Aus dem Institut für Pharmakologie, Toxikologie und Pharmazie der Tierärztlichen Hochschule Hannover

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1 Aus dem Institut für Pharmakologie, Toxikologie und Pharmazie der Tierärztlichen Hochschule Hannover Untersuchung zur Dexamethasonverteilung im Katzenauge nach lokaler Applikation INAUGURAL-DISSERTATION Zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin (Dr. med. vet.) durch die Tierärztliche Hochschule Hannover Vorgelegt von Julia Bessonova aus Uchta, Russland Hannover 2006

2 Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. M. Kietzmann 1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. M. Kietzmann 2. Gutachter: Prof. Dr. M. H. Boevé Tag der mündlichen Prüfung:

3 Meinen Eltern und meinem Mann

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5 1 EINLEITUNG 11 2 LITERATURÜBERSICHT Aufbau des Katzenauges Augenhöhle, Orbita Augenlider Augapfel, Bulbus oculi Sclera und Cornea Netzhaut, Retina Pars optica retinae Pars ceca retinae Tränenapparat, Apparatus lacrimalis Augenkammern und Kammerflüssigkeit Kammerwasserbildung Kammerwasserabfluss Glaskörper, Corpus vitreum Regenbogenhaut (Iris) Linse, Lens Corticosteroide Glucocorticoide Synthese und Sekretion Wirkung der Glucocorticoide Allgemeine Wirkmechanismen Wirkungen auf den Stoffwechsel Wirkungen auf den Wasser- und Elektrolythaushalt Wirkungen über den Mineralocorticoidrezeptor Wirkungen über den Glucocorticoidrezeptor Wirkungen auf das cardiovaskuläre System Wirkungen am ZNS Wirkungen auf das Blut, die Skelettmuskulatur und das Wachstum Antiinflammatorische und immunsuppressive Wirkungen 43

6 2.2.4 Nebenwirkungen der Glucocorticoide Cortisol und seine synthetischen Derivate Pharmakokinetik von Ophtalmica 49 3 MATERIAL UND METHODE Geräte Verbrauchsmaterialien Medikament Chemikalien und Reagenzien Patientengut Klinische Untersuchung Spezielle ophthalmologische Untersuchung Probengewinnung und Lagerung Versuchsaufbau Enukleation der Bulbi oculi Entnahme des Kammerwassers Entnahme von 3. Augenlid, Cornea, Iris und Linse Entnahme von Glaskörperanteilen und der Retina (Choroidea) Probenaufarbeitung Radioimunassay (RIA) Prinzip Spezifität des Antiserums Puffer und Lösungen Gelatine-Phosphat-Puffer (GPP) Dextran-Aktivkohle-Suspension Dexamethason-Standardreihe H-Dexamethason-Lösung Untersuchung der Proben Kalibrationskurve und Berechnung Statistische Auswertung Wiederholbarkeit und Nachweisgrenzen 69 4 ERGEBNISSE 72

7 4.1 Dexamethasonkonzentrationen in den einzelnen Kompartimenten des Katzenauges 71 5 DISKUSSION Fragestellung und Patientengut Lokale Behandlung des Auges Glucocorticoide am Auge Dexamethason in der Cornea und im 3. Augenlid Dexamethason im Kammerwasser Dexamethason in der Iris Dexamethason in der Linse, dem Glaskörper und der Retina Therapeutisch wirksame Konzentration 91 6 ZUSAMMENFASSUNG 93 7 SUMMARY 95 8 LITERATURVERZEICHNIS 97 9 ANHANG 116 Verzeichnis der Abbildungen 116 Verzeichnis der Tabellen 119 DANKSAGUNG 122

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9 Abkürzungen A, Aa. Arteria, Arteriae Abb. Abbildung ACTH Adrenocorticotropes Hormon Ag Antigen Ag* markiertes Antigen (3H-Dexamethason) Ak Antikörper camp zyklisches Adenosinmonophosphat cpm counts per minute CRH Corticotropin-Releasing-Hormon DNA Desoxyribonukleinsäure d.h. das heisst DHEA Dehydroepiandrosteron DXM Dexamethason EEG Elektroenzaphalogramm EKH Europäsche Kurzhaar (Katzenrasse) ENaC epitheliale Natriumkanal et al. et alii Fa. Firma FeLV Felines Leukämie Virus (Katzenleukose) FIP Feline Infektiöse Peritonitis" (ansteckende Bauchfellentzündung) FIV Felines Immundefizienz-Virus g Gramm GC Glucocorticoide GCR Glucocorticoid-Rezeptor GPP Gelatine Phosphat Puffer GRE Glucocorticoid-responsiven Elemente HPA Hypothalamisch-hypophysär-adrenale Achse HSP Hitzeschockprotein kg Kilogramm

10 Konz. Konzentration Lsg. Lösung mg Milligramm ml Milliliter MR Mineralocorticoidrezeptor mrna messenger Ribonukleinsäure ng Nanogramm N. Nervus NPE nicht pigmentierte Epithelium NG Nachweisgrenze NNR Nebennierenrinde NSB Non-specific binding (unspez. Bindung) PE pigmentierte Epithelium pg Picogramm Procc. Processus (Plural) RIA Radioimunassay SGK-Kinase Serum-and glucocorticoid-induced kinase TC Total count (Gesamtradioaktivität) u. und U Umdrehungen v.a. vor allem V k z.b. ZNS z.t. Verteilungskoeffizient zum Beispiel Zentralnervensystem zum Teil µg Mikrogramm µl Mikroliter

11 11 Einleitung 1 Einleitung Entzündete und tränende Augen sind häufige Beschwerden, mit welchen vor allem jüngere Katzen zu kämpfen haben. Die Konjunktivitis (Bindehautentzündung) ist bei der Katze niemals eine Bagatellerkrankung, und häufig sind gleichzeitig andere Symptome wie Schnupfen vorhanden. Es lohnt sich in solchen Fällen die Ursache der Augenentzündung abzuklären und eine spezifische Therapie einzuleiten, damit keine Langzeitschäden entstehen können. Ursächlich kommen für eine Entzündung am Auge z.b. Fremdkörper, einwachsende Haare oder Allergien in Frage. In dieser Übersicht wird aber auf die weitaus häufigeren infektiösen Ursachen und die diagnostischen Möglichkeiten eingegangen. Glucocorticoide stellen eine in der Behandlung des Auges häufig zum Einsatz gelangende Stoffgruppe dar. Bei entzündlichen Erkrankungen kann ihr Einsatz aufgrund ihrer starken antiinflammatorischen und imunsuppressiven Wirkung von großem Nutzen sein, er sollte jedoch nicht ohne gründliche Abwägung der Risiken geschehen. Das Ziel der Arbeit ist die Untersuchung der Verteilung von Dexamethason in den Kompartimenten des Auges nach Anwendung einer handelsüblichen Augensalbe (Isopto -Dex) und einer Augentropfsuspension (Isopto-Dex ). Die diesbezüglichen Kenntnisse sind noch unzureichend. Durch die Untersuchung soll die Anwendung bei verschiedenen Erkrankungen des Auges abgesichert werden.

12 12 Literaturübersicht 2 Literaturübersicht 2.1 Aufbau des Katzenauges Augenhöhle, Orbita Die knöcherne Wand der Orbita, die den Augapfel medial, dorsal und medioventral umschließt, wird von den Ossa lacrimale, zygomaticum, frontale, praesphenoidale, palatinum und maxillare gebildet. Temporal ist die Orbita nur bindegewebig umschlossen. Caudal steht sie mit der Schläfengrube und der Fossa pterygopalatina in direkter Verbindung. Der Augenhöhleneingang ist nicht völlig knöchern, sondern wird zwischen Stirnbein und Jochbogen durch eine straffe Bandverbindung, das Ligamentum orbitale, begrenzt. Dieses Band kann aber auch verknöchern (ULMER et al. 1971). Abgesehen von den verschiedenen Durchtritten für Nerven und Gefäße stellt die Orbita einen umschlossenen Raum dar, in dem sich der Bulbus oculi, N. opticus und andere Nerven, die extraokulären Muskeln, Blutgefäße, Gl. lacrimalis, Gl. zygomatica, Fasciae orbitales und das Corpus adiposum orbitae befinden. Bei einer Größenzunahme einer dieser Strukturen kann es zu einer Verlagerung des Bulbus oculi kommen, wobei sich der Augapfel aufgrund der anatomischen Gegebenheiten entweder nach dorsolateral, ventral oder rostral verlagert. Bei Hunden und Katzen weichen die Augenachsen lediglich um 10º 20º von einer senkrecht geradeaus gehenden Nullachse nach rostrolateral ab (PRINCE et al. 1960, BÖHME 1992).

13 13 Literaturübersicht Augenlider Neben dem oberen und dem unteren Augenlid, Palpebra superior und Palpebra inferior, kommt bei den Säugetieren noch 3.Augenlid, Palpebra tetria, vor. Die Augenlider sind bewegliche Hautfalten, die zum Schutz des Auges dienen. Das obere und das untere Augenlid schmiegen sich der freien Bulbusvorderfläche dicht an und begrenzen mit ihrem Rand die Lidspalte, Rima palpebrarum, die sich dank der Beweglichkeit, namentlich des oberen Augenlides, mehr oder weniger weit öffnen oder reflektorisch schließen lässt. Die Wischbewegungen des oberen Augenlides reinigen die Bulbusvorderfläche von Fremdkörpern. Der Lidschlußreflex stellt einen Schutzmechanismus dar. Die Bewegungen der Augenlider tragen auch wesentlich zum mimischen Ausdrucksvermögen der Tiere bei (BÖHME 1992). Vom 3. Augenlid (Nickhaut), erkennt man bei geöffneter Lidspalte nur einen schmalen, halbmondförmigen Saum, der am medialen Augenwinkel in die Rima palpebrarum vorragt. Es wird von einer nahezu senkrecht stehenden Bindehautfalte, Plica semilunaris conjunctivae, gebildet, die von einem Knorpel, dem Blinzknorpel, Cartilago palpebrae tertia, gestützt wird und der Bulbusvorderfläche dicht aufliegt. Bei Druck auf den Augapfel oder, wenn dieser durch Kontraktion des M. retractor bulbi in die Orbita zurückgezogen wird, fällt das dritte Augenlid über die Cornea hinweg passiv vor (BERG 1995). Bei der Katze geht ein glatter Muskel aus der Fascienscheide des M. rectus bulbi ventralis hervor. Eine Lamelle dieses Muskels zieht ins untere Augenlid, eine zweite in den unteren Teil der Membrana nictitans. In ähnlicher Weise verhält sich ein glatter Muskel, der mit dem M. rectus bulbi medialis in Verbindung steht und zum oberen Augenlid bzw. in den dorsomedialen Teil der Membrana nictitans zieht. Keiner der Muskeln dringt weit in das dritte Augenlid ein. Die Muskeln sind sympathisch innerviert und bewirken eine Retraktion der Nickhaut (KÖNIG 1992).

