker) passieren zu lassen weit genug, um Kaliumionen (K + ), Natriumionen (Na + ) und Chloridionen (Cl - ) passieren zu lassen extrem hohe Geschwindigkeit der Ionenleitung (100 Millionen Ionen pro Sekunde können einen Kanal passieren) relativ wenig Kanäle pro Zelle (ca. 1 Natrium-Kanal pro 1 Millionen Membranmoleküle) Abb. Neurowissenschaften 7.2 & 7.3 hochselektiv für verschiedene Ionenarten; beruht auf Durchmesser des Ions mit Hydrathülle oder auf spezifischen Selektionsfiltern (sehr komplex; z.t. noch unklar) Abb. Thompson 3.4 zwei Typen: a) offen (ohne Verschlussmechanismus; Bsp. Kaliumkanäle) oder b) schließbar (durch besondere Tore, gates, Bsp. Natriumkanäle) 4. RUHEPOTENTIAL Abb. Pinel 4.1 im Ruhezustand besteht eine Potentialdifferenz (Spannung) zwischen der elektrischen Ladung im Zellinneren und der elektrischen Ladung im Außenmedium der Zelle (ca. -70 Millivolt) Drei passive Kräfte tragen zum Ruhepotential bei: (a) (b) (c) Elektrostatische Abstoßung (gleiche Ladungen stoßen sich ab) Diffusionskraft (entlang des chemischen Konzentrationsgefälles) Permeabilität der Membran für verschiedene Ionenarten Dynamisches Fließgleichgewicht: Ionen wanderung bis Gleichgewicht der Kräfte erreicht ist; aber immer etwas Pendelverkehr 2/5

3 Hauptgrund f. Spannung: viele negativ geladene Proteinmoleküle in der Zelle, relativ wenige außen Abb. Thompson 3.5 Ionenkanaleigenschaften und Ionenverteilung: - Kalium: die meisten K + -Kanäle sind offen; zusätzlich wenige schließbare; Membran praktisch permeabel für K + ; K + liegt hauptsächlich im Zellinneren; Verteilung von K + hauptverantwortlich für Ruhepotential - Natrium: die meisten Na + -Kanäle sind geschlossen, nur wenige offen; Na + hat es rund 20 mal schwerer als K +, in die Zelle zu gelangen; Na + liegt hauptsächlich außerhalb der Zelle - Chlorid: offene Kanäle; die meisten Ionen liegen außerhalb der Zelle; deutlich weniger Cl - - als K + - oder Na + -Kanäle Tab. Thompson 3.1 Nernst-Gleichung: zur Berechnung der Spannung über der Membran, bei der ein Ionentyp sein Fließgleichgewicht erreicht ist. ((falsche) Grundannahme: Ionen können frei durch die Membran diffundieren); ergibt für - Kalium: ca. -75 mv - Chlorid: ca. -75 mv - Natrium: ca. +50 mv Goldman-Gleichung: Erweiterung der Nernst-Gleichung, um mehr als nur eine Ionenart einzubeziehen unter Berücksichtigung der Permeabilität für jedes Ion; ergibt exakt -70 mv Abb. Thompson 3.7 Natrium-Kalium-Ionenpumpe: wichtig zur Aufrechterhaltung des Ruhepotentials; Energie verbrauchender Prozeß (ATP), der Na + aus der Zelle und K + in die Zelle befördert (Abb. Thompson 3.6) 3/5

4 5. AKTIONSPOTENTIAL Abb. Thompson 3.8 pflanzt sich entlang des Axons fort entsteht in der Regel am Axonhügel (größte Empfindlichkeit des Neurons für Spannungsänderungen) und läuft das Axon entlang bis zu den synaptischen Endknöpfchen Geschwindigkeit: <1 bis 100 m/sec; abhängig von Myelinisierung des Axons und Axonquerschnitt Abb. Thompson 3.10 & 3.13 große und schnelle Änderung der Spannung über den Axonmembran; vom Ruhepotential (ca. -70 mv) schnellt die Spannung innerhalb kurzer Zeit (ca. 1 msec) auf +30 bis +40 mv (Spitzenaktionspotential od. Spike); rascher Abfall unter das Ruhepotential auf ca. -75 mv (Nachpotential) Ablauf: Neurotransmitter-Rezeptoren werden stimuliert geschlossene Na + - und K + - Kanäle öffnen sich dadurch rascher Einstrom von Na + und gleichzeitig Ausstrom von K + kurzfristige Positivierung der Spannung in Richtung Na + - Gleichgewicht (+30 bis + 40 mv) Na + -Kanäle schließen sich wieder erneute Negativierung verlängerter Ausstrom von K + erzeugt Nachpotential (ca. -75 mv) Wiederherstellung des Ruhepotentials Geschlossene Ionenkanäle werden über elektrische Spannung kontrolliert. Öffnen der Na + -Kanäle bei ca. -60 mv (Schwellenpotential); wenn dieses Potential erreicht ist, dann erfolgt eine autoregenerative (selbstverstärkende) Öffnung aller Na + - Kanäle bis maximaler Na + -Einstrom in die Zelle erreicht ist und das Aktionspotential entsteht; unter -60 mv keine Reaktion (Alles-oder- Nichts-Prinzip) absolute Refraktärzeit: Axon kann während des Spikes durch elektrische Reizung kein weiteres Aktionspotential erzeugen relative Refraktärzeit: während des Nachpotentials ist ein stärkerer elektrischer Reiz erforderlich, um erneutes Aktionspotential zu erzeugen 4/5

5 Abb. Thompson 3.13 Erregungsleitung: Nach Einstrom akkumuliert Na + an benachbarten Membraninnenseiten und reduziert das negative Potential; nach Erreichen des Schwellenpotentials öffnen sich auch hier die Na + Kanäle Abb. B&S 3.8 a-d Bei myelinisierten Axonen akkumuliert Na + nur an den Ranvierschen Schnürringen, die ca. 1 mm voneinander entfernt sind; Aktionspotential pflanzt sich in Sprüngen auf dem Axon entlang (saltatorische Erregungsleitung) 6. METHODE: PATCH-CLAMP-TECHNIK Abb. Thompson 3.11 entwickelt von Erwin Neher und Bert Sakmann (MPI Göttingen) zur direkten Registrierung einzelner Ionenkanäle; 1991 Nobelpreis; Glaspipette mit kleiner Spitze (1-3 µm); durch Sog können einzelne Kanäle gemessen werden 5/5

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