Leistungsverzeichnis. Institut für Virologie

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1 Leistungsverzeichnis Institut für Virologie Direktor: Univ.-Prof. Dr. med. Florian Klein UNIKLINIK KÖLN akkreditiert nach DIN EN ISO Nationales Referenzzentrum für Papillom- und Polyomaviren Version 5.2, September 2017

2 Herausgeber: Prof. Dr. med. Ulrike Wieland Univ.-Prof. Dr. med. Florian Klein Institut für Virologie Uniklinik Köln Fürst-Pückler-Str Köln Die jeweils aktuellste Version des Leistungsverzeichnisses finden Sie auf unserer Homepage: Layout: Thomas Müller Eine gedruckte Version des Leistungsverzeichnisses ist bei Herrn Thomas Müller anforderbar Tel ). 1

3 Leistungsverzeichnis IfVK Version 5.2 2

4 Inhaltsverzeichnis 1. Anschrift, Anfahrt und Lage 4 2. Öffnungszeiten, wichtige Telefonnummern, Notfalluntersuchungen 5 3. Ansprechpartner für die virologische Beratung 6 4. Handbuch für die Primärprobenentnahme 4.1 Hinweise zu Probenentnahme und Transport Leistungsanforderung Vorgehen bei V.a. Vogelgrippe Vorgehen bei V.a. eine Infektion mit hochinfektiösen Erregern Nationales Referenzzentrum für Papillom- und Polyomaviren Leistungsspektrum Einzeluntersuchungen (alphabetisch nach Erregernamen) 20 mit Angaben zu Testmethode, Untersuchungsmaterial, Probenmenge, Abnahme/Transport, Untersuchungsdauer, Indikation, Interpretation 7. Genotypisierung und Resistenztestung 7.1 HBV Hepatitis-B-Virus HCV Hepatitis-C-Virus HIV Humanes Immundefizienz-Virus Organbezogene klinische Symptomatik bei Virusinfektionen Auge 44 Bewegungsapparat, Muskulatur 45 Korpuskuläre Blutbestandteile, Blutbildung, Immunorgane 45 Gastrointestinaltrakt 46 Leber, Pankreas 46 Geschlechtsorgane 47 Haut und Schleimhaut 47 Herz und Gefäße 49 Mundhöhle, Rachen, Hals 49 Nase, Ohren 50 Niere, Harnwege, Nebenniere 50 Nervensystem 51 Respirationstrakt 52 Schwangerschaft HPV-Typen in klinischen Läsionen Literatur Meldepflicht ( 6-10 Infektionsschutzgesetz) Abkürzungsverzeichnis 62 3

5 1. Anschrift, Anfahrt und Lage Institut für Virologie, Uniklinik Köln Fürst-Pückler-Str. 56, Köln Straßenbahnhaltestellen: Linien 7 und 13 Haltestelle Wüllnerstr. Linien 1 und 7 Haltestelle Aachener Str./Gürtel Fahrplanauskunft: Aachener- Lindenthal Friedrich- Schmidt- Str. Kitsch- burger- Str. Lindenthal Fürst-Pückler-Str. H Str. H Aachener-Str./ Gürtel Zentrum Institut für Virologie A57 A1 Köln-Nord A3 Köln- Lövenich Aachener Str. Köln-Ost A4 Köln-West Dreieck-Heumar A4 A1 A555 Köln-Süd A59 4

6 2. Öffnungszeiten, Telefonnummern, Notfalluntersuchungen Öffnungszeiten: Montag Freitag 8:00 19:30 Samstag 8:00 16:00 Sonntag u. nachts (bis 2) Diensthandy für Notfallteste (s. u.) Wichtige Telefonnummern: Diagnostik-Sekretariat (Befundauskunft bis 16:15) 0221 / Karin Decker Vertretung: A. L. Petrucci Institut für Virologie Uniklinik Köln Fürst-Pückler-Str Köln karin.decker@uk-koeln.de Anforderung von Transportröhrchen 0221 / FAX 0221 / Diensthandy (8 bis 2, Mo-So) 0173 / Ansprechpartner für die virologische Beratung siehe Telefonnummern Seiten 6 und 7 Probentransport bei Notfällen (TAXI anfordern!!!) 0221 / Bitte fordern Sie bei Notfall-Untersuchungen immer ein TAXI an! Mit dem normalen Probentransport (Blutläufer) kann es mehrere Stunden dauern, bis die Probe unser Institut erreicht. Über das Diensthandy ist außerhalb der Öffnungszeiten von bis 24:00 Uhr (sonntags von 8:00-24:00 Uhr) ein Wissenschaftlicher Mitarbeiter erreichbar, um in dringenden Fällen Notfalluntersuchungen für folgende Parameter durchzuführen: HIV-Antigen/Antikörper Suchtest aus Serum HCV-Antikörper Suchtest aus Serum Hepatitis B-Surface Antigen (HBs-Antigen) aus Serum VZV-IgG aus Serum Norovirus-RNA (bis 20 Uhr) aus Stuhl Für Notfalluntersuchungen wenden Sie sich bitte an das Diagnostik-Sekretariat, nach 16:15 Uhr direkt an das Labor ( ) bzw. zwischen 19:00 und 24:00 Uhr (sonntags 8:00-24:00 Uhr) an den diensthabenden wissenschaftlichen Mitarbeiter (Diensthandy 0173 / ). In dringenden Fällen versuchen wir jeden von uns angebotenen Parameter innerhalb der Öffnungszeiten sofort nach Eingang der Probe zu analysieren (bitte tel. Anmeldung). 5

