Pflanzenphysiologie - Vordiplom. Stoffwechselphysiologie der Pflanzen. Teil I: Frau Prof. Dr. Büchel Teil II: Herr Prof. Dr.

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1 Pflanzenphysiologie - Vordiplom Stoffwechselphysiologie der Pflanzen Teil I: Frau Prof. Dr. Büchel Teil II: Herr Prof. Dr. Brüggemann 1. Lichtabsorption und Pigmente 2. Lichtantennen 3. Elektronentransportkette (PSI+Cyt-b 6 f+psii+fd-nutzung+atpase) 4. Export von ATP/NADPH+H + 5. Regulation und Schutzmechanismen 6. Anoxygene Photosynthese 7. Carboxylase Aktivität der Rubisco (Calvin-Zyklus: Hexoseaufbau, Regulation) 8. Oxygenase Aktivität der Rubisco (Photorespiration) 9. C4 + CAM Pflanzen 10. Physiologie der Photosynthese 11. Zuckermetabolismus (Zellwand, Speicherassimilate, Transportassimilate) 12. Regulation des Zuckermetabolismus (Triose-phosphat-Translokator, F-2,6-bp) 13. Dissimilation (Stärkeabbau, Glykolyse, oxidative Decarboxylierung, Citratcyclus, oxidative Phosphorylierung, Pentosephosphatweg) 14. Lipidmetabolismus (Fettsäuresynthese, Synthese von Membran- und Speicherlipiden, Lipidabbau) 15. Terpenoide und Steroide (Cholesterin, Carotinoide) 16. Biosynthese von Aromaten (Flavonoide, Anthocyane, Lignin) 17. Biosynthese von Heterocyclen (Chlorophylle, Alkaloide) 18. Stickstoffassimilation (Nitrat, molekularer Stickstoff, Symbiose, Aminosäuremetabolismus) 19. Schwefelassimilation (Einbau in Cystein; Bildung von Gluthation, Nutzung der Schwefelverbindungen) 20. Wasser- und Ionen-Aufnahme

2 - Funktion von Proteinen: Struktur (Cytoskelet), Mobilität (Geißelapparat), Signalübertragung, Stofftransport an Membranen (Kanäle, aktive und passive Transporter), Katalysatoren (Enzyme) - Löslich (globulär) oder membrangebunden (β Fass) - Oxidationen biologischer Moleküle exergonisch, jedoch Aktivierungsenergie nötig (Moleküle sind metastabil gegenüber O 2 ) - Regulation der Enzymaktivität entwicklungsabhängig (Synthese, Destruktion) oder metabolisch (Aktivierung, Inaktivierung) - Enzymklassen nach Reaktionstypen: o Oxidoreduktasen (Übertragung von Wasserstoff oder Elektronen): Dehydrogenasen, Oxidasen o Transferasen (Übertragung funktioneller Gruppen Transaminasen o Hydrolasen (hydrolytische Spaltungen) Esterasen, Glykosidasen, Peptidasen o Lyasen (Eliminierungsreaktionen, Spaltung von spezifischen Bindungen) o Isomerasen (Isomerisierungen) o Ligasen (Herstellung kovalenter Bindungen) Synthetasen (ATP Verbrauch), Synthasen (kein ATP Verbrauch) - Coenzyme und prosthetische Gruppen o Wasserstoffübertragung NAD + / NADP + / Flavinmononukleotid FMN / Flavinadenindinukleotid FAD / Plastochinon PQ / Ubichinon Q / Cytochrome Cyt (Elektronenüberträger) / Liponsäure Lip (auch Acylgruppenüberträger) o Grupppenüberträger ATP (Phosphat, AMP) / UDP (Zucker und Derivate [UDPG als Vorstufe in der Saccharosesynthese] oder Zuckerisomerisierung) / Phosphoadensosinphosphosulfat PAPS (Sulfat) /APS / Pyridoxalphosphat PLP (Aminogruppe oder Decarboxylierungen) S-Adenoylmethionen SAM (Methylgruppe) / Tetrahydrofolsäure THF (Formyl-, Formaldehydgruppe) / Biotin (Carboxygruppe) Thiamindiphosphat DPT (C 2 Aldehydgruppen oder Decarboxylierungen) / CoA (Acetyl-, Acylgruppen) - FAD ist prosthetische Gruppe (fest am Enzym gebunden), NAD(P) ist Coenzym, das zwischen verschiedenen Enzymen wechselt. - Endergonische Reaktionen laufen nur ab, wenn sie mit der exergonischen ATP hydrolyse energetisch gekoppelt werden (ADP/ATP System)

3 Messmethoden 1. manometrische Messung der O 2 Produktion mittels Warburg Apparatur abgedichtetes, beleuchtetes Reaktionsgefäß, verbunden mit einem Barometer; im Reaktionsgefäß befinden sich eine Chloroplastenlösung und ein Puffer, der die Konzentration von CO 2 im Gasraum konstant hält. Im Laufe der Photosynthese entsteht ein Überdruck von Sauerstoff, der sich durch einen Ausschlag des angeschlossenen Barometers bemerkbar macht; mittels der Warburggleichung lässt sich die entstandene Sauerstoffmenge bei konstanter Temperatur und konstantem Volumen berechnen. 2. Messung des CO 2 Verbrauchs am Ultrarotabsorptionsschreiber (URAS): in einem abgeschlossenen, beleuchteten Raum befindet sich eine Pflanze. Die Atmosphäre enthält eine bestimmte Menge an CO 2, die über die Zeit verbraucht wird (Versuchsgas). Das Versuchsgas strömt in eine Kammer(I), die mit Ultrarotlicht durchstrahlt wird. Da vom CO 2 des Versuchgases ein Teil des Lichts absorbiert wird, kommt nur ein bestimmter Prozentsatz durch; dieser Prozentsatz strahlt in eine zweite, abgeschlossene Kammer(III). Parallel hierzu befindet sich eine andere Kammer(II) mit CO 2 freier Luft, die ebenso mit Ultrarotlicht durchstrahlt wird. Hier gelangt das Licht zu 100% in eine davon abgeschlossene Kammer(IV). Die Kammern III und IV sind mit CO 2 gefüllt. Die ankommende Strahlung wird in die Bewegung der Teilchen umgesetzt. Die Kammern sind über einen Membrankondensator miteinander gekoppelt, der die Differenz des Teilchendruckes misst und an einem Schreiber zur Visualisierung angeschlossen ist. 3. Elektrochemische Messung der O 2 Produktion mittels O 2 -Elektrode:

4 Licht UV Licht (niedrige Wellenlängen, hochenergetisch, gefährlich), sichtbarer Wellenlängenbereich 380nm-760nm, IR Licht (energiearm, hohe Wellenlängen, Wärmestrahlung) Sonnenspektrum: auf der Erde ankommende Solarstrahlung (spektrale Energieverteilung) wird durch Streuverluste in allen Wellenlängenbereichen, vor allem aber im UV und sichtbarem Bereich gesenkt. Die Minima der spektralen Energieverteilung liegen bei den Wellenlängen, welche die Absorptionsmaxima der u.a. Atmosphärengase (Stickstoff, Wasser, Methan) darstellen. Die Minima entstehen durch Absorptionsverluste in der Atmosphäre. Wirkungsspektrum (Aktionsspektrum) der Photosynthese (Extinktion gegen Wellenlänge) kommt durch Ergänzung der Absorptionsmaxima verschiedener an der Lichtabsorption beteiligter Pigmente zustande (Chlorophyll a und b / Carotinoide). Es ist identisch mit der Kurve für die O 2 Produktion in Abhängigkeit der Wellenlänge. Pigmente Klassifizierung: - Sensorpigmente: Phytochrom (Unterscheidet hellrot von Dunkelrot) und Cryptochrom (detektiert UV Licht und blaues Licht) [beide Photomorphogenese], Phototropin (Phototropismus); absorbieren Licht, Umwandlung in Signal, Signaltransduktion, nur in geringen Mengen vorhanden, lösen z.b. gerichtetes Wachstum aus. - Massenpigmente (Photosynthese-, Schutz-, Färbepigmente): Chlorophylle (mengenmäßig am häufigsten; a, b und c; je Pflanzliches und Bacteriochlorophyll), Carotinoide (= Carotine und Xanthophylle; letztere haben zusätzlich Sauerstofffunktionen (Hydroxyle, Epoxide, Ester), Phycobiline [bei Rhodophyta (Rotalge), Cryptophyceae (einzellige Algen), Cyanophyceae bzw. Cyanobacteria (früher: Blaualge)]; Pigmente zur Färbung von Blüten: Anthocyane Chlorophylle: Die apolaren Chlorophylle bestehen aus dem Porphyrin, einem Tetrapyrrolring, mit einem Magnesium als Zentralatom in der Mitte und einem durch Veresterung der Propansäure angehängten langkettigen Alkohol, dem Phytol, welcher nichtkovalente Wechselwirkungen mit dem hydrophoben Innenbereich der Proteine eingeht. Durch die Assoziation der Chlorophylle mit unterschiedlichen Proteinkomponenten variieren deren Absorptionseigenschaften leicht, was den Excitonentransfer (strahlungsloser Energietransfer) von Pigmenten mit energiereicher Absorption zu Pigmenten mit niederenergetischer Anregbarkeit erlaubt. Das blaugrüne Chlorophyll a trägt am 7. C- Atom eine Methylgruppe, während das gelbgrüne Chlorophyll b dort eine Aldehydgruppe aufweist, welche in das delokalisierte π- Elektronensystem mit einbezogen werden kann.

5 Anthocyane befinden sich in der Vakuole und sind für die Färbung der Blüten und Früchte verantwortlich. Des Weiteren sind sie als Schutzpigmente - ähnlich der Carotinoide im sichtbaren Spektralbereich - gegen UV-Strahlung wirksam. Sie bestehen aus 2 aromatischen Ringsystemen mit Anthocyanidin als Grundgerüst und verschiedenen Substituenten und sind mit unterschiedlichen Mono-/ Disacchariden über Etherverbindungen verknüpft, was die große Vielfalt dieser Pigmente bedingt. Deren Farbe ist vom ph-wert sowie Kationen als auch weiteren Pigmenten in der Umgebung abhängig. Sie sind hydrophil. Carotinoide (Tetraterpene) sind aufgrund ihres langen Kohlenstoffgerüsts mit konjugierten Doppelbindungen ebenfalls unpolare Pigmente. Man unterteilt sie nochmals in zwei Gruppen: Carotine, reine Kohlenwasserstoffe wie z.b. β-carotin; und Xanthophylle wie Lutein, die zusätzlich noch Sauerstoff gebunden haben. Neben ihrer Funktion als akzessorische Photosynthesepigmente dienen Carotinoide als Schirmpigmente, da sie Pflanzen vor zu starkem Lichteinfall schützen, indem sie überschüssige Lichtenergie in Wärmeenergie umwandeln sowie die Bildung von sehr reaktiven und daher schädlichem Singulettsauerstoff behindern Struktur der Pigmente: haben konjugiertes π Elektronensystem. Durch die Delokalisierung der Elektronen in diesem System ist die Anregung durch Licht leichter. Je größer das mesomere System, desto energieärmeres Licht reicht aus, um ein Elektron anzuregen. Die Extinktion (Maß für die Absorption) ist abhängig vom absorbierenden Molekül und von dessen Umgebung (Lösungsmittel, Proteinumgebung) Braunalgen und Kieselalgen haben Fucoxanthin, während höhere Pflanzen und Grünalgen Lutein, Zeaxanthin und Violaxanthin aufweisen. Der Absorptionsbereich von Fucoxanthin deckt diejenigen von Chlorophyll a und Lutein ab. Phycobiline sind proteingebundene Pigmente (zusammen: Phycobiliproteide; Ringprotein mit Chromophoren Gruppen) bei Cyanobakterien, Rotalgen und Cryptophyceen. Es handelt sich um offene Porphyrinsysteme. Sie decken die grün-lücke der Chlorophylle ab.

6 Anpassung an die Meerestiefe - Das breite Spektrum an Wellenlängen wird vom Wasser und den in einer bestimmten Meerestiefe lebenden Pflanzen gefiltert. Je höher die Meerestiefe, desto weniger Wellenlängen erreichen die Organismen im Wasser. eine Tiefe von 250m wird nur von blau-grünen ( nm) Lichtwellen erreicht. Diese Grün-Lücke kommt zustande, da Grünalgen diese Wellenlänge nicht absorbieren. Sie wird von den tiefer lebenden Rot- und Braunalgen ausgenutzt. - Rotalgen: m / Braunalgen10-30m / Grünalgen: bis zu 10m Tiefe. - Absorption im blau-grünen Wellenlängenbereich ist bei den Rotalgen am höchsten. Sie weisen Phycobilisome auf, die zur Chromatischen Adaption fähig sind. Grünalgen haben hauptsächlich Chlorophylle, deren Absorption nicht anpassungsfähig ist.

7 Absorption von Licht Licht einer bestimmten Frequenz f hat eine definierte Energie h*f (h ist Plancksches Wirkungsquantum: 6,63*10-34 Js). Die Frequenz ist Proportional zu ihrer Energie (Proportionalitätskonstante ist h) und antiproportional zu ihrer Wellenlänge (Antiproportionalitätskonstante ist c) EPhoton c f = f = h λ In einem Atom gibt es genau ein unteres und ein oberes Energieniveau, das vom Elektron eingenommen werden kann. So kann nur Licht einer bestimmten Wellenlänge absorbiert werden und so zeigt sich die Absorptionsintensität als einen Pik bei einer bestimmten Frequenz bzw. Wellenlänge. Ein Molekül hat mehrere Energieniveaus, in denen sich Elektronen aufhalten können. So führen mehrere Frequenzen zur Anregung. Je nachdem welche Frequenz zur Anregung führt wird das Elektron um den jeweilig äquivalenten Energiebetrag angehoben. Die Absorptionsintensität lässt sich durch mehrere Piks bei unterschiedlichen Wellenlängen darstellen, wobei der mittlere Pik am höchsten und die Piks der oberen und unteren Grenze der Energieniveaus (größte und kleinste Frequenz) am kleinsten sind. Ein Molekül mit unendlich vielen Energieniveaus in einem Energieintervall macht es möglich alle Wellenlängen in diesem Intervall zu absorbieren. Die Absorptionsintensität lässt sich durch eine Gaußsche Glockenkurve darstellen.

8 Rückkehr in den Grundzustand Nachdem die Energie absorbiert wurde, muss das Molekül wieder in seinen ursprünglichen Grundzustand zurückkehren. Hierzu gibt es die Energie wieder ab, wobei mehrere Möglichkeiten zur Verfügung stehen. Chlorophylle können die Energie weiterleiten (und damit für die Photosynthese nutzbar machen, inklusive Ladungstrennung), als Wärme dissipiieren (dem System entziehen) oder als Fluoreszenz abstrahlen (wobei die Energie reabsorbiert werden kann). Anregungszustände des Chlorophylls Die Triplett-Zustände oberhalb von T 1 sind irrelevant, da alle Singulett-Zustände oberhalb von S 1 nicht lange genug existieren, um eine Spin-Umkehr zu ermöglichen. Energietransfer zwischen Pigmenten: Vom S 1 Zustand ist ein Energietransfer zu anderen benachbarten Chlorophyll a Molekülen möglich. Dies geschieht entweder durch Excitonentransfer (strahlungsloser Energietransfer zwischen Pigmenten) oder durch Fluoreszenzstrahlung. Chlorophyll a hat ein Absorptionsmaximum bei 662nm und gibt die aufgenommene Energie durch Fluoreszenz bei 669nm ab. Dieses Licht ist jedoch energieärmer. Man spricht von der Stokes Verschiebung. Die Energiedifferenz wird für die Erzeugung eines Photons aufgewendet. Die abgegebene Fluoreszenzstrahlung kann von anderen Chlorophyllen reabsorbiert werden. Dies ist möglich, da Chlorophylle von unterschiedlichen Proteinen umgeben sind und somit andere Absorptionsmaxima aufweisen. Dieser Resonanztransfer ist abhängig vom Abstand und von der Anordnung der Moleküle. Primäre Photochemie Speziell gebundene Chlorophyll a Moleküle (haben höheres Redoxpotential), die im Reaktionszentrum liegen, können eine Ladungstrennung durchführen, wobei Lichtenergie in chemische Energie umgewandelt wird. Dieses Chl a wird mittels Lichtenergie in den S 1 Zustand angeregt. Nun kann ein primärer Akzeptor A das angeregte Elektron aus dem S 1 Zustand akzeptieren, wobei A - und Chl a + entstehen. Der Elektronentransfer ist nur durch im Reaktionszentrum befindliche Chlorophyll a Moleküle möglich. Zu diesen Molekülen wird die Energie von den anderen Chlorophyllmolekülen letztlich transferiert.

9 Triplett-Chlorophyll und Schutzfunktion der Carotinoide - Für die Schutzfunktion ist hauptsächlich β-carotin und Zeaxanthin verantwortlich. - Bei der Spinumkehr (S 1 T 1 ) muss Energie aufgewendet werden. Sie geht in Form von Wärme verloren. Der Trippletzustand ist für die Pflanze sehr gefährlich, da bei der Rückkehr in den Grundzustand ein Energietransfer auf ein Triplett Sauerstoffmolekül stattfinden kann. Es entsteht der angeregte und hochreaktive Singulettsauerstoff. Es handelt sich dabei um eine ROS (reactive oxygen species; u.a. Singulettsauerstoff, Wasserstoffperoxid, Hydroxylradikale). Hinzu kommt, dass Triplett-Chlorophyll sehr langlebig ist. - Singulett Carotinoide (Grundzustand) sind in der Lage Singulettsauerstoffmoleküle (angeregter Zustand) zurück zum ungefährlichen Triplettsauerstoff (Grundzustand) umzuwandeln, indem sie selber ebenso in den Trippletzustand (angeregter Zustand) übergehen. - Singulett Carotinoide sind darüber hinaus in der Lage direkt die Energie, welche vom Triplett Chlorophyll abgegeben wird aufzunehmen, sodass die Entstehung von ROS verhindert wird. Dabei gehen die Carotinoide ebenso in den angeregten Trippletzustand über. - Carotinoide können durch Wärmeabgabe vom angeregten Triplettzustand einfach in den Singulettzustand gelangen.

10 Absorptionsfunktionen der Carotinoide Für die Absorptionsfunktion ist hauptsächlich Lutein und Neoxanthin und Violaxanthin (Xanthophylle) verantwortlich. Sie stellen die Lightharvesting- bzw. Antennenpigmente dar. Schutzfunktion von Carotinoiden gegen zuviel Licht: Der VAZ Zyklus Die Photosyntheserate steigt mit höherer Lichtintensität bis zu ihrer Sättigung an, während ab einer bestimmten Lichtintensität die Fluoreszenzlöschung qe erheblich ansteigt. Sie ist Maß für die Wärmestrahlung ( Wärmedissipation). Es wird also das einkommende Licht, welches nicht mehr zur Photosynthese genutzt werden kann in Wärme umgewandelt, damit es keinen Schaden anrichten kann. Diese Beobachtung korreliert mit einem Anstieg an Zeaxanthin und einem Abfall an Violaxanthin. Violaxanthin kommt in den Antennen vor und wird dann durch Deepoxidierung zu Zeaxanthin reagieren, wenn der ph Gradient über der Thylakoidmembran sehr hoch ist (Zeichen für hohen Reduktionspegel der Lichtreaktion). Da die Epoxidase, welche die Rückreaktion (Zeaxanthin zu Violaxanthin) katalysiert ihr ph-optimum im alkalischen hat findet die Rückreaktion erst im Dunkeln (bei Nacht) statt, wenn der ph-gradient abgenommen hat. Die Deepoxidase hat ihr ph-optimum im Sauren und arbeitet daher bei Tageslicht während eines starken ph-gradienten (Tageslicht: Stroma ph=7,6 / Lumen ph=5) Das nun bei zu hoher Lichtintensität entstandene Zeaxanthin bindet an PSII unter dem Einfluss des ph-gradienten über der Thylakoidmembran. Durch diese Bindung findet eine Konformationsänderung im PSII statt, was zur Folge hat, dass PSII im Reaktionszentrum mehr Wärme abstrahlt. Es finden weniger Ladungstrennungen statt.

11 Zusammenfassung Photonen werden von Chl a, Chl b oder Xanthophyllen absorbiert (Light harvesting, Lichtsammlung). Die absorbierte Energie wird zwischen den einzelnen Pigmenten weitergeleitet (Energieweiterleitung), bis sie das Chl a im Reaktionszentrum erreicht. Hier findet die Ladungstrennung (primäre Photochemie) statt, sodass ein Elektron des Chl a von einem primären Akzeptor akzeptiert werden kann (Redoxreaktion). Im Folgenden werden Redoxäquivalente NADPH+H + hergestellt und ein Protonengradient zur Synthese von ATP aufgebaut. Strukturelle Basis der Lichtabsorption: Lichtantennen Die Strukturelle Basis der Lichtabsorption unterscheidet sich zwischen Algen, höheren Pflanzen und Bakterien erheblich voneinander. Bei allen Domänen liegen speziell organisierte Proteine vor, welche Pigmente gebunden haben, so genannte Light-harvesting-Complexes (=LHC, Lichtsammelkomplexe, Antennenproteine etc.). Es gibt zwei mögliche LHC: lösliche (der Membran aufgelagert) oder membrangebundene. Für anoxygene Photosynthetiker siehe anoxygene Photosynthese Oxygene Photosynthese bei Rotalgen (Rhodophyta), Blaualgen (Cyanobacteria) - Cyanobacteria: Phycobilisomen-tragende Thylakoidmembran ist Ausstülpung der inneren Cytoplasmamembran, die mehrschichtig entlang des Zellrandes verläuft, um mehr Licht einzufangen. - Rhodophyta: haben Rhodoplasten, welche Phycobilisomen-tragende Thylakoide aufweisen. Phycobilisome sind hoch organisierte Komplexe, die aus verschiedenen Biliproteinen und Linkerpolypeptiden aufgebaut sind und mit in der Regel zwei PSII assoziiert sind. Das Phycobilisom besteht aus einem Kern (meist 3 zur Thylakoidmembran senkrecht liegende Zylinder) und peripheren Stäbchen (ebenfalls zylindrisch; stehen senkrecht auf den Zylindern des Kerns). Kern und Stäbchen sind aus scheibenförmigen Biliproteinaggregaten zusammengesetzt. Die Phycobiliproteine unterscheiden sich hauptsächlich durch die Art und Anzahl ihrer kovalent gebundenen Chromophore. Sie bestehen alle aus drei kleinen α und drei größeren β Untereinheiten (α 3 β 3 Hexamer), die zusammen ein ringförmiges Aggregat bilden. Mehrere ringförmige Aggregate zusammengelagert bilden ein Stäbchen. Um die Energieweiterleitung zu erleichtern, liegen die hochenergetisch absorbierenden Phycoerythrine (570nm) an der Peripherie der Stäbchen, die Phycocyanine (630nm) im unteren Teil der Stäbchen und die niedrigenergetisch absorbierenden Allophycocyanine (650nm) im Kern, die schließlich die Energie auf das bei 670nm absorbierende Chl a des Reaktionszentrums im PSII übertragen. Die Linkerproteine tragen zur Organisation und Stabilisierung der Phycobilisomen bei, können aber auch die spektralen Eigenschaften der Biliproteine beeinflussen. Die Chromophore sind meist am Ring A an Cysteine des Proteins gebunden.

