Zeit Ort Dozent Veranstaltung Thema Zellkultur, das Rückgrat der Zellbiologie V 10:00 Humangenetik Regine Heller

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1 Lehrprogramm Forschungsorientierte Medizin Zellkultur Zeit: , 8:30 14:30 Uhr Ort: Die orlesungen finden im Hörsaal des Instituts für, Kollegiengasse 10, statt. Die Praktika werden in den Laboren der beteiligten Arbeitsgruppen durchgeführt. Es werden maximal 5 Teilnehmer pro Praktikumsgruppe zugelassen. - Prof. Böhmer, Prof. Heller, Prof. Gräler: Zentrum für Molek. Biomedizin, Hans-Knöll-Str.2 - Prof. Wartenberg, Dr. Rubio: Forschungszentrum Lobeda, Erlanger Allee Prof. Baniahmad:, Kollegiengasse 10 Zeit Ort Dozent eranstaltung Thema 8:30 - Hörsaal Prof. Zellkultur, das Rückgrat der Zellbiologie 10:00 Regine Heller Grundlagen, Fortschritte, Limitationen 10:15 - Hörsaal Prof. Maria Embryonale und adulte Stammzellen in der 11:00 Wartenberg Medizin - Hoffnung und Realität 11:00 13:00 Mittagspause 13:00 14:30 Einteilung in 6 Gruppen (maximal 5 Studenten pro Gruppe), parallel durchgeführte Praktika zu Grundlagen der Zellpräparation und -kultivierung in verschiedenen Arbeitsgruppen Primäre Endothelzellen Präparation aus Nabelschnurvenen, Grundlagen der Molekulare Prof. Regine P1 Kultivierung, mikroskopische Beurteilung, Zellbiologie, Heller funktionelle Assays (italität, Proliferation, CMB Angiogenese) Molekulare Zellbiologie, CMB Forschungszen trum Lobeda, CSCC AG Sepsisforschung (KAI) CMB Forschungszen trum Lobeda, AG Molekulare Kardiologie Prof. Frank Böhmer PD Dr. Ignacio Rubio Prof. Markus Gräler Prof. A. Baniahmad Prof. Maria Wartenberg P2 P3 P4 P5 P6 Kultivierung von adhärenten (HEK293) und Suspensionszellen (32D/mFLT3ITD) im ergleich, Inspektion der Kulturen mittels Phasenkontrast- und Fluoreszenzmikroskop, italitätstestung, Trypsinierung/Splitting, Zellzählung, Kryokonservierung Aufreinigung von Maus-Leukozytensubpopulationen aus der Milz mit Hilfe magnetischer Partikel, Bestimmung der Reinheit/Effizienz der Präparation mit Hilfe durchflusszytometrischer Marker-Analyse Kultivierung adhärenter Zellen inkl. Ansetzen von Medium, Auftauen, Einfrieren, Passagieren, Zellzahlbestimmung, Lebend- Tod-Färbung, Mikroskopie, ggf. Zelltransfektion und Mykoplasmentest Bestimmung der Spiegel von reaktivem Sauerstoff (ROS) unter verschiedenen Bedingungen. Adherente humane Zellkulturen, Zellernte, Extraktgewinnung, Proteinkonzentrationsbestimmung, ROS- Detektion über Luminometer Embryonale Stammzellen der Maus, adulte Stammzellen aus Fettgewebe Aufreinigung, Kultivierung und Differenzierung

2 Lehrprogramm Forschungsorientierte Medizin / Morphologie Zeit: , 8:00 ca.14:30 Uhr Ort: Die orlesungen finden im Hörsaal / Kollegiengasse 10 statt. Die Praktika werden in den entsprechenden Arbeitsgruppen durchgeführt. Elektronenmikropskopisches Zentrum Ziegelmühlenweg 1: PD Dr. Westermann (EMZ), Kontakt: (9) / martin.westermann@med.uni-jena.de Pathologie, Ziegelmühlenweg 1: Dr. Chen (AG MolPathol), Kontakt: (9) / yuan.chen@med.uni-jena.de; Prof. Petersen (AG MolPathol), Kontakt: (9) / iver.petersen@med.uni-jena.de; Prof. Berndt (AG ECM), Kontakt: (9) / alexander.berndt@med.uni-jena.de Zentrum für Angewandte Forschung (ZAF), Philosophenweg 7: Prof. von Eggeling, Kontakt: (9) / feggeling@med.uni-jena.de, Leibniz- Photonische Technologien (IPHT), Albert-Einstein-Straße 9: Prof. Popp, Kontakt: oder (9) / juergen.popp@ipht-jena.de; Prof. Schmitt, Kontakt: (9) / m.schmitt@uni-jena.de Forschungszentrum Lobeda (FZL), Erlanger Allee 101: Dr. Clement (Abt. Hämatologie/ Onkologie), Kontakt: (9) / Joachim.Clement@med.uni-jena.de Zeit Ort Dozent eranstaltung Thema 8:00 Hörsaal Berndt Einführung Praktikas 8:20 8:20-9:00 Hörsaal i.. Berndt Gewebebasierte Biomarkeranalyse Einteilung in 6 Gruppen (maximal 5 Studenten pro Gruppe), parallel durchgeführte Praktika in verschiedenen Arbeitsgruppen ab 10:00 Praktikas in den Arbeitsgruppen (mit Mittagspause) EMZ PD Dr. Westermann P1 Elektronenmikroskopie in der biomedizinischen Forschung Transmissions-Elekronenmikroskopie (TEM) und Ultradünnschnitttechnik; Arbeit am TEM mit Bilddokumentation: Ultrastruktur der Zelle (Zellorganellen), Zelltypen in Geweben (z.b. in neuronalem Gewebe), eränderungen in Zellen und Geweben nach Gen knock-out ZAF Prof. von Eggeling P2 MALDI-Imaging Herstellen von Kryostatschnitten auf leitfähige ITO-OTs (Indium-Tin-Oxide), Aufbringen einer Matrix auf die OTs MALDI-Imaging Pathologie AG ECM Prof. Petersen Prof. Berndt Dr. Chen P3 (HE-Färbund des Schnittes) Auswertung der Daten mit zwei verschieden Software- Tools Epithelialer / Mesenchymaler Phänotyp Einführung: Plastizität epithelialer / mesenchymaler Phänotyp und Bedeutung für Entwicklung, Tumorbiologie, Diagnostik und Therapie Epitheliale versus mesenchymale Zellen in der Zellkultur: Morphologie und Wachstumsverhalten Epitheliale versus mesenchymale Intermediärfilamente Cytokeratin und imentin Immunfluoreszenzmarkierung an Kulturzellen, Mikrophotographie Epitheliale-Mesenchymale Transition in Karzinomen Bewertung der imentinpositivität in humanen Karzinomen unter

3 Zeit Ort Dozent eranstaltung IPHT P4 Prof. Popp Prof. Schmitt erwendung eines Tissue-Mikro Arrays Thema Spektroskopische Bildgebung Workflow spektraler Histopathologie im Labor IR-Absorptions-Mikroskopie, NIR-Raman-Mikrospektroskopie nicht-lineare multimodale Mikroskopie ( Kombination aus CARS (coherent anti-stokes-raman scattering), SHG (second harmonic generation) und TPEF (two photon excited fluorescence)) Aufnahme hyperspektraler Bilder von Gewebeschnitten und Auswertung, diagnostische Bedeutung FZL Dr. Clement P5 Cytomorphologie bei hämatopoetischen Erkrankungen Hämatologische Erkrankungen cytologische Diagnostik und Forschung Darstellung hämatologischer Erkrankungen am mikroskopischen Präparat Präparation von hämatologischen Proben für die Durchflusscytometrie (FACS) Durchführung und Auswertung FACS-Analyse

4 Lehrprogramm Forschungsorientierte Medizin Proteinanalytik Zeit: , 9:15-14:30 Uhr Ort: Die orlesungen finden im Hörsaal des Instituts für, Kollegiengasse 10, statt. Die Praktika werden in einzelnen Arbeitsgruppen (AGs) durchgeführt ( Biochemie, Nonnenplan 2-4, AG Friedrich, AG Huber, AG Mosig, AG Qualmann, AG Rhode, AG Schmidt). Es werden maximal 5 Teilnehmer pro Praktikumsgruppe zugelassen. Zeit Ort Dozent eranstaltung Thema 9:15- Hörsaal Prof. Dr. Analyse von Protein-Protein Interaktionen 10:00 Otmar Huber 10:15-11:00 Hörsaal Dr. Alexander Fluoreszenz-basierte Methoden der Proteinanalyse 11:15-12:00 12:00-13:00 13:00-14:30 Hörsaal Mittagspause Mosig PD Dr. Heidrun Rhode Prinzipien der massenspektrometrischen Proteinidentifikation, Proteomics Einteilung in Gruppen (maximal 5 Studenten pro Gruppe), parallel durchgeführte Praktika zu Methoden der Proteinanalytik in verschiedenen Arbeitsgruppen BCI Dr. Nicole P Analyse von Protein-Membran-Interaktionen Koch BC I Prof. Dr. Britta Qualmann P Untersuchung von Proteinkomplexen in lebenden Zellen BC I BCII BCII BCII PD Dr. Heidrun Rhode Prof. Dr. Karlheinz Friedrich Dr. Schmidt, Dr. Mittag Dr. Alexander Mosig P P P P Massenspektrometrie: Probenvorbehandlung und Analysegang Rekombinante Proteine mit Fluoreszenzmarkierung Analyse von Protein-Proteininteraktionen Durchflusszytometrische Proteinanalyse