7 3. Ansprechpartner für die virologische Beratung Über das Diagnostiksekretariat ( ) können Sie innerhalb der Dienstzeiten mit dem jeweils diensthabenden Wissenschaftlichen Mitarbeiter verbunden werden oder Sie wenden sich direkt an eine der unten genannten Personen. Name Univ.-Prof. Dr. med. Florian Klein Institutsdirektor Telefon 0221 / (Sekretariat) florian.klein@uk-koeln.de Prof. Dr. med. Ulrike Wieland Fachärztin für Mikrobiologie, Virologie und Infektionsepidemiologie Oberärztin und stellvertretende Institutsdirektorin Univ.-Prof. Dr. rer. nat. Baki Akgül ulrike.wieland@uni-koeln.de Leiterin des Nationalen Referenzzentrums für Papillomund Polyomaviren baki.akguel@uk-koeln.de Dipl. Biologe Dr. med. Sabine Awerkiew sabine.awerkiew@uk-koeln.de Fachärztin für Mikrobiologie, Virologie und Infektionsepidemiologie Dr. med. Veronica Di Cristanziano veronica.di-cristanziano@ukkoeln.de Fachärztin für Mikrobiologie, Virologie und Infektionsepidemiologie 6

8 Name Telefon Dr. rer. nat. Rolf Kaiser Dipl. Biologe Bereichsleiter Molekulare Diagnostik und Resistenztestung Ansprechpartner für HIV- und Hepatitis- Resistenztestung Dr. rer. nat. Elena Knops Dipl. Biologin Ansprechpartnerin für HIV- und Hepatitis- Resistenztestung Dr. rer. nat. Steffi Silling Dipl. Biologin Koordinatorin des Nationalen Referenzzentrums für Papillomund Polyomaviren Dr. rer. nat. Gertrud Steger Dipl. Biologin Bitte wenden Sie sich bei Fragen, Unklarheiten, Beschwerden oder Problemen sofort an uns. Reklamationen können an jeden der o.g. Ansprechpartner gerichtet werden. 7

