7. Anhang. 7.1 Verwendete Phospholipide Phospholipide mit 1,2-Dipalmitoyl-Rest H H H O P O N + O P O. Na + H 3 H O

Größe: px

Ab Seite anzeigen:

Download "7. Anhang. 7.1 Verwendete Phospholipide Phospholipide mit 1,2-Dipalmitoyl-Rest H H H O P O N + O P O. Na + H 3 H O"

Beate Kerner
vor 5 Jahren
Abrufe

1 7. ANANG Anhang 7.1 Verwendete Phospholipide Phospholipide mit 1,2-Dipalmitoyl-Rest P Abb. 7.1: 1,2-Dipalmitoyl-sn-Glycero-3-Phosphoethanolamin (DPPE); Molare Masse: g Mol -1. P Na + Abb. 7.2: 1,2-Dipalmitoyl-sn-Glycero-3-Phosphat (Natriumsalz) (DPPA); Molare Masse: g Mol N+ P Na + Abb. 7.3: 1,2-Dipalmitoyl-sn-Glycero-3-[Phospho-L-Serin] (Natriumsalz) (DPPS); Molare Masse: g Mol -1.

2 7. ANANG Phosphatidylcholine P N N N N 2 Abb. 7.4: 1-Palmitoyl-2-[6-[(7-nitro-2-1,3-benzoxadiazol-4-yl)amino]hexanoyl]-sn-Glycero-3-Phosphocholin (NBD-PC). P Abb. 7.5: 1,2-Dilinoleoyl-sn-Glycero-3-Phosphocholin (DLPC); Molare Masse: g Mol -1, T m 50 = -53 C. P Abb. 7.6: 1-Palmitoyl-2-leoyl-sn-Glycero-3-Phosphocholin (PPC); Molare Masse: g Mol -1, T m 50 = -2 C. P Abb. 7.7: 1-Stearoyl-2-Linoleoyl-sn-Glycero-3-Phosphocholin (SLPC); Molare Masse: g Mol -1, T m 50 = -16 C.

3 7. ANANG 173 P Abb. 7.8: 1,2-Dipalmitoyl-sn-Glycero-3-Phosphocholin (DPPC); Molare Masse: g Mol -1, T m 50 = 41 C. P Abb. 7.9: 1,2-Dioleoyl-sn-Glycero-3-Phosphocholin (DPC); Molare Masse: g Mol -1, T m 50 = -20 C. P Abb. 7.10: 1,2-Bis(10,12-tricosadiynoyl)-sn-Glycero-3-Phosphocholin (PC-DIYNE); Molare Masse: g Mol Phospholipide mit 1,2-Dioleoyl-Rest P Na + Abb. 7.11: 1,2-Dioleoyl-sn-Glycero-3-Phosphat (Natriumsalz) (DPA); Molare Masse: g Mol -1, T m 50 = -8 C.

4 7. ANANG N+ P Na + Abb. 7.12: 1,2-Dioleoyl-sn-Glycero-3-[Phospho-L-Serin] (Natriumsalz) (DPS); Molare Masse: g Mol -1, T m 50 = -11 C. P Abb. 7.13: 1,2-Dioleoyl-sn-Glycero-3-Phosphoethanolamin (DPE); Molare Masse: g Mol -1, T m 50 = -16 C. P Abb. 7.14: 1,2-Dioleoyl-sn-Glycero-3-[Phospho-rac-(1-glycerol)] (Natriumsalz) (DPG); Molare Masse: g Mol -1, T m 50 = -18 C. 7.2 Langmuir-Blodgett-Isothermen Druck (mn m -1 ) Fläche (cm 2 ) Abb. 7.15: Aufnahme einer Isotherme von DPPS auf einer K 2PdCl 4-Subphase (p = 2.3) mit BS 50 cm 2 min -1.

5 7. ANANG 175 Druck (mn m -1 ) Fläche (cm 2 ) Abb. 7.16: Aufnahme einer Isotherme von DPPS auf einer K 2 PdCl 4 -Subphase (p = 3.7) mit BS 50 cm 2 min -1. Druck (mn m -1 ) Fläche (cm 2 ) Abb. 7.17: Aufnahme einer Isotherme von DPPS auf einer MilliQ-Wasser-Subphase mit BS 50 cm 2 min -1. Druck (mn m -1 ) Fläche (cm 2 ) Abb. 7.18: Aufnahme einer Isotherme von DPPC auf einer MgS 4 -Polyacrylsäure-Subphase (p = 6.1) mit BS 100 cm 2 min -1.