12 Oxygene Photosynthese bei Grünen Pflanzen, eukaryotischen Algen, Cyanophyceen (prokaryotisch, früher: Blaualgen) 6CO H 2 O + Licht C 6 H 12 O 6 + 6O 2 + 6H 2 O ( G 0 =+2872kJ) Reaktionen der Photosynthese: Primärreaktion (=Lichtreaktion) ist direkt Lichtabhängig / Sekundärreaktion (=Dunkelreaktion) ist nicht direkt lichtabhängig, findet aber NICHT im Dunkeln statt, da, wäre dies der Fall, ATP und NADPH zwischengelagert werden müssten Chloroplasten der höheren Pflanzen: Im Chloroplasten befinden sich Plastoglobuli (Lipidspeicher) und Stärkeeinlagerungen, außerdem DNS Fibrillen und Ribosomen. Er ist von einer doppelten Hüllmembran umschlossen, bestehend aus einer durchlässigen äußeren Hüllmembran (mit Porinen) und einer Metabolitundurchlässigen inneren Hüllmembran, die durch einen Intermembranraum voneinander getrennt sind. Die Thylakoide sind durch Einstülpungen der Inneren Hüllmembran entstanden. Nach ihrer Abschnürung hat sich ein durchgehendes Membransystem mit durchgehendem Lumen entwickelt. Man unterscheidet Grana-Thylakoide (Stapel) von Stroma-Thylakoide. 50% aller Proteine in der Thylakoidmembran sind LHC. Endosymbiontenhypothese: Der strukturelle Aufbau eines Chloroplasten gleicht dem eines Cyanobakteriums (Blaualge). Er besitzt wie dieses ein nicht chromosomal strukturiertes DNA-Genom (mehrere circuläre DNA Stränge) und eine eigene Proteinsynthese. Der Aufbau der hierbei aktiven Ribosomen (70S) ist identisch mit denen in Blaualgen. Außerdem gibt es keine Schutzvorkehrung für die m-rna (keinen Cap Poly-A Schwanz). Die Translation beginnt mit Formyl-Methionin, wie bei den Bakterien. Ein weiteres Argument ist die eigenständige "Vermehrung" der Chloroplasten ohne eine strukturelle Koppelung an die Zellteilung der umgebenden Eukaryontenzelle. Sequenzuntersuchungen der rrna haben ergeben, dass eine hohe Sequenzverwandtschaft zwischen Chloroplasten und Cyanobakterien besteht. Dies hat zu der Endosymbiontentheorie geführt, die besagt, dass Chloroplasten sich als endosymbiotische Cyanobakterien und Mitochondrien als endosymbiotische Purpurbakterien (Endocytobiont) entwickelt haben. So hat einst eine Phagocytose dieser Zellen stattgefunden. Es hat eine Symbiogenese (Koevolution von Wirt und Symbiont) stattgefunden, bei der im Laufe der Evolution ein Teil des Genoms der frühen Cyanobakterien in den Kern gewandert ist, so dass die Autonomie der Cyanobakterien verloren ging. Außerdem sind die Translokatoren erst später entstanden.

13 Die Photosysteme bestehen aus äußeren Lichtsammelantennen (trimeres LHCII bei PSII und monomeres LHCI bei PSI), welche die Photonen einfangen und in Form von Energie weiterleiten und peripheren Antennen (CP24, CP26, CP29), welche die Energie letztlich über die Core-Antennen (CP43 und CP47) zum Reaktionszentrum (PS) transferieren. Es liegen im PSII zwei heterodimere Reaktionszentren, im PSI ein heterodimeres Reaktionszentrum vor. LHC II: Das Apoprotein (Monomer) besteht aus 3 membrangebundenen α-helices und einer amphipatischen Helix an der Lumenseite der Membran. Die Bindung der Chlorophylle erfolgt durch Glu, Gln, His und H-Brücken. Der Phytholrest des Chlorophylls stabilisiert die Bindung. Je Monomer befinden sich 8 Chl a, 6 Chl b und 2 Lutein im LHCII, wobei sie in allen Winkeln und gut verteilt positioniert sind, um Licht aus jeder Richtung und Intensität nutzen zu können. In der Membran liegt LHCII als Trimer vor. Im Trimer befinden sich auch 3 Neoxanthin und 3 Violaxanthin.

14 Photosystem II (Komplex I) Das PSII besteht aus 16 verschiedenen Proteinen, von denen 2 (D 1 und D 2 ) als Heterodimer das eigentliche Reaktionszentrum und zwei weitere (CP43 und CP47) die Core-Antennen bilden. Das Chl a Dimer wird sowohl von D 1 als auch von D 2 gebunden. Es befindet sich in der Membran der Granathylakoide. Ladungstrennung, Elektronentransfer: wenn die Energie von LHCII über die Core-Antennen zum Reaktionszentrum P680 (es handelt sich um 4 Chl a Moleküle, ein Dimer je Heterodimeres Reaktionszentrum) gelangt ist, wird dieses in den angeregten Zustand P680* überführt. In diesem angeregten Zustand kann die Ladungstrennung vollzogen werden, wodurch P680 + entsteht. Der primäre Akzeptor des Elektrons ist Pheophytin a, ein Chl a ohne zentrales Mg. Das aus P680 stammende Elektron wird nun von dort auf Q A und weiter auf Q B (Plastochinone) transferiert. Regenerierung, Wasserspaltung: Um P680 wieder zu regenerieren wird ½ H 2 O zu einem Elektron, einem Proton und ¼ O 2 gespalten (Dies findet am Wasserspaltenden Komplex des Reaktionszentrums statt). Das Elektron gelangt über ein Mn 4 Ca Komplex des Wasserspaltenden Komplexes zu einem Tyr Z des Proteins (ist aufgrund passender Proteinumgebung Redoxüberträger) und weiter zum Reaktionszentrum P680 +, welches nun wieder neutral ist und eine erneute Ladungstrennung durchführen kann. Elektronentransport, Plastochinone: Q A kann ein Elektron übertragen. Q B muss jedoch 2 Elektronen gleichzeitig übertragen, da es selbst mit 2 Elektronen vom PSII abdissoziiert. Es müssen also 2 Ladungstrennungen hintereinander stattfinden. Nach der ersten Ladungstrennung liegt Q A Q B - vor. Erst nach der zweiten Ladungstrennung nehmen Q A - Q B - 2H + auf, wodurch Q A Q B H 2 entsteht. Aus dieser Verbindung löst sich nun Q B H 2 ab und tritt in den in der Thylakoidmembran gelösten Plastochinon-Pool über (Lipidlöslichkeit ist durch Prenylrest gegeben). An seiner Stelle tritt ein neues Q B, sodass wieder Q A Q B vorliegt.

15 Wasseroxidation, S-Zyklus: Der Wasserspaltende Komplex (OEC) besteht aus einem Tetra-Mn-Mono-Ca Komplex, der über Sauerstoffbrücken koordinativ zusammengehalten wird. In direkter Reichweite befindet sich der Tyr Z Rest, an dem das Elektron weitergegeben wird. Der Mangankomplex spaltet nach dem S-Zyklus zunächst 2H 2 O, wodurch ein O 2 und 4H + frei und 4 Elektronen durch den Cluster aufgenommen werden. Dabei geht der Cluster vom S 4 (vier Elektronen fehlen) in den S 0 (Grundzustand, kein Elektronenbedarf) Zustand über. Das Cluster ist also ein 4- Elektronen Speicher. Das Mangancluster wird nun in vier aufeinander folgenden Schritten oxidiert: zunächst wird je ein Elektron und ein Proton, dann je nur ein Elektron abgegeben, wodurch 4 P680 + zurück zu 4 P680 regeneriert werden. Insgesamt finden 4 Ladungstrennungen hintereinander statt, worauf dann zwei Wasserspaltungen folgen (Regenerierung des Mn Clusters). Auf diese Weise wird vermieden, dass ROS entstehen. Das Photosystem ist die Schnittstelle zwischen Energietransfer und Elektronentransport. Der Emerson Enhancement Effekt: Eine Verdopplung der Intensität einer bestimmten Wellenlänge führt auch zur Verdopplung der Sauerstoffproduktion (Verdopplung der Photosyntheserate). Bei einer Gleichzeitigen Einstrahlung zweier verschiedener Wellenlängen gleicher Intensität erhöht sich die Sauerstoffproduktion jedoch wesentlich mehr. Die Steigerung (Enhancement) kommt aufgrund der zwei synergistisch in Serie arbeitenden Photosysteme zustande, da beide unterschiedliche Lichtoptima haben.

16 Elektronentransportkette Nachdem das Licht vom LHCII absorbiert wurde, die Energie zum Reaktionszentrum über Core-Antennen gelangt, die Ladungstrennung vollzogen ist und die so entstandenen Elektronen im Plastochinon-Pool in der Thylakoidmembran gespeichert wurden, muss ein gerichteter Elektronentransport stattfinden. Elektronentransport: Der Elektronentransport muss entlang eines Redoxpotentialgefälles erfolgen. Am oxidierten Elektronendonator herrscht demnach der größte Elektronendruck (E=-0,8V). Der Elektronendruck sinkt, je mehr Elektronenüberträgermoleküle das Elektron passiert hat, da ΔG in jeder einzelnen Reaktion negativ sein muss. Am Ende reduziert das Elektron seinen Endakzeptor, welcher das niedrigste Redoxpotential (niedrigster Elektronendruck) aufweist. Die Elektronentransportkette erfolgt zwischen den Photosystemen II und I. Das Elektron verliert dabei an Energie, welche im H + -Gradienten gespeichert werden. Das Prinzip der Elektronentransportkette (ETC) lässt sich nach dem Z-Schema erklären.

17 Der Cytochrom-b 6 /f-komplex (Komplex II) Struktur und Funktion: fungiert als Plastohydrochinon-Plastochinon-Oxidoreduktase und als Protonenpumpe. Der transmembrane Komplex besteht aus zahlreichen Untereinheiten, von denen ein Cytochrom f, ein Cytochrom b 6 und ein Eisen- Schwefel Protein (=Rieske Protein) als Redoxsysteme fungieren. Cytochrome sind farbige Proteine, die Häm als prosthetische Gruppe enthalten. Die Cytochrome unterscheiden sich vom Häm Typ (a, b, c) und vom Apoprotein. Häm leitet sich wie die Chlorophylle vom Porphyrinringsystem ab, besitzen jedoch ein Eisen als Zentralatom des Tetrapyrrolringes. Cytochrom f gehört chemisch zu der Cytochrom c Gruppe. Häm ist kovalent über seine beiden Vinylgruppen an SH Gruppen von Cysteinen addiert und mit seinem Fe Zentralatom über ein His koordiniert. Cyt f ist zum Thylakoidlumen hin orientiert, also gut erreichbar vom PC Pool, der sich im Lumen befindet. Cytochrom b 6 ist ein integrales Membranprotein. Es enthält zwei Häm b Moleküle, die senkrecht zur Membran stehen. Das Rieske Protein ist ein peripheres Protein mit einem Fe 2 S 2 Zentrum als Redoxsystem. Cytochrome und Eisen-Schwefel Zentren sind 1Elektronen Überträger. Elektronentransfer: Plastohydrochinon (PQH 2 ) überträgt zwei Elektronen auf Cyt-b 6 f, wobei jedes Elektron einen anderen Weg einschlägt und genau ein Proton ins Lumen pumpt. Das erste Elektron wandert zum Eisen Schwefel Zentrum des Rieske Proteins und von dort weiter zum Häm c (Eisenatom macht einen Wertigkeitswechsel durch: Fe 3+ /Fe 2+ ) des Cyt f. Das Häm c gibt das Elektron weiter an Plastocyanin. Plastocyanin ist ein kleines Protein, welches ein Cu Atom koordiniert hat. Es wechselt bei Elektronenaufnahme seine Wertigkeit von Cu 2+ auf Cu +. Es handelt sich um einen 1Elektronen Überträger. Es ist im Thylakoidlumen lokalisiert. Das zweite Elektron wandert in das Cyt b 6 über das erste Häm b zum zweiten Häm b und wird von dort auf ein Plastochinon (PQ) übertragen, welches zum Semichinonradikal (PQ - ) wird. Dieses Radikal bleibt vorerst in der Nähe des zweiten Häm b am Protein gebunden. Dockt nun ein zweites Plastohydrochinon PQH 2 am Cyt-b 6 f Komplex an, wandert das dritte Elektron erneut wie beim ersten beschrieben und das vierte Elektron erneut wie beim zweiten zum Häm b. Diesmal befindet sich am Häm b das Semichinonradikal PQ -, welches nun das vierte Elektron mit 2 Protonen aus

18 dem Chloroplastenstroma aufnehmen kann und abdissoziiert. Es gelangt zurück zum Plastohydrochinonpool. Es wird also nur jedes zweite Elektron direkt vom PQH 2 zum Plastocyanin zum Weitertransport transferiert. Die anderen wandern im Kreis zurück in den PQH 2 Pool der Thylakoidmembran. Dies wird auch als Q-Zyklus bezeichnet. Zweck des Q Zyklus ist die Verstärkung des Protonengradienten, da nun jedes zweite Elektron auch zwei Protonen pumpt. Außerdem müssen zwei Elektronen irgendwie auf einen 1-Elektronen-Überträger transferiert werden, was unmöglich ist. Deshalb nimmt ein Elektron einen Umweg. Das Photosystem I (Komplex III) - Struktur: Das Photosystem I besteht aus 12 verschiedenen Untereinheiten. Die Untereinheiten A und B (Heterodimer) enthalten die Redoxsysteme, den Chl a Dimer P700 des Reaktionszentrums und die Core-Antenne. - Die Untereinheit A des PSI ist der Untereinheit D 1 + CP43 des PSII homolog. - Die Untereinheit B des PSI ist der Untereinheit D 2 + CP47 des PSII homolog. - Die Untereinheit F interagiert mit Plastocyanin. - Die Untereinheit D interagiert mit Ferredoxin, dem Elektronenakzeptor. - Die Untereinheit C vermittelt zwischen dem Reaktionszentrum und der Untereinheit D, transportiert demnach die Elektronen vom Reaktionszentrum hin zur Ferredoxinandockstelle. - Elektronentransport: Das Photosystem I muss zunächst Licht absorbieren, Energie zum Reaktionszentrum transferieren und eine Ladungstrennung im Reaktionszentrum durchführen. Die Mechanismen sind identisch mit dem in PSII. Die Ladungstrennung erfolgt im Chl a P700. Das emittierte Elektron wandert über 2 monomere Chl a Moleküle (A 0 = 2Chl a = primärer Akzeptor) auf Phyllochinon (A 1 entspricht dem Q A des PSII), welches eine Semichinonradikalform annimmt. Das angeregte Elektron wird über 3 Fe 4 S 4 Zentren auf das an der Stromaseite über die D Untereinheit bindende Ferredoxin übertragen. - Ferredoxin ist ein kleines Protein mit einem Fe 2 S 2 Zentrum. Es handelt sich um einen 1Elektronen Überträger. Es kann nun auf der Stromaseite der Thylakoidmembran in den Ferredoxinpool entlassen werden. - Die Elektronen vom reduzierten Plastocyanin (PC), welches im Thylakoidlumen umherschwebt *grins* kann nun auf das Photosystem I übertragen werden, um das P700 + zu P700 zurück zu regenerieren.

19 Nutzung des reduzierten Ferredoxinpools - Die Elektronen im Ferredoxinpool haben nun mehrere Möglichkeiten. Das reduzierte Ferredoxin kann entweder von der Ferredoxin-NADPH- Oxidoreduktase (FNR, Komplex IV) eingefangen werden und dort NADP + zu NADPH+H + reduzieren, also Redox-Äquivalente synthetisieren. Das reduzierte Ferredoxin kann auch sein Elektron über den PQ Pool, Cytochrom b 6 f Komplex und Plastocyanin zurück auf P700 + abgeben (zyklischer Elektronentransport). Dies führt, durch Einbezug des Cyt-b 6 f Komplexes, wie der Q Zyklus dazu, dass mehr Protonen gepumpt werden. Dies liefert einen Beitrag zur ATP Synthese, auf Kosten von der NADPH+H + Synthese. Man nennt diesen Prozess auch zyklische Photophosphorylierung. Er tritt vor allem bei einem Substratmangel von Komplex IV (viel NADPH+H + / wenig NADP + ) auf. Vermittelt wird diese Reduktion des PQ Pools durch das noch weitestgehend unbekannte Enzym Ferredoxin-Chinon-Reduktase (FQR). Falls es zu einer übermäßigen Reduktion des Ferredoxinpools kommt, werden Elektronen vom reduzierten Ferredoxin auf Sauerstoff übertragen. Dabei entstehen ROS, die über den Mehler-Zyklus zu Wasser entgiftet werden können. Diesen Prozess nennt man pseudocyclischen Elektronentransport. Auch er führt indirekt zur Synthese von ATP (es werden bei der Mehler-Reaktion Protonen aus dem Stroma verbraucht, und somit der Gradient verstärkt), verhindert aber die Synthese von NADPH+H +. Mehler-Zyklus: 1. reduziertes Ferredoxin überträgt sein Elektron auf O 2 Superoxid O Superoxidradikale werden durch die Superoxid-Dismutase mittels 2 Protonen zu Wasserstoffperoxid H 2 O 2 und O Wasserstoffperoxid wird nun durch die Ascorbatzu 2H 2 O reduziert, wobei 2 Mono- Peroxidase mittels 2 Ascorbat (reduzierte Form) dehydroascorbat (1. oxidierte Form = Radikal) entstehen Mono-Dehydroascorbat reagieren spontan unter Disproportionierung zu Ascorbat und Dehydroascorbat (2. oxidierte Form = stabil) 5. Dehydroascorbat wird durch die Dehydroascorbatebenso wieder zu Ascorbat regeneriert, wobei Reduktase mittels 2GSH (reduziertes Gluthation) GSSG (oxidiertes Gluthation) entsteht. Ascorbat kann auch direkt über den reduzierten Ferredoxin Pool regeneriert werden. 6. Das oxidierte Gluthation kann nun NADPH+H + zu NADP + oxidieren. Dies geschieht durch die Gluthation Reduktase.

20 Nutzung des Protonengradienten - Protonen, welche beim Aufbau einer protonenmotorischen Kraft mitwirken: Wasserspaltung (es entstehen skalare Protonen im Lumen), Cytochrom b 6 f (PQ nimmt 2H + aus dem Stroma auf und gibt es an diesem Komplex auf der Lumenseite wieder ab: vektorielle Protonen), Mehler- Zyklus ( Protonenverbrauch im Stroma zur Entgiftung von Superoxid; nur wenn zuviel reduziertes Fd vorhanden) - Der im Laufe des Elektronentransportes aufgebaute Protonengradient (=protonenmotorische Kraft; im Lumen positiv, im Stroma negativ) kann nun dazu genutzt werden ATP zu synthetisieren. Hierfür ist Komplex V der Photosynthese verantwortlich, eine f 0 f 1 -ATPase, oder einfach ATP-Synthase. - Die ATP-Synthase gliedert sich in 2 Einheiten mit jeweils mehreren Untereinheiten. In der Membran befindet sich die f 0 Einheit, welche Protonen aus dem Lumen aufnehmen kann und auf der Seite des Stromas wieder abgibt. Auf der Seite des Stromas befindet sich die f 1 Einheit, welche nun aus der durch die Protonen erzeugte motorische Kraft ATP synthetisiert. - Die f 0 Einheit besteht aus der A und der C Untereinheit. Ein Proton wird über die A Untereinheit (Halbkanal mit einem Eingang auf der Lumenseite und einem Ausgang auf der Stromaseite) aufgenommen. Über den Eingang wird es zur C Untereinheit weitergegeben. Die C Untereinheit (Rotor) besteht aus mehreren Doppel- Helices, die im Zentrum Aspartat (negative Ladung) enthalten. Die Helix, die sich neben dem Eingang der A Untereinheit befindet nimmt nun das Proton auf. Dabei wird Aspartat neutralisiert. - In diesem neutralen Zustand kann das vorherige Proton in die hydrophobe Membran gelangen, wodurch ein protoniertes Aspartat im anderen Halbkanal die Möglichkeit erhält das Proton auf der anderen Seite freizugeben. - so werden kontinuierlich Protonen vom Lumen ins Stroma gepumpt, was zu dem Antrieb des Minimotors (C Untereinheit) führt. - Dadurch, dass γ innerhalb des f 1 Komplexes rotiert, bewirkt es eine Konformationsveränderung des f 1 Komplexes, genauer des α 3 -β 3 Hexamers. Durch diese Konformationsveränderung wird es möglich gemacht, dass ADP + P i zu ATP reagieren. - Jede der 3 α-β Untereinheiten hat einen anderen Zustand: O-Zustand (open; hat nichts gebunden), L-Zustand (loose; hat ADP + P i gebunden), T- Zustand (tight; hat ATP sehr fest gebunden)

21 - Der O-Zustand geht mit der Bindung von ADP und P i in den L-Zustand über. Dieser geht mit der Reaktion von ADP + P i zu ATP in den T Zustand über. Mit der Freigabe von ATP in das Stroma geht der T-Zustand erneut in den O- Zustand über. - pro 120 Drehung wird 1ATP synthetisiert. Da die c Untereinheit aus Doppel-Helices besteht, lässt sich berechnen wie viele Protonen transportiert werden müssen, um ein ATP zu produzieren. Bei 12 Doppel-Helices werden 4 Protonen für die Synthese von einem ATP benötigt. Regulation der ATP-Synthase - Protonen werden aus bioenergetischen Gründen (ATP-Synthese), jedoch nur bei Tageslicht gegen den Ladungs- und ph- Gradienten (zusammen: Protonengradient) gepumpt. Nachts wird der Gradient abgeschwächt (Lichtreaktion baut keinen Gradienten mehr auf und Protonen laufen vermehrt in die andere Richtung, entlang ihres Konzentrationsgefälles). So muss im Dunkeln die ATP-Synthase (über das Thioredoxin-System wird im Licht eine Disulfidbrücke der γ-untereinheit zum Dithiol reduziert und im Dunkeln die inaktive Disulfidform gebildet) abgeschaltet werden, um zu verhindern, dass sie ATP verbraucht (rückwärts läuft). - K +, Mg ++ und Ca + werden bei Tageslicht aus regulatorischen Gründen aus dem Thylakoidlumen herausgepumpt, während Cl - hineingepumpt wird. Im Dunkeln werden auch diese Ionen entgegengesetzt fließen. Entkopplung des Gradienten - Wie bereits erwähnt, sind der Elektronentransport und die Phosphorylierung von ADP durch einen Protonengradienten an der inneren Thylakoidmembran gekoppelt. Diese Kopplung kann von bestimmten Substanzen aufgehoben werden, was dazu führt, dass keine ATP-Synthese mehr stattfindet. - Leicht protonierbare, lipophile Substanzen nehmen an der Außenseite der Membran Protonen auf, diffundieren in der Membran, bis sie auf der Stromaseite auftauchen und dort ihr Proton aufgrund der niedrigen H + Konzentration abgeben. Beispiel: Dinitrophenol (Schlankmacher, toxisch) - Substanzen, welche H + innerhalb des Thylakoidlumens verbrauchen entkoppeln ebenso.

