MIKROBIOLOGISCHES GRUNDPRAKTIKUM. Protokollsammlung. Fakultät Mathematik und Naturwissenschaften Fachrichtung Biologie Institut für Mikrobiologie

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1 Fakultät Mathematik und Naturwissenschaften Fachrichtung Biologie Institut für Mikrobiologie Studiengänge Biologie und Molekulare Biotechnologie (Bsc) MIKROBIOLOGISCHES GRUNDPRAKTIKUM WS 2011 / 12 Protokollsammlung Teil 1 (Kurstage 1 bis 5) Gruppe: Namen: Studiengang: Quelle: What s so funny about microbiology? (Joachim Czichos)

2 Hinweise zur Protokollsammlung - Mikrobiologisches Grundpraktikum (WS 2011/12) - 1. Ausfüllen der Protokollsammlung: Variante 1 (bevorzugt): Sie können die Protokollsammlung mit dem Adobe Acrobat Reader/Professional ausfüllen und anschließend ausdrucken. Alle Felder der pdf-datei, die ausgefüllt werden sollen, lassen sich z.b. mit Acrobat Reader/Professional mit Hilfe der Funktion Felder markieren erkennen. (Achtung: Nur mit dem Acrobat Professional kann das Dokument zwischendurch abgespeichert werden! Mit dem Acrobat Reader können die ausgefüllten Daten nicht gespeichert werden. Auf mehreren Rechnern des Bio-Pools steht eine Version des Adobe Acrobat Professional zur Verfügung. Als kostenfreie Alternative kann z. B. PDF-XChange Viewer genutzt werden.) Variante 2: Sie drucken sich das Dokument unausgefüllt aus und füllen es per Hand aus. Alle Felder, die ausgefüllt werden sollen, haben einen weißen Hintergrund. 2. Ergebnisse - exakte, vollständige und übersichtliche Darstellung der Versuchsergebnisse (ursprüngliche Messwerte, sowie daraus berechnete Ergebnisse oder abgeleitete Grafiken) Formulieren Sie Ihre Angaben kurz und präzise ggf. in Stichpunkten! 3. Mikroskopische Zeichnungen sind mit erläuternden Beschriftungen und Größenmaßstab an der dafür vorgesehenen Stelle an der dafür vorgesehenen Stelle innerhalb der Protokollsammlung anzufertigen bzw. einzukleben. Die Zeichnungen werden mit Bleistift auf weißem Papier direkt im Labor bei der Mikroskopie im Vergleich mit den vorgelegten typischen Bildern aus den Einführungsdateien erstellt. Bitte keine Zeichnungen im Anhang einfügen! 4. Abweichungen in der Durchführung sind anzugeben und in die Fehlerbetrachtung einzuschließen. 5. Grafiken und Gruppen-Auswertetabellen sind an die dafür vorgesehene Stelle im Protokoll einzuheften. I

3 6. Der in der Protokollsammlung vorgegebene Platz sollte für Ihre Diskussion ausreichen. Bitte heften Sie keine zusätzlichen Blätter dazu! 7. Literatur: Es sollten die Quellen genannt werden, aus denen Informationen zur Auswertung gewonnen wurden. (bzw. in denen bestimmte methodische Details beschrieben sind) 8. Der erste Teil der Protokollsammlung (Kurstag 1 bis 5) ist spätestens am 10. Kurstag bei Dr. Axel Wobus im Zimmer E05 abzugeben. 9. Der zweite Teil der Protokollsammlung (Kurstag 6 bis 10) ist 14 Tage nach Kursende bei Herrn Dr. Stephan Mauersberger im Zimmer 134 abzugeben. II

4 Kurstag Vorkommen von Mikroorganismen Nachweis von Mikroorganismen in der Luft mittels Sedimentationsplatten Aufgabe 1: Ermitteln Sie die Koloniezahlen auf den unterschiedlichen Agarplatten. Tab.01: Anzahl der auf den exponierten Agarplatten gewachsenen Kolonien. Gruppe Expositionsort Expositionszeit Nähragar [min] 22 C 37 C 22 C 37 C SABOURAUD-Agar Hinweis: An dieser Stelle soll eine Kopie der Liste mit den Ergebnissen aller Gruppen eingefügt werden (wird während des Kurses zusammen- und zur Verfügung gestellt). Aufgabe 2: Vergleichen Sie die Ergebnisse aller Gruppen hinsichtlich des Expositionsortes, der Expositionszeit, der Inkubationstemperatur und des verwendeten Nährbodens. Ziehen Sie Schlussfolgerungen bzgl. der Auswirkungen dieser Einflussfaktoren. Expositionsort: 1

5 Expositionsdauer: Inkubationstemperatur: Nährboden: 2

6 Aufgabe 3: Beschreiben Sie die Bakterien- bzw. Pilzkolonien nach Größe, Farbe und Morphologie (Strukturen der Oberfläche und des Randes, Profil). Füllen Sie dazu die folgenden Tabellen aus. Beschreiben Sie je zwei der gewachsenen Kolonien (Morphotypen) pro Ansatz. Kriterien der Charakterisierung der gewachsenen Bakterien- und Pilzkolonien: a. Farbe b. Ggf. charakteristischer Geruch c. Form (Umriss) d. Profil (Erhebung über dem Nährboden) e. Rand f. Oberfläche g. Konsistenz (mit der Impföse prüfen) h. Größe (klein mittelgroß groß) Anzahl gewachsener Bakterienkolonien auf Nähragar: 22 C 37 C Anzahl gewachsener Pilzkolonien auf Nähragar: 22 C 37 C Anzahl gewachsener Bakterienkolonien auf SABOURAUD-Agar: 22 C 37 C Anzahl gewachsener Pilzkolonien auf SABOURAUD-Agar: 22 C 37 C 3