14 14 Literaturübersicht Abb. 2.1 Schematische Darstellung des Katzenauges mit Bezeichnung der Strukturen (KÖNIG 1992). 1. Bindehaut 10. Sehnerv (N. opticus) 2. Oberes Lid 11. Glaskörper 3. Regenbogenhaut (Iris) 12. Netzhaut (Retina) 4. Hornhaut (Cornea) 13. Mittlere Augenhaut (Uvea) 5. Linse 14. Weiße Augenhaut (Sclera) 6. Vordere Augenkammer 7. Unteres Lid 8. Aufhängeapparat der Linse (Zonulafasern) 9. M. rectus ventralis

15 15 Literaturübersicht Augapfel, Bulbus oculi Der Augapfel stellt eine Hohlkugel dar, deren Wand aus drei konzentrischen Häuten aufgebaut ist: 1. Die äußere Augenhaut, Tunica fibrosa bulbi (Sklera und Cornea) 2. Die mittlere Augenhaut, Tunica vasculosa bulbi (Choroidea, Ziliarkörper und Iris) 3. Die äußerst zarte innere Augenhaut, Tunica interna bulbi (Retina) Den Inhalt des Bulbus oculi bilden der Glaskörper, die Linse mit ihrem Aufhängeapparat und das Kammerwasser in der vorderen und hinteren Augenkammer (BÖHME 1992). Im Verhältnis zur Körpergröße besitzt die Katze einen sehr großen Bulbus, dann folgen der Hund, das Schaf, das Pferd, das Rind und das Schwein. Er wiegt ca. 4,7 g und hat ein Volumen von 4,5 ml (FATH EL BAB et al. 1981). Das Verhältnis von mittlerem Längsdurchmesser (= Länge der äußeren Augenachse, Verbindungslinie zwischen vorderem und hinterem Augenpol) zum mittleren Querdurchmesser (in Höhe des Bulbusäquators) zum mittleren Vertikaldurchmesser (Verbindungslinie zwischen proximalem und distalem Augenpol) beträgt bei der Katze 21,3: 20,1: 20,2 mm (KÖNIG 1992) Sclera und Cornea Die äußere Augenhaut (Tunica fibrosa bulbi) stellt eine formgebende, fibröse Hülle dar. Sie teilt sich in dem Verhältnis 4:1 in die proximale, undurchsichtige Sclera, sowie die distale durchsichtige Cornea auf. Die weiße Sclera ist eine dicke, vorwiegend aus kollagenen Fasern aufgebaute dehnungsfeste Bindegewebskapsel, die unterstützt durch den Augeninnendruck die

16 16 Literaturübersicht Form des Bulbus aufrechterhält (LIEBICH 2004). Ihr liegt außen die gefäßreiche Lamina episcleralis auf. Die Sclera besteht hauptsächlich aus drei Schichten: der Episclera, dem Stroma und der Lamina fusca (KOMAI und USHIKI 1991). Im Übergangsbereich zur Cornea wird die Sclera außen von der Tunica conjunctiva bulbi, einem Abschnitt der Bindehaut (Konjunktiva), überzogen. Im Grenzbereich zwischen Cornea und Sclera, dem sogenannten Limbus, überdeckt die Sclera die Hornhaut dachziegelartig (Corneoskleralfalz). Die Sclera ist an dieser Stelle durch einen innen anliegenden Bindegewebsring (Anulus sclerae) zum Scleralwulst verdickt, wo auch der Musculus ciliaris verankert ist (HUBEL 1989) Eine Besonderheit bei Hund und Katze stellt das Vorhandensein eines intraskleralen Plexus dar. Dieser repräsentiert ein venöses Netzwerk im äußeren Stromabereich, welches die Drainage von Kammerwasser im iridokornealen Winkel unterstützt. Die lichtdurchlässige Cornea umgibt den distalen Augenpol. Ihre Dicke ist am zentralen Vertex corneae etwas geringer (0,4 0,5 mm) als am peripheren Limbus corneae (0,5 0,65 mm) (GILGER et al. 1993). Die Cornea hat die Form eines Uhrschälchens und ist mit ihrem scharfen Rand in den Scleralfalz eingelassen. Die gesunde Cornea ist klar, hat keine Gefäße und bricht das einfallende Licht mit einer Brechkraft von Dioptrien. Die Vorderfläche der Cornea ist von einem mehrschichtigen nichtverhornenden Plattenepithel überzogen. Bei Hund und Katze ist diese Epithelschicht 25 bis 40 µm dick.

17 17 Literaturübersicht Abb. 2.2 Aufbau der Cornea (OHRLOFF 1987) Die äußere lipophile Schicht der Hornhaut bildet das Epithel (Abb. 2), welchen aus einem unverhornten, geschichteten Plattenepithel mit fünf bis sechs Zellschichten besteht. Zwischenräume sind sehr eng, so dass für Substanzen mit einer relativen Molekülmasse > 1000 kaum eine Chance besteht, in das Epithel einzudringen. Bevorzugt lipophile Substanzen mit einem hohen V K können durch das Epithel diffundieren (LEIBOWITZ et al. 1972, LEIBOWITZ und KUPFERMANN 1974). Die subepitheliale, sehr starke Basalmembran, Bowman-Membran, ist homogen und azellulär. Sie trennt das Epithel vom Stroma. Die Substantia propria (Stroma) macht neun Zehntel der Dicke der Hornhaut aus und besteht überwiegend aus Fibroblasten und kollagenen Fasern, die in Form sich überkreuzender Lamellen angeordnet sind. Die regelmäßige Anordnung der kollagenen Fasern, die in eine mucopolysaccharidreiche Kittsubstanz eingelagert sind, sowie das Fehlen von Blutgefäßen bedingen die Durchsichtigkeit des Gewebes (ALVERDES 1974). Ein Wassergehalt von 70% bewirkt den hydrophilen Charakter des Stromas als elastische und mikroporöse Schicht. Eine rasche Diffusion durch diese Schicht setzt eine nicht zu geringe Wasserlöslichkeit des Wirkstoffs voraus. Daher penetrieren Wirkstoffe dann besonders gut durch die Cornea, wenn sie neben lipophilen (Epitheltransport) in gewissem Umfang auch hydrophile Eigenschaften besitzen (KISHIDA 1973).

18 18 Literaturübersicht Die Descemet-Membran stellt ebenfalls eine kräftige Basalmembran dar, die sich endothelseitig zum Stroma befindet. Sie weist eine außerordentlich hohe Elastizität auf und bleibt selbst dann noch intakt, wenn die darüberliegenden Schichten zerstört sind. Das Endothel schließt die Cornea nach innen ab und besteht lediglich aus einer Schicht relativ weit auseinanderstehender, abgeflachter, epithelähnlicher Zellen, deren Hauptaufgabe darin besteht, das Stroma zu dehydrieren und damit die Dicke und Transparenz der Cornea sicherzustellen. Außerdem spielt das Endothel eine wichtige Rolle bei aktiven Transportprozessen (HUBEL 1989) und ist als gut durchlässige Membran wesentlich für den Stoffaustausch mit anderen Geweben verantwortlich. Das Endothel weist, genau wie das Epithel, lipophile Eigenschaften auf, d.h. es ist leichter für lipophile Stoffe passierbar, jedoch ist die Barrierefunktion des Epithels als wesentlich bedeutsamer einzuschätzen. Die Hornhaut wird durch Diffusion von Substanzen aus dem Kammerwasser, der Tränenflüssigkeit und arteriellen Gefäßen am Hornhautrand (Sclera) ernährt (HUBEL 1989). Die Tunica vasculosa bulbi setzt sich aus der Aderhaut (Chorioidea), dem Ziliarkörper (Corpus ciliare) und der Regenbogenhaut (Iris) zusammen. Den hintersten Abschnitt bildet die Chorioidea. Sie ist intensiv vaskularisiert und pigmentiert. Etwa die obere Hälfte des Augenhintergrundes (Fundus) nimmt ein halbmondförmiges lichtreflektierendes Feld, das Tapetum lucidum, ein. Es ist eine besondere Vorrichtung der Haussäugetiere zur optimalen Ausnutzung des einfallenden Lichtes durch die Photorezeptoren der inneren Augenhaut. Der Ziliarkörper mit enthaltenem M. ciliaris ist die vordere Fortsetzung der Chorioidea. Er reicht bis zum Ansatz der Iris und umgibt die Linse ringförmig. Die Oberfläche des Ziliarkörpers ist durch Falten (Plicae ciliares) vergrößert, die mit den abgehenden Zonulafasern die Verbindung zur Augenlinse herstellen. Der Ziliarmuskel dient zur Akkomodation der Linse. Bei seiner Kontraktion entspannt sich der Aufhängeapparat der Linse und diese wölbt sich aufgrund ihrer Elastizität (Nahsehen). Wenn der Muskel entspannt ist, sind die Zonulafasern angespannt und die Linse wird flacher (BÖHME 1992).

19 19 Literaturübersicht Netzhaut, Retina Die innere Augenhaut (Tunica interna bulbi), die auch Netzhaut oder Retina genannt wird, kleidet die innere Oberfläche des Augapfels vom Pupillarrand der Iris bis zum Sehnervenaustritt aus und ist entwicklungsgeschichtlich als eine spezielle Modifikation der embryonalen Vorderhirnwand aufzufassen (BÖHME 1992). Retinale sowie choroidalen Kapillargefäßen versorgte die Retina, die eine der höchsten Metabolismusgeschwindigkeit aller Gewebe des Gesamtorganismus hat. Bei der Katze strahlen die retinalen Gefäße, kräftig entwickelt, radiär vom blinden Fleck aus (KÖNIG und LIEBICH 2005). In der Netzhaut wird das auftreffende Licht, nachdem es die Hornhaut, die Linse und den Glaskörper durchquert hat, in Nervenimpulse umgewandelt. Diese Impulse werden von den Retinazellen an die Nervenzellen des Sehnervs, der im Thalamus des Gehirns endet. Es lassen sich eine lichtempfindlicher Teil, die Pars optica retinae von einen lichtunempfindliche Pars caeca retinae unterscheiden (WISSDORF et al. 1998). Infolge der beschriebenen Embryonalentwicklung bestehen die beiden Teile aus einem Außen- und einem Innenblatt (LIEBICH 1993) Pars optica retinae SAMUELSON (1991) unterscheidet histologisch zehn Sichten beim Aufbau des Pars optica retinae. Das Stratum pigmentosum, ist das einschichtige, stark pigmentierte Außenblatt der Pars optica retinae. Dieses retinale Pigmentepithel hat sich aus dem Außenblatt des embryonalen Augenbechers entwickelt (LIEBICH 1993). Die Zellen der Pigmentzellschicht sind mit der Choroidea über die Bruchmembrann (MÄTZ- RENSING 1993) stärker in Verbindung als andere retinale Zellschichten, was ihre besondere Bedeutung für die Ernährung der inneren Retinazellagen verdeutlicht. Zahlreiche Einfältelungen der Zellularmembranen erleichtern den Nährstofftransport (SAMUELSON 1991).

20 20 Literaturübersicht Das Stratum nervosum, ein neunschichtiges Innennervenblatt der Pars optica retinae, ist spezifisch umgebauter Teil der embryonalen Hirnwand (Innenwand des Augenbechers). Von außen (choroidaseitig) nach innen (glaskörperseitig) wird das Innenblatt durch die folgenden Schichten dargestellt (Abb. 3) (BÖHME 1992, WISSDORF et al. 1998): 1. Stäbchen- und Zapfenschicht, Stratum neuroepitheliale, 2. äußere Grenzschicht, Stratum limitans externum, aus Gliafortsätzen bestehend, 3. äußere Körnerschicht (kernhaltige Zellkörper der Stäbchen- u. Zapfenzellen), Stratum nucleare externum, 4. äußere retikuläre Schicht (Neuriten der Stäbchen- und Zapfenschicht), Stratum plexiforme externum, 5. innere Körnerschicht (Kerne der Ganglienzellen, Müller-Stützzellen und amakrinen Zellen), Stratum nucleare internum, 6. innere retikuläre Schicht, Stratum plexiforme internum, 7. Ganglienzellschicht, Stratum ganglionare n. optici, 8. Nervenfaserschicht, Stratum neurofibrarum, 9. innere Grenzschicht (Gliazellen, Müller-Stützzellen), Stratum limitans internum.