22 Export von ATP und NADPH+H + aus dem Chloroplasten - Um die Energie und die Reduktionskraft der Zelle zur Verfügung zu stellen, müssen NADPH+H + und ATP aus dem Chloroplasten exportiert werden. Dies kann nur über spezifische Translokatoren geschehen - Triose-phosphat-Translokator: Im Normalfall werden sowohl ATP als auch NADPH+H + indirekt ins Cytosol transportiert. Dazu werden ATP und NADPH+H + im Chloroplastenstroma dazu verwendet aus 3-Phosphoglycerat GAP zu synthetisieren. GAP steht im chemischen Gleichgewicht zu DHAP (Triosephosphat-Isomerase). Triosephosphate werden nun durch einen spezifischen Translokator ins Cytosol befördert. Im Cytosol kann nun aus DHAP ATP und NADH+H + gewonnen werden, wodurch 3-Phosphoglycerat entsteht, das wieder ins Stroma translokiert werden kann. Dabei fungiert ein einziger Translokator als Antiporter. - Dieser Translokator kann auch Triosephosphat gegen Phosphat translokieren, was bei einem Triosephosphat-Überschuss der Fall ist. - Malat-Oxalacetat Translokator: Wenn ein Reduktionsüberdruck im Chloroplastenstroma herrscht, wird zusätzlich NADH+H + einzeln exportiert. Dies geschieht ebenfalls indirekt, hier über Malat. Oxalacetat wird durch die Malat-Dehydrogenase im Stroma unter Verbrauch von Reduktionsäquivalent zu Malat, welches über einen spezifischen Translokator ins Cytosol wandert. Dort kann NAD + Malat zu Oxalacetat oxidieren wodurch wieder NADH+H + entsteht. Oxalacetat kann entweder zurück ins Stroma, oder ins Mitochondrium, in dem ein ähnlicher Transportmechanismus abläuft.

23 Regulation der Lichtreaktion der Photosynthese Kurzfristige Anpassung an veränderte Bedingungen Der Hauptweg der Elektronen entspricht einem linearen photosynthetischen Elektronentransport. Beim cyclischen Elektronentransport reduziert der reduzierte Fd Pool den PQ Pool (die Elektronen laufen im Kreis, es wird eine protonenmotorische Kraft aufgebaut, aber keine Reduktionsäquivalente synthetisiert). Beim pseudocyclischen Elektronentransport werden die Elektronen auf Sauerstoff übertragen, wobei das entstandene Superoxid mittels H + Verbrauch im Stroma (ebenso Aufbau einer protonenmotorischen Kraft, und keine Synthese von Reduktionsäquivalenten) im Mehler-Zyklus entgiftet wird. Die Regulation dieser Wege erfolgt hauptsächlich über das ATP/NADPH Verhältnis Schutz vor zuviel Licht 1. Wanderung der Plastiden an den Rand der Zelle. Dort nehmen sie eine Position ein, bei der sie am wenigsten Licht erreicht (legen sich quer zum Rand der Zelle). Dies bietet jedoch keinen optimalen Schutz. 2. Der, am häufigsten in der Thylakoidmembran vorkommende (60% aller Proteine) Komplex ist LHCII. Er hat im Vergleich zu den anderen Komplexen, die in der Lage sind Licht einzufangen, weniger Chl a, um vor zu viel Licht zu schützen (siehe folgende Tabelle). PSI Reaktionszentrum: Core-Antenne: LHCI: PSII Reaktionszentrum: Core-Antenne: LHCII: 6 Chl 100 Chl/RZ 100 Chl/RZ 6 Chl 35 Chl/RZ 15 Chl/Monomer

24 3. Carotinoide spielen eine wichtige Rolle beim Schutz: VAZ Zyklus, Entgiftung von Triplett Chlorophyll und Singulett Sauerstoff (Triplett-Quenching; dissipiieren Wärme). 4. Bei Überreduktion findet der Mehler-Zyklus statt; wichtige Schutzkomponenten sind Ascorbat und Gluthation. 5. Da PSII (P680) mehr Energie benötigt als PSI (P700), besitzt es auch mehr Lichtantennen. Außerdem produziert es Sauerstoff. Es ist das schutzbedürftigere PS. Zum Schutz gegen zuviel Licht können die Lichtantennen PSII entzogen werden (state1-state2-transition). Wenn sich PQH 2 aufgrund einer geringeren Anregung des PSI (hat weniger LHC und Chlorophylle) im Vergleich zum PSII zwischen diesen Komplexen anstaut, wird die LHCII-Kinase aktiviert. Dadurch wird LHCII phosphoryliert, dissoziiert vom PSII ab und begibt sich zum PSI (State2 bei Überanregung von PSII). Wenn der PQH 2 Pool abgeschwächt ist (PSI benötigt mehr Elektronen zur Regenerierung, da mehr Licht zur Ladungstrennung führt) wird LHCII wieder dephosphoryliert, wodurch er vom PSI zum PSII zurückwandert. Die LHC Proteine gegenüberliegender Membranen sind über Proteinladungen miteinander verknüpft, wodurch die Grana zusammengehalten werden. Bei zu hohen Lichtintensitäten kommt es jedoch zur Photoinhibitierung des PSII, da die Menge an Carotinoide und α-tocopherol (=Vitamin E; wirkt als Radikalfänger und schützt so Fettsäuren in Membranlipiden vor ihrer Zerstörung durch Oxidation durch freie Radikale; es wird selbst zu einem reaktionsträgen, Mesomerie-stabilisierten Radikal; es wird dann unter Bildung eines Ascorbatradikals reduziert und somit regeneriert; weiter siehe Mehler-Zyklus) in der Thylakoidmembran nicht ausreicht. Es setzt der Abbau des D 1 Proteins (ohnehin sehr kurzlebig) ein.

25 Anoxygene Photosynthese 6CO H 2 X + Licht C 6 H 12 O X + 6H 2 O Purpurbakterien (schwefelfreie Rhodospirillaceae, schwefelhaltige Chromatiaceae) und Grüne Bakterien (schwefelhaltige Chlorobiaceae, gleitende Chloroflexaceae) Absorptionsspektren: im Allgemeinen nutzen die photosynthetisch aktiven Bakterien Wellenlängenbereiche aus, die für die oxygene Photosynthese nutzlos sind. Sie gehen damit einer direkten Konkurrenz aus dem Wege. Dies kommt durch das langwellig absorbierende Bacteriochlorophyll zustande, dessen DB-Anzahl und dessen Seitengruppen gegenüber dem Chlorophyll der höheren Pflanzen erheblich variieren. Dies können sich die anoxygenen Photosynthetiker erlauben, da die Differenz der Standardredoxpotentiale zwischen H 2 S/S und NAD + /NADH+H + sehr gering ist und daher wenig Energie ausreicht. grüne Schwefelbakterien: Maximum bei 750nm. Purpurbakterien und grüne Nichtschwefelbakterien: Maximum bei 1000nm (sehr energiearm, wäre bei oxygener Photosynthese sinnlos, da Energie nicht zur Wasserspaltung ausreichen würde) Strukturelle Basis der Lichtabsorption Purpurbakterien: Betrachtet man die Lightharvesting-Antennen, stellt man größere Unterschiede zu LHCII fest. Es handelt sich um symmetrisch ringförmig geschlossene Proteine, in denen Chl regelmäßig angeordnet ist (im LHCII sind die Chl ungeordnet, es handelt sich auch um keine Ringform). LHC sind in Einstülpungen der inneren Membran eingelagert und haben zwei Ringe aus Bacteriochlorophyll, die senkrecht aufeinander stehen, um Licht präferenziell aus 2 verschiedenen Richtungen absorbieren zu können. Im Zentrum der Proteinringe LH1 befinden sich die Reaktionszentren P870. LH2 hat kein Reaktionszentrum, es gibt die Energie weiter an andere LH2 und zuletzt an LH1. grüne Schwefelbakterien und grüne Nichtschwefelbakterien: Haben speziell organisierte Organellen, die Chlorosomen, welche α-helical strukturierte Stäbchen aus aggregiertem BChl (c und d), abgegrenzt durch eine Protein-Lipid Schicht eingelagert haben. Die Chlorosomen sind von einer einfachen Membran umgeben und sind mittels einer Basalplatte (Komplexe mit BChl a) und dann über ein FMO Protein (Fenna-Matthews-Olson Protein: ebenso für Lichtsammlung und -weiterleitung zuständig; fehlt allerdings bei grünen Nichtschwefelbakterien) mit der

26 inneren Cytoplasmamembran und somit mit dem Reaktionszentrum verknüpft. Die Energie landet beim BChl a P840 des RZ, wo die Ladungstrennung stattfindet. Durch die hohe Dichte der BChl im Chlorosom können diese Organismen auch tief im Meer noch genug Licht absorbieren. Elektronentransportketten: Purpurbakterien und grüne Nichtschwefelbakterien: Bakterien haben alle nur ein Photosystem und zeigen einen zyklischen Elektronentransport, um die ATPund NADH+H + Synthese anzutreiben. Die NADH+H + Synthese verläuft über ein NADH+H + -Dehydrogenase-Komplex, welche durch die Energie des Protonengradienten angetrieben wird. Die zusätzlichen Elektronen, die für diese Synthese benötigt werden stammen aus organischen Verbindungen, z.b. Succinat, das zum Fumarat oxidiert wird. Die Oxidation dieser Organischen Verbindungen findet am Cytochrom-b/c 1 Komplex statt (homolog zum Cytochrom-b 6 f Komplex der oxygenen Photosynthetiker). Die durch Ladungstrennung gelösten Elektronen aus P870 werden über ein B Ph und weiter über Ubichinone zum Cytochrom-b/c 1 transferiert. Von hier aus gelangen sie über cyclischen Elektronentransport zurück zum Photosystem oder können NAD + reduzieren. grüne Schwefelbakterien: Hier findet ein nicht-zyklischer (=linearer) Elektronentransport statt. Die durch Ladungstrennung gelösten Elektronen aus P840 werden zur NADH Synthese über ein BChl a und weiter über 3Fe-S Zentren zum Fd transferiert. Vom Ferredoxin gelangen sie über das Enzym Ferredoxin-NAD + - Reduktase auf NAD +. Da die Elektronen nicht im Kreis laufen, muss ein Elektronendonor, meist H 2 S das Elektronendefizit ausgleichen. Die Regeneration des P840 + erfolgt also über Schwefelverbindungen, die über ein Cytochrom oxidiert werden. Photosysteme Unterscheidungskriterium ist der primäre Elektronenakzeptor. Das Photosystem der grünen Schwefelbakterien ist dem PSI sehr ähnlich, es ist Fe-reduzierend (PSI-like). Das Photosystem der Purpurbakterien und der grünen Nichtschwefelbakterien ist dem PSII sehr ähnlich, es ist Chinon-reduzierend (PSII-like). Purpurbakterien: Sehr ähnlich dem PSII, wobei ein zusätzlicher Proteinanteil im Plasma liegt. Der Grund hierfür ist der cyclische Elektronentransport, da es nur 1PS gibt. Im Plasmateil des Proteins sind Cytochrome lokalisiert, welche die Elektronendonatoren darstellen (oxygene PS: Wasserspaltung), sie erhalten ihre Elektronen vom Cyt-bc 1 Komplex.

27 Bakterien sind sehr variabel, können sich schnell der Umwelt anpassen, daher gibt es viele Ausnahmen. Die Reduktion des Kohlenstoffs erfolgt meist im Calvinzyklus. Heliobakterien sind FeS reduzierend und haben keine Antennen. Evolution der Photosynthese - Die inneren Proteine und Antennen zwischen PSI, PSII und dem PS der Purpurbakterien sind sich strukturell sehr ähnlich. Daher liegt die Vermutung nahe, dass es ein Vorläufer PS, einen gemeinsamen Vorfahren gab. Man könnte aber auch vermuten, dass ein hoher Selektionsdruck (haben die gleiche Aufgabe) eine Entwicklung in die gleiche Richtung förderte. Die Kombination von beiden Vermutungen ist korrekt. - Die Vermutung liegt nahe, dass sich zunächst die Anoxygene Photosynthese entwickelte. Begründung: Reduktion von NADP + mit H 2 S weist eine geringere Differenz der Redoxpotentiale auf, weshalb nur ein Photosystem benötigt wird. Die anoxygene PS ist somit einfacher verwirklicht. Außerdem war in der Frühzeit der Lebewesenentwicklung reichlich H 2 S als Reduktionsmittel an der Oberfläche vorhanden. - Genomvergleiche zeigen, dass sich diese Photosyntheseapparate zunächst unabhängig voneinander entwickelt haben. Später wurden sie durch lateralen Gentransfer zusammengesetzt. PSI hatte also mit dem PS der Purpurbakterien einen gemeinsamen Vorfahren. PSII entstand durch lateralen Gentransfer zwischen diesen Vorfahren von PSI. - Es gibt jedoch einige Probleme bei dieser Argumentation: wie haben PSI und PSII zusammen gefunden? Antennen und C-Fixierung unterschiedlich. Wie entstand der Wasserspaltende Komplex? Nur 10% Identität zwischen PSI und PSII, sind sie wirklich auseinander hervorgegangen?

28 RubisCo Rubisco (Ribulose-1,5-bisphosphat Carboxylase/Oxygenase) ist eines der wichtigsten Enzyme der Pflanze. Es kann bis zu 50% des gesamten Blattproteins ausmachen. Es handelt sich dabei um ein Holoenzym aus 8 großen (codiert im Plastiden) und 8 kleinen (codiert im Zellkern) Untereinheiten. Die kleinen Untereinheiten werden im Cytoplasma als Vorstufe mit einer N-terminalen Signalsequenz synthetisiert. Diese erlaubt den Transport in den Chloroplasten, wo die Zusammenlagerung der Untereinheiten zum Holoenzym mittels Chaperone vollzogen wird. Sie hat sowohl eine Carboxylase als auch eine Oxygenase Funktion. Es handelt sich also um ein bifunktionelles Enzym, bei dem CO 2 und O 2 kompetetiv konkurrierende Substrate darstellen. Dieses Enzym spielt bei der CO 2 Fixierung (Calvinzyklus) und der Photorespiration eine bedeutende Rolle. Beide Reaktionen konkurrieren miteinander. Die Regulation erfolgt durch das O 2 / CO 2 Verhältnis, wobei die Affinität zu CO 2 größer ist. Rubisco ist ein Enzym mit einer sehr niedrigen Wechselzahl, kommt daher sehr oft im Blatt vor. Kohlenstoffassimilation (Dunkelreaktion der Photosynthese: Calvinzyklus) Carboxylase Aktivität der Rubisco Bei der Kohlenstoffassimilation handelt es sich um den primären Einbau des CO 2 in den Stoffwechsel der Pflanze. Diese Assimilation wird durch Rubisco katalysiert. Der Calvinzyklus beschreibt den Kreislauf der CO 2 Assimilation durch einen Akzeptor, die Regenerierung dieses Akzeptors und den Export des assimilierten Kohlenstoffs in Form eines organischen Moleküls. Aufgrund der Tatsache, dass er die Umkehr des oxidativen Pentosephosphatzyklus (hier: Oxidation eines Hexosephosphats zu Pentosephosphat unter Freisetzung von CO 2 und Gewinn von NADPH+H + ) darstellt, bezeichnet man ihn auch oft als reduktiven Pentosephosphatzyklus. Er gliedert sich grob in 3 Phasen Carboxylierungsphase (1): Der Akzeptor des CO 2 ist Ribulose-1,5-bisphosphat (C 5 Körper). Er wird durch die Carboxylase Aktivität von Rubisco zu einer β-ketosäure carboxyliert, welche darauf hin spontan zerfällt, wodurch 2 Moleküle 3-Phosphoglycerat entstehen. Reduktionsphase (2): 3-Phosphoglycerat wird nun zunächst durch Phosphorylierung (ATP Verbrauch) an der Carboxylfunktion aktiviert [Phosphoglycerat Kinase]. Das entstandene 1,3-Bisphosphoglycerat wird nun zu Glycerinaldehyd-3-phosphat (GAP) reduziert (Verbrauch von NADPH+H + ), wobei Orthophosphat abgespalten wird, um die nötige Energie zu liefern [GAP Dehydrogenase].

29 Nutzung des GAPs: GAP wird nun zum Teil exportiert und zum anderen Teil dazu verwendet, um den CO 2 Akzeptor zu regenerieren. Es werden von 6 entstandenen GAPs (3 CO 2 wurden assimiliert) genau 1 GAP für die Biosynthese bzw. zur Energiegewinnung genutzt. Die restlichen 5 GAPs werden zur Regenerierung des C 5 Zuckers und CO 2 Akzeptors Ribulose-1,5-bisphosphat verwendet. Bei der Fixierung von 6CO 2 entsteht eine Hexose aus 2 GAP. Regenerationsphase (3): Die Umwandlung von verschiedenen Zuckerphosphaten (Tetrosen bis Heptosen) ineinander und der Einbau von fünf GAP in bestimmten Schritten des Zyklus führt letztlich zur Synthese von Ribulose-5-phosphat. Dabei sind Transketolasen (es werden C- Einheiten von einem Zucker auf den anderen übertragen), Phosphatasen (Orthophosphat wird abgespalten), Aldolasen (Kondensation von 2 aktivierten Zuckern) und Isomerasen beteiligt. Bis hier wurden kein ATP und keine Reduktionsäquivalente verbraucht. Eine Kinase phosphoryliert nun Ribulose-5-phosphat zu Ribulose- 1,5-bisphosphat unter ATP Verbrauch. Der CO 2 Akzeptor wurde regeneriert Mechanismus der Rubisco: für seine katalytische Aktivität benötigt Rubisco CO 2 nicht nur als Substrat, sondern muss ein Molekül CO 2 kovalent an einen ε-amino-rest eines Lysins in Form eines Carbamats binden. Dieses Carbamat ist zusammen mit Glutamat- und Aspartat-Resten in der Lage ein Mg 2+ -Kation zu koordinieren. Dieser oktaedrische Komplex ist ohne Substrat an den freien Koordinationsstellen mit Wasser besetzt. Nun wird durch Ligandenaustausch (Wasser verlässt die Koordinationsstellen) das Substrat Ribulose-1,5-bisphosphat gebunden und in einen aktivierten Übergangszustand überführt. So entsteht das Endiolat-Zwischenprodukt, welches nukleophil an ein CO 2 Molekül (wurde durch das besetzen einer Koordinationsstelle polarisiert) angreift.

30 Nutzung des aus der CO 2 Assimilation entstandenen GAP jeweils 2 GAPs werden in wenigen weiteren Reaktionsschritten zu Hexosen reagieren. Der erste Schritt ist eine Isomerisierung von GAP (Aldose) zu DHAP (Ketose) durch die Triosephosphat-Isomerase. Daraufhin wird DHAP von der Fructose-Phosphat Aldolase gebunden und kondensiert mit dem zweiten GAP zu Fructose-1,6-bisphosphat. Dieses Molekül kann nun zyklisieren und reagiert durch die Fructose- 1,6-bisphosphat-phosphatase unter Wasseranlagerung und Abspaltung von Orthophosphat zu α-d-fructose-6-phosphat. Das Hexosephosphat kann nun in den Zuckerstoffwechsel eintreten und hat viele Möglichkeiten. Es kann u.a. zu Stärke (Speicherassimilat) oder Saccharose (Transportassimilat) aufgebaut oder zur Energiegewinnung oxidiert werden. Bilanz: Um eine Hexose aufzubauen müssen 6 CO 2 assimiliert werden (es entstehen 12GAP, wobei 10GAP (30C) für Regenerierung von 6C 5 Akzeptoren und 2 GAP (6C) für die Hexosesynthese genutzt werden). Es werden dabei 12 NADPH+H + verbraucht (eines je GAP in der Reduktionsphase). Außerdem werden 18 ATP verbraucht (12ATP in der Reduktionsphase, eines je GAP und 6 ATP in der Regenerationsphase, eines je regeneriertem Akzeptor).

31 Regulation der CO 2 Assimilation CO 2 wird fixiert, wenn viel ATP vorhanden ist und der ph- Gradient über der Thylakoidmembran hoch ist (Stroma alkalisch) bzw. die Magnesiumkonzentration hoch ist [Der Magnesium-Strom findet als Ausgleichsstrom gegen den Protonenstrom statt] (Anzeichen für eine hohe Photosyntheserate in der Lichtreaktion). Die Fixierung wird gehemmt, wenn viel 3-Phosphoglycerat und/oder Glycerat vorhanden ist (Endproduktrepression bei Rubisco) und wenn die ADP-Konzentration hoch ist. Die meisten Enzyme des Calvinzyklus werden über das Thioredoxin-System reguliert (aktives Thioredoxin aktiviert die CO 2 Fixierung / inaktives Thioredoxin bewirkt die Inaktivierung der CO 2 -Fixierung. Thioredoxin wird bei Licht aktiviert und im Dunkeln inaktiviert). Pentosephosphatzyklus: Thioredoxin hemmt den Weg von Glucose-6-phosphat zu Ribulose-5-phosphat, da hier Reduktionsäquivalente erzeugt werden würden und diese bei Licht in ausreichender Menge vorhanden sind. NADP + hingegen aktiviert diesen Weg. Der PPW findet demnach im Dunkeln statt, während der Calvin-Zyklus eingestellt ist.