7 Tab.02: Beschreibung der Morphologie ausgewählter Bakterien- und Pilzkolonien auf Sedimentationsplatten (Expositionsort: Dauer: ) Anzahl Farbe Form Profil Rand Oberfläche Konsistenz Größe Pilze 37 C Nähragar Pilze 22 C Bakterien 37 C Bakterien 22 C - 4 -

8 Anzahl Farbe Form Profil Rand Oberfläche Konsistenz Größe Pilze 37 C SABOURAUD-Agar Pilze 22 C Bakterien 37 C Bakterien 22 C - 5 -

9 Aufgabe 4: Wählen Sie aus den in Tabelle 02 ufgelisteten Bak erienkolonien drei aus, deren AM-Verhalten und Mikromor hologie Sie am 3. Kurstag feststellen und notieren Sie die Ergebnisse in Tab. 03! Tab.03: GRAM-Verhalten und Mikromorphologie ausgewählter Kolonien. Lfd. Nr. Herkunft GRAM-Färbung (3.3.1) Schnelltest (KOH, 3.3.2) Aminopeptidase (3.3.3) Mikromorphologie Kol. 1 Kol. 2 Kol. 3 Schlussfolgerungen aus den Beobachtungen Bemerkungen zu Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung: - 6 -

10 1.2.2 Nachweis von Mikroorganismen auf Oberflächen Aufgabe 1: Kontrollieren Sie die bebrüteten Petrischalen hinsichtlich der Vielfalt von Mikroorganismen auf unsterilen Oberflächen. Beschreiben Sie je zwei der gewachsenen Kolonien pro Ansatz. Kriterien der Charakterisierung der gewachsenen Bakterien- und Pilzkolonien: a. Farbe b. Ggf. charakteristischer Geruch c. Form (Umriss) d. Profil (Erhebung über dem Nährboden) e. Rand f. Oberfläche g. Konsistenz (mit der Impföse prüfen) h. Größe (klein mittelgroß groß) zu A) Abklatschverfahren: verwendete Oberfläche: Anzahl gewachsener Bakterienkolonien auf Nähragar: Anzahl gewachsener Pilzkolonien auf Nähragar: Anzahl gewachsener Bakterienkolonien auf SABOURAUD-Agar: Anzahl gewachsener Pilzkolonien auf SABOURAUD-Agar: zu B) Abstrichverfahren: verwendete Oberfläche: Anzahl gewachsener Bakterienkolonien auf Nähragar: Anzahl gewachsener Pilzkolonien auf Nähragar: Anzahl gewachsener Bakterienkolonien auf SABOURAUD-Agar: Anzahl gewachsener Pilzkolonien auf SABOURAUD-Agar: - 7 -

11 A) Abklatschverfahren: Tab.04: Beschreibung ausgewählter Bakterien- und Pilzkolonien (Objekt: ). Anzahl Farbe Form Profil Rand Oberfläche Konsistenz Größe SABOURAUD-Agar 28 C Pilze Nähragar 37 C Bakterien - 8 -

12 B) Abstrichverfahren: Tab.05: Beschreibung ausgewählter Bakterien- und Pilzkolonien (Objekt: ). Anzahl Farbe Form Profil Rand Oberfläche Konsistenz Größe SABOURAUD-Agar 28 C Pilze Nähragar 37 C Bakterien - 9 -

13 Schlussfolgerungen aus den Beobachtungen und Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.): Mikroorganismen auf der Haut Aufgabe 1: Zählen Sie die Kolonien auf den Pla ten (Koloniebildende Ein eiten - KbE) und ziehen Sie anhand des Vergleic s mit den anderen Gruppen Schlus olgerungen zur Wirkung der einzelnen Behandlungsmethoden. Tab.06: Kolonie bildende Einheiten von Fingerabdrücken unbehandelter und behandelter Hände. Behandlung der Hände Gruppe KbE / Platte unbehandelt KbE / Platte nach Behandlung NA SA NA SA Hinweis: An dieser Stelle soll eine Kopie der Liste mit den Ergebnissen aller Gruppen eingefügt werden (wird während des Kurses zusammen- und zur Verfügung gestellt). Welche Wirkung zeigen die einzelnen Behandlungsmethoden und welche Abhängigkeit besteht vom zeitlichen Umfang der Anwendung?