21 21 Literaturübersicht Abb. 2.3 Schematische Darstellung der Schichten der Netzhaut (LIEBICH 1993) Lichtimpulse durchdringen zunächst das gesamte Stratum nervosum, um die äußere Photorezeptorenschicht zu erregen. Die Photorezeptoren (Stäbchen und Zapfen) gewährleisten die Anpassung an die unterschiedlichen Beleuchtungsbedingungen der Umwelt. Die Stäbchen ermöglichen skotopisches Sehen, bei dem Helligkeitsunterschiede und Bewegungen wahrgenommen werden. Beim photopischen Sehen lassen sich mit Hilfe der Zapfen Farben und Hell-Dunkelwerte (das scharfe, kontrastreiche Sehen) unterscheiden (GRÜSSER und GRÜSSER-CORNEHLS 1995).

22 22 Literaturübersicht Katzen verfügen über eine reflektierende Schicht, Tapetum lucidum, denen Zellen Guaninkristallen haben, hinter der Netzhaut im Auge, die jene Lichtanteile, die die Netzhaut durchdrungen haben, zurückspiegelt, so dass diese noch ein zweites Mal auf die Netzhaut treffen (OLIPHANT et al. 1992). Bei blauäugigen Katzen mit weißem Fell fehlt das Tapetum lucidum (DYCE et al. 1991). Außerdem verschafft ein weiterer Unterschied in der Anatomie der Augen den Katzen gegenüber Menschen einen Vorteil in der Dämmerung: Ihre Pupille kann den Lichteintritt wesentlich stärker regulieren (FREWEIN und VOLLMEHRHAUS 1994). Das Stäbchen/Zapfenverhältnis der Netzhautrezeptoren liegt bei etwa 63:1 (beim Mensch: 20:1), variiert jedoch sehr stark zwischen Zentrum der Netzhaut (10:1) und der Peripherie (200:1) (KOCH und RUBIN 1972, STEINBERG et al. 1973). Im Vergleich zum Menschen reicht Katzenaugen eine etwa siebenmal geringere Lichtintensität, um überhaupt etwas wahrzunehmen. Im Wesentlichen hält der Glaskörper, der durch den Augeninnendruck gegen die Retina gepresst wird, das Innenblatt der Retina in dessen Lage, denn nur im Bereich der Sehnervenpapille (Discus n. optici) und des Orbiculus ciliaris sind Außen- und Innenblatt fest miteinander verbunden (BRATTON et al. 1988, WISSDORF et al. 1998). Der Discus n. optici (blinder Fleck) ist der im ventrotemporalen Bereich des Auges gelegene Nervenfaseraustritt aus dem Auge (BRATTON et al. 1988). Dieser Bereich besitzt keine Rezeptoren. Über die Aa. und Vv. ciliares posteriores breves erfolgt eine direkte Versorgung des Discus n. optici. Diese radiär um die Sehnerven austretenden Gefäße zeigen ein tierartspezifisches Muster und reichen bei Katzen nur wenige Millimeter in die Retina (ULMER et al. 1971, BÖHME 1992) Pars ceca retinae Die Pars ceca retinae schließt sich der Pars optica retinae an und überzieht als zweischichtige Epithellage, an der Ora serrata beginnend, die innere Fläche der Procc. ciliares (Pars ciliares retinae) und der Iris (Pars iridica retinae).

23 23 Literaturübersicht Tränenapparat, Apparatus lacrimalis Der Tränenapparat besteht aus den die Tränenflüssigkeit liefernden Drüsen (Gl. lacrimalis, Gl. superficialis palpebrae tertiae) und einem Gangsystem, das die Tränenflüssigkeit, nachdem sie das Auge umspült hat, in die Nasenhöhle befördert, wo sie verdunstet (Abb. 4). Die Tränendrüse, Gl. lacrimalis, liegt bei der Katze unter dem Ligamentum orbitale, dorsolateral auf dem Bulbus in der Orbita (BORBE 1989, DYCE et al. 1991). Durch die Bewegungen der Augenlider wird Tränenflüssigkeit über den exponierten Anteilen des Auges verteilt. So wird die Cornea feucht gehalten und zusätzlich werden Fremdkörper weggespült und die Cornea mit Nährstoffen versorgt. Die Ausführungsgänge der Tränendrüse münden lateral in den Bindehautsack des oberen Augenlides. Die Gl. lacrimalis wird von Nervenvasern der Äste des N. trigeminus und des N. sympathicus versorgt (BRATTON et al. 1988). Ihre Blutversorgung erfolgt durch die A. lacrimalis, einen Ast der A. ophtalmica externa (BORBE 1989). Die Tränendrüse ist in der Lage, den Ausfall der Nickhautdrüse annähernd zu kompensieren, dagegen kann der Ausfall der Tränendrüse nicht durch die Nickhautdrüse ausgeglichen werden (BORBE 1989). Die Tränenflüssigkeit sammelt sich im medialen Augenwinkel und wird über die zwei schlitzförmigen Tränenpünktchen, die sich jeweils am Rande des oberen und unteren Augenlides befinden, abgeleitet. Über die Tränenkanälchen, Canaliculi lacrimales (Abb. 4), gelangt sie in den Tränensack, Saccus lacrimalis, der den Anfang des Tränennasenkanals, Ductus nasolacrimalis, darstellt.

24 24 Literaturübersicht Abb. 2.4 Tränenapparat der Katze (ULMER 1971) Der zunächst knöcherne Ductus nasolacrimalis verläuft im Os lacrimale, setzt sich im Sulcus lacrimalis des Os maxillare fort und endet bei der Katze an der Nasenöffnung ventral im Nasenvorhof (ULMER 1971). Die Tränenflüssigkeit ist wasserklar und reagiert alkalisch. Sie enthält neben 1% Kochsalz Spuren anderer Salze und etwas Eiweiß. Die Tränenflüssigkeit enthält ein Enzym, das Mucopolysaccharide hydrolysiert und bakterizide Wirkung hat (Lysozym). Das Enzym Lysozym fehlt bei der Katze (SCHEUNERT und TRAUTMANN 1987). Der Tränenfilm, der das Auge benetzt, besteht aus drei Anteilen. Die äußere Lipidschicht entstammt dem Sekret der Tarsaldrüsen; sie hilft, die Tränen gleichmäßig zu verteilen, und verzögert das Abreißen des Tränenfilms. Die dicke, wässerige Mittelschicht kommt von den Tränendrüsen; sie befeuchtet und ernährt die

25 25 Literaturübersicht Cornea. Die innere, muköse Schicht wird von den Becherzellen der Conjunctiva geliefert und sorgt für ein enges Anhaften des Tränenfilms an der Cornea (DYCE et al. 1991) Augenkammern und Kammerflüssigkeit Zu den Binnenräumen des Auges gehören die beiden mit einer klaren, wäßrigen Flüssigkeit, dem Kammerwasser, Humor aquosus, gefüllten Augenkammern, von denen die vordere, Camera anteriror bulbi, zwischen Cornea, Iriswinkel und Irisvorderfläche liegt, während die hintere, Camera posterior bulbi, zwischen Irishinterfläche, Ziliarkörper, Zonula ciliaris und Linse eingeschoben ist. Die vordere Augenkammer ist relativ geräumig und ophthalmoskopisch übersehbar, die hintere stellt dagegen nur einen ringförmigen Spaltraum dar. Beide Kammern kommunizieren durch die Pupille miteinander. Vom Füllungsgrad der Augenkammern wird der Innendruck des Bulbus maßgeblich bestimmt Kammerwasserbildung Bei der Katze enthält die vordere Augenkammer ca. 0,6-0,8 ml Kammerwasser und die ist nach einer operativen Eröffnung innerhalb von ca. 1 Stunde wieder vollständich gefüllt. Die Bildung des Kammerwassers ist ein komplexer Vorgang, in dem die Blut- Kammerwasser-Schranke eine besondere Rolle übernimmt. Diese Schranke ist im Bereich der Ziliarfortsätze zwischen den Kapillarwänden und dem Ziliarepithel entwickelt. Der aktive Transport von Natriumionen über das Ziliarepithel und der osmotische Flüssigkeitstransport in die hintere Augenkammer sind die Hauptmechanismen der Neubildung des Kammerwassers. Von dort fließt das Kammerwasser durch das Sehloch in die vordere Kammer und tritt im Kammerwinkel, Angulus iridocornealis, durch die tierartlich unterschiedlichen spaltenförmigen Öffnungen des Ligamentum pectinatum und durch das trabekuläre

26 26 Literaturübersicht Maschenwerk in den Plexus venosus sclerae über. Bestimmte Plasmaproteine werden auch durch Diffusion durch die Kapillarwände reabsorbiert. Das Kammerwasser dient der Ernährung der gefäßfreien Strukturen des Auges, der Kornea und der Linse (LIEBICH 2003). Beim Ziliarkörper handelt es sich um den verdickten, radiärstrahlig gegliederten Teil der mittleren Aderhaut, der, bedeckt von Ziliarkörperepithel (Pars ciliaris retinae), von der Ora serrata (Pars plana) bis zur Basis der Iris (Pars plicata) reicht. Die Pars plicata bildet etwa 70 villiforme Ziliarkörperfortsätze aus, deren Stroma sich aus einer Grundsubstanz (Mukopolysaccharide, Proteine und gelöste Plasmaanteile), kollagenen Bindegewebsfasern sowie wandernden Zellen aus Bindegewebe und Blut zusammensetzt. Das Stroma enthält ein netzartiges Kapillarsystem sowie freie Nervenendigungen (postsynaptische sympathische und parasympathische Fasern) für Ziliarmuskel, Gefäßsystem und/oder Ziliarkörperepithel. Das bedeckende Epithel weist 2 Zelllagen auf, die dem inneren und äußeren Blatt des Augenbechers entsprechen: eine äußere pigmentierte Epithelschicht und eine innere nicht pigmentierte Epithelschicht, die an der Ora serrata in sensorische Retina und retinales Pigmentepithel übergehen. Aufgund der embryologischen Invagination des Augenbechers stehen die beiden Zelllagen mit ihren apikalen Seiten zueinander. Die basolaterale Seite des pigmentierten Ziliarkörperepithels (PE) weist zum Stroma hin, die des nicht pigmentierten Epithels (NPE) zur hinteren Augenkammer. Beide Schichten sind untereinander und miteinander eng über ``gap junctions`` verbunden, die es erlauben, dass elektrisches Potenzial und Ionenzusammensetzung annähernd identisch sind und PE und NPE als Synzytium fungieren. NPE-Zellen verfügen weiterhin über ``tight junctions``, die das Epithel zur hinteren Augenkammer hin abdichten. Die Kammerwasserbildung, deren Ort der Ziliarkörper ist, erfolgt in 3 Schritten: 1. über den Blutfluss zu den Ziliarkörperfortsätzen, 2. durch den Übertritt von Plasma in das Ziliarkörperstroma und 3. über aktive und passive Transportprozesse in die hintere Augenkammer.