5 Lehrprogramm Forschungsorientierte Medizin Mikroskopie Zeit: , 9:00 ca.14:30 Uhr Ort: Die einführende orlesung findet im Hörsaal der (Kollegiengasse) statt. Die Praktika werden in den einzelnen, unten aufgeführten Arbeitsgruppen durchgeführt. Die maximalen Teilnehmer pro Gruppe sind vermerkt. Die Treffpunkte sind in der Beschreibung des Praktikumsmoduls angegeben. Zeit Ort Dozent eranstaltung Thema 9:00-10:30 Hörsaal Prof. Christoph Biskup Einführung 10:45-12:00 Einteilung in die Gruppen, Aufteilung in parallel durchgeführte Praktika zum Kennenlernen mikroskopischer Methoden in verschiedenen Arbeitsgruppen 12:00 - Mittagspause 13:30 13:30-14:30 Wechsel der Gruppen, Aufteilung in parallel durchgeführte Praktika zum Kennenlernen mikroskopischer Methoden in verschiedenen Arbeitsgruppen Praktische Module Experimentelle Nephrologie, Kollegiengasse 10 Biochemie I, Nonnenplan 4 Molekulare Zellbiologie, CMB Hans.Knöll-Str. 2 AG Biomolekulare Photonik, Nonnenplan 4 Physiologie II, Kollegiengasse 9 AG Exp. Neurologie, Forschungszentrum Lobeda, Erlanger Allee 101 AG Mikroskopie- Methodik, Nonnenplan 2 AG Biomolekulare Photonik, Nonnenplan 4 Prof. Ralf Mrowka P1 isualisierung von Signalwegen mit Fluoreszenzmikroskopie Prof. Christian Hübner Prof. Britta Qualmann PD Dr. Ignacio Rubio Prof. Christoph Biskup Dr. Ralf Schmauder / Prof. Klaus Benndorf Prof. Knut Holthoff Dr. Ilka Starke, Dr. Maria Dienerowitz, Prof. Michael Börsch Dr. Birgit Hoffmann / Prof. Christoph Biskup P2 (nur vormittags) P3 P4 (nur nachmittags) P5 P6 P7 (nur nachmittags) P8 P9 (nur vormittags) ph-messungen in lebenden Zellen (Apotome) Teilnehmerzahl: 4 Live cell imaging in der modernen molekularen Medizin (Apotome, Spinning Disk Mikroskop, FRAP) Teilnehmerzahl: 4 Messung der Ras-Aktivierung in lebenden Zellen (Konfokale Laser Scanning-Mikroskopie) Untersuchung von Protein-Protein- Wechselwirkungen (Konfokale Laser Scanning- Mikroskopie, 2-Photonen-Mikroskopie) Untersuchungen an Membranproteinen in lebenden Zellen (Konfokale Laser-Scanning- Mikroskopie) Mikroskopische Untersuchung neuronaler Netzwerke (2-Photonen-Mikroskopie) Superresolution-Mikroskopie von Mitochondrien in lebenden Zellen (SIM und Einzelmoleküle) Einführung in spektroskopische Methoden (U/is- Absorptionsspektroskopie, Fluoreszenz- Spektroskopie)

6 Zeit Ort Dozent eranstaltung Elektronenmikroskopisches Zentrum, Ziegelmühlenweg 1 Med. Statistik, Inform. u. Dokumentation, Bachstraße 18 PD Dr. Martin Westermann / Dr. Sandor Nietzsche Prof. Herbert Witte / Dr. Lutz Leistritz P10 (nur vormittags) P11 (nur nachmittags) Thema Elektronenmikroskopie in der medizinischen Forschung (Transmissions und Rasterelektronenmikroskopie (TEM, REM)) Teilnehmerzahl: 5 Bildverarbeitung, Mustererkennung und Klassifikation Übungen am PC Teilnehmerzahl: 6