9 4. Handbuch für die Primärprobenentnahme 4.1. Hinweise zu Probenentnahme und Transport Während der Abnahme von Patientenproben müssen Einmalhandschuhe getragen werden. Besteht die Möglichkeit der Aerosolbildung/des Verspritzens bei der Probenabnahme, zusätzlich zu den Einmalhandschuhen Mundschutz und Schutzbrille tragen. Patientenproben müssen mit sterilem Abnahmebesteck entnommen und in sterilen Transportgefäßen befördert werden. Blutentnahmen sollten mit sicherem Blutentnahmebesteck (Sicherheits-Blutentnahmekanülen mit integrierter Kanülen- Schutzhülse; Sicherheitsflügel-Kanülen) erfolgen. Kanülen/Nadeln ohne integrierte Schutzmechanismen nach Probenabnahme niemals in die Schutzhülle zurückstecken (Verletzungsgefahr!), sondern direkt in den Sammelbehälter entsorgen. Das Abnahmebesteck (z.b. Kanülen, Skalpelle) muss sofort nach Abnahme in geeigneten Sammelgefäßen (z.b. Sharpsafe ) entsorgt werden, so dass sichergestellt ist, dass andere Personen sich an dem Annahmebesteck nicht verletzten können. Die Sammelbehälter dürfen nicht überfüllt werden und dürfen nur geschlossen transportiert werden. Bitte bekleben Sie alle eingesandten Probengefäße (nicht die Hüllen oder Verpackungen) mit einem Proben- Etikett (siehe auch Leistungsanforderung) unseres Anforderungsformulars und beschriften Sie das Etikett (vor dem Abziehen vom Formular) mit dem Namen des Patienten. Ohne klinische Angaben ist eine sinnvolle Beurteilung der Testergebnisse oft nicht möglich. Bitte markieren Sie bei Z.n. aktueller Impfung, Nadelstichverletzungen, Immundefizienz, Bluttransfusion/ Immunglobulin- Gabe, etc. die entsprechenden Felder auf unserem Anforderungsformular. Fordern Sie bei Notfalluntersuchungen (siehe Abschnitt 2) unbedingt einen Sondertransport per TAXI an (Tel. 5492), da uns die Probe sonst eventuell (insbes. bei Abnahme am Nachmittag) nicht mehr am Tag der Abnahme erreicht. Der normale Uniklinik-Probentransport fährt unser Institut dreimal pro Tag an (gegen 11, 14 und 16 Uhr; samstags zweimal gegen 8 und 11 Uhr) und liefert dabei alle Proben an, die bis ca. 9:30/10:00 h, 13 h bzw. 15 h in der zentralen Probenannahme im Zentrallaboratorium (LFI-Gebäude) angelangt sind. Wir benötigen für die Virusdiagnostik folgende Materialien: (für weitere Angaben wie minimale Probenmenge siehe Kapitel "Leistungsspektrum") Serologische Untersuchungen 10 ml Blut ohne Zusatz in sterilem Röhrchen (braune Monovette). Neben Serum kann auch EDTA-Blut (rote Monovette) für serologische Untersuchungen eingesandt werden. Ggf. eine zweite Blutprobe im Abstand von 1 bis 2 Wochen einsenden (Feststellung von Titer-Bewegungen). HIV-Testungen dürfen nur mit Einverständnis des Patienten durchgeführt werden. PCR-Untersuchungen PCR-Untersuchungen sind aus zahlreichen Materialien möglich. Auf unserem Anforderungsformular (siehe unten) sind neben der Analyse die jeweils geeigneten Materialien in Klammern angegeben. Entsprechende Angaben finden Sie auch im Kapitel Leistungsspektrum bei den jeweiligen Erregern. HCV-RNA und HIV-1 RNA Bestimmungen Proben für den Nachweis von HCV-RNA, für die HCV-Typisierung (Serum oder EDTA-Blut) und für den quantitativen HIV-1 RNA Nachweis (EDTA-Blut; Heparinblut ist für PCR nicht geeignet!) müssen wegen der Instabilität der viralen RNA möglichst schnell nach Abnahme in unser Labor gelangen (Transportzeit max. 24 h). Bitte nehmen Sie bei gleichzeitiger Anforderung von HCV und HIV-1 RNA zwei separate Röhrchen ab. 8