27 27 Literaturübersicht Die Blutversorgung des Ziliarkörpers erfolgt über die Aa. ciliares anteriores und Aa. ciliares posteriores longae, Äste der A. ophthalmica, die nahe der Iriswurzel anastomisieren und den Circulus arteriosus major der Iris aufbauen, der Iris, Ziliarkörper und Choroidea versorgt. Kollateralkreisläufe ergänzen das Gefäßsystem. Die Ziliarkörperfortsätze werden durch 2 verschiedene Äste aus dem Circulus arteriosus major versorgt: die anterioren und posterioren Arteriolen, die über Anastomosen miteinander verbunden sind. Der venöse Blutabstrom erfolgt über die Aderhautvenen. Die Kapillaren, die als dichtes Netzwerk jeden Ziliarkörperfortsatz durchziehen, besitzen ein dünnes, gefenstertes Endothel, durch das Plasma in den umgebenden interstitiellen Raum gelangen kann (FREWEIN und VOLLMERHAUS 1994). Der durchschnittliche Blutfluss im Processus ciliaris liegt bei etwa µl/min. Etwa 4% des Plasmas treten durch die falschen Poren des Kapillarendothels in das Stroma über. Dies entspricht einer Filtrationsrate von etwa 2,7 µl/min. Ein Teil des Filtrates gelangt nicht in das Kammerwasser, sondern verlässt das Stroma direkt über einen uveoskleralen Abflussweg. Die Kammerwasserproduktion erfolgt überwiegend in den vorderen Anteilen der Pars plicata. Der Prozess der aktiven Sekretion erfolgt über die ca. 4 Mio. nicht pigmentierte Epithelzellen, die zusammen ein Zellvolumen von etwa 8 µl aufweisen. Die Sekretionsmenge des Kammerwassers beträgt ungefähr 2 µl/min. Der Intraokulardruck ist das Ergebnis von Kammerwasserbildung und Kammerwasserabfluss. Der Prozess der Kammerwasserbildung ist letztlich das Resultat aus schneller unidirektionaler Sekretion und langsamer kontradirektionaler Reabsorption. Die Regulation der Kammerwasserbildung erfolgt sowohl über die Beeinflussung der Sekretion als auch der Reabsorption. Dass die Kammerwasserbildung einem endogenen regulativen Prozess untergeordnet ist, macht sich anhand der zirkadianen Rhythmik deutlich. Die durchschnittliche, unbeeinflusste Sekretionsmenge des Kammerwassers liegt bei etwa 2,0 2,4 µl/min. Während des Schlafes kommt es zu einer deutlichen Absenkung der Kammerwassersekretionsrate von bis zu 45±20%. Änderungen des endogenen Adrenalinspiegels werden für die tageszeitlichen Schwankungen verantwortlich gemacht. Aufgrund von Veränderungen in der Ultrastruktur der Epithelzellen nimmt

28 28 Literaturübersicht die Kammerwasserproduktion mit zunehmendem Alter ab. Pro Lebensdekade sinkt die Sekretionsrate um etwa 2,4 3,2%. Entgegen früherer Meinung muss heute davon ausgegangen werden, dass die Kammerwassersekretionsmenge relativ augendruckunabhängig ist, da das als Pseudofazilität beschriebene Phänomen nur von kurzer Dauer und meist nur gering ausgeprägt ist (FREWEIN und VOLLMERHAUS 1994) Kammerwasserabfluss Der Kammerwasserabfluss erfolgt über 2 Wege: die konventionellen und die unkonventionellen Abflusswege. Konventionelle Abflusswege Unter dem konventionellen Abflussweg versteht man den Kammerwasserabfluss über das Trabekelmaschenwerk und Schlemm-Kanal. Es wird angenommen, dass 83 96% des Kammerwassers über die konventionellen Wege abfließen und sich mit dem venösen Blut der episkleralen oder konjunktivalen Venen vermischen. Unkonventionelle Abflusswege Unter den unkonventionellen Abflusswegen versteht man den uveoskleralen Abfluss und den Uveovortexabfluss, bis zu 25 50% des Kammerwassers abfließen können. Beim uveoskleralen Abfluss fließt das Kammerwasser über die Iriswurzel und die interstitiellen Räume des Ziliarmuskels in den Suprachoroidalraum. Den Hauptwiderstand bildet der Ziliarmuskel. Vom Suprachoroidalraum gelangt es entweder über Gewebsräume neben den Emissarien der Sklera zu den episkleralen Geweben, oder es fließt entlang spezieller Kollagenstrukturen der Sklera bzw. entlang der Blutgefäße der Optikusscheiden ab. Als treibende Kraft wird die Druckdifferenz zwischen dem Kammerwasser und dem Suprachoroidalraum angenommen. Beim Uveovortexabfluss gelangt das Kammerwasser über einen nicht energieabhängigen vesikulären Transport in die venösen Gefäße der Iris, des

29 29 Literaturübersicht Ziliarmuskels und der anterioren Choroidea und fließt über die Vortexvenen ab (GRÜB und MIELKE 2004) Glaskörper, Corpus vitreum Der Glaskörper, Corpus vitreum, füllt den zwischen Linse, Zonula ciliaris, Ziliarkörper und dem Sehteil der Netzhaut gelegenen Glaskörperraum, Camera vitrea bulbi vollständig aus. Er besteht aus einer gallertartigen, wasserreichen und klar durchsichtigen Masse (mit einem Wassergehalt von 99%), deren Stroma aus einem Gerüstwerk sich durchflechtender, zartester Fibrillen aufgebaut ist, die sich an der Glaskörperoberfläche zur Membrana vitrea verdichten. Das Maschenwerk dieses durchsichtigen Fasergeflechtes ist mit einer wässerigen Flüssigkeit, dem Humor vitreus, gefüllt. Die Vorderfläche des Glaskörpers wird durch die Linse zur Linsengrube oder Fossa Hyaloidea eingedellt (BÖHME 1992). Der Glaskörper zählt zu den dioptrischen Medien des Auges und dient dem Metabolismus und der Homöostase der Retina. Durch Steuerung des intraokulären Drucks hält der Glaskörper die Netzhaut in ihrer Position zum Pigmentepithel. Sinkt der Binnendruck, so kann die Retina sich in den hinteren Bereichen ablösen, während sie am Ziliarepithel stets mit der Pigmentschicht verbunden bleibt (LIEBICH 1993) Regenbogenhaut (Iris) Die Regenbogenhaut bildet den vordersten, in das Augeninnere ziehenden Abschnitt der mittleren Augenhaut. Sie entspringt dem Corpus ciliare, bedeckt teilweise die Linse und begrenzt mit ihrem freien Rand Margo pupillaris das Sehloch, die Pupille. Die Iris unterteilt als ein undurchsichtiges Diaphragma den vorderen Hohlraum des Auges in eine vordere Augenkammer Camera anterior bulbi und eine hintere Augenkammer Camera posterior bulbi, die über das Sehloch in Verbindung stehen (NICKEL et al. 1992).

30 30 Literaturübersicht Das Irisstroma besteht aus einem lockeren, äußerst zarten Geflecht kollagener Faserbündel in einer amorphen Matrix mit Gefäßen, glatten Muskelzellen, Pigmentzellen und Nervenfasern (MAURICE 1980). Die Kollagenbündel sind bogengitterartig angeordnet. Sie können sämtlichen Größenveränderungen der Iris während der Verengung (Miosis) oder Erweiterung (Mydriasis) folgen. Eng mit dem Bindegewebsgerüst verbunden ist im Stroma der Iris ein ausgeprägtes Gefäßnetz entwickelt, das neben nutritiven Aufgaben auch mechanisch-stabilisierende Funktion übernimmt. Das Irisstroma schließt zwei glatte Muskelbündel ein, die die Größe der Pupille regulieren, den M. sphincter pupillae und den M. dilatator pupillae (NICKEL et al. 1992, LIEBICH 1993) Die Iris schließt Pigmentzellen ein, die sich als Stromamelanozyten aus der Neuralleiste und als Pigmentepithelien aus dem Neuroektoderm ableiten. Melaninpigmente schützen die Retina vor übermäßiger Lichtstrahlung und vor Streulicht, in dem sie in der Iris einen neutralen Dichtefilter aufbauen. Der Grad der Pigmentierung (Größe und Anzahl der Melanosomen) bestimmt die Farbe der Iris und damit die Farbe der Augen. Die Farbe der Iris, die dem Ausdruck des Auges seinen besonderen Charakter verleiht, schwankt nach Tierart und Rasse, aber auch individuell, beträchtlich. Je dichter die Pigmentzellen liegen, umso dunkler braun ist sie gefärbt. Die hell-braune und gelbliche Irisfarbe, wie sie vor allem bei Hund vorkommt, beruht im Wesentlichen auf einem geringeren Pigmentgehalt. Die schillernd gelbe oder gelbgrüne Farbe der Regenbogenhaut der Katze wird auf gelöstes Pigment in den Stromazellen zurückgeführt. Einer Blau- oder Graublaufärbung der Iris begegnet man oft bei rein weißen Katzen. In solchen Fällen fehlt das Stromapigment vollständig, während das Pigment der Pars iridica retinae durch die farblosen Schichten der Stromas hindurchschimmern (KÖNIG 1992). Im albinotischen Auge fehlt das Pigment auch in der Pars iridica retinae so wie in den Schichten des Augenhintergrundes mehr oder weniger vollständig, womit dann infolge der durchschimmernden Blutgefäße die

31 31 Literaturübersicht bekannte Rotfärbung zustande kommt. In der Regel besitzen beide Augen die gleiche Irisfarbe (LIEBICH 1993, WILCOCK 1993) Linse, Lens Das sich vom Ektoderm abschnürende Linsenbläschen wird zur kompakten, bikonvexen Linse, Lens, von nahezu kreisrundem Umriss (Abb. 5). Die glasklare, durchsichtige Linsensubstanz, Substantia lentis, besteht aus einer weicheren Rinde, Cortex lentis, und einem konsistenteren Kern, Nucleus lentis, der dank seiner Elastizität die Tendenz hat, die Linse zur Kugelform abzurunden. Der vordere, der Pupille zugekehrte Pol der Linse, Polus anterior lentis, ist flacher, der hintere, dem Glaskörper zugewandte Linsenpol, Polus posterior lentis, stärker gewölbt. Der Linsendurchmesser beträgt bei der Hauskatze bis zu 14 mm, die Längsachse bis zu 9 mm (FATH EL BAB et al. 1981, FREEWEIN und VOLLMERHAUS 1994) Abb. 2.5 Schematische Darstellung des Augenvordergrundes (LIEBICH 1993)