7 Beschreibung der Inhalte der Praktikumsmodule Die Mikroskopie ist nicht nur ein wichtiger Bestandteil in der Ausbildung eines jeden Studenten der Medizin oder Biologie. In der klinischen Diagnostik wie auch in der biomedizinischen Forschung nehmen mikroskopische erfahren einen wichtigen Platz ein. Eine besondere Bedutung kommt hierbei der Fluoreszenzmikroskopie zu, die im Gegensatz zur der in der Histologie häufig verwendeten Transmissionsmikroskopie eine höhere Sensitivität aufweist und es erlaubt, einzelne Moleküle zu markieren und in einer lebenden Zelle zu verfolgen. Die Module dieses Praktikums geben eine Einführung in verschiedene optische (P1-P8) und elektronenmikroskopische (P10) Techniken. Gleichzeitig werden einzelne Arbeitsgebiete, in denen diese Techniken zur Anwendung kommen, vorgestellt. Modul P9 stellt darüber hinaus die spektroskopischen Grundlagen zur Fluoreszenzmikroskopie vor; Modul P11 führt in mathematische Algorithmen zur Bildauswertung ein. Modul P1 Kurzbeschreibung Prof. Dr. Ralf Mrowka / Experimentelle Nephrologie isualisierung von Signalwegen mit Fluoreszenzmikroskopie orgestellte Methoden: Epi-Fluoreszenzmikroskopie Transkriptionsfaktoren können bei Aktivierung vom Zellplasma in den Zellkern translozieren. Wir nutzen genetisch veränderte humane Zelllinien, bei denen Transkriptions-Faktoren an Fluoreszenz-Proteine gekoppelt wurden. Diese können bei Stimulation des Signalweges unter dem Mikroskop in ihrer Aktion in der lebenden Zelle beobachtet werden. Dabei kann man abschätzen, in welchen Zellen und mit welcher Dynamik der jeweilige Transkriptionsfaktor in den Zellkern wandert. In dem praktischen Teil werden wir uns auf den Transkriptions-Faktor NFkB fokussieren. (Klinischer Bezug: Nierenerkrankungen, arterielle Hypertonie, Entzündung, Infektionsantwort) Treffpunkt: Nonnenplan 4, Seminarraum 1, Gebäude Nonnenplan 4, 1. OG P2 Prof. Dr. C. Hübner / ph-messungen in lebenden Zellen orgestellte Methoden: ph Messung mit BCECF, Apotome Am wird die Funktion von verschiedenen Ionentransportern, die an der ph-regulation von Zellen beteiligt sind, mithilfe von Knockout-Mäusen untersucht. Durch geeignete Protokolle können die Zellen angesäuert werden und durch die Rückregulation durch ph sensitive Farbstoffe (BCECF) gemessen werden. Im Modul wird das Prinzip erläutert und exemplarisch demonstriert. Treffpunkt: Foyer Theoretikum

8 Modul P3 Kurzbeschreibung Prof. Dr. B. Qualmann / Biochemie I Live cell imaging in der modernen molekularen Medizin orgestellte Methoden: Apotome, Spinning Disk Mikroskop, FRAP Dynamik und Motilität von Zellbestandteilen bzw. Zellorganellen ist eine unabdingbare Grundvoraussetzung für die Entwicklung zellulärer Netzwerke, für Stressreaktionen und Regenerationsprozesse aber auch für Plastizität und damit für Lern- und Gedächtnisprozesse. Der Kurs bietet die Möglichkeit, Methoden für das Studium dynamischer Prozesse in lebenden Zellen mit Hilfe der Fluoreszenzmikroskopie kennenzulernen. Studierende werden in hands-on eranstaltungen Expertise in der Lebendzellmikroskopie mittels Apotom-basierter konfokaler Mikroskopie sowie der Spinning Disk Mikroskopie erlangen. FRAP-Analysen sollen zudem Proteinbewegungen innerhalb lebender Zellen verfolgen. Zusammengenommen enthüllen diese Techniken die Grundlage zellulärer Plastizität und geben damit Einsichten in Mechanismen, deren Fehlfunktionen u.a. zu fundamentalen Entwicklungsstörungen, Regenerationsdefekten aber vor allem auch zu neurologischen Erkrankungen darunter Autismus-Spektrum-Störungen, Demenz und mentale Retardierung. Treffpunkt: Gebäude Nonnenplan 