10 PCRs aus (Genital-)Abstrichen: Chlamydia trachomatis, HPV, HSV, VZV Chlamydia trachomatis, HPV-, HSV-, oder VZV-PCR-Untersuchungen können von Abstrichmaterialien nur durchgeführt werden, wenn diese in jeweils speziellen Abstrichröhrchen für Chlamydien- bzw. HSV/VZVoder HPV-PCR abgenommen wurden. Das Transportmedium für Chlamydia trachomatis PCR (M4RT Transport Medium) ist nur für Chlamydia trachomatis PCR geeignet. Die Transportmedien für HPV-PCR bzw. für HSV/VZV-PCR sind nicht für die Chlamydia trachomatis PCR geeignet (tel. Anforderung der Transportröhrchen unter ; Lagerung bei +2-8 C). Bei Abstrichen für die HPV-, HSV-, VZV oder Chlamydia trachomatis PCR muss der Tupfer nach der Probenabnahme unbedingt im Transportröhrchen verbleiben! Transportröhrchen, die keinen Tupfer enthalten, können nicht bearbeitet werden! Bitte nehmen Sie Abstriche für die Chlamydien-PCR mit den von uns versandten Tupfern mit Plastikstil ab (Swab Pack, Fa. Remel). Für Zervixabstriche benötigen Sie 2 Tupfer. Nur endozervikale Abstriche sind für die Chlamydien-PCR geeignet. Bei Männern bitte Urin einsenden (siehe unten). Abnahme von Zervixabstrichen für die Chlamydia trachomatis PCR: Zervixschleim mit dem ersten Tupfer entfernen und verwerfen. Den zweiten Tupfer in den endozervikalen Kanal einführen, bis die Tupferspitze nicht mehr sichtbar ist. Tupfer 3-5 Sekunden drehen (für die Abnahme von Zellen). Beim Zurückziehen des Tupfers Kontakt mit der Vaginalschleimhaut vermeiden! Tupfer in das Transportmedium (M4RT-Medium) geben und den Tupferstiel am Röhrchenrand abbrechen. Transportröhrchen fest verschließen und bei Raumtemperatur bzw C zum Labor transportieren lassen. Urin für die Chlamydia trachomatis PCR (Frauen und Männer) 2 Stunden vor Urinkollektion nicht urinieren und dann ml zu Beginn der Miktion in einem sauberen Polypropylen-Gefäß ohne Konservierungsmittel auffangen. Sammelgefäße, die Konservierungsmittel enthalten, dürfen NICHT benutzt werden. Die Probe muss innerhalb von 2 in das Labor gelangen (Transport bei Raumtemperatur bzw C). Biopsien für PCR-Untersuchungen Biopsien für PCR-Untersuchungen nativ (kein Einbett- oder Transportmedium) auf Trockeneis oder bei kurzem Transport auf Eis oder bei Raumtemperatur einsenden. Formalin-fixiertes paraffin-eingebettetes Gewebe ist ggf. auch geeignet. Urin, Liquor, Kammerwasser, BAL, Tracheal- oder Nasopharynxsekret, Rachen-/Nasenspülung, Sputum, Punktate, Fruchtwasser, Stuhl für PCR-Untersuchungen nativ in sterilen Einmalgefäßen/Röhrchen versenden. Knochenmark kann in EDTA-Röhrchen transportiert werden. Für Liquor-Untersuchungen (viraler DNA/RNA-Nachweis mittels PCRs bzw. Liquor/Serum-Antikörper- Indizes) benötigen wir mindestens 750 ul, idealerweise 1 ml Liquor. Bei Kammerwasser benötigen wir mindestens ul. Für Stuhl-Untersuchungen senden Sie bitte eine erbsen- bis bohnengroße Menge ein (1-2 ml). Bei den übrigen o.g. Materialien senden Sie bitte 1 bis 10 ml ein. Virusisolierung Die Virusisolierung ist nur in Spezialfällen nach telefonischer Rücksprache möglich und in der Regel nur in den ersten (3) Krankheitstagen erfolgsversprechend. Soweit verfügbar, sind PCR-Untersuchungen vorzuziehen. 9

11 Virusanzucht ist prinzipiell möglich für Adenoviren (Stuhl, Abstrich, resp. Sekrete, BAL, Urin), CMV (Urin), Enteroviren (Stuhl, Abstrich, Punktat, BAL, Liquor), HSV (Abstrich, Urin), Influenzaviren (Abstrich, BAL, TS, resp. Sekrete), VZV (Abstrich) Materialien für die Virusisolierung müssen so schnell wie möglich und nach Möglichkeit gekühlt (auf Eis - nicht einfrieren!) eingesandt werden. Proben möglichst frühzeitig abnehmen. Die Einsendung mehrerer aufeinanderfolgender Proben erhöht die Isolierungschance. Stuhl, Urin, Liquor, BAL, Punktat, Rachen- oder Trachelsekret nativ (ohne Zusätze) in sterilem Röhrchen/Transportgefäß einsenden. Für den Transport von Abstrichen (dürfen nicht austrocknen!) sind nur sterile Spezialröhrchen mit (rotem) Transportmedium (TM) für die Virusisolierung ( Virus-TM ) geeignet, die telefonisch bei uns bestellt werden können (Tel ) (Lagerung bei +4 C für 4 Wochen oder bei -20 C für 12 Monate, vor Gebrauch auftauen). Für die Abstrichabnahme muss ein steriler Tupfer benutzt werden. Sofort danach wird der Tupfer in das Transportmedium überführt und der Tupferstiel am Röhrchenrand abgebrochen. Das Transportröhrchen, das nun den Tupfer in Transportmedium enthält, fest verschließen und sofort, wenn möglich gekühlt, einsenden. Für die Isolierung von Influenzaviren (Rachen- o. Nasenabstriche in den ersten drei Krankheitstagen) ist o.g. Virus-TM nicht geeignet. Ein Spezialtransportmedium für Influenzaviren ist notwendig (tel. Bestellung ). Materialien für die Influenzavirus-Isolierung sollten unbedingt gekühlt eingesandt werden (auf Eis - nicht einfrieren!) Bläscheninhalt kann mit einer Tuberkulinspritze, in die zuvor etwas physiologische Kochsalzlösung aufgezogen wurde, abgenommen werden und in der verschlossenen Spritze nach Abnahme der Kanüle eingesandt werden. 10