14 Waschen: Desinfizieren: Fazit:

15 Aufgabe 2: MGP WS 2011/12 Beschreiben Sie die Morphologie von je drei Bakterien-und Pilzkolonien (möglichst der dominierenden Formen!). Tab.07: Beschreibung ausgewählter Bakterien- und Pilzkolonien der Hautflora. Anzahl Farbe Form Profil Rand Oberfläche Konsistenz Größe SABOURAUD-Agar 28 C Pilze Nähragar 37 C Bakterien

16 Aufgabe 3: Stellen Sie für ausgewäh te Kolonien deren G AM-Verhalten und Mikromorphologie fest (am 3. Kurstag!). Tab.08: GRAM-Verhalten und Mikromorphologie ausgewählter Kolonien. Isolat Nr. Herkunft GRAM-Färbung (3.3.1) Schnelltest (3.3.2) Aminopeptidasetest(3.3.3) Mikromorphologie Schlussfolgerungen aus Aufgabe 3 Bemerkungen zur Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.:

17 1.3 Impftechniken Aufgabe 1: Beurteilen Sie das Wachstum der Bakterienkulturen in verschiedenen Medientypen und bewerten Sie die Qualität Ihrer Überimpfungen. Tab.09: Wachstum der Reinkultur auf verschiedenen Formen von Nährmedien. Nährmedium Beobachtung /Qualität der Kultur Flüssigmedium Schrägagar Agarplatte Hochschichtagar Aufgabe 2: Beachten Sie die Wuchsform von Micrococcus luteus in der Stichkultur. Was leiten Sie daraus ab? Wuchsform von Micrococcus luteus in der Stichkultur; Schlussfolgerung:

18 Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.): 1.4 Übersichtsfärbungen Aufgabe 1: Beschreiben Sie die Form und Anordnung der Mikroorganismen. Schätzen Sie die Färbeintensität der drei Farblösungen ein. Tab.10: Form und Anordnung der beobachteten Mikroorganismen. Escherichia coli Micrococcus luteus Form Anordnung

19 Aufgabe 2: Vergleichen Sie die Eignung der verschiedenen Färbungen für die einzelnen Objekte. Eignung der verschiedenen Färbungen für die einzelnen Objekte (Farbintensität, Kontrast): Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):

20 1.5 Kalibrieren des Mikroskops Aufgabe 1: Geben Sie an wieviele Teilstriche (TS) des Objektmikrometers den 100 Teilstrichen der Okularskala entsprechen (für 40er und 100er Objektiv) bzw. wie viele TS der Okularskala auf die 100 TS des Objektmikrometers entfallen (für 10er Objektiv). Berechnen Sie den Abstand zweier Teilstriche der Messokularskala (Angabe in µm). Tab.11: Kalibrierung des Mikroskops. Objektiv TS des Objektmikrometers, die den 100 TS der Okularskala entsprechen TS der Okularskala, die 100 TS des Objektmikrometers entsprechen Abstand zweier Teilstriche der Messokularskala [µm] 10er 40er 100er Aufgabe 2: Dokumentieren Sie die Größe der beobachteten Mikroben (mind. 10 Einzelmessungen) und vergleichen Sie Ihre Messwerte mit den in der Literatur angegebenen. Tab.12: Größenbestimmung der beobachteten Mikroben. Länge [µm] (10 Messungen) Breite [µm] (10 Messungen) Mikroorganismus Mittelwert [µm] [µm] Bacillus subtilis Escherichia coli Micrococcus luteus Saccharomyces cerevisiae

21 Tab.13: Vergleich der ermittelten Messwerte der Größenbestimmung mit den Angaben aus der Literatur. Mittelwert [µm] Literaturangabe [µm] Literaturquelle Länge: Länge: Bacillus subtilis Breite: Breite: Länge: Länge: Escherichia coli Breite: Breite: Länge: Länge: Micrococcus luteus Breite: Breite: Mikroorganismus Saccharomyces cerevisiae Länge: Breite: Länge: Breite: Vergleich der ermittelten Messwerte mit den Angaben aus der Literatur:

22 Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):

23 1.6 Mikroorganismen in der Mundhöhle Aufgabe 1: Zeichnen Sie unterschiedliche Mikroorganismen von den Präparaten und versuchen Sie, diese den im Skript genannten Organismengruppen zuzuordnen. Machen Sie gaben zur Größe der beobachteten Mikroorganismen. Mikroskopische Zeichnung - Mikroorganismen in der Mundhöhle: Vergrößerung: Färbung: Maßstab (bitte angeben):

24 Aufgabe 2: Direktisolierung von Streptococcus salivarius: Beschreiben Sie die auf dem Saccharose-Agar gewachsenen Kolonien und dokumentieren Sie die Schritte bei der Isolierung von Streptococcus salivarius. Erläutern Sie, wie die Bildung von Milchsäure nachgewiesen werden kann. Diskutieren Sie die Bedeutung milchsäurebildender Streptokokken bei der Entstehung von Karies! Beschreibung der auf dem Saccharose-Agar gewachsenen Kolonien: Dokumentation der Sc hritte bei der Isolierung von Streptococcus salivarius. Konnte eine Reinkultur isoliert werden? Könnte es sich um den gesuchten Keim handeln? Wenn ja, warum / wenn nein, warum nicht?

25 Wie erfolgt der Nachweis der Bildung von Milchsäure? Erläutern Sie die Bedeutung milchsäurebildender Streptokokken bei der Entstehung von Karies

26 Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.): Kurstag Fraktionierter Ausstrich Aufgabe 1: Bewerten Sie die Qualität Ihres fraktionierten Ausstrichs. Testobjekt: Qualität des fraktionierten Ausstrichs / Beobachtungen. Bewertungskriterien: möglic e Fremdinfektionen, Aus ünnen des Impfstriches, Wachstum von Einzelkolonien, Durchfurchen des Agars

27 Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.): 2.5 Ausstreichen einer Bakteriensuspension (Spatelplattenmethode) Aufgabe: Bestimmen Sie die Zahl der nach Inkubation bei 37 C auf den Platten gewachsenen Kolonien, vergleichen Sie die Koloniezahlen der Verdünnungsstufen und berechnen Sie die KbE je ml Original- Bakteriensuspension. Tab.14: Kolonie bildende Einheiten pro ml (KbE/ml). Verdünnungsstufe KbE pro Platte KbE pro ml Original- Bakteriensuspension Berechnung der KbE / ml Originalsuspension:

28 Vergleichen Sie die Koloniezahlen der Verdünnungsstufen. Entsprechen die Ergebnisse Ihren Erwartungen? Bewerten Sie die Präzision der jeweiligen Ergebnisse! Diskutieren Sie, ob es ratsam ist, Mittelwerte zu bilden! Formulieren Sie das Endergebnis der Quantifizierung!