4, 2. OG P4 PD Dr. Ignacio Rubio / Molekulare Zellbiologie, CMB Messung der Ras-Aktivierung in lebenden Zellen orgestellte Methoden: konfokale Laserscanning Mikroskopie Hormonell ausgelöste Signale werden innerhalb der Zelle durch ein komplexes Netzwerk von Signaltransduktions-Reaktionen an die entsprechenden subzellulären Strukturen weitergeleitet, prozessiert und in die physiologisch korrekten zellbiologischen Antworten umgesetzt. Die kleine GTPase Ras übernimmt hierbei als wichtiger Knotenpunkt in der zellulären Signaltransduktion eine zentrale Funktion als Übermittler proliferativer Signale. Ras ist über post-translationale Modifikationen an zelluläre Membranen gebunden. Aber eine subzellulär/räumlich aufgelöste Bestimmung der Aktivität von Ras war bislang mit herkömmlichen biochemischen Methoden nicht möglich. Im Praktikum wird mit Hilfe fluoreszenter Bio-Reporter für aktives Ras mittels konfokaler Laserscanning Mikroskopie die Aktivierung von Ras in lebenden Zellen visualisiert. Das Modul soll darüber hinaus einen Einblick in die generelle Nutzung fluoreszenter Sonden für die Bildgebung biochemischer Reaktionen in lebenden Zellen vermitteln. Treffpunkt: Eingang des Molekulare Zellbiologie (CMB), Hans Knöll-Str. 2 P5 Prof. Dr. C. Biskup, Teresa Langenstück / AG Biomolekulare Photonik Untersuchung von Protein-Protein-Wechselwirkungen orgestellte Methoden: konfokale Laserscanning Mikroskopie, Fluoreszenzlebensdauermessungen In der konventionellen Fluoreszenzmikroskopie wird oft nur die Information über die Intensität der von einem Fluorophor emittierten Strahlung genutzt, um zelluläre Strukturen zu markieren oder mit Hilfe von entsprechenden Indikatorfarbstoffen quantitative Messungen durchzuführen. Das Emissionslicht ist jedoch nicht nur durch seine Intensität, sondern auch eine Reihe weiterer Eigenschaften gekennzeichnet, die ausgenützt werden können um damit Informationen über die molekulare Umgebung des Fluorophors liefern. Dieses Modul gibt eine kurze Einführung in die konfokale Laserscanning Mikroskopie und darauf aufbaueneden Techniken, mit denen sich neben der Intensität andere Eigenschaften eines Fluorophors messen lassen. Treffpunkt: Seminarraum 1, Gebäude Nonnenplan 4, 1. OG

9 Modul P6 Kurzbeschreibung Dr. Ralf Schmauder, Prof. Dr. K. Benndorf / Physiologie II Untersuchungen an Membranproteinen in lebenden Zellen orgestellte Methoden: konfokale Laserscanning Mikroskopie Am Physiologie II wird die molekulare Funktion und zelluläre Regulation von ligandenund spannungsgesteuerten Ionenkanälen erforscht. Dabei kommen u.a. die konfokale Laser- Scanning Mikroskopie (LSM), Einzelmolekül-Mikroskopie und spezialisierte Techniken wie Förster Resonanzenergietransfer (FRET) und Fluoreszenzkorrelationsspektroskopie (FCS) zum Einsatz. Ein besonderes erfahren im Labor ist die kombinierte Messung der Bindung eines fluoreszenzmarkierten Liganden und des zugehörigen Stroms durch Liganden-aktivierte Ionenkanäle. Diese Messungen ermöglichen ein detailliertes erständnis der intramolekularen Signalverarbeitungsprozesse, insbesondere der intramolekulare Kooperativität. Auf zelluläre Ebene untersuchen wir die Lokalisierung und die Regulation von Ionenkanälen durch Protein-Protein Wechselwirkungen mikroskopisch. In diesem Modul wird eine Einführung in die (konfokale) Fluoreszenzmikroskopie gegeben und an einem konkreten Beispiel die Untersuchung von Ligandenbindung oder