12 4.2. Leistungsanforderung Die Leistungsanforderung erfolgt durch unser maschinenlesbares Anforderungsformular (siehe Abbildung auf der übernächsten Seite). Die aktuelle Version unseres Anforderungsformulars ist in unserem Diagnostik-Sekretariat bestellbar (Kontaktdaten siehe Abschnitt 2). Falls Ihnen unser Anforderungsformular aktuell nicht vorliegt, können Sie in Ausnahmefällen eine Kopie von unserer Homepage herunterladen. Zur Markierung Ihrer Anforderungen auf unserem Formular kann ein Bleistift oder Kugelschreiber benutzt werden. Bitte waagrechte Striche, die das ganze Feld füllen anbringen (senkrechte Striche oder Kreuze werden von dem Belegleser u.u. nicht erkannt und die Parameter nicht bestimmt). Auf dem Formular bitte nicht radieren und das Formular nicht knicken! Einsender aus der Uniklinik Köln kleben bitte das Patienten-Etikett und das Stations-Etikett auf die entsprechenden Felder. Sollten bei Notfällen noch keine Patienten-Etiketten vorhanden sein, kann das entsprechende Feld auch handschriftlich ausgefüllt werden (unbedingt nötig: Name, Vorname, Geburtsdatum). Bitte keine beschädigten Etiketten benutzen. Externe Einsender füllen das Patienten- Etikett-Feld handschriftlich aus oder kleben ihre eigenen Patientenetiketten auf und geben dort zusätzlich die Einsenderadresse an. Bitte markieren Sie das entsprechende Feld (im oberen Drittel der Karte rechts), wenn ein Notfall vorliegt. Ihr Auftrag kann von dem Belegleser an die Labor-EDV nur vollständig weitergegeben werden, wenn auf dem Formular Materialart(en) (im Feld Eingesandte Materialien) und die gewünschte(n) Analyse(n) markiert sind! Nur wenn Sie Abnahmetag und Abnahmezeit markieren, können Verzögerungen beim Probentransport, die Einfluss auf die Untersuchungsergebnisse haben, erkannt werden (z.b. können Abbau viraler RNA oder Degradierung behüllter Viren bei zu langem Probentransport zu falsch negativen PCR- oder Virusisolierungs-Resultaten führen). Angaben zur Diagnose oder Reiseanamnese bzw. das Markieren von klinischen Angaben wie Nadelstichverletzung, Z.n. aktueller Impfung, Immundefizienz/-suppression, Dialyse, Gravidität, etc. erleichtern uns die Beurteilung der Testergebnisse. Wenn Sie das Feld Diagnostikprogramm markieren und eine Fragestellung angeben, erfolgt die Auswahl des Testprofils durch einen unserer Wissenschaftlichen Mitarbeiter entsprechend der Fragestellung (siehe auch: Tabellen zur organbezogenen klinischen Symptomatik bei Virusinfektionen). Probenetiketten Pro Formular können maximal drei bzw. vier Probenröhrchen eingesandt werden (4 Proben-Barcode- Etiketten sind unten auf dem Formular angebracht). Für Liquor benutzen Sie bitte das Etikett mit dem grauen Randstreifen (untere Etiketten-Reihe rechts). Die restlichen drei Etiketten (mit blauen Randstreifen) können für jedes Material (außer Liquor) benutzt werden. Beschriften Sie das Etikett vor dem Abziehen von dem Formular mit dem Patientennamen. Kleben Sie das Etikett längs auf das Probengefäß, so dass die Schmalseite des Etiketts parallel zum oberen Gefäßrand ist und die Auftragsnummer auf dem farbigen Etikettenrand lesbar ist. Die Barcodelinien müssen im rechten Winkel zur Röhrchen-Achse verlaufen (siehe Skizze unten links auf unserem Anforderungsformular). 11