32 Photorespiration Oxygenase Aktivität der Rubisco Die Photorespiration ist direkt lichtabhängig. Es sind insgesamt 3 Kompartimente beteiligt, der Chloroplast, das Peroxisom und das Mitochondrium. In Mesophyllzellen liegen diese 3 Kompartimente dicht beieinander, sodass ein intensiver Stoffaustausch über Translokatoren ohne Probleme möglich ist. Es kommt in der Reaktionsfolge zu einem Sauerstoffverbrauch im Chloroplasten unter Bildung von CO 2 im Mitochondrium ( deshalb Lichtatmung). Peroxisomen sind Zellorganellen ohne eigenen genetischen Apparat, die von einer Einzelmembran umhüllt sind. Man unterscheidet drei Gruppen: Wurzelperoxisomen, Glyoxisomen und Blattperoxisomen. Allen gemeinsam ist, dass sie Katalase in hoher Konzentration (semikristallin) enthalten und eng an Plastiden assoziiert sind. Lediglich die Blattperoxisomen sind an der Photorespiration beteiligt. Reaktionen im Chloroplast: In dieser Reaktionsfolge wird zunächst Sauerstoff assimiliert. Auch hier ist der Akzeptor Ribulose- 1,5-bisphosphat. Diese Reaktion liefert ein Molekül 3-Phosphoglycerat (C 3 Körper; dieser entstünde bei der CO 2 Fixierung ebenso, allerdings gleich zweimal) und ein Molekül 2- Phosphoglykolat (C 2 Körper). Die Pflanze betreibt nun einen erheblichen Aufwand, um den C 2 Körper, der dem Calvin Zyklus entzogen wurde, wieder zurück zu gewinnen. Das entstandene 2-Phosphoglykolat reagiert weiter zu Glykolat und wird dann ins Peroxisom transportiert. Reaktionen im Peroxisom: Glykolat wird hier zu Glyoxylat oxidiert, wobei Sauerstoff zu Wasserstoffperoxid reagiert, das entgiftet werden muss. Glyoxylat reagiert nun mit Glutamat unter Bildung von α-ketoglutarat zu L-Glycin (Transaminierung: Ketogruppe wird durch Aminogruppe ausgetauscht). L-Glycin wird nun in das Mitochondrium transportiert. Reaktionen im Mitochondrium: 2 L-Glycin reagieren hier zu einem L-Serin (Glycin Decarboxylase). Dabei entsteht NADH+H +, CO 2 und NH 4 +. Außerdem wird ATP verbraucht, da Glycin zunächst aktiviert werden muss. L-Serin wandert zurück ins Peroxisom. Reaktionen im Peroxisom: L-Serin wird zu 3-Hydroxypyruvat desaminiert, welches wiederum mittels NADH+H + zu D-Glycerat reduziert wird. D-Glycerat wird nun in den Chloroplasten transportiert. Reaktionen im Chloroplasten: Hier wird D-Glycerat durch ATP-Verbrauch phosphoryliert. Es entsteht 3-Phosphoglycerat, welches in den Calvinzyklus eintreten kann.

33 - Bilanz: es werden also insgesamt 2 Moleküle Glykolat (C 2 Körper) zu einem Molekül 3-Phosphoclycerat (C 3 Körper) aufgebaut. Das heißt 3 von 4 C- Atomen werden dem Calvinzyklus wieder zugänglich gemacht. Das vierte wird im Mitochondrium freigesetzt. - Die Reduktionsäquivalente, welche im Peroxisom benötigt werden entstehen im Mitochondrium (kein NADH Verbrauch). - Es findet lediglich ein ATP Verbrauch im Chloroplast und durch die Transporter statt, welche die Moleküle zwischen den Kompartimenten translokieren. - Das NH + 4, welches im Mitochondrium und im Peroxisom entsteht, wird im Chloroplasten unter Bildung von Glutamat refixiert, das nun wieder dem Peroxisom für die Transaminierungsreaktion zur Verfügung steht. Die Photorespiration verknüpft demnach die C-Assimilation mit der N-Assimilation. Die Reassimilation erfolgt in zwei Schritten: Glutamat nimmt Ammonium auf und wird zu Glutamin (ATP Verbrauch durch aktivierte phosphorylierte Zwischenstufe). Nun reagiert ein Glutamin mit α-ketoglutarat zu 2 Molekülen Glutamat (2 Moleküle reduziertes Ferredoxin werden oxidiert). Der Verbrauch von 2Fd red und 1ATP entspricht exakt dem Verbrauch von 1 NADPH+H +. Die Reassimilation von Ammonium sorgt für den Netto-Verbrauch der Reduktionsäquivalente durch die Photorespiration. Schutzfunktion der Photorespiration: Die Photorespiration findet bei intensiver Belichtung, hohen Temperaturen (Affinität der RubisCo zu CO 2 sinkt und die Löslichkeit von CO 2 in wässriger Lösung nimmt stärker ab als die von O 2 ) und CO 2 Mangel ihr Maximum (bis zu 50% der Rubisco Aktivität ist Oxygenase Aktivität). [C 4 Pflanzen würden daher hohe Verlustraten durch die Photorespiration zeigen. Deshalb ist es wichtig, dass in Bereichen photosynthetischer Aktivität lokal hohe CO 2 Konzentrationen herrschen, was die Carboxylase- Reaktion begünstigt. So kann bei hoher Lichtintensität eine effizientere Photosyntheserate resultieren, da meist CO 2 der limitierende Faktor darstellt]. Bei hoher Lichtintensität resultiert eine hohe Photosyntheserate und somit ein hohes Reduktions- und Energiepotential durch viel NADPH+H + und ATP. Wenn nun das aufgenommene CO 2 nicht im Ansatz ausreicht, um eine Überreduktion durch zuviel NADPH+H + zu verhindern, muss Erstens CO 2 produziert werden, um den Calvinzyklus aufrecht zu erhalten und Zweitens den Verbrauch von NADPH+H + und ATP erhöht werden. So wird eine Überreduktion des Mediums verhindert. Es handelt sich also um eine Schutzfunktion der Pflanze (dient der Beseitigung von NADPH, ATP und O 2 )

34 Langfristige Anpassung an Standorte C4 Pflanzen Die Blattanatomie der C4 Pflanzen (z.b. zea mays) zeigt: Die Leitbündel sind kranzförmig von großen Bündelscheidenzellen umgeben. Die Chloroplasten der Bündelscheidenzellen unterscheiden sich von denen der Mesophyllzellen dadurch, dass sie keine Grana enthalten (demnach kein PSII), wesentlich größer sind und Stärke einlagern (Chloroplastendimorphismus). Das Mesophyll umgibt die Bündelscheiden. Zwischen diesen Geweben existiert ein hohes Maß an funktionaler Spezialisierung. Die Mesophyllchloroplasten betreiben die vollständige Lichtreaktion, aber keinen Calvinzyklus. Die Bündelscheidenchloroplasten machen hauptsächlich cyclischen Elektronentransport (am PSI; enthalten kein PSII, da sie keine Lichtreaktion betreiben) zum ATP Gewinn und Calvin Zyklus ( ATP Verbrauch), um Kohlenstoff zu fixieren. C 4 Pflanzen haben einen speziellen Vorfixierungsmechanismus, bei dem das mittels Stomata in das Mesophyll assimilierte CO 2 zunächst in einer C 4 Säure auftaucht (nicht wie gewöhnlich bei C 3 Pflanzen in dem C 3 Körper 3-Phosphoglycerat, dem ersten Fixierungsprodukt der Rubisco). Die CO 2 Fixierung wird räumlich von dem Calvinzyklus getrennt. Nachweis: Markierungsexperimente mit 14 CO 2 ; Zunächst steigt die Konzentration von 14 CO 2 -haltigen C 4 Säuren, dann erst von 14 CO 2 -haltigem Phosphoglycerat an. Wenn man nun wieder 12 CO 2 zur Fixierung zur Verfügung stellt, beobachtet man wieder ein schnelles Absinken der 14 CO 2 -haltigen C 4 Säuren und einen allmäligen Anstieg der 14 CO 2 -haltigen Saccharose. Isotopendiskriminierung: C 4 Pflanzen tolerieren eher höhere Kohlenstoffisotope, als C 3 Pflanzen. Es existiert eine andere Isotopenzusammensetzung zwischen den Gräsern. - Nachdem CO 2 aufgenommen wurde, wird es in H 2 O in Form von HCO 3 - gelöst, was einen 40fach höheren Diffusionsfluss aufweist als das gasförmige CO 2. Die Carboanhydrase beschleunigt die Gleichgewichtseinstellung zwischen gelöster (HCO 3 - ) und aquirierter (CO 2 aq ) Form. Sie erhöht damit den Diffusionsfluss des anorganischen Kohlenstoffs im Chloroplastenstroma erheblich. - Die Kohlensäure reagiert nun mit Phosphoenolpyruvat unter Abspaltung eines Orthophosphats zu Oxalacetat, einer C 4 Säure. Diese Reaktion wird katalysiert von der Phosphoenolpyruvat Carboxylase. Es handelt sich dabei um das Fixierungsenzym, welches die Rubisco in den Mesophyllzellen ersetzt. Die Konkurrenz beider Enzyme ist nicht gegeben, da Rubisco in den Chloroplasten der Mesophyllzellen nicht vorkommt. - Nun gibt es verschiedene Wege, wie unterschiedliche C 4 Pflanzen das CO 2 in die Bündelscheidenzelle transportieren und wo genau sie es freisetzen. Man unterscheidet den NADP-Malat Typ vom NAD-Malat Typ und vom PEP- Carboxykinase Typ.

35 NADP-Malat Typ: im Chloroplasten des Mesophylls wird aus Pyruvat Phosphoenolpyruvat, was ins Cytosol der Mesophyllzelle gelangt. Hier findet die Fixierung von Kohlensäure statt, wodurch Oxalacetat entsteht. Dieses wird erneut in den Chloroplasten transportiert und dort zu Malat reduziert. Malat wird nun in den Chloroplasten der Bündelscheidenzelle transportiert. Dort findet die CO 2 Abspaltung und gleichzeitige Oxidation zu Pyruvat statt (NADP + spezifisches Malat- Enzym). Das CO 2 tritt in den Calvinzyklus ein, während Pyruvat wieder zurück in den Chloroplasten der Mesophyllzelle transportiert wird. NAD-Malat Typ: Auch hier wird im Chloroplasten der Mesophyllzelle Pyruvat zu Phosphoenolpyruvat. PEP nimmt nun die Kohlensäure im Cytosol auf und reagiert zu Oxalacetat. Dieses bleibt allerdings nun im Cytosol und reagiert unter Transaminierung (Glutamat wird zu α- Ketoglutarat) zu Aspartat. Aspartat wird nun transportiert und gelangt ins Mitochondrium der Bündelscheidenzelle. Dort reagiert es über eine weitere Transaminierung (α- Ketoglutarat wird zu Glutamat) zurück zu Oxalacetat, dann weiter über Malat (Reduktion), das nun CO 2 abspaltet zu Pyruvat (Oxidation) (NAD + spezifisches Malat-Enzym). Das CO 2 wird in den Chloroplasten transportiert und in den Calvinzyklus integriert. Pyruvat wird aus dem Mitochondrium ins Cytosol der Bündelscheidenzelle transportiert und reagiert dort unter einer weiteren Transaminierung (Glutamat wird zu α- Ketoglutarat) zu Alanin. Dieses wird zurück in die Mesophyllzelle transportiert und reagiert dort unter Transaminierung (α- Ketoglutarat wird zu Glutamat) zurück zu Pyruvat, das nun in den Chloroplast gepumpt werden kann, um erneut zu PEP zu reagieren.

36 PEP Carboxykinase Typ: Bei diesem Typ finden zwei voneinander unabhängige Transportwege statt, wodurch CO 2 auch an zwei unterschiedlichen Stellen gleichzeitig freigesetzt wird. (1) Im einfacheren, ersten Weg nimmt PEP Kohlensäure auf, wird zu Oxalacetat, reagiert weiter unter Transaminierung zu Aspartat, das in die Bündelscheide transportiert wird. Aspartat wird nun erneut zu Oxalacetat transaminiert. Das diesem Typ namensgebende Enzym PEP-Carboxykinase phosphoryliert und decarboxyliert nun Oxalacetat zu PEP und CO 2. Diese Reaktionen finden jeweils im Cytosol der Zellen statt. Das CO 2 muss nun in den Chloroplasten befördert werden. PEP wandert zurück zur Mesophyllzelle. (2) Im zweiten Weg wird die durch PEP aufgenommene Kohlensäure in Form von Oxalacetat in den Chloroplasten transportiert und dort zu Malat reduziert. Malat wird transportiert und reagiert im Mitochondrium der Bündelscheidenzellen unter Freisetzung von CO 2 und Oxidation zu Pyruvat. Pyruvat wird ins Cytosol translokiert und zu Alanin transaminiert. Alanin gelangt nun zurück ins Mesophyll, wird im dortigen Cytosol zu Pyruvat transaminiert und gelangt in dieser Form in den Chloroplasten, wo PEP regeneriert wird. Der Zweck dieser Mechanismen: C 4 Pflanzen haben eine erhöhte CO 2 Konzentration am Ort der Rubisco und ein steileres gefällt der CO 2 Konzentration an den Stomata. C 4 Pflanzen haben ihre Stomata nicht soweit geöffnet wie C 3 Pflanzen, wodurch sie auch weniger Wasserverlust erleiden. Dies ist wichtig, da sie in sehr trockenen und heißen Gebieten wachsen. Die Konzentration an CO 2 unmittelbar hinter den Stomata ist daher sehr gering. Da CO 2 sofort gelöst und Vorfixiert wird, kommt es aber schneller zu einem Nachstrom an CO 2 in die Zelle. Das CO 2 wird dann schnell abtransportiert, um die Konzentration in der Bündelscheide hochzuhalten (70μM in Bündelscheide im Gegensatz zu 5 μm im Mesophyll) und somit den Einbau in den Zuckerstoffwechsel zu ermöglichen und die Oxygenase- Aktivität der Rubisco zu reduzieren. Da in der Bündelscheidenzelle das langsam diffundierende CO 2 freigesetzt wird und die Carboanhydrase fehlt, wird ein Rückfluss des CO 2 erheblich minimiert (10-30%). NADPH Bedarf In den Bündelscheidenzellen entsteht 1 NADPH pro geshuttletes Assimilat (Malat oder Aspartat). Dabei entsteht 1 CO 2, dessen Reduktion zu GAP allerdings 2 NADPH benötigt. Aufgrund der Tatsache, dass in den Bündelscheidenzellen nur zyklischer Elektronentransport stattfindet entsteht dort kein NADPH. Ergo fehlt die Hälfte der für die CO 2 Fixierung benötigten NADPH Moleküle. Daher wird ein Molekül 3- Phosphoglycerat in das Mesophyll transportiert, wo linearer Elektronentransport (Lichtreaktion) stattfindet. Hier wird 3-Phosphoglycerat zu GAP reduziert und zurück zur Bündelscheide transportiert. Der Chloroplast transportiert demnach 3- Phosphoglycerat (nach außen) gegen GAP (nach innen).

37 Langfristige Anpassung an Standorte CAM Pflanzen (z.b. Kakteen) Bei vielen Sukkulenten (Pflanzen mit Wasserspeichergewebe; dieses enthält besonders große Vakuolen) erfolgt eine den Malat-bildenden C 4 Pflanzen ähnliche Reaktionsfolge zur CO 2 Vorfixierung. Allerdings ist die Endfixierung durch Rubisco zeitlich, nicht räumlich von der Vorfixierung getrennt. Über Nacht werden die Stomata geöffnet (es ist nachts kälter, somit geht weniger Wasser verloren), sodass CO 2 vorfixiert und das Vorfixierungsprodukt Malat in den Vakuolen gespeichert werden kann. Am Tage werden die Stomata geschlossen, Malat wird freigesetzt und weiter verarbeitet. Daher schwankt der Säuregehalt im Tag/Nacht Rhythmus (diurnaler Säurerhythmus). CAM steht für Crassulaceen-Säuremetabolismus (Crassulaceen sind diejenigen Pflanzen bei denen man diesen Metabolismus entdeckte). Nachts wird Stärke zu Triosephosphaten abgebaut, welche zu PEP reagieren (Glykolyse). PEP nimmt nun das CO 2 auf und reagiert so zu Oxalacetat (PEP-Carboxylase; wird von Malat gehemmt). Oxalacetat wird zu Malat 2- reduziert (Malat-Dehydrogenase), das nun in der Vakuole gespeichert wird (dort ist nachts der ph=3). Der Transporter im Tonoplasten fungiert als Malat-Protonen- Symporter, der ATP verbraucht. Tags wird Malat aus der Vakuole in den Chloroplasten transportiert, wobei 2H + freigesetzt werden. Es wird CO 2 abgespalten und zu Pyruvat oxidiert. Pyruvat wird in der Gluconeogenese zu PEP, welches nun wieder zu Stärke aufgebaut werden kann. Tagsüber sinkt der Säuregehalt der Zelle. CO 2 geht in den Calvinzyklus ein. Das so endfixierte CO 2 wird in Form von Stärke gespeichert, die nachts zu einem großen Teil erneut dazu dient PEP aufzubauen um CO 2 vorfixieren zu können. Der Zuwachs an Biomasse ist folglich nur gering. Es resultiert langsames Wachstum. Der Wasserverlust ist auf 5-10% einer des Wasserverlustes einer C 3 Pflanze gesunken. Regulation der Vorfixierung: Malat wird in der Vakuole gespeichert. Wenn der Säuregehalt in der Vakuole ansteigt, liegt Malat als neutrale Äpfelsäure vor, welche über den Tonoplasten nach außen diffundieren kann. Die steigende H + Konzentration begrenzt somit die Speicherkapazität der Vakuole für Malat. Da die PEP Carboxylase durch hohe Malatkonzentrationen gehemmt wird, liegt bei einem hohen Grad der Malatspeicherung auch eine Inhibition der CO 2 Vorfixierung vor, da die Konzentration an Malat im Cytosol hoch ist. Außerdem wird die PEP Carboxylase im Dunkeln phosphoryliert und somit aktiviert. Bei Licht wird sie deaktiviert, damit sie nicht Konkurrenz für die Rubisco darstellt. Bei C 3 / C 4 Pflanzen wird dieses Enzym bei Licht aktiviert, da keine zeitliche Trennung vorliegt. Außerdem liegt keine direkte Konkurrenz vor, da sie in anderen Geweben vorkommen.

38 Physiologie der Photosynthese Lichtsättigungskurven: mit steigender Lichtintensität steigt die CO 2 Aufnahe der Photosynthese linear an (Calvinzyklus assimiliert mehr CO 2 je stärker die Bestrahlung, da auch mehr ATP und mehr Reduktionsäquivalente zur Verfügung stehen). Außerdem steigt die durch Photorespiration entstehende Menge CO 2 mit der Lichtintensität an (bei Überreduktion durch NADPH+H + muss CO 2 synthetisiert werden, damit es im Calvinzyklus verbraucht werden kann.) Die entstehende Menge an CO 2 durch die Dunkelatmung (CO 2 wird abgegeben) sinkt mit zunehmendem Lichtfluss bis auf 0 ab (Sättigungskurve). Dies lässt sich dadurch erklären, dass bei stärkerer Lichtintensität mehr CO 2 für den Calvinzyklus benutzt wird und somit das bei der Dunkelatmung frei werdende CO 2 das System Pflanze nicht verlässt sondern direkt refixiert wird. Zudem wird die Atmung eingeschränkt, je größer der Lichtfluss ist, da die meiste Energie nun der Chloroplast liefert. Bei niedrigen Lichtintensitäten ist die mitochondriale Atmung am aktivsten. Lichtkompensationspunkt: Es handelt sich um denjenigen Punkt (roter Pfeil) der Lichtintensität, bei der die Menge des durch den Calvinzyklus fixierten CO 2 und des bei der Dunkelatmung abgegebenen CO 2 gleich sind. Ab diesem Punkt findet eine C-Nettofixierung statt. Bei Sonnenpflanzen liegt der Lichtkompensationspunkt bei relativ hoher Beleuchtungsstärke, während er bei Schattenpflanzen schon bei geringer Beleuchtungsstärke erreicht ist. Bei C 4 Pflanzen liegt der Lichtkompensationspunkt noch höher als bei C 3 Sonnenpflanzen. Wenn der Lichtkompensationspunkt der Schattenpflanzen nicht unterhalb des Lichtkompensationspunktes der Sonnenpflanzen läge, würde die Schattenpflanze keine Biosynthese betreiben können, da aufgrund des Lichtmangels (im Schatten würde nie der Lichtkompensationspunkt überschritten werden) nicht genug Kohlenstoffgrundgerüste vorhanden sind, weil mehr veratmet wird als fixiert. Sonnenblätter haben ein doppeltes Palisadenparenchym (Photosynthesegewebe enthält ca. 3-5mal so viele Chloroplasten wie das Schwammparenchym, welches zum Gasaustausch verwendet wird) und wenige Thylakoide (Schutz vor zuviel Licht). Schattenblätter haben ein einfaches Palisadenparenchym und viele Thylakoide (mit mehr Chl pro Fläche), um das wenige ankommende Licht optimal zu nutzen. Außerdem weisen sie mehr Chl b auf, da es mehr im grünen absorbiert und somit die Wellenlängen ausnutzt, welche von den Sonnenblättern nicht umgesetzt werden können.

39 Wassermangel führt dazu, dass die Stomata der Pflanze geschlossen bleiben. Dadurch kommt kein CO 2 mehr in die Pflanze, was zu einem CO 2 Mangel führt und die Photosyntheserate einschränkt. Der Wassermangel ist jedoch nicht gleichzusetzen mit dem Substratmangel für die Photolyse, da nur ein kleiner Teil des Wassers der Zelle vom Wasserspaltenden Komplex genutzt wird. CO 2 - Abhängigkeit der Photosynthese: Bei der Photosyntheseaktivität kann sowohl die Lichtintensität als auch die CO 2 Konzentration der limitierende Faktor sein. Mit zunehmender Lichtintensität steigt die Photosyntheserate linear an, bis sie ein Maximum erreicht hat, gegen das sie strebt (irgendwann sind die Redoxketten ausgelastet. Bei zu hoher Lichtintensität folgt eine Inhibitierung). Wenn CO 2 limitierend ist, kann ein größerer Lichtfluss die Photosyntheserate nicht weiter erhöhen; sie bleibt konstant. Die Maximalrate der Photosynthese ist bei C 4 Pflanzen am größten, gefolgt von den C 3 Sonnenblättern. C 3 Schattenblätter haben die geringste Maximalrate Temperaturoptima hängen ebenso vom Standort ab. Arktische alpine flechten zeigen z.b. noch bei -15 C positives Wachstum. Das Optimum der meisten C 3 Pflanzen liegt bei 22 C. Das der tropischen C 4 Pflanzen bei 40 C.