32 32 Literaturübersicht Die vom Kammerwasser bespülte vordere Linsenfläche, Facies anterior lentis, liegt direkt hinter der Pupille und wird von den Pupillarränder der Iris berührt. Die hintere Linsenfläche, Facies posterior lentis, dagegen liegt in die Linsengrube des Glaskörpers eingebettet. In der Linse kommen weder Blutgefäße noch Nerven vor (FATH El BAB et al. 1981). Sie ist das einzige Organ des gesamten Organismus, das nur aus Epitelgewebe besteht. Die Ernährung des Linsengewebes erfolgt über das Kammerwasser (BÖHME 1992). Die Akkomodation auf kurze Distanz der auf Fernsicht eingestellten Linse wird durch Kontraktion des in die Grundplatte des Ziliarkörpers eingebauten M. ciliaris bewerkstelligt, dessen Muskelfasern teils zirkulär, teils meridional verlaufen. Die Kontraktion des M. ciliaris bewirkt eine Verlagerung des Ziliarkörpers gegen die vordere Augenkammer, wodurch der Durchmesser des Aufhängeapparates verkleinert, dieser der Augenachse genähert wird und die Zonulafasern entspannt werden. Die Linse rundet sich daraufhin dank ihrer Elastizität ab, ein Vorgang, der funktionell die Akkomodation bedeutet. Gut entwickelt ist der M. ciliaris bei den Fleischfressern, bei denen ein scharfes Sehen auf kurze Distanz vor allem beim Beutefang wichtig ist. Besondere Strukturen der Linse sind Linsenkapsel (Capsula lentis), Linsenepithel (Epithelium lentis) und Linsenfasern (Fibrae lentis) (KÖNIG 1992). Die Linse wird von einer lichtbrechenden, in der Regel sehr dehnungsfähigen Kapsel umgeben, die aus Sekreten des Linsenepithels entsteht. Am äußeren Rand inserieren die Zonulafasern des Aufhängeapparates der Linse und verbinden sich mit den Filamentbündeln der Linsenkapsel. Die Linsenkapsel ist eine semipermeable Grenzschicht, durch die metabolisch aktive Stoffe penetrieren (LIEBICH 1993) Das Linsenepithel liegt an der Vorderfläche der Linse unter der Linsenkapsel, es ist einschichtig isoprismatisch. Die Epithelzellen der Linse sind die einzigen teilungsfähigen Zellen dieses Organs, die sich verlängern und zu Linsenfasern differenzieren. Vorzugsweise am Linsenäquator teilen sich die Linsenepithelzellen

33 33 Literaturübersicht und lagern sich als neue Linsenfasern appositionell dem vorhandenen Linsenkörper auf. Die Linse wächst zeitlebens. Das Wachstum ist eng mit dem Alter des Tieres verbunden (WISSDORF et al. 1998; LIEBICH 1993). Die Linsenfasern sind lang gestreckte, prismatische Zellen, die die Hauptmasse der Linse bilden. Die einzelnen Linsenfasern stehen durch reißverschlußähnliche Verzahnungen untereinander in Verbindung. Dieser Bau ermöglicht bei der Akkomodation der Linse die Plastizität des gesamten Organs. Die Linsenfasern schließen Wasser (70%) und im Wesentlichen 35% Membranproteine, Zytoskelettproteine, Enzyme, Kristalline und Elektrolyte ein (GUM 1991). Die Form der Linse wird entscheidend von der Struktur ihres Zytoskeletts geprägt, dazu tragen Mikrofilamente und Mikrotubuli bei (FATH El BAB et al. 1981). Die geordnete Struktur und der Metabolismus der Linsenfasern sind für die Aufrechterhaltung der Transparenz von entscheidender Bedeutung. Jede Änderung führt zur Trübung der Linse.

34 34 Literaturübersicht 2.2 Corticosteroide Corticosteroide sind Hormone, die im ganzen Organismus wichtige physiologische, biochemische und pathologische Prozesse beeinflussen (ESTLER 1995). Unter Corticosteroiden versteht man Steroidhormone der Nebennierenrinde einschließlich ihrer synthetischen Derivate. Nach ihrer biologischen Wirkung lassen sich die Nebennierenrindenhormone in drei Gruppen einteilen: 1. Glucocorticoide, mit bevorzugter Wirkung auf den Kohlenhydratstoffwechsel, 2. Mineralocorticoide, mit bevorzugter Wirkung auf den Elektrolythaushalt, und 3. Androgene wie Androstendion, Dehydroepiandrosteron (DHEA) und sein Sulfat (KNEPEL 2005) Glucocorticoide Glucocorticoide (GC) sind seit ihrer erstmaligen klinischen Anwendung 1948 durch HENCH et al. (1949) zu einem unverzichtbaren Bestandteil der medikamentösen Therapie in der modernen Medizin geworden. Sie werden wie alle Steroidhormone aus Cholesterin synthetisiert. Die wichtigsten physiologischen Vertreter sind Cortisol, Corticosteron und Cortison, eine Vorstufe des Cortisols (KAISER und KLEY 1992). Synthetisch hergestellte GC leiten sich überwiegend vom Prednisolon ab. Ein wichtiger Vertreter ist Dexamethason. Es ist lang wirksam und hat eine sehr starke entzündungshemmende Wirkung aller GC (KAISER und KLEY 1992). Synthetische GC zeigen prinzipiell das gleiche Wirkspektrum wie endogene GC, jedoch sind die meist unerwünschten Effekte auf den Wasser- und Elektrolythaushalt reduziert oder wie bei Dexamethason fast vollständig eliminiert (ROHDEWALD et al. 1986).

35 35 Literaturübersicht Glucocorticoide sind Steroidhormone, welche in der Zona fasciculata der Nebennierenrinde aus Cholesterol synthetisiert und grundsätzlich als katabole Stoffwechselhormone betrachtet werden (SHARPE et al. 1986). Daneben wirken sie in pharmakologischen Dosierungen immunsuppressiv und entzündungshemmend, so daß sie therapeutisch bei allergischen und besonders chronisch entzündlichen Prozessen eingesetzt werden (THUN und SCHWARTZ-PORSCHE 1994) Synthese und Sekretion Die Glucocorticoide werden überwiegend in der Zona fasciculata der Nebennierenrinde gebildet. Die Sekretion der Glucocorticoide erfolgt auf hypothalamisch-hypophysärer Achse über Stimulation durch das Corticotropin-releasing Hormon (CRH) und das Adrenocorticotrope Hormon (ACTH). Die Glucocorticoide selbst hemmen die Freisetzung von CRH und ACTH. Für die Sekretion der Glucocorticoide wurde beim Menschen sowie bei verschiedenen Tierarten eine circadiane Rhythmik gefunden, mit höchsten Konzentrationen in den frühen Morgenstunden und niedrigsten in den Abendstunden (JANNING 1993, THUN und SCHWARTZ-PORSCHE 1994). ACTH bindet an Rezeptoren von Nebennierenzellen der Zona fasciculata und aktiviert (über Erhöhung der Konzentration von camp) die Synthese der Glucocorticoide Cortisol, Cortison und Corticosteron aus Cholesterin und die Proliferation der aktivierten Zellen. Glucocorticoide wirken über spezifische cytosolische Rezeptoren, die in nahezu allen Geweben nachgewiesen werden konnten. Der bedeutendste Teil des Glucocorticoid-Rezeptors (GCR) wurde erst kürzlich sequenziert (GUTSCHER et al. 2001). Nach Rezeptorbindung erfolgt die Translokation in den Zellkern, wo Interaktionen auf Gen-Ebene die Transkription verschiedenster Faktoren modulieren und so auch in die Regulation der meisten Hormone eingreifen. Glucocorticoide können zusätzlich die Stabilität der mrna über Enzyme und Bindungsproteine verändern (GELEY et al. 1997).

36 36 Literaturübersicht Die NNR ist nicht imstande, ihre Sekretionsprodukte zu speichern und erst bei Bedarf auszuschütten. Glucocorticoide diffundieren nach der Synthese aus der Zelle. Im Blut werden sie an das α-globulin Transcortin gebunden transportiert. Die Konzentration liegt bei ng/ml. Die Halbwertszeiten betragen 1,5-2 Stunden für Cortisol und etwa 1 Stunde für Corticosteron. Diesem Sekretionstyp ist ein circadianer Rhythmus überlagert (LABHART und MÜLLER 1978, HERRTAGE 1996). Bei der Abnahme der Konzentrationen an freiem Cortisol im Blut wird im Hypothalamus CRH abgegeben, das in der Hypophyse die Freisetzung von ACTH bewirkt. Auch beim Hund werden Maximalkonzentrationen morgens und Minimalkonzentrationen abends beachtet, bei der Katze ist es dagegen umgekehrt (FREY 1996). Bei der Katze treten Maximalwerte abends auf (UNGEMACH 1999). Über eine negative Rückkopplung (negatives Feedback) wirken die Glucocorticoide sowohl auf den Hypothalamus als auch auf die Hypophyse. Die negative Rückkopplung besitzt zwei Phasen. Die schnelle Phase erfolgt beim Anfluten der Glucocorticoide, wahrscheinlich durch Sekretionshemmung von CRH und ACTH. Die Synthesehemmung von ACTH erfolgt in der langsameren Phase (OETTEL 1996). Neben der Steuerung durch negative Rückkopplung beeinflussen auch Stress und ein circadianer Rhythmus die Konzentration der Glucocorticoide im Blut (OETTEL 1996). HEUSER (1995) beobachtet eine Schwächung der Glucocorticoid Rückkopplung bei jungen Tieren unter Stressbedingungen. Der circadiane Rhythmus überlagert die episodische Sekretion von CRH, ACTH und von Glucocorticoiden (THUN et al.1990) Wirkung der Glucocorticoide Die glucocorticoiden Wirkungen treten erst nach einer Latenzzeit auf und bleiben über die Elimination aus der Blutbahn hinaus erhalten. Auch wenn sich keine

37 37 Literaturübersicht Glucocorticoid-Rezeptor-Komplexe mehr im Zellkern befinden, kann noch eine Wirkung bestehen (JUSKO et al. 1980, GUSTAFSSON et al. 1989) Allgemeine Wirkmechanismen Alle Glucocorticoide binden an den spezifischen Glucocorticoidrezeptor, der im Cytosol in inaktiver Form an das Hitzeschockprotein HSP 90 gebunden ist. Nach Hormonbindung kommt es nach Dissoziation von diesem Protein zu einer Dimerisierung, und der Rezeptor-Glucocorticoid-Komplex transloziert in den Zellkern, wo er an die Glucocorticoid-responsiven Elemente (GRE) der DNA bindet. Durch diese Elemente wird die Transkriptionsrate von zahlreichen Proteinen verändert. Neben der erhöhten Synthese vor allem von Enzymproteinen kann die Synthese anderer Proteine abgeschaltet werden (KNEPEL 2005).

38 38 Literaturübersicht Abb. 2.6 Wirkungsmechanismus der Steroidhormon-Rezeptoren (KLINKE und SILBERNAGEL 2001). Die Wirkungen der Glukokortikoide innerhalb des Gesamtorganismus sind vielfältig. Neben ihrer hauptsächlich katabolen Wirkung auf den Kohlenhydrat-, Eiweiß- und Fettstoffwechsel zeichnen sie sich durch antiinflammatorische, immunsuppressive, antiexsudative, antiallergische Eigenschaften aus (FLOWER 1989).

39 39 Literaturübersicht Wirkungen auf den Stoffwechsel Glucocorticoide fördern die Gluconeogenese aus Aminosäuren, die durch Abbau von Proteinen frei werden. Die neu gebildete Glucose wird z.t. als Glukogen in der Leber gespeichert. Der Glucoseumsatz wird gesteigert, die Glucosetoleranz und die Insulinempfindlichkeit nehmen ab (KNEPEL 2005, GELEY et al. 1996). Durch Glucocorticoide kann ein Prädiabetes in einen latenten oder klinisch manifesten Diabetes überführt werden Steroiddiabetes (BENKER 1995). Im Gegensatz zum Diabetes mellitus ist der Steroiddiabetes nach Absetzen der Glucocorticoide reversibel (OETTEL 1996). Glucocorticoide fördern den Proteinabbau und führen zu einer negativen Stickstoffbilanz, z.t. auch bedingt durch vermehrte Ausscheidung von Aminosäuren und Harnsäure (KNEPEL 2005). Die katabole Wirkung zeigt sich vor allem in der Muskulatur, der Haut (OETTEL 1996) und dem Skelett. Sie führt beim Jungtier zu einer Wachstumshemmung (THUN und SCHWARTZ-PORSCHE 1994). Glucocorticoide beeinflussen den Fettstoffwechsel, indem sie die lipolytische Wirkung von Katecholaminen und Wachstumshormon fördern. Andererseits führen hohe Konzentrationen von Glucocorticoiden zu einer Umverteilung von Fettgewebe. Es kommt zur Steigerung der zirkulierenden Triglyceride (KÖBBERLING und ROTENBERGER 1993). Durch Glucocorticoide wird Fettgewebe mobilisiert (Lipolyse), gleichzeitig wird die Fettsäuresynthese in der Leber gehemmt (MÖSTL 2000). Es tritt Fettverlust an den Extremitäten und Fettzunahme am Stamm sowie im Nacken und Gesicht auf. Dies führt zum typischen Bild der Stammfettsucht beim Cushing-Syndrom (OETTEL 1996, KNEPEL 2005).