13 Name Vorname Geb.-Datum Anschrift Patienten- Etikett Geschlecht Version: Institut für Virologie UNIKLINIK KÖLN Nationales Referenzzentrum für Papillom- und Polyomaviren Direktor: Prof. Dr. Dr. h. c. H. Pfister Fürst-Pückler-Str Köln Tel. (0221) Fax (0221) Dienst-Handy: (bis 2) Internet: 1 Kostenträger 2 3 Ext. Einsenderadresse 4 5 Absender angeben! Einsender-Etikett Externe Einsender, bitte Adresse angeben! Tel.-Nr. f. Rückfragen: Fax-Nr.: Diagnose: Reiseanamnese Bemerkungen: Arzt / Ärztin (Name) / Funk-Nr. / Unterschrift Erstuntersuchung Folgeuntersuchung Therapiekontrolle NSV Indexpatient NSV Gestochene/r Z. n. aktueller Impf. Immundefizienz/-suppr. Dialyse Prä-OP Prä-Tx Gravidität Bluttransf./Immunglob. Bitte so markieren: nicht so 9 10 Montag Dienstag Mittwoch Donnerstag Freitag Samstag Sonntag Std Min. 13 stationär ambulant 14 Kasse privat Wissensch Nur nach telefonischer Anmeldung (Tel. s. o.) Notfall Immer Taxitransport (Tel ) 17 Eingesandte Materialien (zu Abnahme, Menge und Transport s. Rückseite) Serum (Se) EDTA-Blut (Ed) Heparin-Blut (He) Liquor (Li) Urin (Ur) Stuhl (St) Abstrich (Ab) von: BAL (Ba) Biopsie (Bi) von: Nasopharynxsekret (Np) Knochenmark (Km) Sputum (Sp) Sonstiges Unbedingt ankreuzen! Fetalblut (Fe) Fruchtwasser (Fw) Kammerwasser (Kw) Punktat (Pu) Rachen/Nasenspül. (Ra) Trachealsekret (Ts) Diagnostikprogramm entsprechend der Fragestellung (Auswahl des Profils / Stufendiagnostik durch den Laborarzt) ABD Mediaform (040) ABD Art.Nr Antigennachweise Adenoviren (St) Astroviren (St) Rotavirus (St) CMV-pp65 (He, Ed, in separatem Röhrchen!) Schnellteste (Material siehe Rückseite) RSV Ag Hanta Puumala IgM (Se) CMV-Quantiferon (He) Virusanzucht (Zellkultur) Nur in Sonderfällen nach telefonischer Rücksprache Sonstiges Name Barcode-Etikett nur so auf die Monovetten kleben! Serologische Nachweise (Se) Name Name CMV IgM CMV IgG Dengue IgM/G/NS1 EBV-Screening (a-ebv-vca-igg/m + a-ebna1-igg) EBV VCA IgM Nur bei NPC: EBV VCA IgA FSME IgM FSME IgG Hantaviren-Screening (Puumala IgM Schnelltest, Hantaviren (5 Serotypen) IgG/IgM) Hantaviren IgM Hantaviren IgG HHV6-IgM a-hiv 1/2 a-hiv IB HSV IgM HSV IgG Sandfliegenfieber-Virus IgM Sandfliegenfieber-Virus IgG Influenza A IgA Influenza A IgG Influenza B IgA Influenza B IgG Virologie Virologie Masern IgM Masern IgG Mumps IgM Mumps IgG Parvov. B19 IgM Parvov. B19 IgG Röteln IgM Röteln IgG Toxoplasm. IgM Toxoplasm. IgG VZV IgM VZV IgG VZV-Reaktivierung (IgA + IgG) Zikavirus IgM Zikavirus IgG Für erregerspez. Liquor-/Serum- Antikörper-Indizes Einsendeschein Neurologische Labordiagnostik des Instituts für Klin. Chemie benutzen. Die Proben werden an uns weitergeleitet Name Name Hepatitis-Viren Virologie Liquor für Virologie HAV IgM HAV IgG HBV-Screening (HBs-Ag, a-hbc) a-hbc a-hbc-igm HBs-Ag HBs-Ag quant. (Therapiekontrolle) a-hbs-titer HBe-Ag a-hbe HBV DNA quant. (Se, Ed) HBV Resistenz/ Genotyp. (Ed) a-hcv a-hcv IB HCV RNA quant. (Se, Ed) HCV Typisierung (Se, Ed) HCV Resistenz (Ed) HDV Gesamt-AK HDV RNA (Se, Ed) a-hev-igm a-hev-igg HEV RNA (St, Ed) Nukleinsäure-Nachw. (PCR) (Material) Separates Röhrchen! Adenov. (Ab, Ba, Bi, Ed, Km, Li, Np, Pu, Ra, St, Ts, Ur) BKV (Ed, Ur) Chlamydia trach. (Ab, Ur) CMV aus EDTA-Blut (quant.) CMV aus Urin CMV (Ab, Ba, Bi, Km, Kw, Li, Ts) Dengueviren (Se, Li) EBV (Bi, Ed, Km, Li) Enteroviren (Ab, Bi, Li, Se, St, Pu) erfasste Typen s. Rückseite; Parechoviren s. unten HHV6 (Ed, Li) HHV8 (KSHV) (Bi, Ed, Pu) HIV 1 RNA quant. (Ed, Li) HIV Resistenz RT/Protease (Ed) HIV Resistenz Integrase (Ed) HIV-1 Tropismus (Ed) HPV genital (Ab, Bi) HPV Haut (Bi) (Diagn. angeben) HSV (Ab, Bi, Ed, Kw, Li, Se, Pu) Influenza A/B (Ab, Ba, Sp, Np) JCV (Li, Bi) Noroviren (St) MCPyV (Bi, Ab) Parechoviren (Ab, Ba, Ed, Li, Np, Se, Ts, St) Parvovirus B19 (Se, Fw, Bi, Km) Rötelnvirus (Se, Fw, Fe, Ur) VZV (Ab, Bi, Ed, Fw, Kw, Li, Se, Pu) Zikavirus (Ed, Se, Ur) Untersuchungsblöcke Prä-OP Screening (HBsAg, a-hbc, a-hcv, a-hiv) Screening akute Hepatitis (HAV+HEV IgM, HBs-Ag, a-hbc, a-hcv) Nadelstichverl. ohne HBV-Impf. (HBs-Ag, a-hbc, a-hcv, a-hiv) Untersuchungsblöcke 23 Nadelstichverletzung 24 bei Z. n. HBV-Impfung 25 (a-hbs-titer, a-hcv, a-hiv) 26 Torch-Serologie 27 (Toxoplasmose IgM, Röteln IgM, 28 CMV IgM, HSV IgM) 29 Prae-Tx-Programm 30 Zwei (2!) Serumröhrchen einsenden! 31 (a-hbc, HBs-Ag, a-hcv, HCV-RNA, 32 a-hiv, HSV/VZV/CMV IgM/G, 33 EBV VCA IgM/G, EBNA1 IgG) 34 Post-Tx-Programm 35 1 Serum, 1 EDTA-Blut, 1 Urin! 36 (CMV IgM/G, CMV PCR [EDTA/Urin]) 37 Liquor-PCR für 38 neurotrope Viren 39 (HSV, VZV, CMV, EBV, Entero) 40 Liquor-PCR HSV + VZV 41 Prä-Allo KMT 42 1 Serum, 1 EDTA-Blut 43 (HBs-Ag, a-hbc, HBV-DNA, a-hcv, 44 HCV-RNA, a-hiv, HIV1-RNA, CMV IgM/G, EBV VCA IgM/G, EBNA 1 IgG, HSV IgM/G, 45 Toxopl. IgM/G, VZV IgM/G) 46 Prä-Auto KMT 47 1 Serum, 1 EDTA-Blut 48 (HBs-Ag, a-hbc, HBV-DNA, a-hcv, HCV-RNA, a-hiv, HIV1-RNA) 49 Respirator. Erregernachweis 50 PCR aus Ab, Ba, Np, Pu, Ra, Sp, 51 Ts (Influenza A/B, Parainfluenza, RSV, hmpv, Adeno-, Boca-, Corona-, Rhino/Enteroviren) Kardiotrope Viren 52 (Serum: Adeno-DNA, EBV-VCA IgG/M, EBV-EBNA1 IgG, Entero-RNA, Influenza A/B IgA/G, Mumps IgM, Parvovirus 53 B19 IgM/DNA, Röteln-IgM) Virale Durchfall-Erreger 54 (Adeno-, Astro-, Noro-, Rotaviren aus Stuhl) Wenn Sie einen der Untersuchungsblöcke (vorletzte und letzte Spalte) markieren, werden alle bei dem Untersuchungsblock aufgeführten Analysen durchgeführt: 12