40 Stomata Wenn die CO 2 Konzentration gering ist (bei hohem Verbrauch, also bei viel Licht) wird das osmotische Potential verringert, wodurch es zum Wassereinstrom kommt (reines Wasser ist demnach im Vergleich zum Schließzellenplasma mit geringem CO 2 Gehalt hypotonisch; weshalb genau ist noch nicht bekannt). Der Wassereinstrom führt zur Deplasmolyse, wodurch die Zelle turgeszent wird (Turgorbewegung der Schließzellen). Der Zentralspalt öffnet sich. CO 2 von außen gelangt in die suprastomatische Kammer (Interzellularraum hinter dem Zentralspalt). Diese steht mit den Interzellularen des Blattes in Verbindung. Wassermangel induziert die Schließung der Stomata - Rotlichtinduzierte Öffnung: indirekt dadurch, dass mit einer höheren Rotlichtintensität die Photosyntheserate steigt, wodurch mehr CO 2 verbraucht wird. Dadurch herrscht CO 2 Mangel, wodurch die Stomata sich öffnen. - Blaulichtinduzierte Öffnung der Stomata: wenn blaues Licht vom Blaulichtrezeptor Phototrophin absorbiert wird, aktiviert dies eine P-ATPase, welche Protonen aus der Schließzelle pumpt. Dadurch entsteht ein elektrisches Potential entlang der Membran. Dies löst die Öffnung der Kalium Kanäle aus. Die Ionen Strömen ein. [damit der Ladungsgradient nicht zerstört wird, öffnen sich auch Chlorid Kanäle, wodurch Chlorid und Kalium einströmt und die Netto-Ladung konstant bleibt]. Nun werden die Kalium-Ionen über eine V-ATPase in die Vakuole gepumpt. Die Kalium Ionen erhöhen die Malatproduktion der Schließzellen, wodurch vermehrt Malat entlang des Ladungsgradienten über einen Kanal in die Vakuole diffundiert. Wasser strömt in die Vakuole nach, die Stomata öffnen sich. - ABA induzierte Schließung der Stomata: Wenn der Wassergehalt der Pflanze sinkt, kommt es zur Produktion von ABA. ABA wird aktiv zu den Schließzellen transportiert und dort gespeichert. Es bewirkt die Freisetzung von Ca Ionen aus dem ER. Ca Ionen hemmen die P-ATPase, wodurch nicht mehr weiter Protonen nach außen gepumpt werden. Außerdem aktivieren Ca Ionen den Ausstrom von Chlorid-Ionen (an Membranpotential unabhängigen Kanälen). Es kommt zu einem Nachstrom von K Ionen aus der Zelle entlang des Ladungsgradienten. Malat strömt ebenso aus der Vakuole und von dort in das Mitochondrium, um in den Citratzyklus eingebaut zu werden. Wasser strömt nun aus der Zelle. Die Stomata schließen.

41 Der Zuckerstoffwechsel Die Endprodukte der Photosynthese sind ATP, NADPH+H + und Hexosen. Sauerstoff fällt als Abfallprodukt an (wird durch die Oxygenase oder die Atmung verbraucht). Die Energie in Form von ATP und die Reduktionsäquivalante werden zum Teil für den Calvinzyklus verwendet. Der Rest kann exportiert werden und wird für den Zuckerstoffwechsel verwendet. Die Hexosen können nun 3 Stoffwechselwege einschlagen. Entweder werden sie in Form von Stärke (Speicherassimilat) gespeichert, sie werden in Form von Saccharose (Transportassimilat) transportiert oder sie werden zu Zellulose, einem wichtigen Zellwandbestandteil aufgebaut. Außerdem können sie über Acetyl-CoA in den Lipidstoffwechsel eintreten. Struktur von Zuckern

42 (1) Die Zellwand Die Zellwand besteht hauptsächlich aus den Monosacchariden Glucose, Xylose und Galacturonsäure. Diese sind in der Zellwand in Form von Polysacchariden lokalisiert: Zellulose (unverzweigt, β-1,4- Glucose = β-1,4-glucan), Hemizellulosen = Hemiglucane (verzweigt z.b. β-1,4-glucose mit 1,6-verknüpfter Xylose = Xyloglucane), Pektine (z.b. α-1,4- Galacturonsäure, ein Teil der Carboxylgruppen ist mit Methylgruppen verestert). Außerdem befinden sich in der Zellwand noch Proteine und Aromaten. Das Verhältnis dieser Komponenten ist Spezies-, Alters-, und Zelltypabhängig. Das Zellwandgerüst besteht aus Cellulose bis über β Glucose-Einheiten bilden eine lange, unverzweigte und geradgestreckte β-1,4 glykosidisch verknüpfte Kette. Das entsprechende Disaccharid aus zwei Glucose Einheiten nennt man Cellobiose. Die einzelnen benachbarten Monomere einer Kette sind so gewinkelt, dass sie miteinander zusätzlich intramolekulare H- Brücken eingehen können (Stabilisierung). Die Monomere verschiedener Ketten haben eine starke Assoziationstendenz und lagern sich leicht unter Ausbildung von intermolekularen H-Brücken aneinander, wobei sich zunächst Elementarfibrillen (3nm Durchmesser) bilden. Schließlich bilden sich bis zu 30nm dicke Mikrofibrillen aus, diese haben eine begrenzte Flexibilität und weisen einen hohen Kristallinitätsgrad auf.

43 Die Biosynthese von Cellulose erfolgt an rosettenförmigen Proteinkomplexen der Plasmamembran. Jeder Cellulose-Synthase-Komplex bildet mehrere Cellulose Ketten, die unmittelbar nach ihrer Synthese zu einer Elementarfibrille kristallisieren (eine Rosette bildet demnach eine Fibrille und eine Synthase eine Cellulosekette). Dicke Mikrofibrillen entstehen durch die konzertierte Aktivität mehrerer benachbarter Synthase-Komplexe. Die Primärwand wird zuerst gebildet und liegt demnach außen, die inneren Wände entstehen später. Zwischen der Primärwand und der Sekundärwand befindet sich eine Übergangslamelle. Die Mittellamelle (amorph; entsteht in der Telophase durch Fusion von Golgi Vesikeln, die Proto-Pektinstoffe = unveresterte Pektine enthalten an der Zellplatte, die sich im Zentrum des Phragmoplasten befindet) trennt die Primärwände zweier angrenzender Pflanzenzellen voneinander. Die Primärwand enthält wesentlich mehr Zellwandmatrix und weniger Gerüstsubstanz (5-10%) als die Sekundärwand (80-90%). Die Bestandteile der amorphen Zellwandmatrix werden von Golgi Vesikel sezerniert und von sekretorischen Proteinen außerhalb der Zelle zusammengesetzt. (1) Pektinstoffe sind saure und stark hydrophile, kurzkettige Polysaccharide. Die einzelnen Moleküle sind über zweiwertige Kationen miteinander vernetzt. Die Pektine machen die Zellwand zu wirksamen Kationen- Austauschern. Pektine können verzweigt oder unverzweigt sein. Wichtige Pektine sind das unverzweigte Homogalacturonan (Monomer: α-1,4- Galacturonsäure) (HGA) und sein Derivat, das Xylogalacturonan, bei dem Xylose zusätzlich 1,3 oder 1,2 verknüpft ist, weshalb man von einem Hemigalacturonan spricht. (2) Hemicellulosen sind weniger hydrophil und langkettiger als Pektinstoffe. Hauptvertreter der Hemicellulosen sind Glucane, wobei Xyloglucan das wichtigste darstellt. Die Xyloglucane bestehen aus β-1,4 verknüpften Glucose Einheiten (wie Cellulose), von denen die meisten α-1,6 gebundene Xyloseketten tragen (daher Hemicellulose). Sie hüllen Cellulosefibrillen ein, quervernetzen sie und verleihen den Zellwänden dadurch Festigkeit. (3) Die Proteine der Zellwand sind Glykoproteine mit hohem Anteil an hydroxyliertem Prolin, wobei fast alle dieser hydroxylierten Prolinreste glykosyliert sind (tragen tri- bis tetra-arabinosidketten). Man nennt diese Proteine auch HRGPs (hydroxyprolinreiche Glykoproteine). Der Proteinanteil macht ca. 1/3 der Masse aus, der Rest ist Zuckeranteil. Der Proteinanteil bildet eine Stabstruktur, die von einer Arabinosidhülle umgeben ist. Sie bilden in der Zellwandmatrix ein verfestigendes Netzwerk ohne Assoziationsvermögen.

44 (2) Speicherassimilate Das wichtigste Speicherassimilat höherer Pflanzen ist die Stärke, ein Homoglykan. Stärke besteht aus α-1,4 glykosidisch verknüpften Glucoseeinheiten (im Gegensatz hierzu Cellulose: β-1,4). Im unverzweigten Fall nimmt Stärke eine Helixstruktur an, man spricht von Amylose ( Monomere). Stärke kann allerdings auch α-1,6-glykosidische Glucose- Verzweigungen (etwa eine pro 25 α-1,4- Bindungen) aufweisen. In diesem Fall resultiert eine verzweigte Struktur, die man Amylopektin nennt ( Monomere). Die Stärke findet man in Stärkekörnern der Amyloplasten wieder, wo sie in übereinander gelegenen Schichten konzentrisch gestapelt wird, wobei die Stärke- Dichte im Zentrum am größten ist. Die Stärkespeicherung kann auf mehrere Varianten erfolgen: wird Stärke auf längere Zeit in Speicherorganen oder Samen gespeichert spricht man von Depotstärke. In Chloroplasten gespeicherte Stärke heißt transistorisch. Sie unterliegt einem Tag Nacht Rhythmus, da nur tagsüber überschüssige Triosephosphate existieren, die in den Chloroplasten in Form transitorischer Stärke zwischengespeichert werden. Nachts wird die transistorische Stärke wieder abgebaut, exportiert und in der Dissimilation zur Energiegewinnung verbraucht. Vorteile der Stärkespeicherung: Die Glucose wird deshalb in Form von Polysacchariden gespeichert, weil diese wasserunlöslich und somit osmotisch inaktiv sind. Stärke kann deshalb ohne Wasser viel kompakter als Glucose mit seiner Hydrathülle gespeichert werden. Würde die Stärke in Form von Glucose in der Zelle gelöst sein, so würde dies zu einem osmotischen Druck und weiter zu einem Wassereinstrom und letztlich zur Lyse der Zelle führen. Glucose wird so aus dem System ausgelagert. Die Stärkesynthese beginnt bei der Synthese von Amylopektin. Wir gehen davon aus, dass wir Fructose-6-phosphat aus dem Calvinzyklus entziehen. Fructose-6-phosphat kann über Isomerisierung zu Glucose-1-phosphat reagieren. Nun muss Glucose-1-phosphat aktiviert werden. Dies geschieht durch die ADP-Glucose- Pyrophosphorylase, indem Glucose-1-phosphat und ATP unter Abspaltung von Pyrophosphat zu ADP-Glucose reagieren. Pyrophosphat wird durch die Pyrophosphatase zu 2 Orthophosphat gespalten. Das Enzym Stärke-Synthase überträgt nun aus ADP-Glucose unter Bildung einer α-1,4- glykosidischen Bindung den α-d-glucopyranose- Rest auf das nichtreduzierende Ende (das C 4 Atom) einer α-glucankette. Nun wurde die Molekülkette der Stärke um einen Glucoserest verlängert.

45 Nun spaltet ein Verzweigungsenzym (Transglykosidase Q) am nichtreduzierenden Ende des Zuckers ein 5-7 Glucoseeinheiten umfassendes Oligomer ab. Es transportiert es weiter ins Innere der Kette und knüpft es α-1,6-glykosidisch wieder an. Durch die gemeinsame Aktivität beider Enzyme entsteht Amylopektin. Amylose entsteht durch Entzweigung der α-1,6-glykosidischen Bindungen durch das Entzweigungsenzym (Isoamylase). Das Verhältnis zwischen Amylose 10-30% und Amylopektin 90-70% ist genetisch festgelegt. Andere Speicherassimilate (1) Glykogen ist das Speicherassimilat von Bakterien, Algen und Pilzen. Es ist ähnlich aufgebaut wie Amylopektin, hat jedoch einen höheren Verzweigungsgrad. (2) Fructane oder Fructosane sind lösliche Polysaccharide, die in der Vakuole synthetisiert und gespeichert werden. Man unterscheidet den Inulintyp (β-2,1- glykosiidische Bindung von weniger als 50 Fructoseeinheiten, linear) vom Phleintyp (β-6,2-glykosidische Bindung von Fructoseeinheiten, linear). Außerdem gibt es verzweigte Mischformen. Sie bestehen alle aus einer Saccharose und n Fructoseeinheiten. Die Synthese von Inulin geht von Saccharose (GF) aus, das in die Vakuole über den Tonoplasten transportiert wird. Die Saccharose-Fructosyl-Transferase (SST) lässt nun zwei Saccharosemoleküle miteinander reagieren, wodurch Glucose abgespalten wird. Es entsteht GFF, die aktivierte Form der Saccharose. Glucose wird ins Cytosol transportiert und reagiert durch die Saccharose-Synthase wieder zu GF, das wieder in die Vakuole transportiert werden kann. GFF kann nun eine bestehende Inulinkette GFF n verlängern. Das Enzym Fructan-Fructosyl-Transferase (FFT) spaltet ein F aus GFF ab und hängt es an GFF n an. Es entsteht GF und GFF n+1.

46 Transportassimilate Als gängigstes Transportassimilat wird Saccharose verwendet. Die Saccharosesynthese geht wie die Stärkesynthese von Glucose-1-phosphat aus. Auch hier muss Glucose-1-phosphat zunächst aktiviert werden. Dies geschieht hier über die UDP-Glucose- Pyrophosphorylase unter UTP Verbrauch und Abspaltung eines Pyrophosphats. Die aktivierte Form von Glucose-1-phosphat für die Saccharosesynthese ist UDP-Glucose (im Gegensatz zur Stärkesynthese: ADP-Glucose). UDP-Glucose reagiert nun mit Fructose-6-phosphat (Zwischenstufe der Glykolyse) unter Abspaltung von UDP zu Saccharose-6- phosphat (Saccharosephosphat-Synthase) und weiter unter Dephosphorylierung zu Saccharose (Saccharosephosphat-Phosphatase). Saccharose ist ein Disaccharid aus je einem Molekül α-d- Glucopyranose und β-d-fructofuranose. Sie sind über eine α-β-1,2-glykosidische Bindungen miteinander verknüpft. Andere Transportassimilate (1) Bei den Oligosacchariden der Raffinose-Familie handelt es sich um Saccharose mit zusätzlichen Galactose-Resten, welche durch eine β-1,6-glykosidische Bindung mit der Glucose verknüpft sind. Sie sind eher selten, und stellen bei einigen Pflanzen Photosynthese Endprodukte und Transportassimilate dar. Raffinose hat eine zusätzliche Galactose gebunden. Stachyose hat zwei Galactose-Reste. (2) Proteinogene Aminosäuren wie Glutamin, Glutamat und Aspartat stellen neben Saccharose eines der Haupttransportassimilate dar. (3) Zuckeralkohole (wie D-Sorbit und D-Mannit) und nichtproteinogene Aminosäuren (wie L-Citrullin) sind zwar als Transportassimilate weit verbreitet, sind aber nur in geringen Konzentrationen vorhanden.

47 Phloemtransport Pflanzengewebe, die mehr CO2 assimilieren, als sie selber verbrauchen, werden als Source bezeichnet. Pflanzengewebe, die auf den Import von Assimilaten aus Source-Geweben angewiesen sind, hauptsächlich in Form von Saccharose, nennt man Sink. Ein sich entwickelndes Blatt z.b. ist zuerst ein Sink und entwickelt sich zum Source. Die Transportrichtung ist durch das osmotische Gefälle bestimmt. Sie findet demnach immer from source to sink statt. Die Sourcezelle belädt das Phloem aktiv, entweder apoplastisch oder symplastisch: (1) apoplastisch: z.b. sekundär aktiver Protonen- Cotransport von Saccharose: ATP wird an einem Transporter in der Geleitzelle gespalten, wodurch Protonen in den apoplastischen Raum gepumpt werden. Saccharose wird ihrerseits von der Sourcezelle in den apoplastischen Raum entlassen und mittels Saccharose- H + -Symporter in die Geleitzelle gepumpt. Dieser Weg kommt teilweise bei Speichergeweben mit Amyloplasten vor. (2) symplastisch: Source-Zellen sind direkt über Plasmodesmen mit der Geleitzelle verknüpft. Dieser Weg ist der am häufigsten vorkommende. Saccharose fließt von der Source-Zelle in die Geleitzelle, da in der Geleitzelle Saccharose zu Raffinose reagiert, und somit die Saccharose- Konzentration geringer ist. Durch die Beladung existiert am Standort der Sourcezelle in der Siebröhre eine hohe Zuckerkonzentration, also ein hoher osmotischer Wert. Dies hat Wassereinstrom zur Folge. Die Siebröhre erfährt einen hohen Turgor. Die Zucker bewegen sich nun entlang ihres Konzentrationsgefälles, der osmotische Druck sinkt. Am verbrauchenden Gewebe angekommen, wird der Zucker aktiv in die Sink Zelle gepumpt. Durch die Entladung existiert am Standort der Sinkzelle in der Siebröhre eine niedrige Zuckerkonzentration, niedriger osmotischer Wert. Es kommt zum Wasseraustritt und somit zu einem niedrigen Turgor in der Siebröhre. Phloementladung: Die Phloementladung kann ebenso entweder symplastisch oder apoplastisch geschehen. Bei der apoplastischen Entladung, die meist in Speichergeweben stattfindet, wird Saccharose in den Apoplasten entlassen, dort von Invertasen in 2 Moleküle Hexose gespalten und letztlich über einen Hexose / H + Symport in die Zelle aufgenommen. In der Zelle werden die Hexosen phosphoryliert und dann über einen Hexosephosphat / P i Antiport in den Amyloplasten aufgenommen. In der symplastischen Entladung wird Saccharose direkt zu Hexosephosphaten gespalten, um den Saccharosegradienten aufrecht zu erhalten.

48 Regulation des Zuckermetabolismus Die Funktion des Phosphat- Translokators: (1) Netto ATP/NADH+H + Transport: Es werden Triosephosphate, welche im Chloroplasten im Calvinzyklus anfallen ins Cytosol transportiert, während 3-Phosphoglycerat vom Cytosol in den Chloroplasten wandern. Es findet kein Netto-Phosphat-Transport statt. Es wird lediglich ATP und NADH+H + indirekt vom Stroma ins Cytosol befördert. (2) Orthophosphat Transport Nur, wenn genug Orthophosphat freigesetzt wird (entsteht bei der Reaktion von Saccharose-6- phosphat zu Saccharose) funktioniert der Phosphat- Translokator, können also Triosephosphate ins Cytosol gelangen. Wenn nicht genug Saccharose synthetisiert und exportiert wird, werden auch keine weiteren Triosephosphate mehr ins Cytosol befördert. So gelangt auch kein Orthophosphat ins Stroma. Die Folge ist, dass Phosphate für die Synthese von ATP und somit von Triosephosphaten fehlen. Die Konzentration an Triosephosphaten im Chloroplasten ist hoch, die Konzentration von Phosphaten ist gering. Wenn dies der Fall ist, werden die Triosephosphate zu Fructose-6-phosphat reagieren und aus dem Calvinzyklus rausgeschleust. Sie bauen nun Stärke auf, wodurch Orthophosphat entsteht. Die Stärkesynthese dient also als Orthophosphat-Puffer. Die Stärke kann dann bei Bedarf (nachts) wieder direkt zu Glucose abgebaut werden und über den Glucosetransporter ins Cytosol gepumpt werden.

49 Die Enzyme des Calvinzyklus, welche irreversible Schritte katalysieren, unterliegen einer Endproduktrepression. Dadurch wird die Akkumulation nicht unmittelbar benötigter Stoffwechselprodukte vermieden. Die Abstimmung des Stoffwechsels von Chloroplast und Cytoplasma erfordert jedoch weitere Regulationsmechanismen. Es muss die Verteilung der Triosephosphate dem Bedarf optimal angepasst werden. Angriffspunkte der Regulation sind auch hier die Enzyme, welche irreversible Reaktionen katalysieren: für die Saccharosesynthese ist es die cytoplasmatische Fructose-1,6-bisphosphat-phosphatase und für die Stärkesynthese die plastidäre ADP-Glucose-Pyrophosphorylase. Feinregulation der Triosephosphat-Entnahme zur Saccharosesynthese über das Fructose-2,6-bisphosphat System Wenn die Zelle nicht genug Energie hat und zuviel Saccharose exportiert wird, wird die Saccharosesynthese eingestellt und Triosephosphate synthetisiert, um diese in der Glykolyse zur Energiegewinnung zu nutzen. (1) Hohe Konzentrationen an Fructose- 6-phosphat und Phosphat aktivieren die Fructose-6-phosphat-2-Kinase (Triosephosphate hemmen diese). Dies führt zur Bildung von Fructose-2,6- bisphosphat (F26bp). (2) F26bp ist ein starker Inhibitor der Fructose-1,6-bisphosphat-phophatase (es entsteht kein Fructose-6-phosphat mehr, sondern wieder Triosephosphate). (3) F26bp ist außerdem Aktivator einer Fructose-6-phosphat-Kinase (es wird Fructose-6-phosphat abgebaut, Triosephosphat Konzentration steigt). (4) Durch eine niedrige Konzentration an Fructose-6-phosphat (und hohe Konzentration an Triosephosphat) wird die anfangs aktivierte Fructose-6-phosphat-2-Kinase wieder inhibitiert (es wird wieder weniger F26bp gebildet). Außerdem führt es zur Aktivierung einer Fructose-2,6- bisphosphat-phosphatase, wodurch Fructose-2,6-bisphosphat wieder abgebaut wird. (5) Nun steigt die Aktivität der Fructose-1,6-bisphosphat-phosphatase wieder an (es wird wieder Fructose-6-phosphat gebildet) F26bp ist Inhibitor der Saccharosesynthese. Es wird synthetisiert, wenn viele Fructose-6-phosphate, viele Phosphate und wenig Triosephosphate vorhanden sind. F26bp ist Aktivator des Zuckerabbaus durch Glykolyse (F-6-p wird abgebaut). Außerdem wird die Saccharosephosphat-Synthase durch Glucose-6-phosphat (Indikator für ausreichende Hexoseversorgung) aktiviert.