40 40 Literaturübersicht Wirkungen auf den Wasser- und Elektrolythaushalt Die Effekte der Corticoide auf Wasser- und Elektrolythaushalt werden durch zwei homologe Steroidrezeptoren vermittelt: den Mineralocorticoidrezeptor (MR) und den Glucocorticoidrezeptor (GR) (DE KLOET et al. 1986). Beide Rezeptoren gehören zu der Familie der ligandenabhängigen Transkriptionsfaktoren (MANGELSDORF et al. 1995). Der MR wird vor allem in limbischen Strukturen, wie dem Hippocampus, dem cerebralen Septum, und den Amygdala exprimiert und trägt wesentlich zur Regulation der basalen Aktivität der Hypothalamus-Hypophysen-Nebennierenrinden- Achse (HPA-Achse) bei (DE KLOET et al. 1993, DEUSCHLE et al. 1998). Der GR hingegen wird in weiten Bereichen des Gehirns exprimiert, vor allem im limbischen System, in parvozellulären Neuronen des paraventriculären Kerns und im Hirnstamm. Aber auch in anderen Organen, wie der Lunge, der Leber, dem Knochenmark und dem Immunsystem, ist der GR an wichtigen, physiologischen Prozessen beteiligt (EVANS-STORMS und CIDLOWSKI 1995, SCHMID et al. 1995) Wirkungen über den Mineralocorticoidrezeptor Die natürlichen Glucocorticoide sowie einige synthetische Analoga besitzen mineralocorticoide Wirkung. Sie steigern im distalen Tubulus und an den Sammelrohren der Niere die Reabsorption von Natrium; gleichzeitig steigern sie die renale Ausscheidung von K + und H +. Dieser Wirkung liegt wahrscheinlich die über den Mineralocorticoidrezeptor vermittelte schnelle Steigerung der Transkription des Gens der SGK-Kinase (serum- and glucocorticoid-induced kinase) zu Grunde. Diese phosphoryliert und aktiviert einen amiloridsensitiven epithelialen Natriumkanal (ENaC) (DE KLOET et al. 1986, MC EWEN et al. 1986). Langsamer (über Stunden) erfolgt auch eine Synthese von Untereinheiten des Natriumkanals und der Na + -K + -ATPase. Durch Förderung der Natrium- und damit Wasserretention nimmt das Volumen des Extrazellularraums zu, durch vermehrte

41 41 Literaturübersicht Kaliumausscheidung kommt es zu Hypokaliämie und metabolischer Alkalose. Auch die Magnesiumausscheidung wird durch Mineralocorticoide gesteigert (KNEPEL 2005) Wirkungen über den Glucocorticoidrezeptor Der bedeutendere Rezeptor ist jedoch der Glucocorticoid-Rezeptor (DE KLOET et al. 1986, MC EWEN et al. 1986). Über ihn werden die meisten Glucocorticoid-Effekte vermittelt. Dies sind die Wirkungen auf den Stoffwechsel wie die Förderung der Gluconeogenese, die Steigerung des Glucoseumsatzes, die Senkung der Glucoseutilisation und der Glucosetoleranz, sowie letztendlich die Steigerung der Glucosekonzentration im Plasma. Auf den Proteinstoffwechsel wirken Glucocorticoide katabol. Sie fördern die lipolytische Wirkung von Katecholaminen und bewirken eine Fettumverteilung von den Extremitäten zum Körperstamm. Von einigen Wirkungen der Corticosteroide auf Wasser- und Elektrolythaushalt muss angenommen werden, dass sie über den Glucocorticoidrezeptor vermittelt werden. Unter Cortisol ist die glomeruläre Filtration gesteigert und wird die renale Ausscheidung von Wasser über Vasopressinabhängige und unabhängige Mechanismen erhöht. Glucocorticoide hemmen auch die Resorption von Calcium über die Nieren. Diese Mechanismen sowie die erhöhte Phosphatclearance bewirken eine vermehrte Calcium- und Phosphatausscheidung und fördern die Entwicklung einer Osteoporose. Die hypocalcämie Wirkung wird beim Gesunden kompensiert, kann aber therapeutisch bei Hypercalcämien genutzt werden (OETTEL 1996, KNEPEL 2005) Wirkungen auf das cardiovaskuläre System Die Effekte von Glucocorticoiden auf das cardiovaskuläre System beruhen zum Teil auf mineralocorticoiden und zum Teil auf glucocorticoiden Wirkungen.

42 42 Literaturübersicht Glucocorticoide wirken positiv inotrop, erhöhen die Ansprechbarkeit der Mikrozirkulation auf Noradrenalin und verbessern dadurch die lokale Durchblutung (FREY 2002). Auf das Herz üben die Glucocorticoide einen positiven inotropen Effekt aus. Unter Einwirkung der Glucocorticoide nehmen Herz-Zeit-Volumen und arterieller Blutdruck zu, der periphere und pulmonale Gefäßwiderstand sinken. Glucocorticoide reduzieren die Kapillarpermeabilität. Die Ansprechbarkeit der kleinen Gefäße auf Catecholamine (permissive Wirkung) wird gesteigert, so dass es zu einer verbesserten Mikrozirkulation beim anaphylaktischen Schock kommt (OETTEL 1996) Wirkungen am ZNS Am ZNS wirken Glucocorticoide euphorisierend und lösen ein subjektives Gefühl des Wohlbefindens aus. Als Folge kommt es bei Tieren, insbesondere bei Rindern, im Zusammenwirken mit der Steigerung des Blutzuckerspiegels zu einer Appetitanregung, und es beginnen auch schwerkranke Tiere wieder zu fressen, ohne dass sich die Grundkrankheit gebessert hat. Diese Wirkung wird häufig als scheinbare Besserung fehlinterpretiert. Verschiedentlich kommt es zu Erregbarkeitssteigerungen und bei Hunden zu Bösartigkeit. Hunde und Katzen können vereinzelt auch mit Depression reagieren (UNGEMACH et al 2002). Unabhängig von der indirekten Beeinflussung des ZNS durch Effekte auf Stoffwechsel, Elektrolythaushalt und Zirkulation scheinen Glucocorticoide auch direkte Effekte zu haben. Sie steigern die Erregbarkeit des Gehirns, die Reizschwelle für eine Reihe von Stimuli wird gesenkt; EEG-Veränderungen werden beobachtet (OETTEL 1996). Zu den Wirkungen im Gehirn zählt auch die Hemmung der Synthese und Sekretion von CRH im Hypothalamus im Rahmen der negativen Rückkopplung durch

43 43 Literaturübersicht Glucocorticoide. Dabei scheinen sowohl Mineralocorticoid- als auch Glucocorticoidrezeptoren im Hippocampus beteiligt zu sein Wirkungen auf das Blut, die Skelettmuskulatur und das Wachstum Glucocorticoide können die Zunahme der Erythrocytenzahl und der Hämoglobinkonzentration bewirken, vermutlich durch Verzögerung des Erythrocytenabbaus (THUN und SCHWARTZ-PORSCHE 1994). Die Zahl der Thrombocyten und neutrophilen Granulocyten im Blut nimmt unter Glucocorticoiden zu. Dagegen nimmt die Zahl der Lymphocyten, Monocyten, eosinophilen und basophilen Granulocyten als Folge einer Umverteilung ab. Die Skelettmuskulatur wird durch Glucocorticoide indirekt durch Beeinflussung der Zirkulation und des Stoffwechsels, aber auch direkt beeeinflusst. Wachstum und Zellteilung werden durch Glucocorticoide beeinflusst. Die DNA-Synthese und die Zellteilung in einer Reihe von Geweben, z.b. Fibroblasten, Magenschleimhaut, Epidermis, Thymocyten u.a., werden durch Glucocorticoide gehemmt. Dieser Effekt scheint selektiv zu sein, da andere Gewebe wie Knochenmark und Darmschleimhaut nicht betroffen sind (KNEPEL 2005) Antiinflammatorische und immunsuppressive Wirkungen Glucocorticoide wirken antiinflammatorisch und immunsuppressiv. Sie beeinflussen zahlreiche andere endokrine Systeme wie die Schilddrüse, das Reproduktionssystem sowie das Wachstum (CHARMANDARI et al. 2003). Speziell auf diesen Wirkungen beruht die breite therapeutische Anwendung der Glucocorticoide. Obwohl sie nicht die zu Grunde liegende Ursache einer Erkrankung beiseitigen, besitzt die potente entzündungshemmende und immunsupressive Wirkung der Glucocorticoide einen enormen Klinischen Wert.

44 44 Literaturübersicht Nebenwirkungen der Glucocorticoide Unter hochdosierter Langzeittherapie werden Cushing-ähnliche Effekte beobachtet (FELDMANN und NELSON 1996, FERGUSON und HOENIG 2001). Katzen können schneller eine Glukoseintoleranz entwickeln als Hunde. Mehr als 95% der Katzen mit einem spontanen Cushing Syndrom leiden gleichzeitig an Diabetes mellitus (IMMNIK et al. 1992, NELSON et al. 1988); unter der Glucocorticoid -Therapie wurde eine Hyperglykämie bereits mit einer Dosierung von 2 mg/kg Prednisolon während 8 Tagen festgestellt (MIDDLETON und WATSON 1985, MIDDLETON et al. 1987, SCOTT et al. 1979). Typische unerwünschte Wirkungen bei der Katze: Polyurie, Polydipsie, Polyphagie mit Gewichtszunahme, Durchfall, Depression.Glucocorticoide wirken am Auge infektionsbegünstigend. Zubereitungen ohne antibiotischen Zusatz bergen die Gefahr der Infektion, teilweise mit Penetration der Keime in die Cornea. Glucocorticoide verhindern die Heilung von Ulzera und vor allem beim Vorliegen von Epithelläsionen kann es zur Entwicklung von Ulzera kommen. Des Weiteren erhöhen sie den Augeninnendruck, was insbesondere bei Langzeitanwendung zum Glaukom führen kann (UNGEMACH 1999); die durch Glucocorticoide induziererten morphologische Veränderungen im trabekulären Netzwerk werden hauptsächlich für die Entstehung eines Glaukoms verantwortlich gemacht (TRIPATHI et al. 1999). Bei lokaler Therapie tritt diese Komplikation häufiger auf als bei langer systemischer Behandlung. Vor allem die Dauer der Therapie ist entscheidend (STRAUB 1992). Die Druckerhöhung ist in etwa 30 % der Fälle reversibel, solange noch keine morphologischen Veränderungen des Kammerwinkels eingetreten sind (ROHEN 1973). Auch die Katarakt ist eine mögliche Folge der Glucocorticoide Anwendung (HUNTER et al. 1973, UNGEMACH 1999, SMEETH et al. 2003). Linsentrübungen wurden auch nach systemischer Anwendung von Steroiden beschrieben (BLACK et al. 1960). In Tabelle 1 sind die häufigsten Nebenwirkungen zusammengefasst.