14 Untersuchungsblock Analysen Prä-OP Screening Screening akute Hepatitis Hbs-Antigen, a-hbc, a-hcv, a-hiv HAV-IgM, HEV-IgM, Hbs-Antigen, a-hbc, a-hcv Nadelstichverletzung ohne HBV- Impfung HBs-Antigen, a-hbc, a-hcv, a-hiv Nadelstichverletzung bei Z.n. HBV- Impfung a-hbs-titer, a-hcv, a-hiv TORCH-Serologie Toxoplasmose-, Röteln-, CMV-, HSV-IgM Prä-Tx-Programm Bitte unbedingt zwei (2!) Serum- Röhrchen einsenden! Post-Tx-Programm Bitte 1 Serum-, 1 EDTA-Blut, und 1 Urin-Röhrchen einsenden! a-hbc, HBs-Antigen, a-hcv, HCV-RNA (PCR), a-hiv, HSV/VZV/CMV-IgM u. IgG, EBV-VCA-IgM u. -IgG, EBV-EBNA1-IgG CMV-IgM + IgG, CMV-DNA (PCR) aus EDTA-Blut u. Urin Liquor-PCR für neurotrope Viren HSV-, VZV-, CMV-, EBV-DNA, Enteroviren-RNA (PCR) Liquor-PCR HSV + VZV HSV- u. VZV-DNA (PCR) Prä-Allo KMT Bitte 1 Serum- und 1 EDTA-Blut, Röhrchen einsenden! Prä-Auto KMT Bitte 1 Serum- und 1 EDTA-Blut, Röhrchen einsenden! HBs-Antigen, a-hbc, HBV-DNA (PCR), a-hcv, HCV-RNA (PCR), a-hiv1/2, HIV1-RNA (PCR), HSV/VZV/CMV/Toxoplasma-IgM/IgG, EBV-VCA-IgM u. -IgG, EBV-EBNA1-IgG HBs-Antigen, a-hbc, HBV-DNA (PCR), a-hcv, HCV-RNA (PCR), a-hiv1/2, HIV1-RNA (PCR) Respiratorischer Erregernachweis aus Abstrich, BAL, Nasopharynxsekret, Punktat, Rachen-/Nasen-Spülung, Sputum, Trachealsekret (Abstrich in 1 ml Virus-Transportmedium oder in 1 ml steriler Kochsalzlösung) Multiplex-PCR zum Nachweis folgender Viren: Influenza A/B, Parainfluenza, RSV, humanes Metapneumo-, Adeno-, Boca-, Corona-, Rhino-/Enteroviren Kardiotrope Viren Bitte 2 Serumröhrchen einsenden! Adenoviren-DNA (PCR), EBV-VCA IgG/IgM, EBV-EBNA1- IgG, Enteroviren-RNA (PCR), Influenza A/B-IgA/IgG, Mumps-IgM, Parvovirus B19 IgM u. DNA (PCR), Rötelnvirus-IgM Virale Durchfall-Erreger Adeno-, Astro-, Noro-, Rotaviren im Stuhl 13