29 MGP WS 2010/11 Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):

30 2.6 Quantifizierung von Mikroorganismen Bestimmung der Gesamtzellzahl Aufgabe : - Mittelwert (Zellzahl je Großquadrat) aus den einzelnen Zählungen errechnen - Zellzahl pro ml der jeweiligen Verdünnungsstufe berechnen (dabei Umrechnungsfaktor angeben und herleiten!) - Berechnen Sie die Zellzahl je g Hefe-Frischmasse und bewerten Sie die Präzision der Zählergebnisse bei den unterschiedlichen Verdünnungsstufen. GQ = Großquadrat GZZ = Gesamtzellzahl Tab.15: Berechnung der Zellzahlen pro ml der Verdünnungsstufe und pro ml der Originalsuspension. Verdünnungsstufe gezählte Zellen (5 GQ) Mittelwert (Zellen je GQ) GZZ pro ml der Verdünnungsstufe GZZ pro ml der Originalsuspension

31 Leiten Sie den Umrechnungsfaktor zur Berechung der Zellzahl pro ml der Verdünnungsstufe her: Berechnen Sie die Gesamtzellzahl je g Hefe-Frischmasse; Achten Sie dabei auf eine hohe Präzision Ihrer Angaben (vgl. 2.5):

32 Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.): Bestimmung der Lebendzellzahl Aufgabe: - Anzahl der gewachsenen Kolonien auszählen - Lebendzellzahl pro ml der je weiligen Verdünnungsstufe und Lebendzellzahl je g Hefe berechnen (ggf. Mittelwert ermitteln) - Berechnen Sie aus den präzisesten Ergebniss n dieses Versuchs und der Gesamtzell hlbestimmung (Vers ch ) den Anteil der lebenden Zellen in der Bäckerhefe. Hinweis: Jeweils Werte geeigneter Verdünnungsstufen verwenden! Tab.16: Be echnung de Lebe dzellzahlen (LZZ) p o ml er Ve dünnungsstufe, p o ml de Originalsuspension und je g Hefe sowie Ermittlung des Anteils lebender Zellen an der Gesamtzellzahl. Verdünnungsstufe KbE pro Agarplatte KbE pro ml der Verd.-stufe KbE pro ml Originalsusp. LZZ je g Hefe Berechnung des Anteils lebender Zellen an der Gesamtzellzahl [%]:

33 Bewerten Sie Ihre Ergebnisse und geben Sie mögliche Fehlerquellen an! Ermittlung der Trübung von Zellsuspensionen Aufgabe 1: Stellen Sie den Zusammenhang zwischen der optischen Dichte der Suspension und der in der jeweiligen Verdünnungsstufe ermittelten Zellzahl pro ml graphisch in einem x-y-diagramm dar. Tab.17: Berechnung der Zellzahl pro ml und Ermittlung der Optischen Dichte (OD) bei 600 nm. Zellzahl je GQ (Mittelwert) Zellzahl pro ml Ausgangs- Suspension (1 g/l) Verdünnungsstufen 1:2 1:5 1:10 OD (600 nm) Hinweis: Die Kalibriergerade ist an dieser Stelle aufzuführen (bitte hier einheften)! Achten Sie bei deren Erstellung auf die richtige Zuordnung von abhängiger und unabhängiger Größe, passen Sie an die Messwerte eine Regressionsgerade an und geben Sie die zugehörige Geradengleichung und das Bestimmtheitsmaß an (bei Verwendung geeigneter Software)

34 Aufgabe 2: Bewerten Sie die Eignung des photometrischen Verfahrens zur Zellmasse- und Zellzahlbestimmung, machen Sie die Grenzen dieses Verfahrens deutlich und kennzeichnen Sie den Ihrer Meinung nach geeigneten Bereich der Kalibrierkurve. Eignung des photometrischen Verfahrens zur Zellmasse- und Zellzahlbestimmung (Aufführen von Vor- und Nachteilen, Grenzen des Verfahrens, Voraussetzungen):

35 Kurstag Zellwandaufbau: GRAM-Differenzierung Bitte achten Sie darauf, dass neben Escherichia coli und Staphylococcus epidermidis auch ausgewählte Kolonien aus 1.2.1, und 1.6 hinsichtlich ihrer Gram- Eigenschaften untersucht wer den sollen! (Siehe Auswertetabellen bei 1.2.1, und 1.6!) GRAM-Färbung Aufgabe 1: Fertigen Sie mikroskopische Zeichnungen an. Geben sie jeweils an, von welchem Präparat / welchem Mikroorganismus die einzelnen Zeichnungen vorgenommen wurden. Mikroskopische Zeichnung Zellwandaufbau: GRAM-Differenzierung: Vergrößerung: Färbung: Maßstab (bitte angeben):

36 Aufgabe 2: Erklären Sie das unterschiedliche Verhalten der Bakterien bei der GRAM-Färbung! Warum kann durch die GRAM-Färbung zwischen GRAM-positiven und GRAM - negativen Bakterien unterschieden werden? Erklären Sie das Prinzip der Färbemethode!