45 45 Literaturübersicht Tab. 2.1: Nebenwirkungen der Glucocorticoide (ROCHE LEXIKON MEDIZIN 2003) akut chronisch Zentrales Nervensystem Elektrolytregulation Glucosestoffwechsel Habitus Haut Knochen Wachstum Augen Muskulatur Gastrointestinaltrakt Hemmung der zellulären Immunität Gonaden Steroidentzugssyndrom Euphorie Schlaflosigkeit Psychose Kaliumverlust Natriumretention Ödem Herzinsuffizienz manifester Diabetes Cushingoid, Fettsucht, Mondgesicht Erythem Striae Elastizitätsverlust Purpura Ekchymosen Hirsutismus, Akne Osteoporose (Rippen, Wirbelkörper, distaler Radius) aseptische Knochennekrosen (Femurkopf) Hemmung des Längenwachstums vorzeitiger Epiphysenschluss Katarakt Erhöhung des intraokulären Drucks, Glaukom Myopathie Magenulkus Pankreatitis Dünndarmulzera Kolonulzera? Manifestation latenter Infektionen Mykobakterien, Pilz-, Virusinfektionen Toxoplasmose, Pneumocystis Hypogonadismus Zyklusschwankung Fieber, Anorexie, Übelkeit, Lethargie, Arthralgie

46 46 Literaturübersicht Cortisol und seine synthetischen Derivate Bald nach der Entdeckung der klinischen Effekte des Cortisons bemühte man die Substanz so abzuwandeln, dass die Wirkung erhalten blieb, die unerwünschten Nebenwirkungen aber gemindert wurden. Dabei sollten die mineralocorticoiden "Nebenwirkungen" von den erwünschten glucocorticoiden Effekten getrennt werden (BETTENDORF 1995). Ein erster Schritt bei der Synthese neuer Glucocorticoide war die Einführung einer Doppelbindung zwischen Position 1 und 2. Prednison und Prednisolon waren als Produkt dieser Molekularveränderung um den Faktor 4-5 wirksamere Glucocorticoide. Ihre mineralocorticoide Wirkung war auf etwa die Hälfte reduziert. Eine wichtige Epoche begann mit der Halogenierung des Steroidmoleküls in Position 6,7 und/oder 9. Mit den halogenierten Glucocorticoiden wurde eine erhebliche Wirkungssteigerung bei nahezu völligem Fehlen der Mineralcorticoid- Wirkung erreicht (z.b. Dexamethason und Triamcinolon) (FREY 1996).

47 H3COCHCCH3HOHFHCO47 Literaturübersicht Abb. 2.7 Chemische Struktur des Cortisol und einiger synthetischer Derivate (FREY 1996). 2COCHHO3OCH3OCHOHCH2OOH3OCortisol Prednisolon H2OHCHOOHCH33FAktivität der Äquivalenzdosis, d.h. jene Dosis, die mit der mineralokortikoider sowie ODexamethason Dexamethason ist 9-Fluor-16α-methylprednisolon, ein Glukokortikoid, welches entzündungshemmend und dämpfend auf das Immunsystem wirkt. Es gehört zu den langwirkenden Glukokortikoiden, wirkt ca. 30x stärker als die körpereigenen Produkte und besitzt keine relevante mineralkortikoide Wirkung. Die folgende Tabelle gibt eine Übersicht einiger häufig eingesetzter Glucocorticoide bezüglich Wirkungsdauer, antiinflammatorischer (glucocorticoider) und CH

48 48 Literaturübersicht entsprechenden Substanz die selbe pharmakologische Wirkung wie die Vergleichssubstanz erzielt (BEHREND und CRECO 1995). Tab. 2.2: Übersicht einiger häufig eingesetzter Glucocorticoide (UNGEMACH 1999) Wirkstoff Wirkungsdauer [h] Glucocorticoide Aktivität * Äquivalenzdosis** [mg] Mineralokortikoide Aktivität * Hydrocortison < Prednison ,3 Prednisolon ,3 Methylprednisolon ,8 0 Triamcinolon ,8 0 (<48) Flumethason > ,3 0 Dexamethason > ,15 0 Betamethason > ,12 0 *relativ zu Hydrocortison (= 1). **relativ zu Prednison/Prednisolon (= 1).

49 49 Literaturübersicht Pharmakokinetik von Ophthalmica Bei Behandlung von Augenerkrankungen bestehen lokale so wie auch systemische Applikationsmöglichkeiten. Die systemische Applikation, wie z.b. intravenös oder oral, hat den Nachteil, dass die Medikamente nicht nur lokale Wirkungen, sondern auch systemische Nebenwirkungen zeigen (SCHOENWALD 1993), die noch verstärkt werden, weil zur Überwindung der Diffusionsbarrieren im Auge Blut/Netzhaut und Blut/Kammerwasser- sowie die Blut/Glaskörper-Schranke (RAVIOLA 1977) sehr hohe Blutwirkstoffspiegel nötig sind. Ziel der medikamentösen Therapie von Augenerkrankungen ist eine hohe Bioverfügbarkeit im Auge bei möglichst geringen systemischen Nebenwirkungen. Neben dem geringen Vorhandensein oder dem vollständigen Fehlen von Blutgefäßen in verschiedenen Abschnitten des Auges bedingt die aktive Sekretion von intraokulären Flüssigkeiten allgemein einen nur geringen Übertritt von Komponenten aus dem Blutplasma in intraokuläre Bereiche (BINKHORST 1987). Aus diesen Gründen ist die lokale Therapie der systemischen oft vorzuziehen (MAUGER 1994). Die lokalen Applikationsarten umfassen die topische Anwendung sowie die subkonjunktivale oder retrobulbäre Injektion (CLERC und KRÄHENMANN 1990). Die am häufigsten angewendete lokale Anwendung in der Augenheilkunde ist die topische Applikation von Augentropfen und Augensalben (COX et al 1972). Die physiologischen und anatomischen Besonderheiten des Auges müssen bei der medikamentellen Therapie bedacht werden, um einen ausreichend hohen Arzneimittelspiegel in den Kompartimenten des Auges zu bekommen. Die inneren Strukturen des Auges zählen zu den am besten geschützten Regionen des Körpers. Es ist bekannt, dass die auf Untersuchungen systemisch applizierter Wirkstoffe beruhende klassische Pharmakokinetik sich nicht direkt auf ophthalmologisch angewandte Wirkstoffe übertragen lässt (SCHOENWALD 1993). Die Wirkstoffe topischer Arzneiformen zur Anwendung am Auge sollen nach ihrer Liberation entweder direkt an der Konjunktiva angreifen oder sollten durch die Cornea oder

50 50 Literaturübersicht Konjunktiva penetrieren, um dann in der vorderen oder hinteren Augenkammer und an den Rezeptoren des mittleren und hinteren Auges ihre Wirkung zu bringen. Zur topischen Anwendungin stehen wässrige Lösungen, Suspensionen, Emulsionen sowie Salben zur Verfügung. Die Auswahl der Formulierung hat dabei besonders durch die unterschiedliche Viskosität Einfluss auf die Verweildauer des Medikamentes am Auge (SCHOENWALD 1985). Glucocorticoide penetrieren nach lokaler Applikation gut in die vorderen Augenabschnitte und erreichen die Kammerflüssigkeit. Sie zeichnen sich somit durch eine gute Hornhautpenetration aus und sind in der Lage Gefäßeinsprossung, Zellinfiltration und Ödem zu reduzieren (MATTHEWS et al. 1983). (COX et al. 1972) konnte allerdings zeigen, dass Dexamethasonacetat aus einer Salbe trotz der verlängerten Kontaktzeit weniger gut in die Kornea übertritt als aus einer Lösung. Den Grund dafür liegt in der großen Affinität von Dexamethasonacetat für den Salbenträger, der nur wenig Wirkstoff in den präkornealen Tränenfilm übertreten ließ (COX et al. 1972). Ein Nachteil wässriger Augentropfen ist deren rascher Abtransport über den Tränen- Nasenkanal. Weiterhin kommt es durch den Reiz bei der Applikation wässriger Augentropfen häufig zur vermehrten Tränenproduktion und damit zur Steigerung der Drainagerate. Auf Grund dessen sind weniger als 10% des ursprünglich applizierten Arzneistoffs in der Lage, das Hornhautepithel zu durchdringen und einen therapeutischen Effekt im Auge zu entfalten. Bis zu 90% der Arzneistoffmenge können durch die conjunktivalen und nasalen Blutgefäße zur systemischen Zirkulation gelangen (KEIPERT 1997) und zu unerwünschten Effekten führen. LEOPOLD und MAYLATH (1952), die topische, subkonjunktivale und systemische Applikation von Cortisonacetat beim Menschen verglichen, haben festgestellt, dass Erkrankungen der vorderen Segmente des Auges mit gleichem Erfolg lokal, subkonjunktival oder systemisch behandelt werden können. Eine Behandlung der

51 51 Literaturübersicht tieferen Strukturen ist nach ihrer Meinung lediglich durch eine systemische Therapie sowie durch subkonjunktivale Injektion möglich. Arbeiten von REICHENBECKER (2002) und KAISER (2003) beschäftigen sich mit Untersuchungen zur Verteilung von Dexamethason im Auge des Pferdes und im Hundeauge. KAISER (2003) konnte feststellen, dass sich Dexamethason bereits nach einer einmaligen lokalen Behandlung des Hundeauges mit einer Dexamethason-Augensalbe in der Cornea, Iris und im dritten Augenlid, sowie in geringerem Ausmaß auch in der Retina / Choroidea nachweisen lässt. Für die Katze lassen sich aus der zurzeit vorhandenen Literatur keine Daten für die Verteilung pharmakologischer Substanzen in den Kompartimenten des Auges finden. Die vorliegende Arbeit beschäftigt sich daher mit dieser bisher nur wenig behandelten Fragestellung.