50 Dissimilation Bisher wurde durch die Lichtreaktion Energie und Reduktionsäquivalente gewonnen. Diese wird jedoch zu einem großen Teil aufgrund des Calvinzyklus verbraucht. Der Nettogewinn der Pflanze aus der Photosynthese sind Zucker, die zur Biosynthese verwendet werden können und Sauerstoff, der als Abfallprodukt gilt. Nun bedarf es eines Weges zur Produktion von Energie und Reduktionsäquivalenten für die Biosynthese. Die Dissimilation dient zur Gewinnung dieser notwendigen Cofaktoren, wobei Wasser und CO 2 entsteht. Ausgangspunkt sind die gespeicherten Reservestoffe, die nach der Photosynthese aus GAP aufgebaut wurden. Es handelt sich um Speicherkohlenhydrate (Stärke in den Amyloplasten, Saccharose in der Vakuole und Hemicellulosen in der Zellwand), Speicherfette (Oleosomen = Fettvakuolen), Speicherproteine (Aleuronkörner = Proteinvakuolen) und Phytin (Aleuronkörner; dient als Speicher für Phosphat und Kationen, siehe Bild). Diese Verbindungen werden mobilisiert und abgebaut. 1) Stärkeabbau Es gibt zwei Möglichkeiten Stärke abzubauen: einmal kann die Stärke-Phosphorylase ein Glucoserest am nichtreduzierenden Ende der Stärkekette durch Phosphorylierung (Anlagerung von Orthophosphat) abspalten, wodurch Glucose-1-phosphat entsteht (Stärke- Phosphorylase). So kann Amylose vollständig und Amylopektin bis zu den Verzweigungsstellen abgebaut werden. Als Zwischenprodukt entsteht so ein Grenzdextrin. Außerdem kann eine Amylase durch Hydrolyse spalten, wodurch Maltose und später lediglich Glucose entsteht. Energetisch günstiger ist die Reaktion zu Glucose-1- phosphat, da diese Verbindung energiereicher ist. Außerdem muss Glucose zur weiteren Verwertung in der Glykolyse phosphoryliert vorliegen (Glucose-1-phosphat wird zu Glucose-6-phosphat durch Glucose-6-phosphat-Mutase, kein ATP Verbrauch / Glucose wird zu Glucose-6-phosphat durch Hexokinase, ATP Verbrauch!) Energetisch ungünstige Hydrolyse durch Amylasen: α-amylasen sind Endoamylasen, welche die Stärke irgendwo in der Kette an α-1,4- Bindungen spalten können. Dabei entstehen Maltose (α-1,4) und Isomaltose (α-1,6). β-amylasen spalten immer am nichtreduzierenden Ende einer Kette, wobei Maltose (Disaccharid) entsteht. Sie arbeiten nur bis zu einem Verzweigungspunkt, weshalb auch hier Grenzdextrine entstehen. Die α-1,6-bindungen der Grenzdextrine müssen gesondert von Isoamylasen (Entzweigungsenzymen) gespalten werden. Maltose wird durch die Maltase zu 2 Molekülen Glucose gespalten.

51 2.) Glykolyse Die entstandene Glucose wird nun unter ATP Verbrauch zu Glucose-6-phosphat phosphoryliert. Sie reagiert weiter über Fructose-6-phosphat durch Isomerisierung zu Fructose-1,6-bisphosphat unter ATP Verbrauch durch Substratkettenphosphorylierung. Fructose-1,6- bisphosphat wird nun einer Aldolspaltung zu 2 Molekülen Triosephosphat unterzogen. DHAP und GAP stehen durch die Triosephosphat-Isomerase im Gleichgewicht. GAP wird nun zu 1,3- Bisphosphoglycerat oxidiert, wodurch Reduktionsäquivalente NADH+H + entstehen. Bei dieser Reaktion wird ein Orthophosphat eingebaut, was den Gesamtenergiegewinn der Glykolyse erklärt. Die Dephosphorylierung von 1,3-Bisphosphoglycerat zu 3-Phosphoglycerat liefert ATP. Nach der isomerisierung zu 2-Phosphoglycerat wird dieses zu Phosphoenolpyruvat dehydratisiert. Die Dephosphorylierung von PEP zu Pyruvat liefert ATP. Insgesamt sind also 4 ATP entstanden und 2 ATP verbraucht worden. Das macht einen Nettogewinn von 2 ATP und 2NADH pro Glucose (wenn man von Glucose-1-phosphat ausgeht sogar 3ATP). Gärung: Pyruvat kann nun zu Ethanol oder Lactat vergärt (reduziert) werden. Dabei wird das entstandene NADH+H + zu NAD + oxidiert. Dies ist energetisch nicht günstig, wird daher nur betrieben, wenn kein Sauerstoff vorhanden ist, um Pyruvat weiter unter Energiegewinn zu verwerten. Es wird daher betrieben, um NAD + als Akzeptor für die Elektronen, die bei der Glykolyse entstehen, zu regenerieren. 3.) oxidative Decarboxylierung Die oxidative Decarboxylierung macht Pyruvat, als Produkt der Glykolyse, für den Citratcyclus zur weiteren Energiegewinnung zugänglich. Der Pyruvat- Dehydrogenase-Komplex (Multienzymkomplex aus 3 Enzymen, die 5 verschiedene Cofaktoren benötigen. Katalytisch: Thiaminpyrophosphat TPP, Liponamid, FAD und stöchiometrisch: NAD + und CoA) katalysiert die Reaktion von Pyruvat zu Acetyl-CoA. Dabei wird Pyruvat zugleich oxidiert, wobei NADH+H + entsteht, und decarboxyliert (Entstehung von CO 2 ).

52 4.) Citratcyklus Acetyl-CoA geht nun in den Citratzyklus ein. Dieser produziert pro eingeführtes Acetyl-CoA 3NADH, 1FADH 2 und 1ATP. Aus Acetyl-CoA wird wieder CoA frei. Der Acetyl-Körper wird komplett oxidiert und in Form von 2CO 2 aus dem Citratzyklus entlassen (Tiere atmen CO 2 als Abfallprodukt aus, Pflanzen können es im Calvinzyklus assimilieren). Die Reduktionsäquivalente werden produziert, um in der darauf folgenden oxidativen Phosphorylierung indirekt ATP zu synthetisieren. Falls genug Energie vorhanden ist, können aus dem Citratzyklus auch Metaboliten gewonnen werden, indem Zwischenprodukte abgeführt und zur Synthese anderer wichtiger Moleküle verbraucht werden.

53 5.) oxidative Phosphorylierung Die oxidative Phosphorylierung findet durch 5 membranassoziierte Enzymkomplexe an der inneren Mitochondrienmembran statt. Sie ist homolog zu derjenigen der tierischen Atmungskette. Durch sie werden die bisher synthetisierten Reduktionsäquivalente in einen Elektronentransport umgewandelt, welcher einen gerichteten Protonentransport auslöst und somit eine Protonenmotorische Kraft erzeugt, um letztlich ATP synthetisieren zu können. In der oxidativen Phosphorylierung pumpen die Komplexe aktiv Protonen, was bei der Elektronentransportkette der Lichtreaktion nicht der Fall ist. Die Elektronen von NADH werden an FMN, weiter über Fe-S Cluster zum Coenzym Q des Komplex I (NADH-Q-Oxidoreduktase) abgegeben. Dieser pumpt aktiv Protonen von der Matrix in den Intermembranraum. Die Elektronen von FADH 2 (sitzt in der Succinat Dehydrogenase, dem Enzym des Citratzyklus und eine Komponente des Membrankomplexes II Succinat-Q-Reduktase der Atmungskette) werden direkt über Fe-S Cluster auf Coenzym Q übertragen. Nun befinden sich alle Elektronen im Ubichinon Pool der inneren Membran (H + wurden aus der Matrix aufgenommen, es liegt QH 2 vor), welcher zum Komplex III (Q-Cytochrom-c- Oxidoreduktase) diffundiert. An Komplex III angekommen werden die Elektronen über diesen Komplex (ähnlich Cyt-b 6 f der Photosynthese, Q Zyklus auch vorhanden) zu einem Cytochrom c transferiert. Die Protonen werden in den Intermembranraum entlassen. Das reduzierte Cytochrom c wird von Komplex IV (Cytochrom-c-Oxidase) oxidiert. Diese Oxidation ist mit der Reduktion von Sauerstoff zu Wasser gekoppelt. Um ein Wasser zu bilden müssen 4 reduzierte Cytochrom c oxidiert werden. Dazu wird Sauerstoff zwischen einem Fe 3+ und einem Cu 2+ gebunden, um zu verhindern, dass ROS entstehen (ähnlich S Zyklus). Die Elektronen der Reduktionsäquivalente landen also schließlich am Sauerstoff, der zu Wasser reagiert. Dieser Komplex pumpt aktiv Protonen von der Matrix in den Intermembranraum. Komplex V, die ATP-Synthase nutzt nun den aufgebauten Protonengradienten aus, um ATP zu synthetisieren.

54 Überlaufventile im pflanzlichen Mitochondrium: 1) Es entstehen NADH+H + durch die Teilnahme an der Photorespiration (2Gly Ser) und die Synthese von α-ketoglutarat, dem Kohlenstoffgerüst der Aminosäuren (Teil des Citratcyclus). Daher ist ein Überlaufventil zur Oxidation von NADH+H + unabhängig von der ATP Synthese nötig. Dieses Überlaufventil ist in Pflanzen gegeben durch eine alternative NADH-Dehydrogenase (liefert Elektronen vom NADH+H + für die Atmungskette, ohne dabei Protonen zu pumpen) und eine alternative Oxidase (katalysiert auch die Reaktion von Sauerstoff zu Wasser, pumpt allerdings keine Protonen; ist integrales Membranprotein). So können die Elektronen schneller übertragen werden. 2) Außerdem können die Chloroplasten im Licht eine Überreduktion des Cytosols hervorrufen. Hierzu gibt es externe NADH-Dehydrogenasen der pflanzlichen Mitochondrien. Es wird auch hier NADH+H + oxidiert, ohne dabei einen Anteil zur ATP-Synthese beizutragen. Die Dehydrogenasen sind nicht integrale Membranproteine, sondern gelöst. Thermogenese: Dadurch, dass die freiwerdende Energie bei den Reaktionen der alternativen Oxidase und der alternativen NADH-Dehydrogenase nicht zum Pumpen von Protonen genutzt wird, entsteht Wärme. Diese Wärme kann von manchen Pflanzenarten aktiv genutzt werden. Die Pflanze Arum maculatum weist während der Blühung einen Atmungspik auf, wodurch die Blüte sehr warm wird. Dies lockt Insekten an.

55 Bilanzierung der Dissimilation: Wir haben in der Glykolyse 2ATP und 2NADH gewonnen. In der oxidativen Decarboxylierung haben wir 1NADH pro Pyruvat, also 2NADH pro Glucose gewonnen. Der Citratzyklus liefert 3NADH, 1FADH 2 und 1ATP pro Acetyl-CoA, also 6NADH, 2FADH 2 und 2ATP pro Glucose. Insgesamt haben wir also 4ATP, 10NADH und 2FADH 2 gewonnen. In der oxidativen Phosphorylierung werden pro NADH 3ATP und pro FADH 2 2ATP synthetisiert. Das macht insgesamt 4ATP + 10*3ATP + 2*2ATP = 38ATP. Da nach der Glykolyse Pyruvat aktiv ins Mitochondrium gepumpt werden musste, gehen 2ATP verloren. Der Netto-Gewinn der Dissimilation ist 36ATP pro Glucose. 6.) Der Pentosephosphatweg Falls die Pflanze sich in einer Phase der reduktiven Biosynthese befindet und es zu einem Mangel an NADPH+H + kommt, die Produktion durch die Atmungskette also nicht ausreicht, wird Glucose-6-phosphat zum Teil aus der Glykolyse abgeführt und in den Pentosephosphatweg eingeschleust. Im Pentosephosphatweg können zusätzlich Reduktionsäquivalente gewonnen werden. Die Verwertung von Glucose-6- phosphat (ob Glykolyse oder PPW) hängt vom Verhältnis NADPH zu ATP ab.

56 Der Lipidstoffwechsel Struktur von Lipiden: Lipide sind notwendig zur Aufrechterhaltung der Kompartimentierung der Pflanzenzelle. Daher ist eine ständige Neusynthese von Strukturlipiden zur Verwendung als Membranbausteine notwendig. Außerdem sind Pflanzenzellen dazu in der Lage Kohlenstoff in Form von Lipiden zu speichern (meist in Samen, da Verbreitungsvorteil weil leichter als Speichersaccharide). Membran- und Speicherlipide sind Glycerolipide. Sie bestehen aus Glycerin und daran veresterten Acylresten (Speicherlipide = Triacylglycerine / Membranlipide = Diacylglyceride mit polarer Kopfgruppe als dritten Substituenten Phospholipide, Glykolipide). Die Chloroplastenmembran enthält hauptsächlich Glykolipide, bei denen am Glycerolipid als dritter Rest Saccharide verknüpft sind. Solche Glykolipide (Thylakoidmembran der Chloroplasten enthalten 52% MGDG und 26% DGDG) der Chloroplastenmembran sind reich an ungesättigten Fettsäuren. Die Lipide anderer Membranen bestehen fast ausschließlich aus gesättigten, geradlinigen Fettsäureketten, meist C 16 und C 18. Die Brücke zwischen dem Lipid- und dem Zuckerstoffwechsel stellt das Molekül Acetyl-CoA dar.

57 Fettsäuresynthese: Die Fettsäuresynthese in Pflanzen läuft ausschließlich in den Plastiden ab. Das Startmolekül ist Acetyl-CoA, an welches nach und nach C 2 -Körper angelagert werden. Diese C 2 - Körper werden von Malonyl-CoA geliefert. Acetyl- CoA entsteht im Plastiden aus Pyruvat (Isoform der Pyruvat-Dehydrogenase) oder aus Acetat, welches aus dem Cytosol stammt (Acetyl-CoA- Synthetase: ATP Verbrauch für aktivierte Zwischenform). Malonyl-CoA entsteht durch Carboxylierung von Acetyl-CoA (Multienzymkomplex: Acetyl-CoA-Carboxylase). Liegen Acetyl-CoA und Malonyl-CoA vor kann der Fettsäure-Synthase-Komplex arbeiten. Er besteht aus mehreren Enzymen und einem freien Acyl- Carrier-protein (ACP). Acetyl-CoA wird zu Acetyl- ACP (Acetyl-Trans-Acetylase), Malonyl-CoA wird zu Malonyl-ACP (Malonyl-Trans-Acetylase). Durch die Bindung an ACP sind die Moleküle aktiviert worden. Nun kondensieren Acetyl-ACP und Malonyl-ACP unter Decarboxylierung und Abspaltung eines ACPs zu Acetoacetyl-ACP (allgemein: β- Ketoacyl-ACP). Im Folgenden wird die Ketogruppe schrittweise reduziert bis letztlich Butyryl-ACP (allgemein: Acyl-ACP) entsteht. An diesem C 4 Rest kondensiert nun ein weiteres Malonyl-ACP. Nach der Reduktion des Produkts entsteht ein C 6 Rest. Dieser Synthesezyklus wiederholt sich bis zum C 16 - (Palmityl-ACP) oder C 18 - (Stearyl-ACP) Fettsäurerest. Bei dieser Synthese wird ATP und NADPH verbraucht. Nutzung des Acyl-ACP-Pools im Chloroplasten: Noch im Stroma der Plastiden synthetisiert eine Acyl-ACP- Desaturase aus Stearyl-ACP (18:0- ACP) Oleoyl-ACP (18:1-ACP) [alle anderen Desaturasen wirken erst auf Lipide ein]. Wenn die Fettsäuren nicht dem Aufbau eines Teils der Membranlipide für die Chloroplastenmembran dienen, werden sie ins Stroma transportiert. Unmittelbar während der Passage der Hüllmembran wird ACP durch eine Acyl-ACP-Thioesterase abgespalten. An der äußeren Hüllmembran werden die Fettsäuren durch die Acyl-CoA-Synthetase (ATP Verbrauch) zu Acyl-CoA. Nutzung des Acyl-CoA-Pools im Cytosol: Die Acyl- CoAs (Palmityl-CoA, Stearyl-CoA und Oleoyl-CoA) können nun auf verschiedene Weise weiter reagieren. (1) Am endoplasmatischen Reticulum erfolgt eine Kettenverlängerung durch membrangebundene Elongasen. So entstehen die in Speicherfetten auftretenden Fettsäuren mit 20 und mehr Kohlenstoffatomen (2) Am ER erfolgt der Einbau in Membranlipide oder Speicherlipide (3) Mehrfach ungesättigte Fettsäuren entstehen im ER erst auf der Glycerolipidstufe durch membrangebundene Desaturasen. Diese können dann durch einen Acyl- Austausch gegen Oleoyl-CoA als Acyl-CoA freigesetzt werden.

58 Lipidsynthese: Bei der Synthese von Lipiden muss man unterscheiden zwischen der Synthese von Membranlipiden, bei denen es sich um Diacylglyceride mit polarer Kopfgruppe handelt, und der Synthese von Speicherlipiden (Triacylglycerine). Synthese von Membranlipiden: Membranlipide können an den Hüllmembranen des Chloroplasten und im ER synthetisiert werden. Man spricht bei der Synthese von Membranlipiden im Chloroplasten vom prokaryontischen Weg. Findet sie am ER statt so spricht man vom eukaryontischen Weg. Sie unterscheiden sich durch die Modifizierung der Kopfgruppen voneinander (Prokaryontische Kopfgruppen sind MGDG, DGDG, SQDG, PG. Eukaryotische Kopfgruppen sind dagegen PC: Phosphatidyl-Cholin, PE: Phosphatidyl- Ethanolamin, PS: Phosphatidyl-Serin, PI und PG). Der Glycerinbaustein entsteht durch Reduktion von DHAP und liegt in Form von Glycerin-3- phosphat vor (Glycerin-3-phosphat- Dehydrogenase). Die Acyl-Reste werden beim prokaryontischen Weg vom Acyl-ACP, beim eukaryontischen Weg von Acyl-CoA durch Acyl-Transferasen übertragen. Prokaryontischer Weg: Zunächst entsteht ein Diacylglycerophosphat (Phosphatidsäure), aus dem das Glykolipid Monogalactosyldiglycerid (MGDG) hergestellt wird [die aktivierte Zwischenstufe ist UDP-Galaktose, welche vom Cytosol in den Chloroplasten transportiert wird]. MGDG ist nach Desaturierung Ausgangsprodukt für die Synthese weiterer Glykolipide, Sulfolipide und Phospholipide. Ein Teil der Plastidenmembranlipide wird vom ER in Form von Phosphatidyl-Cholin importiert.

59 Eukaryontischer Weg: Auch hier entsteht zunächst durch Acyltransfer die Phosphatidsäure. An diese wird nun die Kopfgruppe Cholinphosphat angehängt, wodurch Phosphatidyl-Cholin, ein Phospholipid, entsteht. Gegebenfalls nach der Einwirkung von Desaturasen werden aus Phosphatidyl-Cholin weitere Membranlipide des ER gebildet. Vorwiegend das Dilinoleyl-Phosphatidyl-Cholin (Linolsäure-Reste 18:2) wird unter Mitwirkung von Lipidtransferproteinen zur Plastidenhüllmembran transportiert. Charakteristisch für Glycerolipide: Wenn der Ursprung plastidär ist, tragen sie in sn2- Position ein C 16 -Acyl-Rest. Wenn sie am ER gebildet wurden, tragen sie an dieser Position ein C 18 -Acyl-Rest. Kältetoleranz: Die Zusammensetzung der Membranlipide hat Einfluss auf die physikalischen Membraneigenschaften (Fluidität bei gegebener Temperatur). Dies ist eine wichtige Komponente der Kältetoleranz von Pflanzen. Kältetolerante Arten tragen vermehrt ungesättigte FS. Synthese von Speicherlipiden Alle Zellen speichern geringe Mengen an Triacylglycerine (Triglyceride). In Samen kann ihr Anteil bis zu 50% der Samenmasse ausmachen. Triacylglycerine mit einem hohen Anteil an gesättigten Fettsäuren (liegen bei Raumtemperatur fest vor) bezeichnet man als Fette. Solche, die einen hohen Anteil an ungesättigten Fettsäuren haben sind bei Raumtemperatur flüssig und werden als Öle bezeichnet. Die Biosynthese der Speicherlipide findet im ER, ausgehend von Acyl-CoAs und Glycerin-3-phosphat statt. Es existieren 2 Wege: Erstens: Phosphatidsäure wird zum Diacylglycerol dephosphoryliert. Zweitens: Phosphatidyl-Cholin reagiert zum Diacylglycerol durch Abspaltung des Cholinphosphat-Restes. In beiden Varianten wird nun auf die frei gewordene Hydroxylgruppe ein dritter Acyl-Rest transferiert, wodurch das Triglycerid entsteht. Das Oleosom: Nun sammeln sich die unpolaren Triacylglycerine (Triglyceride) zwischen den beiden Membranen des rauen Endoplasmatischen Reticulums an, bis es zur Abschnürung eines von einer Lipideinzelschicht umgebenen Lipidtröpfchens kommt. Das fertige Lipidspeicherorganell wird Oleosom genannt. Oleosomen von stark austrocknenden Samen enthalten eine große Menge amphipatischer Proteine, Oleosine, die ebenso am ER synthetisiert werden und sich während der Oleosomenabschnürung in der Halbmembran sammeln. Oleosine verhindern in trockenen Samen bei der Wasseraufnahme während der Keimung ein Zusammenfließen der Oleosomen zu größeren Gebilden und erleichtern so durch Aufrechterhaltung großer Oberflächen die Speicherlipidmobilisierung. Sie bestehen aus zwei antiparallelen hydrophoben β-faltblättern, die ins Innere des Oleosoms ragen und einer amphipatischen α-helix, die außen das Oleosom abdeckt. Oleosine fehlen in Lipid-Vesikeln des Fruchtfleisches, bei denen das Öl der Anlockung von Tieren zur Verbreitung dient (keine Mobilisierung erforderlich).

60 Mobilisierung und Abbau von Lipiden während der Keimung fettspeichernder Samen werden die Fette in den Oleosomen abgebaut und der Kohlenstoff zum Aufbau von Zuckern verwendet. Diese dienen dann dem Bau- und Energiestoffwechsel des Keimlings, solange er sich heterotroph ernährt. Außerdem bauen alternde Blätter ihre Membranlipide ab und wandeln sie in Zucker um, damit sie im Stamm gespeichert werden können. Am Abbau der Lipide sind 3 Kompartimente beteiligt: das Cytosol, die Glyoxisomen und das Mitochondrium. Vor Allem bei der Keimung sind diese 3 Kompartimente in der Zelle dicht zusammen lokalisiert. Glyoxisomen treten während der Mobilisierungsphase in den Speicherzellen in großer Anzahl auf. Die Leitenzyme des Glyoxisoms sind die Malat-Synthase und die Isocitrat-Lyase. Mit dem Beginn der Photosynthese, durch Licht induziert, werden diese durch Umbildung der Enzymausstattung zu Peroxisomen, die für die Photorespiration benötigt werden. Die Mobilisierung der Speicherlipide im Cytosol beginnt mit der hydrolytischen Freisetzung der Fettsäuren aus den Triglyceriden. Diese Spaltung wird von Lipasen katalysiert. Das entstandene Glycerin kann leicht zu DHAP reagieren (Glycerin-3- Kinase und Glycerin-3-phosphat-Dehydrogenase) und in den Zuckerstoffwechsel übergehen. Die mobilisierten Fettsäuren gelangen über Porine in die Glyoxisomen.