37 3.3.2 Schnelltest zur GRAM-Differenzierung (KOH-Test) Aufgabe 1: Beschreiben Sie Ihre Beobachtungen bei der Durchführung des Schnelltestes zur GRAM-Differenzierung. Tab.18: GRAM-Verhalten bei Durchführung des Schnelltestes zur GRAM-Differenzierung. Mikroorganismus Beobachtungen Gram-Eigenschaften (positiv/negativ) Escherichia coli Staphylococcus epidermidis Aufgabe 2: Beschreiben Sie das zu Grunde liegende Prinzip des Schnelltestes. Nachweisprinzip des Schnelltestes: Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):

38 3.3.3 Aminopeptidase-Test Aufgabe 1: Erklären Sie das Zustandekommen der Gelbfärbung der Lösung bei GRAM-negativen Bakterien. Nachweisprinzip des Aminopeptidase-Tests: Aufgabe 2: Vergleichen Sie die Ergebnisse der drei Testmethoden zur GRAM- Differenzierung. Tab.19: Zusammenfassung der Testergebnisse zum GRAM-Verhalten der Testorganismen. Zu den Beobachtungen mit unbekannten Organismen siehe Protokolle zu und Organismus GRAM-Färbung (3.3.1) Schnelltest (3.3.2) Aminopeptidasetest(3.3.3) E. coli St. epidermidis

39 Vergleich der drei Testmethoden zur GRAM-Differenzierung.: Bemerkungen zu (Aminopeptidasetest) (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):

40 .4 Aerobe Kulturverfahren Aufgabe 1: Beschreiben Sie Wachstum und Farbe der Bakterienkolonien (bzw. Verfärbungen des Agars) auf den verschiedenen Nährböden. Ziehen Sie daraus Schlussfolgerungen bezüglich der Stoffwechseleigenschaften der jeweiligen Mikroorganismen. Tab.20: Wachstum der Bakterien auf den Differenzierungsmedien. Nährboden Mikroorganismus Wachstum und Farbe von Kolonie und Agar Nachgewiesene Stoffwechselleistung Micrococcus luteus Nähragar Staphylococcus aureus Enterococcus faecalis Micrococcus luteus Blutagar Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis Micrococcus luteus BAIRD- PARKER- Agar Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis

41 Nährboden Mikroorganismus Wachstum und Farbe von Kolonie und Agar Nachgewiesene Stoffwechselleistung Micrococcus luteus TTC-Azid- Agar Enterococcus faecalis Staphylococcus epidermidis Micrococcus luteus Aesculin- Agar Enterococcus faecalis Staphylococcus epidermidis Escherichia coli ENDO-Agar Klebsiella oxytoca Proteus vulgaris Escherichia coli MAC- CONKEY- Agar Klebsiella oxytoca Proteus vulgaris

42 Nährboden Mikroorganismus Wachstum und Farbe von Kolonie und Agar Nachgewiesene Stoffwechselleistung Escherichia coli Cetrimid- Agar Pseudomonas aeruginosa Pseudomonas stutzeri Mossel- Cereus- Agar Bacillus cereus Bacillus subtilis Aufgabe 2: Erläutern Sie kurz die Wirkungsweise der verschiedenen Selektivbzw. Differenzierungsnährböden. Leiten Sie aus Ihren Beobachtungen Möglichkeiten zur Differenzierung unbekannter Bakterien ab. Wirkungsweise der verschiedenen Selektiv- bzw. Differenzierungsnährböden: Nähragar: Blutagar:

43 BAIRD-PARKER-Agar: TTC-Azid-Agar: Aesculin-Agar: ENDO-Agar MAC-CONKEY-Agar: Cetrimid-Agar:

44 Mossel-Cereus-Agar: Leiten Sie aus Ihren Beobachtungen Möglichkeiten zur Differenzierung unbekannter Bakterien ab. Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):

45 3.5 Mikroorganismen aus Wasserproben Aufgabe 1: Ermitteln Sie die Gesamtkoloniezahl auf DEV-Nähragar, indem Sie aus den Koloniezahlen geeigneter Verdünnungsstufen (ca. zwischen 20 und 200 Kolonien je Platte) die KbE/ml in der Originalprobe berechnen. Differenzieren Sie unter den auf dem Tergitol-7-Agar gewachsenen Kolonien zwischen E. coli, anderen coliformen Bakterien und der Begleitflora und geben Sie auch hier die jeweiligen Koloniezahlen an. Probenherkunft Leitungswasser Oberfl.- wasser Tab.21: Koloniezahlen der Wasserproben auf DEV-Nähragar und Tergitol-7-Agar Probe Medium Inkub. temp. 22 C Verd. KbE/Platte KbE/mL Leitungswasser DEV- Nähragar Tergitol- 7-Agar (Tg7) 37 C 37 C unverdünnt E. coli: Colifome: Begleitflora : 10-1 Oberflächenwasser DEV-Nähragar (DEV-NA) 22 C 37 C