Protein-Protein Wechselwirkungen demonstriert. Treffpunkt: Eingang zum Physiologie II, Innenhof Kollegiengasse 9 P7 Prof. Dr. K. Holthoff / Hans-Berger-Klinik für Neurologie 2-Photonen in vivo Kalzium Bildgebung in der medizinischen Forschung orgestellte Methoden: 2-Photonen Fluoreszenz-Mikroskopie in vivo Neuronale Netzwerkaktivität stellt die Grundlage aller kognitiven Prozesse im Gehirn dar. Mit Hilfe moderner optischer Methoden ist es möglich geworden, die Aktivität ganzer Zellverbände mit Einzelzellauflösung im lebenden Tier abzuleiten. Der Kurs bietet die Möglichkeit, mit der 2- Photonen Fluoreszenzmikroskopie in vivo eine der führenden physiologischen Methoden der modernen Hirnforschung kennenzulernen. Die Studierenden werden Einblick in die Funktionsweise dieser Technik bekommen und im Rahmen eines Experimentes neuronale Netzwerkaktivität ableiten. Es werden grundlegende Fragen der Datenaufnahme und Auswertung besprochen. Treffpunkt: Haupteingang Forschungszentrum Lobeda, Erlanger Allee 101. P8 Dr. Ilka Starke, Dr. Maria Dienerowitz, Prof. Dr. M. Börsch, AG Mikroskopie-Methodik Superresolution-Mikroskopie von Mitochondrien in lebenden Zellen (SIM und Einzelmoleküle) orgestellte Methoden: Superresolution-Mikroskopie, Strukturierte Beleuchtungsmikroskopie (SIM), Einzelmolekül-Mikroskopie Mitochondrien sind die "Kraftwerke" der Zellen und diejenigen Organellen, in denen u.a. ATP synthetisiert wird. Die beteiligten Proteinmaschinen der Atmungskette sitzen in der inneren Mitochondrienmembran, die komplex gefaltet ist (Cristae). Optische Mikroskopie kann aufgrund der Beugungsbegrenzung des Lichts die Cristae bisher nicht auflösen. Mithilfe der Superresolution-Mikroskopie (siehe Chemie-Nobelpreise 2014) ist es nun jedoch möglich, die physikalische Beugungsbegrenzung zu umgehen und Bilder mit höherer Ortauflösung zu erzeugen. Wir wollen mit strukturierter Beleuchtungsmikroskopie und mit Einzelmolekül-Detektion die F of 1-ATP Synthasen in Hefe-Mitochondrien und die Cytochrom-C-Oxidase in HEK- Mitochondrien am SIM/STORM Superresolutionmikroskop darstellen und somit die Struktur der Cristae in Mitochondrien lebender Zellen visualisieren. Treffpunkt: Seminarraum 1, Gebäude Nonnenplan 4, 1. OG

10 Modul P9 Kurzbeschreibung Dr. Birgit Hoffmann / Prof. Dr. C. Biskup Einführung in spektroskopische Methoden orgestellte Methoden: U/is-Absorptionsspektroskopie, Fluoreszenzspektroskopie Basis einer jeden quantitativen mikroskopischen Messung ist die spektroskopische Charakterisierung der verwendeten Fluorophore. Dieses Modul führt in die Grundlagen der Absorptions- und Fluoreszenzspektroskopie ein und zeigt deren Möglichkeiten und Grenzen auf. Treffpunkt: Seminarraum 1, Gebäude Nonnenplan 4, 1. OG P10 PD Dr. M. Westermann, Dr. S. Nietzsche / Elektronenmikroskopisches Zentrum Elektronenmikroskopie in der medizinischen Forschung orgestellte Methoden: Transmissionselektronenmikroskopie (TEM), Rasterelektronenmikroskopie (REM) Mit dem Elektronenmikroskop kann man das Innere oder die Oberfläche eines Objekts mittels Elektronen in hoher Auflösung im Nanometerbereich abbilden. Im Transmissionselektronenmikroskop (TEM) wird der Elektronenstrahl (ähnlich wie im Lichtmikroskop) durch einen ultradünnen Schnitt geleitet und die im Präparat gestreuten Elektronen erzeugen das Bild. Im Raster-Elektronenmikroskop (REM) wird nur die Oberfläche mit einem Elektronenstrahl abgetastet, dabei werden die