6 7. ANANG 176 Druck (mn m -1 ) Fläche (cm 2 ) Abb. 7.19: Aufnahme einer Isotherme von DPPA auf einer Calciumacetat-Na 2 P 4 -Subphase (p = 6.4) mit BS 50 cm 2 min -1. Druck (mn m -1 ) Fläche (cm 2 ) Abb. 7.20: Aufnahme einer Isotherme von DPPE auf einer MilliQ-Wasser-Subphase mit BS 50 cm 2 min Referenzwafer Mittlere Rauigkeit (R: nm Abb. 7.21: AFM-Aufnahme eines (Me)-Referenzwafers, aufgenommen im Tapping-Modus mit einer Scanrate von 0.5 z.

7 7. ANANG 177 ( (b) Mittlere Rauigkeit (R: nm Mittlere Rauigkeit (R: nm Abb. 7.22: AFM-Aufnahme ( eines (K)-Wafers, (b) eines (K 12h )-Wafers, jeweils aufgenommen im Tapping-Modus mit einer Scanrate von 0.5 z. ( (b) Mittlere Rauigkeit (R: nm Mittlere Rauigkeit (R: nm Abb. 7.23: AFM-Aufnahme ( eines ( 2 2 )-Wafers, (b) eines (Et/ 2 2 )-Wafers, jeweils aufgenommen im Tapping-Modus mit einer Scanrate von 0.5 z. Mittlere Rauigkeit (R: nm Abb. 7.24: AFM-Aufnahme eines silanisierten Wafers, aufgenommen im Tapping-Modus mit einer Scanrate von 0.5 z.

4.1 Phospholipid-Mulitschichten zur FePt-Belegung ( (b) oriz. Dist. 507.8 nm Vert. Dist. 5.16 nm Abb. 7.

8 7. ANANG Rotationsbeschichtung Phospholipid-Mulitschichten zur FePt-Belegung ( (b) oriz. Dist nm Vert. Dist nm Abb. 7.25: PPC-Multischicht, hergestellt durch Spin-Coating mit einer Lösung von PPC in CCl3 auf einem (Me)-Wafer bei einer Rotationssequenz von 30 s bei 5000 rpm, ( Lichtmikroskopische Aufnahme, (b) AFM-Aufnahme mit öhenprofil eines 20 x 10 µm2 großen Ausschnitts, aufgenommen im Tapping-Modus mit einer Scanrate von 0.5 z. ( Abb. 7.26: DPPC-Multischicht, hergestellt durch Spin-Coating mit einer Lösung von DPPC in TFE auf einem (K)-Wafer bei einer Rotationssequenz von 1 s bei 500 rpm 30 s bei 5000 rpm, ( Lichtmikroskopische Aufnahme, (b) AFM-Aufnahme mit öhenprofil eines 20 x 10 µm2 großen Ausschnitts, aufgenommen im Tapping-Modus mit einer Scanrate von 0.5 z. (b) 1.68 µm 1.68µm nm

Lichtmikroskopische Aufnahme, (b) AFM-Aufnahme mit öhenprofil eines 20 x 10 µm2 großen Ausschnitts, aufgenommen im Tapping-Modus mit einer Scanrate von 0.5 z. ( Abb. 7.

9 7. ANANG ( 179 (b) Abb. 7.27: DLPC-Multischicht, hergestellt durch Spin-Coating mit einer Lösung von DLPC in CCl3 auf einem (Me)-Wafer bei einer Rotationssequenz von 30 s bei 5000 rpm, ( Lichtmikroskopische Aufnahme, (b) AFM-Aufnahme mit öhenprofil eines 20 x 10 µm2 großen Ausschnitts, aufgenommen im Tapping-Modus mit einer Scanrate von 0.5 z. ( Abb. 7.28: DPS-Multischicht, hergestellt durch Spin-Coating mit einer Lösung von DPS in CCl3 auf einem (Me)-Wafer bei einer Rotationssequenz von 30 s bei 5000 rpm, ( Lichtmikroskopische Aufnahme, (b) AFM-Aufnahme mit öhenprofil eines 20 x 10 µm2 großen Ausschnitts, aufgenommen im Tapping-Modus mit einer Scanrate von 0.5 z. (b)