61 Reaktionen im Glyoxisom: Die β Oxidation: Hier findet die β-oxidation statt, ein Stoffwechselweg, der die Fettsäuren in Acetyl-CoA überführt. In der Eingangsreaktion wird die Fettsäure durch eine Thiokinase zunächst aktiviert, indem sie mit CoA eine Thioesterbindung eingeht (ATP-Verbrauch). Nun findet eine schrittweise Oxidation am β Kohlenstoffatom der Fettsäure statt, bis letztlich eine Ketogruppe entstanden ist. Es liegt nun 3-Ketoacyl-CoA vor. Eine Thiolase spaltet nun mit Hilfe eines neuen CoA ein Acetyl-CoA Rest ab. Es entsteht ein um eine C 2 Einheit verkürztes Acyl-CoA, das nun weitere β-oxidations-zyklen durchlaufen muss, bis es vollständig in Acetyl-CoA Einheiten überführt wurde. Während der Oxidation entsteht FADH 2, das seine Elektronen an Sauerstoff unter Bildung von Wasserstoffperoxid weitergibt, um selbst regeneriert zu werden. Wasserstoffperoxid kann von der Katalase entgiftet werden. Die entstandenen Acetyl-CoA fließen nun in den Glyoxylat-Zyklus desselben Kompartiments ein. Reaktionen im Glyoxisom: Der Glyoxylat-Zyklus: In diesem Zyklus werden je 2 Acetyl-CoA Bausteine verwendet, um ein Succinat aufzubauen. Der Akzeptor des ersten Acetyl-CoAs ist Glyoxylat. Es reagiert unter Wasseranlagerung und Abspaltung von CoA zu Malat (Malat-Synthase). Malat wird zu Oxalacetat oxidiert (Malat-Dehydrogenase). Oxalacetat akzeptiert ein weiteres Molekül Acetyl-CoA unter Abspaltung von CoA und reagiert zu Citrat (Citrat-Synthase). Citrat wird zu Isocitrat isomerisiert (Aconitat-Hydratase) und spaltet hierauf ein Succinat ab (Isocitrat- Lyase). Es liegt erneut Glyoxylat vor. Succinat wird nun über Porine aus dem Glyoxisom in die Mitochondrien transportiert und fließt in den Citratcyclus ein Weitere Reaktionen: Im Mitochondrium wird Succinat über einige Schritte des Citratzyklus in Oxalacetat überführt. Oxalacetat wird nun im Cytoplasma durch die PEP-Carboxykinase in PEP überführt (CO 2 wird abgespalten). Von diesem Metaboliten aus wird über die Gluconeogenese Glucose gebildet. Durch diese Reaktionsfolge werden 75% der Kohlenstoffatome (Oxalacetat ist eine C 4 -Säure. Ein Kohlenstoffatom geht bei der Reaktion zu Phosphoenolpyruvat verloren), die in Lipiden gespeichert wurden zu Hexosen aufgebaut. Samenkeimung

62 Nach der Verbreitung der Samen in die obersten Bodenschichten beginnt die Dormanz (Ruhephase). Die Dormanz wird von einem hohen ABA-Gehalt induziert. Die natürliche Aufhebung der Dormanz durch niedrige Temperaturen (Vernalisation) bewirkt einen starken Anstieg des Cytokinin-Gehaltes (fördert die Embryogenese: fördert Zellteilung und Differenzierung). Die Keimung wird eingeleitet durch Wasseraufnahme und eine dadurch bedingte Quellung des Samens. Durch diese Quellung wird die Samenschale gesprengt. Die Aufhebung der Dormanz ist mit einem Anstieg des Gibberellin-Gehaltes verbunden Stunden nach der Quellung wird GA1 und GA3 zunächst aus einer gebundenen Form abgegeben, anschließend in der Embryoachse (Skutellum = Keimblatt, Coleoptile = Keimblattscheide, bricht bei der Keimung nach oben durch) neu synthetisiert. Das Gibberellin gelangt in die Aleuronschicht des Samens und bewirkt dort die Bildung von Glyoxisomen und die Synthese und Sekretion hydrolytischer Enzyme (Lipasen, Proteasen, Amylasen), welche die Reservestoffe des Endosperms abbauen. Gibberelline verändern die Permeabilität der Membranen für Zucker, sodass die Metaboliten leicht zum Embryo gelangen können. Die Wachstumssteigernde Wirkung der Gibberelline beruht auf einer Erhöhung des Auxin-Gehaltes auf das fache. Manche Keimlinge benötigen neben der Samenquellung weitere Voraussetzungen für die Mobilisierung der Reservestoffe und das Wachstum des Embryos. Lichtkeimer benötigen bei geeigneter Temperatur und Feuchte zusätzlich Licht. Dabei ist das Phytochromsystem beteiligt. Man kann Samen aufgrund ihrer Reservestoffe voneinander unterscheiden. Getreide Samen speichern Stärke. Sonnenblumen Samen hingegen Lipide. Terpenoide und Steroide

63 Steroide gehören zur Stoffklasse der Terpenoide und leiten sich vom Squalen (C 30 - Körper) ab. Terpenoide stellen aufgrund ihrer Biosynthese immer ein Vielfaches eines C 5 -Körpers da. Man unterscheidet sie aufgrund der Kohlenstoffanzahl und ihrer Struktur, ob cyclisiert oder offenkettig. Membranfluidität: Die Fluidität der Membran hängt von der Membranzusammensetzung sowie von der Temperatur ab. Bei tiefen Temperaturen gibt es einen parakristallinen Zustand. Oberhalb einer Transition-Temperatur wird die Membran flüssig. Ungesättigte Fettsäuren erhöhen die Membranfluidität (behindern den parakristallinen Zustand), da sie den Schmelzpunkt der Membran herabsetzen. Langkettige Fettsäuren erniedrigen die Membranfluidität, da sie den Schmelzpunkt der Membran erhöhen. Der Cholesteringehalt der Membran beeinflusst ebenso die Membranfluidität. Unterhalb der Transition-Temperatur erhöht Cholesterin die Fluidität, während oberhalb der Transition-Temperatur die Membranfluidität erniedrigt wird. Cholesterin beeinflusst das Schmelzverhalten allosterisch, sodass der Phasenübergang nicht plötzlich stattfindet, sondern nach und nach (sigmoidal) über ein Temperaturintervall. Wenn die Transition-Temperatur unterschritten wird, die Membran also im parakristallinen Zustand vorliegt, ist ihre Permeabilität erhöht, die Selektivität für den Stofftransport jedoch vermindert. Außerdem steigt die Aktivierungsenergie für membrangebundene Enzyme. Modifizierte Murata-Hypothese: Phospholipide mit ungesättigten Fettsäuren erhalten in unmittelbarer Umgebung von Membranproteinen auch bei niedrigen Temperaturen ihre Membrandichtigkeit. Diejenigen mit gesättigten Fettsäuren erzeugen jedoch mikrokristalline undichte Bereiche in unmittelbarer Umgebung von Membranproteinen. Die Membranen werden permeabel für gelöste Stoffe. Terpenoid-Synthese: Ausgangsstoff der Terpenoid-Synthese ist IPP (Isopentenyl- Pyrophosphat). Die Synthese von IPP kann nach zwei Varianten erfolgen. Im Cytosol findet der Mevalonsäure-Weg statt: es reagieren 3Acetyl-

64 CoA zu Mevalonat, das nun zu IPP weiter reagieren kann. In den Plastiden reagieren Pyruvat und GAP unter Decarboxylierung und Bildung des Zwischenprodukts 1- Desoxy-D-Xylulose-5-phosphat zu IPP. IPP steht nun im chemischen Gleichgewicht zu Dimethyl-Allyl-Pyrophosphat. Diese zwei Isomere kondensieren nun miteinander unter Bildung von Geranyl-PP (Ausgangsstoff für Monoterpene). Nun kann beliebig oft Dimethyl-Allyl-PP angehängt werden, um höhere Terpene zu erzeugen. Terpenoide dienen meist als Fraßschutzstoffe. Carotinoide (C 40 ) gehören ebenso zu den Terpenoiden. Aus Violaxanthin lässt sich Abscisinsäure synthetisieren. Biosynthese von Aromaten Ausgangsstoff für die Biosynthese von aromatischen Verbindungen sind die Aminosäuren Tyrosin und Phenylalanin. Synthese von Tyr und Phe: Diese beiden aromatischen Aminosäuren werden über den Shikimisäureweg synthetisiert. Ausgangsstoffe sind Erythrose-4- phosphat und Phosphoenolpyruvat. Als Zwischenprodukt kommt Shikimisäure vor (C 7 ), das nach Aktivierung durch ATP Verbrauch ein weiteres PEP aufnimmt. Bei L-Arogenat (C 10 ) trennen sich die Wege.

65 Eine Oxidation und Decarboxylierung führt zu Tyrosin, während eine Dehydratisierung und Decarboxylierung zu Phenylalanin führt. Aus Phenylalanin und Tyrosin können nun durch Desaminierung Zimtsäuren

66 gewonnen werden. Zimtsäuren sind Ausgangsstoffe für alle wichtigen Aromaten der Pflanze. UVdie mit 3 Ring Flavonoide: schützen wegen ihrer Absorption im UV-Bereich Blätter vor Strahlung. Ihre Synthese beginnt bei einer Zimtsäure, z.b. p-cumarsäure, mit CoA zu (in diesem Falle) Cumaryl-S-CoA wird (Allgemein: Cinnamoyl-CoA). Dieses reagiert nun Molekülen Malonyl-CoA zu dem Molekül Chalkon, ein bizyclisches System dessen Ring A aus den 3 Molekülen Malonyl-CoA stammt. Der B stammt aus der Zimtsäure. Anthocyane: werden ähnlich synthetisiert wie Flavonoide. Es handelt sich um Blütenfarbstoffe, welche durch ph-änderungen, Interaktion mit anderen organischen Molekülen oder Komplexbildung (Art des Metall-Ions beeinflusst die Farbnuance) Farbvarianten ausbilden. Sie sind in der Vakuole lokalisiert. Bei ph=8 reagieren sie irreversibel zum Chalkon. Die einzelnen Pigmente sind in der Lage Copigmentierungen auszubilden. So können Anthocyanidin-Chromophore über Zucker mit einem Flavon-Copigment verknüpft sein. Letzteres kann Hydroxylionen aufnehmen und dadurch negativ geladen werden, wodurch ersteres partial positiv wird. Nun können sich mehrere dieser Komplexe zusammenlagern (Intermolekulare Copigmentierung). Anthocyanidin-Chromophore können auch über Zucker mit 2 Acyl-Gruppen verknüpft sein, die jeweils beide negativ geladen sind. Auch hier wird das Anthocyanidin- Chromophor positiv. Es handelt sich um eine Intramolekulare Copigmentierung. Lignin: Ausgangsstoff für die Ligninbiosynthese sind die Zimtsäuren (Phenylpropansäuren). Diese werden nach ihrer Aktivierung zu Coenzym-A- Thioestern mittels den Enzymen Cinnamoyl-CoA-Reduktase (Carbonsäure Aldehyd) und Cinnamalkohol-Dehydrogenase (Aldehyd Alkohol) reduziert zu Zimtalkoholen (Phenylpropanalkoholen). Als Reduktionsmittel dient in beiden Fällen NADPH + H +. Die Zimtalkohol Vorstufen werden nun erneut (hier durch UDP- Glucose) aktiviert und in dieser aktivierten Form in den Zellwandbereich ausgeschieden. Eine sich in der Zellwand befindende β-glucosidase setzt die

67 Alkohole frei. Die darauf folgende Radikalbildung wird durch Zellwandperoxidasen bewerkstelligt. Peroxidasen benötigen das Cosubstrat H 2 O 2. Die mesomeren Aroxyl- Radikale (Zimtalkohol-Radikale) polymerisieren nun zu einem dichten Gerüst aus Lignin (Lignifizierung = sekundäres Dickenwachstum). Lignin stellt nach Cellulose die wichtigste organische Substanz in der Natur dar. Biosynthese von Heterocyclen Chlorophyllsynthese: Zunächst wird der Porphyrinring synthetisiert. Ausgangsstoff ist Glutaminsäure. Sie wird durch die Bindung an die t-rna aktiviert und reagiert unter Abspaltung dieser in einer Reduktion (Reduktase)

68 und anschließenden Amino-Gruppen Umlagerung (Aminotransferase) zu δ- Aminolävulinsäure (ALA), dem Vorstufenmolekül der Porphyrinsynthese. Im Folgenden werden viermal je zwei Moleküle ALA zu Protoporphyrin IX reagieren. Die Synthese von ALA wird durch eine hohe Protoporphyrin IX Konzentration gehemmt. Eine Reduktion von Protochlorophyllid an der 17,18 Doppelbindung des D-Rings führt zum Chlorophyllid. Alkaloid-Synthese: Alkaloide sind basisch reagierende sekundäre Pflanzenstoffe mit einem N-haltigen Heterocyclus als Grundkörper. Sie leiten sich von den Aminosäuren Ornithin, Lysin, Phenylalanin, Tyrosin oder Tryptophan ab. Dabei folgt auf eine Decarboxylierung der Aminosäure immer eine Desaminierung, welche eine Cyclisierung zur Folge hat. Bekannte Alkaloide sind Coffein, Kokain und Nikotin. Alkaloide stimulieren oft Neurotransmitter und blockieren Rezeptoren, sie dienen daher oft dem Fraßschutz. Pyridine sind aromatisierte Piperidine. Stickstoffassimilation Stickstoff wird in Form von Ammonium-Ionen NH 4 + in den Aminosäure-Stoffwechsel eingebaut. Die Aufnahme des Stickstoffs erfolgt entweder direkt in Form von Ammonium über die Wurzel (seltener, da selten im Boden in ausreichender Menge vorhanden; Grund: Ammonium wird durch Mikroorganismen mittels Nitrifikation zu Nitrat umgewandelt), in Form von Nitrat NO 3 - über die Wurzel oder in Form von N 2 durch Symbionten (Knöllchenbakterien nur bei Leguminosen; z.b. Erbse). Nimmt die Wurzel Nitrat auf, kann es entweder erst im Blatt (Glutamin oder

69 Glutamat stellt die Transportform durch Phloem dar) oder in der Wurzel (Transportform: Glutamin, Asparagin, Arginin, Citrullin, Allantonin) direkt reduziert werden. Nitrat kann auch direkt über das Xylem ins Blatt transportiert werden (Protonen-Nitrat-Symporter in der Membran; Aufbau eines Protonengradienten für Symport unter ATP Verbrauch) Die Reduktion von Nitrat zu Ammonium erfordert 8 Elektronen: Die Nitratreduktase (Schlüsselenzym der Nitratassimilation) katalysiert im Cytoplasma die Reaktion von Nitrat zu Nitrit unter NADH-Verbrauch. Die Nitritreduktase reduziert in den Plastiden das entstandene Nitrit weiter zu Ammonium, wobei reduziertes Ferredoxin als Elektronendonator dient. Nitratreduktase im Cytosol: Das homodimere Enzym Nitratreduktase, deren Monomere 3 Domänen aufweisen, befindet sich in allen photosynthetisch aktiven Zellen (im Mesophyll) und in der Wurzel, jeweils im Cytoplasma. Nitrat wird hier zu Nitrit reduziert, wobei das Coenzym NADH als Elektronendonator dient. Die 2 Elektronen gelangen vom NADH+H + über eine intramolekulare Elektronentransportkette, bestehend aus FAD, einem Cytochrom und einem Molybdopterin, letztlich zum Nitrat. Das Molybdopterin enthält ein Molybdän, welches im katalytischen Zentrum sitzt und mit dem Nitrat direkt wechselwirkt. Es verändert seine Oxidationsstufe bei Elektronenaufnahme von +VI auf +IV. Nach der Abgabe der Elektronen an das im katalytischen Zentrum wartende Nitrat wird Nitrit frei (Die 2 Elektronen suchen sich ihre 2 Protonen und spalten Wasser aus dem Nitrat ab). Es muss zur weiteren Umwandlung in Ammonium in die Plastiden transportiert werden. Messung der Nitratreduktase-Aktivität: Die erste Methode zur Bestimmung der Nitratreduktase-Aktivität beruht auf dessen Korrelation mit der Reaktion von NADH+H + (Absorptionsmaximum bei 340nm) zu NAD + (Absorptionsmaximum bei 260nm). Die Aktivität der Nitratreduktase steht also in direktem Zusammenhang mit der Abnahme der Absorption bei 340nm und ist somit mittels Spektralphotometer messbar. Die zweite Methode macht sich die stetige Anhäufung des Produkts Nitrit zunutze. Dieses lässt sich durch die Kopplung an einen Azofarbstoff (zusammen: Absorptionsmaximum bei 540nm) sichtbar machen. Nitritreduktase im Plastiden: Die monomere Nitritreduktase befindet sich im Stroma der Chloroplasten. Es werden ausgehend vom reduzierten Ferredoxin 6 Elektronen bereitgestellt (hierzu werden 6 Fd red benötigt), die über ein Fe 4 - S 4 Zentrum zu einem Sirohäm gelangen, welches im katalytischen Zentrum sitzt. Es überträgt die 6Elektronen auf Nitrit, das nach und nach mit 8Protonen ergänzt wird und 2Wasser abspaltet. Es entsteht Ammonium.

70 Einbau des Ammoniums in Aminosäuren: Das Ammoniumion fungiert als Entkoppler der Photosynthese und darf sich deshalb nicht in hoher Konzentration in der Zelle aufhalten. Es wird daher direkt in einer irreversiblen Reaktionsfolge über Glutamat zu Glutamin verarbeitet. (1) Das in den Chloroplasten vorhandene L-Glutamat reagiert mit dem Ammoniumion zu L-Glutamin, wobei die Glutamin-Synthetase unter ATP- Verbrauch katalysiert. (2) L-Glutamin gibt nun seine ΔAminogruppe an 2- Oxoglutarat weiter, wodurch zweimal L-Glutamat entsteht. Die Glutamat- Synthase (Transaminasen haben Cofaktor Pyridoxalphosphat: Glutamat- Synthase = GOGAT = Glutamin-Oxoglutarat-Aminotransferase) arbeitet hier unter Oxidation zweier Ferredoxin Cofaktoren. (3) Das eine L-Glutamat wird durch ein spezielles Malat-Shuttle aus dem Stroma in das Cytosol transportiert, wobei ein Molekül 2-Oxoglutarat vom Cytosol ins Stroma transportiert wird. Das andere reagiert erneut mit einem Ammoniumion zu L-Glutamin. (4) Aus Glutamat lässt sich im Aminosäurestoffwechsel durch Transaminierung jede andere beliebige Aminosäure produzieren. ATP und reduziertes Ferredoxin fällt in der Photosynthese an. Regulation genannter Reduktasen: Nitrit und Ammonium müssen schnell verarbeitet werden, da sie beide negative Auswirkungen auf die Pflanze haben. Durch folgende Mechanismen wird eine Anhäufung dieser Stickstoffintermediate verhindert. (1) Das Nitratreduktase-Gen unterliegt einer Feed-Back-Hemmung durch Glutamin. Häuft sich die Glutaminkonzentration im Cytosol an, ist dies ein Zeichen dafür, dass keine 2-Oxoglutarat-Moleküle vorhanden sind, welche Die Aminogruppe aufnehmen können. Es lässt sich ein Überschuss an Ammonium und somit auch Nitrit schlussfolgern, die es zu verhindern gilt. Somit wird die Transkription des Nitratreduktase-Gens in die entsprechende m-rna gestoppt. Im Gegenzug hierzu aktiviert eine hohe Nitratkonzentration die Transkription des Gens (Aktivierung durch das Edukt). (2) Nitratreduktase im Dunkeln inaktiv: Im Dunkeln wird das oxidierte Ferredoxin nicht mehr in den Thylakoiden reduziert, was zur Folge hat, dass der Nitritreduktase der Cofaktor fehlt. Somit kann Nitrit nicht weiter zu Ammonium reagieren. Die Nitratreduktase muss also im Dunkeln inaktiviert werden, damit sich die Nitritkonzentration nicht anhäuft. Dies geschieht durch kovalente Modifikation des Enzyms bzw. genauer durch Phosphorylierung der OH- Gruppe eines Serinrestes mittels ATP. Licht hingegen leitet die

71 Dephosphorylierung durch eine Phosphatase und somit erneute Aktivierung des Enzyms ein. Es aktiviert ebenso die Transkription des Nitratreduktase- Gens. Im Dunkeln wird das aufgenommene Nitrat also nicht weiterverarbeitet. Es wird in den Vakuolen der Mesophyllzellen gespeichert. (3) Die Nitritreduktase hat eine sehr hohe Affinität zu seinem Substrat. Dies verhindert eine hohe Nitritkonzentration und ist deshalb wichtig, weil Nitrit eine hohe chemische Reaktivität aufweist. Die hohe Nitratkonzentration aktiviert sowohl Nitrat- als auch Nitrit-Reduktasen. Nitrit-Reduktasen werden jedoch viel stärker aktiviert. (Cycloheximid unterdrückt die Proteinbiosynthese) Assimilation von molekularem Stickstoff: Die bisher beschriebenen Vorgänge setzen voraus, dass der Nährboden der Pflanze einen ausreichend hohen Nitratgehalt aufweist. Ist dies nicht der Fall, gehen sie mit so genannten Knöllchenbakterien (z.b. Rhizobium und Frankia: Ascomyceten) eine Symbiose ein. Diese und alle anderen Bakterien inklusive den Blaualgen (Cyanobakterien) sind in der Lage den Luftstickstoff zu assimilieren. Nitrogenase: Die Nitrogenase katalysiert folgende Netto-Reaktion: + + N + NADH + 4H + 16ATP 2NH + H + 4NAD + 16ADP Auch hier dient reduziertes Ferredoxin als Elektronendonator für das Enzym. Es nimmt 8 Elektronen auf, von denen 6 zur Reduktion von Luftstickstoff zu Ammoniak und 2 zur Reduktion zweier Protonen zu molekularem Wasserstoff verwendet werden. Die Nitrogenase ist ein Enzymkomplex aus 2 Komponenten: Die dimere Dinitrogenase- Reduktase weist ein einziges Fe 4 -S 4 -Zentrum auf. Es handelt sich dabei um einen 1- Elektronen-Überträger, welcher vom reduzierten Ferredoxin ein Elektron aufnimmt und an die Dinitrogenase weitergibt. Dabei werden 2 ATP gebunden und hydrolysiert. Es handelt sich also um eine sukzessive Übertragung von 8 Elektronen. Die Dinitrogenase (tetramerer Komplex aus zwei identischen α und β P i