46 Probe Medium Temp. Verd. KbE/Platte KbE/mL E. coli: 10-1 Colifome: Begleitflora : Oberflächenwasser Tergitol-7-Agar (Tg7) 37 C 10-2 E. coli: Colifome: Begleitflora : E. coli: 10-3 Colifome: Begleitflora : Endergebnisse der mikrobiologischen Wasseranalyse in KbE je ml Wasser für die verschiedenen Medien bzw. Organismengruppen: Tab.22: KbE/ml (Originalprobe) auf DEV-Nähragar und Tergitol-7-Agar in den Wasserproben Medium Spezifikation Leitungswasser Oberflächenwasser DEV-Nähragar 22 C 37 C Tergitol-7-Agar E. coli Coliforme Begleitflora

47 Aufgabe 2: Bewerten sie anhand der Koloniezahlen auf dem Selektivnährmedium und der Gesamtkoloniezahl auf DEV-Nähragar die Wasserproben hinsichtlich der Wasserqualität. Worauf beruht der Nachweis colifomer Bakterien? Bewertung der Koloniezahlen auf dem Selektivnährmedium und DEV-Nähragar, Einschätzung der Wasserproben hinsichtlich ihrer Wasserqualität: Erläutern Sie den Nachweis von Escherichia coli, anderer coliformer Bakterien und der Begleitflora!

48 Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.): Kurstag Physiologie der Mikroorganismen Verhalten gegenüber Sauerstoff Oxidase-Nachweis Aufgabe 1: Geben Sie an, bei welchen der untersuchten Testorganismen Sie das Enzym Cytochrom-Oxidase nachgewiesen haben. Tab.23: Nachweis der Oxidase bei verschiedenen Mikroorganismen. Mikroorganismus Escherichia coli Beobachtung Oxidase-Nachweis (positiv / negativ) Proteus vulgaris Pseudomonas aeruginosa Pseudomonas stutzeri

49 Welche Rolle spielt die Cytochrom-Oxidase im Stoffwechsel der Mikroorganismen und welche Schlussfolgerungen lassen sich aus ihrem Nachweis ziehen? Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.): Katalase-Nachweis Aufgabe 1: Geben Sie an, bei welchen der untersuchten Testorganismen Sie das Enzym Katalase nachgewiesen haben. Tab.24: Nachweis der Katalase bei verschiedenen Mikroorganismen. Mikroorganismus Enterococcus faecalis Beobachtung Katalase-Nachweis (positiv / negativ) Escherichia coli Micrococcus luteus Pseudomonas aeruginosa Isolate aus Versuch

50 Aufgabe 2: Welche Reaktion spielt sich bei der Bildung der Gasbläschen ab? Reaktion bei der Bildung der Gasbläschen: Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.): Verwertung von Kohlenhydraten Oxidation-Fermentation- (OF) Test nach HUGH und LEIFSON Aufgabe 1: Stellen Sie fest, welche der Bakterien zu einem oxidativen und/oder fermentativen Abbau der eingesetzten Zuckers fähig sind. Achten Sie auf eine mögliche Gasbildung! Tab.25: Ergebnisse der oxidativen / fermentativen Verwertung von Kohlenhydraten. Mikroorganismus Zucker Abbau im nicht überschichteten Röhrchen oxidativ Abbau im überschichteten Röhrchen (Paraffinöl) fermentativ Escherichia coli Glukose Verfärbung Gasbildung Verfärbung Gasbildung Laktose Verfärbung Gasbildung Verfärbung Gasbildung

51 Mikroorganismus Zucker Abbau im nicht überschichteten Röhrchen oxidativ Abbau im überschichteten Röhrchen (Paraffinöl) fermentativ zweiter Keim: (bitte eintragen) Glukose Verfärbung Gasbildung Verfärbung Gasbildung Laktose Verfärbung Gasbildung Verfärbung Gasbildung Schlussfolgerungen bzgl. Physiologie der Testorganismen: Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):

52 Zwei-Zucker-Medium nach KLIGLER Aufgabe 1: Treffen sie anhand des Wachstums auf KLIGLER-Medium Aussagen zur Kohlenhydratverwertung der untersuchten Bakterien Tab.26: Verwertung von Glukose und Laktose sowie H 2 S-Bildung von verschiendenen Teststämmen im Zwei-Zucker-Mediums nach KLIGLER. Mikroorganismus Schrägfläche / Stich Verwertung der beiden Zucker sowie H 2 S-Bildung Beobachtung Schlussfolgerung Escherichia coli Schrägfläche Stich Klebsiella oxytoca Schrägfläche Stich Schrägfläche Proteus vulgaris Stich Pseudomonas aeruginosa Schrägfläche Stich

53 Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.): VOGES-PROSKAUER-Reaktion und Methylrot-Test Aufgabe 1: Prüfen Sie Bakterien auf ihre Fähigkeit, das Stoffwechselprodukt Acetoin und/oder Säure bei der Umsetzung von Glucose zu bilden. Füllen Sie dazu die folgende Tabelle aus! Tab.27: Ergebnisse der VOGES-PROSKAUER-Reaktion und des Methylrot-Tests Mikroorganismus Methylrot-Test (positiv / negativ) VOGES-PROSKAUER-Reaktion (positiv / negativ) Bacillus subtilis Escherichia coli Klebsiella oxytoca Proteus vulgaris

54 Aufgabe 2: Stellen Sie den Chemismus der Acetoinbildung dar. Chemismus der Acetoinbildung: Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):