52 52 Material und Methode 3 MATERIAL UND METHODE In der vorliegenden Arbeit sollte das Verteilungsverhalten von Dexamethason (DXM) nach einmaliger lokaler Anwendung am Katzenauge untersucht werden. 20 Katzen wurden dazu jeweils 3 und 6 Stunden vor Euthanasie und Probengewinnung mit einer Dexamethason-Augensalbe oder Dexamethason-Augentropfsuspension behandelt. Die benötigten Materialien und Geräte werden im folgenden Abschnitt, ebenso wie Versuchsaufbau und Messmethoden aufgelistet. 3.1 Geräte Dispensette II (Brand, Deutschland) Kühlzentrifuge, Typ 5403 Eppendorf Magnetrührer mit Heizplatte (Heidolf MR 3001K) ph-meter, Typ ph 320 (WTW, Weilheim) Pipetten: einstellbar von µl, µl, µl (Eppendorf, Hamburg) Präparierbesteck (VWR International GmbH, Deutschland) Rüttler, Typ Reax Top (Heidolph, Deutschland) Überkopfschwenker,Typ PFAX 2 (Heidolph, Deutschland) Ultra Turrax TP 18/10 (IKA-Werk, Deutschland) Wärmeschrank (Memmert, Schwarbach) β- Counter: LS-5000-TA (Beckmann, Deutschland) Vibrax VXR (IKA Werk, Deutschland) TCS- Metallblock- Thermostat (Labor Technik, Barkey) 3.2 Verbrauchsmaterialien Einmalkanülen 23Gx1 (Terumo Europe N.V., 3001 Leuven, Belgium) Pasteurpipetten, 150 mm Glas, Nr (Brand GmbH&Co., Wertheim) Pipettenspitzen: blau, Nr (Greiner BIO-ONE GmbH, Frickenhausen) Pipettenspitzen: gelb, Nr (Greiner BIO-ONE GmbH, Frickenhausen)

53 53 Material und Methode Pipettenspitzen: weis, Nr (Eppendorf, Hamburg) PP-Reaktionsgefäße 1,5 ml (Greiner, Frickenhausen) Spritzen 2,0 ml (BRAUN Melsungen AG) 3.3 Medikament Dexamethasonhaltige Augentropfsuspension Isopto-Dex und Augensalbe Isopto- Dex (Alkon-Pharma GmbH, Freiburg) enthalten jeweils 1 mg Dexamethason / ml Suspension oder / g Salbe. Folgende arzneilich nicht wirksame Bestandteile sind in der Augentropfsuspension enthalten: Benzalkoniumchlorid Citronensäure und/oder Natriumhydroxid zur ph-einstellung Dinatriumedetat 2H2O gereinigtes Wasser Hypromellose Natriumchlorid Natriummonohydrogenphosphat wasserfrei Polysorbat 80 Folgende arzneilich nicht wirksame Bestandteile sind in der Augensalbe enthalten: flüssiges Wollwachs Wasser-frei Methyl-4-Hydroxybenzoat (E218) Propyl-4-Hydroxybenzoat (E216) weiße Vaseline Dosierungsanleitung: Isopto-Dex Augentropfsuspension: 1 Tropfen zwei- bis sechsmal täglich einträufeln. Isopto-Dex Augensalbe sollte drei- bis viermal pro Tag in den unteren Bindehautsack des Auges gestrichen werden.

54 54 Material und Methode 3.4 Chemikalien und Reagenzien Aquasafe 300 Plus Szintillator (Zinsser Analytic, U.K.) [1, 2, 3, 4-3H] Dexamethason Lösung in Ethanol, (Amersham Pharmacia Biotech, U.K.) Spezifische Aktivität: 1,44 TBq/mmol; 39,0 Ci/mmol Aktivkohle zur Analyse (E. Merck, Darmstadt) Dexamethason (Sigma, München) Dextran T 70 (Carl Roth GmbH & Co., Karlsruhe) Di-Natriumhydrogencarbonat-Dihydrat (E. Merck, Darmstadt) Ethanol (absolut) (Riedel-de Haen, Seetze) Ethylacetat (LAB-SCAN, Dublin) Gelatine (SIGMA, Steinheim) Natriumchlorid (NaCl) (E. Merck, Darmstadt) Salzsäure (HCl) (E. Merck, Darmstadt) Stickstoff (Westfalen AG, Göttingen) 3.5 Patientengut Die im Rahmen dieser Arbeit untersuchten Proben stammen von 20 Katzen. Alle Katzen wurden in 4 Gruppen aufgeteilt und einmal lokal mit der Augensalbe oder Augentropfsuspension behandelt. Es handelt sich bei diesen Katzen um Patienten der Kleintierklinik der Tierärztlichen Hochschule Hannover, die in der Zeit von Oktober 2004 bis Juni 2006 behandelt und wegen anderer Erkrankungen euthanasiert wurden. Die Patienten der 1 Gruppe und 2 Gruppe wurden 6 Stunden, die Patienten der 3 Gruppe und 4 Gruppe 3 Stunden, nach der Salben- und Tropfenapplikation euthanasiert (Tab. 4). Klinische Befunde sind den Tabellen 3.1 bis 3.4 zu entnehmen.

55 55 Material und Methode Tab. 3.1: Klinische Besonderheiten bei Patienten der 1.Gruppe (Euthanasie und Probengewinnung 6 Stunden nach der Behandlung mit der Isopto-Dex Augensalbe). Alter Patient Rasse Klinische Besonderheiten in Jahren 1 Europäisch Kurzhaar 10 Azotämie, Katzenschnupfen 2 Hauskatze - Unterkieferfraktur, FIV (+) 3 Hauskatze 4 Niereninsuffizienz 4 Ragdoll Katze 1 Gaumenspalte 5 Europäisch Kurzhaar 1 Unterkiefer- und Zahnfrakturen Tab. 3.2: Klinische Besonderheiten bei Patienten der 2.Gruppe (Euthanasie und Probengewinnung 6 Stunden nach der Behandlung mit der Isopto-Dex Augentropfsuspension). Alter Patient Rasse in Jahren Klinische Besonderheiten 1 Europäisch Kurzhaar - Exsikkose, Abmagerung, Muskelatrophie, Urämie, FIV (+) 2 Europäisch Kurzhaar 3 Femurfraktur, Azotämie, Leukopenie, FeLV (+) 3 Hauskatze 2 FIP (+) 4 Europäisch Kurzhaar 3 FIP (+) 5 Hauskatze 5 FIP (+)

56 56 Material und Methode Tab. 3.3: Klinische Besonderheiten bei Patienten der 3.Gruppe (Euthanasie und Probengewinnung 3 Stunden nach der Behandlung mit der Isopto-Dex Augensalbe). Alter Patient Rasse Klinische Besonderheiten in Jahren 1 Hauskatze 10 Mammatumor, Lungenmetastasen 2 Hauskatze 4 Autounfall 3 Europäisch Kurzhaar 8 Dyspnoe, Liquidothorax, Kardiomyopathie 4 Europäisch Kurzhaar - Kopf-Trauma 5 Europäisch Kurzhaar 9 Peritonitis, Azotämie, Bilirubinämie, Vomitus, Apathie, Exsikkose Tab. 3.4: Klinische Besonderheiten bei Patienten der 4.Gruppe (Euthanasie und Probengewinnung 3 Stunden nach der Behandlung mit der Isopto-Dex Augentropfsuspension). Alter Patient Rasse Klinische Besonderheiten in Jahren 1 Hauskatze - Katzenschnupfen 2 Hauskatze 12 Katzenschnupfen 3 Europäisch Kurzhaar 10 Thoraxerguss, Thorakotomie 4 Perserkatze 2 Neuropathie, Aszitis, Konjunktivitis purulenta beiderseits 5 Europäisch Kurzhaar 9 Urämie

57 57 Material und Methode Tab. 3.5: Bechandlungsschema Gruppe Katze Behandlung mit Probengewinnung nach Bechandlung Isopto-Dex Augensalbe 6 Stunden Isopto-Dex Augentropfsuspension 6 Stunden Isopto-Dex Augensalbe 3 Stunden Isopto-Dex Augentropfsuspension 3 Stunden Klinische Untersuchung Die Katzen dieser Studie wurden aufgrund verschiedener Erkrankungen euthanasiert. Unmittelbar vor dem Eintritt eines Patienten in die Studie erfolgte eine Untersuchung. Hierbei wurden neben der Körpertemperatur, die Atmung, der Zustand der Schleimhäute und die Mandibularlymphknoten untersucht. Die Auskultation des Herzens und der Lunge schloss die klinische Untersuchung ab. Ein Großteil der Patienten wurde vor dem Eintritt in die Studie über einen unterschiedlich langen Zeitraum bis zur Euthanasie mit verschiedenen Arzneimitteln therapiert. Es gelangten keine Patienten in die Studie, die mit Dexamethason vorbehandelt waren Spezielle ophthalmologische Untersuchung Vor Auswahl eines Patienten erfolgte eine spezielle ophthalmologische Untersuchung zur Feststellung des Status praesens der Augengesundheit des

58 58 Material und Methode Tieres. Die Untersuchung erfolgte in einem abgedunkelten Raum am nicht narkotisierten Tier. Es wurde die Umgebung des Auges kontrolliert, dabei wurde auf Entzündungserscheinungen, die Lidstellung, Spuren eines übermäßigen oder verminderten Tränenflusses sowie Veränderungen des 3. Augenlides (soweit ohne Anästhesie möglich) geachtet. Die Untersuchung wurde mit einem Ophthalmoskop bei jedem zur Untersuchung anstehenden Tier vorgenommen. Sie erfolgte im darauffallenden, seitlichen und im durchfallenden Licht. Auf diese Weise wurde Cornea, vordere Augenkammer, Linse, hintere Augenkammer und der vordere Glaskörper untersucht. Ein Patient der 4. Gruppe (3 Stunden nach der Tropfenapplikation) wies eine Konjunktivitis purulenta beiderseits auf. Alle weiteren Patienten waren unauffällig. 3.6 Probengewinnung und Lagerung Die Entnahme und Präparation der Augen erfolgte in unmittelbarem Anschluß an die Euthanasie der Patienten. Zur Etablierung der Entnahmetechnik der einzelnen Proben wurde die Entnahmetechnik vorab in der Tierärztlichen Klinik Dr. S. Kaiser / Dr. H. Lindenstruth (Werl / Westfalen) und im Institut für Pathologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover erprobt. Dabei wurden die Proben von 3. Augenlid, Kornea, Kammerwasser, Iris, Linse, Glaskörper und Retina entnommen. Die Aufbewahrung erfolgte bei -20 C. 3.7 Versuchsaufbau Die in den Tabellen 3.1 bis 3.4 aufgeführten Tiere erhielten einmalig eine Gabe von 0,05 ml eines dexamethasonhaltigen Medikament Isopto Dex je nach der Patientengruppe in Form einer Augensalbe oder Augentropfsuspension in den Konjunktivalsack eingegeben. Die Menge entspricht 0,05 mg Dexamethason. Die Medikamentgabe erfolgte am wachen Tier unter Praxisbedingungen. 6 Stunden

59 59 Material und Methode (Gruppe 1 und 2) und 3 Stunden (Gruppe 3 und 4) nach der Applikation wurden die Tiere euthanasiert Enukleation der Bulbi oculi Die Enukleation beider Bulbi erfolgte unmittelbar im Anschluß an die Euthanasie des Patienten. Der Augapfel wird möglichst weit freigelegt und gleich eine Kanthotomie vorgenommen, um die Lidspalte zu erweitern. Die Durchtrennung der Bindehaut erfolgt zirkulär dem Limbus entlang, wobei die Tenonsche Kapsel ebenfalls losgelöst wird (1). Nun werden die Augenmuskeln sichtbar. Die 4 geraden und die 2 schrägen Muskeln werden in der nähe ihres Sehnenansatzes an der Lederhaut abgesetzt (2). Es verbleibt indessen noch ein Muskelkranz rund um die Hülle des Sehnervs. Die Muskeln werden durchschnitten, so dass nur noch der Nervenstrang den Bulbus in der Orbitalhöhle zurückhält (3). Zur Vermeidung einer Blutung wird der gesamte Nervenstrang mit einer gebogenen und stumpfen Klemme erfasst und oberhalb dieser durchtrennt (4). Die Nickhaut samt Nickhautdrüse wird entfernt.

60 60 Material und Methode Abb. 3.1 Entfernung des Augapfels (CLERC und KRÄHENMANN 1990) Entnahme des Kammerwassers Mittels einer Kanüle (23G x 1 ) und einer 2 ml Spritze wurde im ersten Sektionsschritt Kammerwasser entnommen. Dazu wurde im medialen Augenwinkel im Übergangsbereich von Sclera und Kornea in flachem Winkel in die vordere Augenkammer eingegangen und zwischen 0,7 und 1,5 ml Kammerwasser gewonnen. Das so gewonnene Kammerwasser wurde dann 5 Minuten bei 3000 g zentrifugiert und der zellfreie Überstand bis zur Probenaufarbeitung gelagert.