72 Untereinheiten) besitzt 2 voneinander unabhängige katalytische Zentren, welche jeweils einen Eisen-Molybdän-Cofaktor aufweisen. Dieser Cofaktor wiederum besteht aus zwei verschiedenen spezifischen Eisen-Schwefel-Clustern. Der molekulare Stickstoff bindet an je 3 Eisenatome dieser Cluster und wird so intermediatfrei mit 8 Protonen zu 2 Molekülen Ammoniak und H 2 reduziert. Die 8 Moleküle oxidiertes Ferredoxin werden durch Oxidation von 4 Molekülen NADH+H + regeneriert. Die 4 Moleküle NAD + können nun im Citratcyclus regeneriert werden. Manche Cyanobakterien (Blaualgen) betreiben ihre Stickstofffixierung in Heterocysten. Bei Stickstoffmangel bilden sich Heterocysten im Zellfaden aus. Es handelt sich dabei um Zellen, welche sich auf die Stickstofffixierung spezialisieren. Die Nitrogenase ist extrem sauerstoffempfindlich. Durch eine physische Barriere um die Knöllchen herum wird ein Eindringen von Sauerstoff vermieden. Der dennoch anfallende Sauerstoff wird von Leghämoglobin gebunden und zur Cytochrom-c- Oxidase, der Endoxidase der Atmungskette, die den Sauerstoff zu Wasser reduziert, transportiert. So wird der anfallende Sauerstoff sofort verbraucht. Die Symbiose mit Knöllchenbakterien: Zunächst müssen die Bakterien (Rhizobien) von der Pflanze angelockt werden. Dies geschieht chemotaktisch über die Ausschüttung von Flavonoiden der Wurzel. Die Bakterien gelangen so zu den Wurzelhaaren und werden gleichzeitig, ebenfalls durch Flavonoide, zur Produktion von Zellteilungsfaktoren (=Nod-Faktoren; sie bewirken die Reembryonalisierung der Parenchymzellen) stimuliert. Dadurch bildet sich im Cortex der Pflanze ein primäres Knöllchenmeristem. An den Wurzelhaaren werden die Bakterien mittels Lectine (zuckerbindende Proteine, die an Bakterienzellwand binden) gebunden, die als spezifische Reaktion von der Wurzel ausgeschüttet werden. Diese Bindung bewirkt die Einstülpung der Wurzelhaare und die Bildung eines Infektionsschlauches, der

73 mehrere Rindenparenchymschichten durchdringt. Die Rhizobien dringen über diesen in die Wurzel ein. Durch die bereits eingesetzte Zellteilung hat sich die Wurzel ausgedehnt und Knöllchen (folglich die Bezeichnung Knöllchenbakterium) gebildet. Nun wandern die Rhizobien in eine Parenchymzelle, indem sie die Zellwand auflösen und sich phagocytieren lassen. Dadurch entsteht das so genannte Knöllchenprimordium. Die Rhizobien verändern nun ihre Struktur und ihr Verhalten: Es handelt sich nun um Bakteroide, die keine Zellteilung mehr aufweisen. Sie bleiben jedoch von der peribakteroiden Membran umschlossen. Nun beginnt die Stickstofffixierung (Nitrogenaseaktivität). Der Export von Stickstoff aus den Wurzelknöllchen in die Wirtspflanze und die Substanzzufuhr zu den Knöllchen findet durch die an der Knöllchenperipherie angelegten Leitbündel statt: Der Export über das Xylem, der Import über das Phloem. Agrobakterium tumefaciens, ein Knöllchenbakterium, erhöht den Auxin- und Cytokiningehalt der parenchymatischen Zellen in der Wurzel, weshalb es zum vermehrten Wachstum und zur Knöllchenbildung kommt. Die eigentliche Symbiose kommt durch einen regen Stoffaustausch über die Peribakteroidmembran zustande. Aufgrund der Tatsache, dass dem Bakteroiden das Enzym Glutamin-Synthetase fehlt, wird der assimilierte Stickstoff in Form von Ammonium in die Wirtszelle exportiert. Da die Stickstofffixierung sehr viel ATP verbraucht, bekommt der Bakteroid im Gegenzug energiereichen, reduzierten Kohlenstoff in Form von Malat (und weiteren Zwischenprodukten des Citratcyclus). Die Bakteroide sind ernährungsphysiologisch völlig von der Pflanze abhängig. Außerdem benötigt der Bakteroid Sauerstoff, den er von der Pflanze bekommt. Sowohl die Pflanze als auch der Bakteroid translatieren einen Teil des Leghämoglobins, ein Protein, welches Sauerstoff mit einer hohen Affinität bindet. Es transportiert den Sauerstoff zur Cytochrom-c-Oxidase. Dadurch wird die Nitrogenaseaktivität (extrem Sauerstoffempfindlich!) des Bakteroiden nicht durch eine hohe Sauerstoffkonzentration geschädigt. Die Symbiose mit Knöllchenbakterien kommt ausschließlich bei Leguminosen vor. Aminosäurestoffwechsel Die Synthese der verschiedenen Aminosäuren basieren alle auf Transaminierungsreaktionen. Die Kohlenstoffgerüste werden dabei alle aus dem Primärstoffwechsel (Calvinzyklus, Photorespiration, Glykolyse, Citratcyclus)

74 abgeführt. Es gibt 5 unterschiedliche Synthesewege: man nennt sie die Serin-, Alanin-, Glutamat- bzw. Aspartat-Familie und die Familie der Aromatischen Aminosäuren. (1) Serin-Familie: zunächst entsteht Glycin durch Transaminierung aus Phosphoglykolat. Serin entsteht aus 2Glycin. Cystein entsteht aus Serin durch Einfügung der SH Gruppe (2) Alanin-Familie: Alanin entsteht durch Transaminierung von Pyruvat. Valin und Leucin entsteht durch Modifizierung des Kohlenstoffgerüsts ausgehend von Pyruvat und anschließender Transaminierung. (3) Aspartat-Familie: Aspartat entsteht durch Transaminierung von Oxalacetat. Anschließende Umlagerungen und

75 Einführung weiterer Amino- oder Thio-Gruppen führen zu Threonin, Lysin, Methionin und Isoleucin. (4) Glutamat-Familie: Glutamat entsteht durch Transaminierung von α- Ketoglutarat (entsteht selbst durch Oxalacetat + Acetyl-CoA und weiteren Reaktionen im Calvinzyklus). (5) Aromaten entstehen durch den Shikimisäureweg, ausgehend von Erythrose-4-phosphat und Phosphoenolpyruvat. Nitrat reguliert ebenso die Kohlenstoffassimilation, da genug Stickstoff- Akzeptoren in Form der Kohlenstoffgerüste vorhanden sein müssen, um eine Anhäufung der Zwischenprodukte Nitrit und Ammonium in der Zelle zu verhindern. So aktiviert Nitrat die PEP-Carboxylase, welche aus Phosphoenolpyruvat Oxalacetat synthetisiert, das nun α-ketoglutarat (im Citratcyclus) aufbauen kann. Außerdem hemmt es die Saccharose-Synthase, damit 3- Phosphoglycerat nicht zu Saccharose aufgebaut und exportiert werden kann, sondern eben zu PEP reagiert. Wenn viel CO 2 vorhanden ist, können auch viele Kohlenstoffgerüste aufgebaut werden. Daher können viele Ammoniumionen in Aminosäuren umgewandelt werden. CO 2 aktiviert die Nitratreduktase und bewirkt, dass nun auch mehr Ammonium gebildet wird.

76 Ureid-Synthese: Neben Aminosäuren und Nitrat kann Stickstoff auch in Form der Ureide, hauptsächlich als Allantoin und Allantoinsäure transportiert werden (Bsp: Sojabohne). Vorgänger dieser Verbindungen werden in von Rhizobien infizierten Zellen der Wurzel gebildet. Diese werden in nicht- infizierte Zellen transportiert und schließlich zu Ureiden umgesetzt. Schwefelassimilation Schwefel wird in Form von Sulfat SO 4 2- aus der Bodenlösung aufgenommen und im Chloroplasten direkt reduziert und in den Stoffwechsel eingebaut (über APS / PAPS, Gluthation, Cystein). Zur Reduktion von Sulfat zu Sulfid S 2- werden 8 Elektronen benötigt, die vom reduzierten Fd Pool der Photosynthese kommen. Zudem findet ATP Verbrauch statt. Die Schwefelaufnahme erfolgt über einen spezifischen Translokator, der Sulfat zusammen mit 3H + aufnimmt (Symport). Die Protonen

77 werden gegen ihren Konzentrationsgradienten unter ATP Verbrauch in den Apoplasten gepumpt, um so den Symport zu ermöglichen. Der Transport in den Spross erfolgt im Xylem. In der Vakuole kann überschüssiges SO 4 2- gelagert werden. Sulfat muss nun für seine Reduktion in den Chloroplasten gepumpt werden: Der Transport erfolgt im Austausch gegen Phosphat durch den Phosphat-Translokator der inneren Chloroplastenhülle. Die Reduktion des Sulfats erfolgt wie die Reduktion des Nitrats in 2 Schritten, wobei auch zunächst 2 Elektronen, dann 6 Elektronen aufgenommen werden. Sulfatreduktion: In den Chloroplasten wird das aufgenommene Sulfat zu APS (Adenosin-mono-phospho-sulfat) unter ATP Verbrauch aktiviert. Diese Reaktion wird durch die anschließende Hydrolyse des frei gewordenen Pyrophosphats getrieben. Gegebenenfalls wird APS weiter zu PAPS (3-Phospho-AMP-sulfat) unter weiterem ATP-Verbrauch phosphoryliert. Da das Enzym APS-Reduktase vorwiegend mit dem Substrat APS katalysiert, fungiert PAPS als Speicher für aktives Sulfat. Dieses Enzym überträgt 2 Elektronen, ausgehend von 2GSH, die zu GSSG oxidieren, auf den Schwefel im APS bzw. PAPS, wodurch AP (=AMP) bzw. PAP (=PAMP) entstehen und Sulfit SO 3 2- frei wird. Sulfitreduktion: Die Sulfitreduktion erfolgt durch die Sulfitreduktase, die ähnlich der Nitritreduktase funktioniert. Ausgehend von 6 reduzierten Ferredoxin werden 6 Elektronen über Fe 4 S 4 -Zentren und Sirohäm auf Sulfit übertragen. Dieses nimmt dann 8 Protonen auf und reagiert zum Schwefelwasserstoff H 2 S unter Freisetzung von 3 Molekülen Wasser. Cystein-Synthese aus Schwefelwasserstoff: Das gebildete H 2 S wird nun unmittelbar zur Synthese von Cystein verwendet. Die Cystein- Synthase hat eine hohe Substrataffinität, was eine Anhäufung von H 2 S in der Zelle verhindert. Die Reaktion erfolgt über Thiolyse des SH Akzeptormoleküls O-Acetyl-Serin. Dabei entsteht Acetat und Cystein. SO 3 2- wird von einem reduzierten Träger gebunden und liegt in Form einer SO 3 H Gruppe vor. Diese wird nun mithilfe von 6 Elektronen, die von 6Fd red geliefert werden zu einer -SH Gruppe reduziert. Die -SH Gruppe kann nun gegen die -OH Gruppe eines O-Acetyl-Serins ausgetauscht werden, wodurch Cystein und der oxidierte Träger entstehen. Der Träger kann mittels NADPH+H + reduziert und somit regeneriert werden. Cystein dient als Ausgangsprodukt für die Biosynthese von Gluthation, Methionin, Phytochelatine und anderer niedermolekularer Thiole. Auswirkung eines zu hohen Schwefelgehalts der Umgebung auf die Pflanze: SO 2 ist ein Abfallgas der Kohleverfeuerung. Nach der Aufnahme durch die Stomata wird es zu Sulfit hydrolysiert und dann entweder zu Schwefelwasserstoff und Cystein umgewandelt oder zu Sulfat oxidiert. Bei massiver Sulfatspeicherung in der Vakuole werden große Mengen an Gegenionen (Kalium, Magnesium) benötigt. Es

78 kommt zum Blattabwurf, wenn dieser Bedarf nicht erfüllt werden kann. Wenn SO 2 in der Atmosphäre oxidiert, entsteht SO 3, welches mit dem Regen als Schwefelsäure in das Oberflächenwasser gelangt. Die Versauerung führt zu einer Verschiebung der Artenzusammensetzung und wäscht Kationen aus den Tonteilchen des Bodens. Dies führt zu einem Mineralstoffmangel der Pflanzen ( es wird demnach mehr Kalium und Magnesium benötigt, ist aber weniger vorhanden). Außerdem löst die Versauerung der Bodens toxisches Aluminium und dezimiert somit Mykorrhizapilze, welche bei der Mineralstoffaufnahme helfen (Oberflächenvergrößerung). Nutzung des Cystein-Pools Funktionen von Schwefelverbindungen Gluthationbildung: Gluthation ist ein Tripeptid aus den Aminosäuren Glutamat Cystein und Glycin. Seine Synthese erfolgt durch 2 Enzyme und zweimaligen ATP Verbrauch. Durch die Peptidbindung mit der terminalen -COOH Gruppe des Glutamats bleibt die Aminosäure-Eigenschaft erhalten. Gluthation hat drei wichtige Eigenschaften (Reduktionsaktivität, Reaktivität mit polaren Bindungen, Metall-bindende Eigenschaft), welche für Entgiftungsprozesse genutzt werden können. (1) Gluthation dient als Reduktionsmittel für SH abhängige Redoxprozesse, z.b. in der Entgiftung von ROS. Im Mehler-Ascorbat-Peroxidase Zyklus, genauer im zweiten GSH-abhängigen Teil dieses Zyklus werden 2GSH benötigt, um Ascorbat zu regenerieren. (2) Durch ihre Reaktivität mit polaren Bindungen können sie Konjugate mit giftigen Xenobiotika (Herbiziden) bilden und sie damit entgiften. Die Herbizide, welche an SG gekoppelt sind werden in die Vakuole transportiert und abgebaut. (3) Es gibt Pflanzen (z.b. das Galmveilchen), die nur auf Schwermetall belasteten Abraumhalden wachsen. Diese synthetisieren aus Gluthation

79 Phytochelatine, Oligomere aus Gluthation. Phytochelatine sind in der Lage Schwermetalle zu binden. Die Schwermetall-Phytochelatin-Komplexe werden in der Vakuole abgelagert. Die Phytochelatin-Synthase wird durch Schwermetalle aktiviert Das Thioredoxin- System: Das Thioredoxin-System ist ein System, welches die Aktivität von u.a. lichtabhängigen Enzymen des Calvinzyklus und der Malat-Dehydrogenase kontrolliert. Trifft Licht auf das PSI wird in der Lichtreaktion Ferredoxin reduziert. Das reduzierte Ferredoxin reduziert ihrerseits die Thioredoxin- Reduktase, welche dadurch aktiviert wird. Die aktivierte Thioredoxin- Reduktase reduziert nun Thioredoxin. Thioredoxin kann nun ein bestimmtes Zielenzym (target-enzyme) reduzieren und damit aktivieren. Im Dunkeln wird diese Reaktionsfolge umgekehrt und somit das Zielenzym inaktiviert. Der Calvin-Zyklus kommt zum erliegen. Dies ist deshalb wichtig, da er ansonsten im Dunkeln aufgrund des chemischen Gleichgewichtes rückwärts laufen und Kohlenhydrate zu CO 2 zersetzen würde. Fraßschutzmechanismen: Fraßschutzmechanismen dienen als Schutz davor von Tieren gefressen zu werden. Hierzu synthetisieren Pflanzen Vorstufen von giftigen Verbindungen und lagern sie in der Vakuole ab. Wenn die Zelle zerstört wird, platzt die Vakuole und die Vorstufe des Giftstoffes wird freigesetzt. Nun befindet sich im Cytosol ein Enzym, welches aus der Vorstufe des Giftes das Gift synthetisiert. Das Tier wird dadurch geschädigt, die Pflanze kann nicht vollständig gegessen werden. (1) In Brassicaceen (z.b. Radieschen und Meerrettich) liegen die Gift-Vorstufen als Glucosinolate in der Vakuole vor. Die Thioglucosidase des Cytoplasmas kann aus dieser Substanz Senföle synthetisieren, die giftig wirken. Im Radieschen und Meerrettich handelt es sich um das Glucosinolat Sinalbin und das entsprechende p-hydroxybenzylsenföl. (2) In Fabaceen wird Linamarin, eine cyanogene Verbindung aufgebaut. Nach der enzymatischen Hydrolyse wird Blausäure freigesetzt. Aromastoffe und Geschmackstoffe: Zwiebelgewächse enthalten S-haltige Verbindungen (Cysteinsulfoxide) im Cytosol und das umsetzende Enzym (Alliinase) befindet sich in der Vakuole. Nach der Umsetzung entstehen Sulfonsäuren, die wiederum zu Aromastoffen (Alkylthiosulfonate) umgebaut werden können. Nitratassimilation benötigt Fd/NADPH Sulfatassimilation benötigt Fd/ATP Kohlenstoffassimilation benötigt ATP/NADPH

80 Alle notwendigen Cofaktoren werden der Photosynthese entnommen. So kann die Assimilation dieser 3 Makronährstoffe als Teil der Photosynthese aufgefasst werden (sie machen einen Teil des Elektronenflusses aus). Wasser- und Ionen-Aufnahme und -Transport Pro kg gebildeter Biomasse (Trockengewicht) benötigen Kulturpflanzen l Wasser, Waldbäume l. Die Wasseraufnahme richtet sich nach der Transpiration. Während eines Sommertages steigt die Transpirationsrate bis zum Mittag an, bleibt dann mit der Temperatur konstant und sinkt abends wieder auf ein Minimum ab. Die Wasseraufnahme erfolgt wenige Minuten später, entspricht aber ungefähr der durch Transpiration abgegebenen Wassermenge. Nachts ist die Wasseraufnahme ein wenig größer als die Wasserabgabe durch Transpiration. Die größte treibende Kraft für die Wasseraufnahme aus dem Boden ist also die Transpiration von Wasser aus den Blättern. Das WasserpotentialΨ: Wasser strömt immer von einem Ort höheren Wasserpotentials zu einem Ort niedrigeren Wasserpotentials. Die Differenz zweier Wasserpotentiale entspricht dem Druck, mit dem Wasser spontan von einem Ort zu einem anderen Ort strömt. Ψ erhöht sich durch Druck- und Höhenzunahme und erniedrigt sich durch das Lösen von Teilchen. Das Wasserpotential der Atmosphäre ist negativ. Sie übt also einen Sog auf alle Blätter mit höherem, positiven Wasserpotential aus. Mit zunehmender Luftfeuchtigkeit nimmt das Wasserpotential der Atmosphäre ebenso zu, das heißt der Sog wird geringer (Bei 90%iger Luftfeuchtigkeit ist Ψ=-15MPa. Bei 50%iger Luftfeuchtigkeit ist Ψ=-95MPa). Wurzeldruck entsteht durch das osmotische Gefälle zwischen der Wurzel und dem Kapillarwasser. Höhenwachstumsgrenzen sind dann erreicht, wenn das Wasserpotential der Blätter (nimmt mit der Höhe zu) so groß ist, dass erstens die Transpiration sehr hoch ist und zweitens, dass Wasser wieder nach unten will, da dort das Wasserpotential niedriger ist. So kommt eine Obergrenze von ca m zustande.

81 Die Aufnahme des Wassers (Aquaporine) und der Ionen erfolgt über die Wurzelhaare, Transferzellen und Mykorrhiza-Symbiosen, welche alle die Oberfläche der Wurzel und somit die Boden-Wurzel-Interaktionsfläche erheblich vergrößern. Der Transport kann entweder symplastisch oder apoplastisch geschehen. Aufgrund der Endodermis wird der apoplastische Weg unterbrochen und erfolgt ab dort symplastisch bis zu den Tracheen der Leitbündel. Die Ionen-Aufnahme erfolgt selektiv, nicht willkürlich. Das öffnen der Ionenspezifischen-Kanäle hängt unterschiedlich vom Membranpotential ab. Der Kaliumkanal öffnet bei -110mV, der Natriumkanal allerdings nicht. Das membranpotential wird durch eine P-ATPase erzeugt. Kationen (positiv) werden durch Ionenkanäle aufgenommen (Uniporter) und fließen entlang des Ladungsgradienten vom Apoplasten in die Zelle (Apoplast ist positiv und sauer, da mittels H + -ATPase ein Ladungsgradient aufgebaut wurde). Anionen und Zucker werden durch Cotransporter mit Protonen aufgenommen (Symporter). Schwerlöslich essentielle Mineralstoffe (Fe, P) werden über besondere Enzymsysteme bzw. Mykorrhiza aufgenommen. Schutz vor zuviel Wasserverlust: Cuticula verringert die Transpiration an der Oberfläche. 90% der Transpiration findet an den Stomata statt (Transpiration ist kontrollierte Evaporation). Öffnung und Schließung der Stomata durch Hormone gesteuert. Erhöhung der Wasseraufnahme durch mehr Wurzelhaare. Pflanzennährstoffe, Mineralstoffe: Justus von Liebig formulierte das Gesetz des Minimums, nachdem der Ernteertrag durch den am wenigsten verfügbaren Nährstoff bestimmt wird. Zu den lebensnotwendigen Elementen gehören C, H und O. Sie werden aus der Luft oder aus dem Boden aufgenommen. Weitere sechs Hauptnährelemente, auch Makronährstoffe genannt, benötigt die Pflanze in relativ großer Menge (mmolarer Bereich): N, S, P, K, Ca und Mg. Neben diesen Hauptnährelementen gibt es die Mikronährstoffe, die nur im μmolaren Bereich benötigt werden, für das gesunde Wachstum der Pflanze jedoch von großer Bedeutung sind: Fe, Mn, Zn, Cu, Mo, B, Cl. Aus all diesen Makro- und Mikronährstoffen baut die Pflanze Fette, Proteine (Eiweiße), Zucker, Farb- und Aromastoffe sowie Baustoffe für Blätter, Stängel, Blüten, Früchte und Samen auf. Unter natürlichen Verhältnissen bleiben die abgestorbenen Pflanzen an Ort und Stelle und werden dort von im Boden lebenden Mikroorganismen zersetzt. Der Großteil der Nährstoffe wird dadurch dem Boden wieder zugeführt. (1) Nährelemente, die Klassifizierung der Pflanzennährstoffe nach ihren biochemischen Funktionen: organische Verbindungen der Pflanzen bilden: Stickstoff (Aminosäuren, Nukleinsäuren, Coenzyme) Schwefel (Aminosäuren, Liponsäuren, CoA, Gluthation, Biotin)