55 4.4.3 Weitere Tests der Bunten Reihe Citratverwertung Aufgabe 1: Geben Sie die Citratverwertung der untersuchten Bakterien an. Tab.28: Verwertung von Citrat. Mikroorganismus Escherichia coli Beobachtung Citratverwertung (positiv / negativ) Klebsiella oxytoca Proteus vulgaris Pseudomonas aeruginosa Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.): Bildung von H 2 S und Indol Aufgabe 1: Geben Sie die Bildung von Sulfid und Indol durch die untersuchten Bakterien an. Machen Sie zusätzlich Angaben zur Beweglichkeit. Tab.29: Bildung von H 2 S und Indol. Mikroorganismus Sulfid-Bildung (positiv / negativ) Indol-Bildung (positiv / negativ) Beweglichkeit Escherichia coli Klebsiella oxytoca Proteus vulgaris

56 Aufgabe 2: Erklären Sie die Entstehung des Indols. Wie entsteht das Indol? Erläutern Sie! Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):

57 Urease-Test Aufgabe 1: Protokollieren Sie, ob für die verschiedenen Bakterien eine Urease- Aktivität anhand des Farbumschlags des im Medium enthaltenen Indikators Phenolrot festgestellt werden konnte. Tab.30: Nachweis der Urease-Aktivität. Mikroorganismus Escherichia coli Klebsiella oxytoca Proteus vulgaris Beobachtung Urease-Aktivität (postiv / negativ) Aufgabe 2: Notieren Sie die durch die Urease katalysierte Reaktion und erklären Sie das Nachweisprinzip. Notieren Sie die durch die Urease katalysierte Reaktion und erklären Sie das Nachweisprinzip. Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):

58 4.4.4 Nachweis der Nitratreduktion und Denitrifikation Aufgabe 1: Protokollieren Sie, welche Bakterien Nitrat reduzieren können und bis zu welcher Oxidationsstufe diese Reduktion erfolgt. Tab.31: Nachweis der Nitratreduktion und Denitrifikation. Mikroorganismus Beobachtung vor Zugabe des Zinkstaubes nach Zugabe des Zinkstaubes Schlussfolgerung (Reduktion bis zu welcher Oxidationsstufe?) Escherichia coli Micrococcus luteus Pseudomonas stutzeri Aufgabe 2: Erklären Sie die Notwendigkeit des Zinkstaubtests. Warum muss der Zinkstaubtest durchgeführt werden?

59 Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.): Mikrobieller Abbau von Biopolymeren Stärkeabbau Aufgabe 1: Protokollieren Sie, welche Bakterien Stärke abbauen können. Tab.32: Nachweis des Stärkeabbaus. Mikroorganismus Bacillus subtilis Beobachtungen Stärkeabbau (postiv / negativ) Bacillus licheniformis Escherichia coli Saccharomyces cerevisiae Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):

60 Zusammenfassung zu Versuch 4.4 Physiologie der Mikroorganismen Aufgabe: Legen Sie als Zusammenfassung der in diesem Abschnitt aufgeführten Versuche und der Ergebnisse der aeroben Kulturverfahren (Versuch 3.4) eine Tabelle an, in der alle ermittelten physiologischen Merkmale der einzelnen Untersuchungsobjekte eingetragen werden. Vergleichen Sie in einer zusammenfassenden Diskussion die untersuchten Mikroorganismen vor allem hinsichtlich ihres Kohlenhydratstoffwechsels. Hinweis: Um einen Überblick über die in den Versuchen 3.4 und 4.4 nachgewiesenen physiologischen Merkmale zu geben, fügen Sie bitte an dieser Stelle eine zusammenfassende Tabelle ein! Ziehen Sie aus der Zusammenfassung Schlussfolgerungen vor allem bezüglich des Kohlenhydratstoffwechsels der Testorganismen. Diskutieren Sie auch widersprüchliche Befunde!

61 4.5 Anaerobe Kulturverfahren FORTNER-Platte Aufgabe 1: Stellen Sie fest, ob das anaerobe Bakterium gewachsen ist. Erläutern Sie den Zusammenhang zwischen dem Wachstum der beiden Mikroben. Ist ein Wachstum des anaeroben Bakteriums festzustellen? Wodurch wäre es zu erklären, wenn Clostridium pasteurianum nicht, dafür aber Serratia marcescens auffällig rot gewachsen sein sollte? Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):

62 4.5.2 Pyrogallol-Verfahren Aufgabe: Stellen Sie fest, ob und warum das obligat anaerobe Bakterium unter diesen Bedingungen gewachsen ist. Erklären Sie, ob und warum das obligat anaerobe Bakterium unter diesen Bedingungen gewachsen ist. Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):

63 4.5.3 Hochschicht-Stichkultur Aufgabe : Beurteilen Sie visuell gegen das Licht das Wachstum des eingeimpften Bakteriums. Beurteilen Sie das Wachstum des eingeimpften Bakteriums. Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):

64 4.6 Anreicherung sulfatreduzierender Bakterien aus Gewässersedimenten Aufgabe 1: Beschreiben Sie Ihre Beobachtungen und fertigen Sie Zeichnungen der im Mikroskop beobachteten Mikroorganismen an. Mikroskopische Beobachtungen der aus Gewässersedimenten angereicherten Sulfatreduzierer - Beschreibung: Mikroskopische Zeichnung Anreicherung sulfatreduzierender Bakterien aus Gewässersedimenten: Vergrößerung: Färbung: Maßstab (bitte angeben):

65 Aufgabe 2: Erklären Sie kurz den durch sulfatreduzierende Bakterien induzierten Korrosionsprozess. Beschreibung des durch sulfatreduzierende Bakterien induzierten Korrosionsprozesses (anaerobe Korrosion): Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):