aus dem Präparat austretenden Signale (z. B. Sekundäre Elektronen), synchron detektiert und nach ihrer Intensität in ein Bild umgewandelt. Das Modul beginnt mit einer Einführung in die Elektronenmikroskopie und die Bildentstehung im Elektronenmikroskop. Zusätzlich werden elektronenmikroskopische Präparationsmethoden erläutert (Einbettung und Ultradünnschnitt-Technik, Negativ-Färbung, Gefrierbruch-EM, Cryo- TEM, Röntgenmikroanalyse). Danach werden an den Mikroskopen (TEM, REM) praktische Demonstrationen mit Proben der aktuellen medizinischen Forschung durchgeführt. Treffpunkt: vor dem Eingang des Zentrums, Ziegelmühlenweg 1 P11 Dr. L. Leistritz, Prof. Dr. H. Witte Bildverarbeitung, Mustererkennung und Klassifikation orgestellte Methoden: Übungen am PC mit ImageJ Auf Grundlage von mit Mikroskopen digital erfassten Bilddaten und entsprechenden Methoden der Bildanalyse ist es möglich, Mikrostrukturen und deren eränderungen zu quantifizieren. Molekülstrukturen und deren eränderungen auf zellulärer und subzellulärer Ebene sowie Bewegungsanalysen in lebenden Zellsystemen sind Beispiele dafür. Das Modul beginnt nach einer kurzen Einführung in die methodischen Aspekte der Bildverarbeitung und wird mit der praktischen Anwendung von Bildverarbeitungsoperatoren fortgesetzt. Lokale und globale Operatoren werden erklärt und ihre Anwendungen zur Bildverbesserung und zur orbereitung der Bildanalyse erprobt (Lernen durch Handeln - besondere mathematische orkenntnisse sind nicht notwendig). Es werden erfahren zur Bildsegmentierung vorgestellt und diskutiert, auf deren Grundlage Objekte und Strukturen erkannt, quantifiziert und klassifiziert werden können. Treffpunkt: Computer Pool in der Alten Chirurgie

11 Lehrprogramm Forschungsorientierte Medizin Molekulargenetik Zeit: , 9:15 15:15 Uhr Ort: Die orlesungen finden im Hörsaal der, Kollegienhof, statt. Die Praktika werden in einzelnen Arbeitsgruppen (AGs) durchgeführt: - AG Dr. Müller; CMB, Hans-Knöll-Str.2; - AGs Prof. Kurth, Prof. Baniahmad;, Kollegiengasse 10; - AG Dr. Ernst, AG Dr. Beetz; Forschungszentrum Lobeda, Erlanger Allee 101; - AG Prof. Dürst, Frauenklinik, Bachstrasse 18. Zeit Ort Dozent eranstaltung Thema 9:15-10:15 HS PD Dr. Jörg Müller Molekulargenetische Wege zur Zellmanipulation 10:20 11:20 HS Prof. Ingo Kurth Techniken zur Genomanalyse 11:20 Mittagspause, Transfer in Labors 13:30 13:30 15:15 Einteilung in 6 Gruppen (maximal 5 Studenten pro Gruppe), parallel durchgeführte Praktika zu Grundlagen molekulargenetischen Arbeitens Forschungszentrum Prof. Ingo Kurth PD Dr. Thomas P1 P2 Sequenzierung mit Schwerpunkt, Next Generation Sequencing (NGS). Probenvorbereitung, Einführung in Lobeda Forschungszentrum Lobeda Ernst PD Dr. Christian Beetz P3 Datenbanken zur Genomanalyse/ Mutationsinterpretation (z.b Genomes Project, dbsnp, ENSEMBL, Splice-Site Prediction, Mutation Taster), Keimbahnmutationen (erbliche Erkrankungen, somatische Mutationen (Tumorerkrankungen), Anleitung zur Analyse von Fallbeispielen Molekulare Zellbiologie, CMB Klinik für Frauenheilkunde PD Dr. Jörg Müller Prof. Aria Baniahmad Prof. Matthias Dürst P4 P5 P6 Genetische Manipulation von Zelllinien und Primärzellen zur eränderung der Genexpression: Transfektion, Transduktion, Elektroporation. Demonstration und Durchführung verschiedener Methoden. Es ist möglich, das zur Beendigung/ Auswertung der Experimente ein weiterer Besuch in diesen AG s notwendig wird.