10 7. ANANG Einfluss der Substratoberfläche auf die Ausbildung von Defektstellen b) 20 µm b)* 20 µm Abb. 7.29: Lichtmikroskopische Aufnahmen einer DPA-Multischicht, hergestellt durch Spin-Coating mit einer Lösung von DPA in CCl3 auf einem (K)-Wafer bei einer Rotationssequenz von 35 s bei 8000 rpm. [, ] Probe nach der ersten Beschichtung und Temperierung. [b), b)*] Probe nach der zweiten Beschichtung und erneuter Temperierung. [,b)] Aufnahmen bei 200facher Vergrößerung; [,b)*] Aufnahmen bei 500facher Vergrößerung. b) 20 µm b)* 20 µm Abb. 7.30: Lichtmikroskopische Aufnahme einer DPC-Multischicht, hergestellt durch Spin-Coating mit einer Lösung von DPC in CCl3 auf einem (K)-Wafer bei einer Rotationssequenz von 35 s bei 8000 rpm. [, ] Probe nach der ersten Beschichtung und Temperierung. [b), b)*] Probe nach der zweiten Beschichtung und erneuter Temperierung. [, b)] Aufnahmen bei 200facher Vergrößerung; [, b)*] Aufnahmen bei 500facher Vergrößerung.

11 7. ANANG 181 b) µ 50 µm 20 b)* 50 µm 20 Abb. 7.31: Lichtmikroskopische Aufnahme einer DPS-Multischicht, hergestellt durch Spin-Coating mit einer Lösung von DPS in CCl3 auf einem (K)-Wafer bei einer Rotationssequenz von 35 s bei 8000 rpm. [, ] Probe nach der ersten Beschichtung und Temperierung.[ b), b)*] Probe nach der zweiten Beschichtung und erneuter Temperierung. [, b)] Aufnahmen bei 200facher Vergrößerung; [, b)*] Aufnahmen bei 500facher Vergrößerung Stabilität von DPA, DPC, DPE und DPS-Multischichten auf polymerisierten PC-DIYNE-Schichten 50 μm 50 μm Abb. 7.32: Erste Lipidschicht: PC-DIYNE (35 s bei 9000 rpm) zweite Lipidschicht: DPA (35 s bei 8000 rpm) Lösungsmittel: Chloroform Substrat: (Me)-Wafer. Lichtmikroskopische Aufnahmen vor dem Temperieren und nach dem Temperieren, aufgenommen bei 500facher Vergrößerung.

(Me)-Wafer. Lichtmikroskopische Aufnahmen vor dem Temperieren und nach dem Temperieren, aufgenommen bei 500facher Vergrößerung. 50μm 50μm Abb.

35: Erste Lipidschicht: PC-DIYNE (35 s bei 9000 rpm) zweite Lipidschicht: DPS (35 s bei 8000 rpm) Lösungsmittel: Chloroform Substrat:

12 7. ANANG 50μm μm Abb. 7.33: Erste Lipidschicht: PC-DIYNE (35 s bei 9000 rpm) zweite Lipidschicht: DPC (35 s bei 8000 rpm) Lösungsmittel: Chloroform Substrat: (Me)-Wafer. Lichtmikroskopische Aufnahmen vor dem Temperieren und nach dem Temperieren, aufgenommen bei 500facher Vergrößerung. 50μm 50μm Abb. 7.34: Erste Lipidschicht: PC-DIYNE (35 s bei 9000 rpm) zweite Lipidschicht: DPE (35 s bei 8000 rpm) Lösungsmittel: Chloroform Substrat: (Me)-Wafer. Lichtmikroskopische Aufnahmen vor dem Temperieren und nach dem Temperieren, aufgenommen bei 500facher Vergrößerung. 50μm 50μm Abb. 7.35: Erste Lipidschicht: PC-DIYNE (35 s bei 9000 rpm) zweite Lipidschicht: DPS (35 s bei 8000 rpm) Lösungsmittel: Chloroform Substrat: (Me)-Wafer. Lichtmikroskopische Aufnahmen vor dem Temperieren und nach dem Temperieren, aufgenommen bei 500facher Vergrößerung.

Ähnliche Dokumente

3.1 Partikelerzeugung in der Gasphase

3. EXPERIMENTELLER TEIL 36 3. EXPERIMENTELLER TEIL 3.1 Partikelerzeugung in der Gasphase Die FePt-Nanopartikel werden im Fachbereich Physik-Tieftemperaturphysik von Karsten Moh, Sonja Stappert und Olga