66 Kurstag Ermittlung einer Wachstumskurve von Escherichia coli Aufgabe 1: Die Wachstumskurven werden ermittelt, indem die gemessenen Extinktionswerte logarithmisch über der Zeitachse aufgetragen werden. Es sind die Wachstumsrate und die Verdopplungszeit (aus der Trübungskurve) grafisch zu ermitteln. Darüber hinaus ist die Dauer der lag-phase und, falls beobachtet, auch das Erreichen der stationären Phase einzuschätzen. Gruppe Medium Inkub.-temp. Tab.33: Gemessene Extinktionswerte (Optische Dichte bei 620 nm). Probe Uhrzeit Inkub.-zeit (min) OD (620 nm) lg OD t 0 : t 1 : t 2 : t 3 : t 4 : t 5 : t 6 : t 7 : t 8 : Hinweis: Die Wachstumskurve ist an dieser Stelle aufzuführen (bitte hier einheften)! Tab.34: Grafisch ermittelte Werte aus der Wachstumskurve von E.coli. Berechnung der Wachstumsrate / Ermittlung aus Diagramm: Anstieg m = Wachstumsrate [1/min] Verdopplungszeit [min] Dauer der lag- Phase [min] Erreichen der stationären Phase [min]

67 Hinweis: Eine Liste mit den Werten aller Gruppen aus Tab. 34 ist an dieser Stelle aufzuführen (wird während des Kurses zusammen- und zur Verfügung gestellt). Aufgabe 2: Im Vergleich mit anderen Gruppen sollen die Auswirkungen der verschiedenen Medien und der unterschiedlichen Temperatur auf das Wachstum von E. coli diskutiert werden. Diskutieren Sie die Auswirkungen der verschiedenen Medien und der unterschiedlichen Temperatur auf das Wachstum von E. coli! Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):

68 5.4 Nachweis der Säurefestigkeit von Bakterien Aufgabe 1: Beschreiben Sie ihre Beobachtungen der mikroskopierten Präparate. Tab.35: Nachweis der Säurefestigkeit von Bakterien. Mikroorganismus Beobachtungen säurefest / nicht säurefest Mycobacterium phlei Escherichia coli Aufgabe 2: Beschreiben Sie die Ursache der Säurefestigkeit der untersuchten Mikroben und das Prinzip der Färbemethode. Ursache der Säurefestigkeit der untersuchten Mikroorganismen und Prinzip der Färbemethode:

69 Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.): 5.5 Kapselfärbung nach MANEVAL Aufgabe 1: Beschreiben Sie ihre Beobachtungen der mikroskopierten Präparate. Tab.36: Kapselfärbung nach MANEVAL. Mikroorganismus Beobachtungen Micrococcus luteus Bacillus megaterium Xanthomonas campestris

70 Mikroskopische Zeichnung Kapselfärbung nach MANEVAL Vergrößerung: Färbung: Maßstab (bitte angeben):

71 Aufgabe 2: Beschreiben Sie das Prinzip der Färbemethode. Prinzip der Färbemethode: Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):

72 5.6 Nachweis von Speicherstoffen: Neutralfette und Poly-βhydroxybuttersäure Aufgabe 1: Zeichnen Sie die grau gefärbten Fettablagerungen in den sonst rot gefärbten Zellen. Mikroskopische Zeichnung Nachweis von Speicherstoffen: Vergrößerung: Färbung: Maßstab (bitte angeben): Aufgabe 2: Charakterisieren Sie die Milieubedingungen, die zur Einlagerung dieser Speicherstoffe führen. Unter welchen Milieubedingungen kommt es zur Einlagerung von Speicherstoffen?

73 Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.): 5.7 Hitzeresistenz und Sporenbildung Prüfung der Hitzeresistenz Aufgabe 1: Vergleichen Sie das Ba kterienwachstum auf beiden Petrischalen und stellen Sie fest, ob und welche Bakterien hitzeresistent sind. Tab.37: Prüfung der Hitzeresistenz. Mikroorganismus Wachstum der Kontrolle Wachstum der hitzebehandelten Bakterien Hitzeresistenz (ja / nein) Bacillus subtilis Escherichia coli Schlussfolgerungen:

74 Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.): Färbung von Endosporen Aufgabe 1: Fertigen Sie Zeichnungen der Präparate an. Machen Sie Angaben zur Lage und Größe der Endosporen, sowie zur Häufigkeit sporentragender Zellen im Vergleich zu vegetativen Zellen. Mikroskopische Zeichnung Färbung von Endosporen: Vergrößerung: Färbung: Maßstab (bitte angeben):

75 Tab.38: Färbung von Endosporen. Mikroorganismus Lage der Endosporen Größe der Endosporen Häufigkeit sporentragender Zellen Bacillus subtilis Clostridium pasteurianum Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):

76 5.8 Cyanobakterien Aufgabe 1: Machen Sie anhand einer Zeichnung die Unterschiede zwischen Heterocysten und vegetativen Zellen deutlich. Erläutern Sie die Funktion dieser spezialisierten Zellen. Mikroskopische Zeichnung Cyanobakterien: Vergrößerung: Färbung: Maßstab (bitte angeben):

77 Welche Funktionen erfüllen Heterocysten? Welche morphologische Besonderheiten ergeben sich daraus? Bemerkungen (Abweichungen in der Versuchsdurchführung, Fehlerbetrachtung, etc.):