12 Lehrprogramm Forschungsorientierte Medizin Tiermodelle in der Medizinischen Forschung Zeit: , 9:15 ca.14:30 Uhr Ort: Die orlesungen finden im Hörsaal des Instituts für, Kollegiengasse 10, statt. Die Praktika werden in den Räumen des Instituts für Biochemie oder im Immunologie durchgeführt. Es werden maximal 5 Teilnehmer pro Praktikumsgruppe zugelassen. - Prof. Hübner, Dr. Schubert: Praktikumsraum, Biochemie, Nonnenplan 2 - Prof. Kamradt: Immunologie, Leutragraben 3. Zeit Ort Dozent eranstaltung Thema 9:15 - Hörsaal Prof. Christian Tiermodelle in der medizinischen Forschung 10:00 Hübner Möglichkeiten, Techniken und Grenzen 10:15 - Hörsaal Dr. Harald 11:00 Schubert Tierschutz in der medizinischen Forschung 11:15 12:25 Einteilung in Gruppe 1 und Gruppe 2 (A,B) parallel durchgeführte Praktika für Gruppe 1 und 2; Gruppe 2A und 2B wechseln nach einer Unterrichtsstunde Praktikumsraum, Institut P1 Anästhesie, Narkose, Reflextestung, Arbeiten mit Mäusen: Haltung von Mäusen, Dr. Harald Schubert für Biochemie artgerechte Tötung, Sektion 12:25 13:25 13:25-14:30 Praktikumsraum, Institut für Biochemie Praktikumsraum, Institut für Biochemie Mittagspause Prof. Christian Hübner Prof. Thomas Kamradt P2A P2B Wechseln der Gruppe 1 und 2, parallel durchgeführte Praktika Praktikumsraum, Institut für Biochemie Praktikumsraum, Institut für Biochemie Praktikumsraum, Institut für Biochemie Dr. Harald Schubert Prof. Christian Hübner Prof. Thomas Kamradt P1 P2A P2B Beispiel aus der aktuellen Forschung des Instituts für (z.b. Organpräparation aus der Maus, Gewebeschnitte, Immunfluoreszenz, ergleich der Proben von Wildtyp- und Knockoutmäusen) Beispiel aus der aktuellen Forschung des Instituts für Immunologie (z.b. Präparation lymphatischer Organe der Maus mit Anlegen einer Primärkultur und Demonstration durchflusszytometrischer Untersuchung) Arbeiten mit Mäusen: Haltung von Mäusen, Anästhesie, Narkose, Reflextestung, artgerechte Tötung, Sektion Beispiel aus der aktuellen Forschung des Instituts für (z.b. Organpräparation aus der Maus, Gewebeschnitte, Immunfluoreszenz, ergleich der Proben von Wildtyp- und Knockoutmäusen) Beispiel aus der aktuellen Forschung des Instituts für Immunologie (z.b. Präparation lymphatischer Organe der Maus mit Anlegen einer Primärkultur und Demonstration durchflusszytometrischer Untersuchung)

13 Lehrprogramm Forschungsorientierte Medizin Elektrophysiologie Zeit: , 9:15 15:15 Uhr Ort: Die orlesung findet im Hörsaal des Instituts für, Kollegiengasse 10, statt. Die Praktika werden in den Laboren der beteiligten Arbeitsgruppen im Physiologie II, Kollegiengasse 9, durchgeführt. Die Aufteilung in die Praktikumsgruppen erfolgt vor Ort. Zeit Ort Dozent eranstaltun g 9:15- Hörsaal 10:25 (1 x 45 min) 10:45-13:00 (3 x 45 min) 13:50-15:00 (1 x 45 min) Labore des Institutes für Physiologie II Arbeitsraum Biochemie Thema Dr. J. Kusch Zelluläre Elektrophysiologie Methode und Anwendung Dr. R. Schmauder, Dr. C. Sattler, Dr. J. Kusch, M. Otte, C. Kathner, D. Lenz Dr. J. Schirmeyer Inhalt: Technische Grundlagen der oltage-clamp- und Patch- Clamp-Technik Anwendung in der Grundlagenforschung S/P Elektrophysiologie vor Ort - Demonstration im Labor S Inhalt: Demonstration einiger Elektrophysiologie- Messaufbauten, einschließlich: Zellvorbereitung 2-Elektroden-Spannungsklemme an Xenopus-Oozyten Patch-Clamp-Technik an kultivierten HEK293-Zellen und Xenopus-Oozyten Patch-Clamp-Fluorometrie: Kombination aus Patch-Clamp- Technik und konfokaler Fluoreszenzmikroskopie Datenanalyse Pathophysiologie der Ionenkanäle Inhalt: Beispiele für die Bedeutung der Erforschung von Ionenkanälen zum erständnis von Krankheitsbildern Ionenkanäle als pharmakologische Zielmoleküle