15 Liquor/Serum IgG-Quotienten (Antikörper-Indizes) Wir bieten die Bestimmung von Liquor/Serum IgG-Quotienten für Masernvirus, Rötelnvirus, Varizella-Zoster- Virus, Mumpsvirus, Cytomegalie-Virus und Herpes simplex Virus an. Der Test dient dem Nachweis einer intrathekalen Antikörper-Synthese gegen die jeweiligen Viren. Diese ist frühestens 10 Tage nach Infektion nachweisbar, und somit nicht zur Akutdiagnostik geeignet. Für den Test wird ein am gleichen Tag entnommenes Probenpaar aus Serum und Liquor benötigt. Für die Anforderung von Antikörper-Indizes aus Liquor und Serum (relativer Liquor/Serum IgG-Quotienten) benutzen Sie bitte NICHT unser übliches Anforderungsformular, sondern das unten (siehe nächste Seite) gezeigte Anforderungsformular Neurologische Labordiagnostik des Instituts für Klinischen Chemie (Zentrallabor, Tel ). Liquor und Serum werden vom Institut für Klinische Chemie nach Ermittlung von Gesamt-IgG-/ und Albuminwerten an uns weitergeleitet. Wissenschaftliche Studien Vor Anforderung von virologischen Untersuchungen im Rahmen wissenschaftlicher Studien ist eine Rücksprache mit dem Institutsdirektor erforderlich (Tel ). Nachforderung von Untersuchungen Sofern genug Material eingesandt wurde, lagern wir nach der Durchführung der angeforderten Teste verbleibendes Probenmaterial für circa 1 Jahr bei 20 C (serologische Untersuchungen) oder 80 C (Nukleinsäurenachweise). In diesem Zeitraum können ggf. zusätzliche Untersuchungen nachgefordert werden (Tel ) Wiederholungsuntersuchungen aufgrund analytischer Fehler werden kostenlos für die Einsender durchgeführt. 14

16 Anforderungsformular Neurologische Labordiagnostik des Instituts für Klinische Chemie (siehe Abschnitt Liquor/Serum IgG-Quotienten): 15

17 4.3. Vorgehen bei V.a. Vogelgrippe (Aviäre Influenza, z.b. Influenza A H5N1) Der Verdacht auf Vogelgrippe beim Menschen besteht bei direktem Kontakt mit erkrankten/verstorbenen Tieren oder mit einem bestätigten menschlichen Erkrankungsfall oder mit einem menschlichen Verdachtsfall und akutem Krankheitsbeginn innerhalb von 7 Tagen nach dem Kontakt mit Fieber >38 C und Husten oder Dyspnoe. Bei Vorliegen eines Verdachtsfalls sollte umgehend ein labordiagnostischer Erregernachweis (PCR) angestrebt werden. Differentialdiagnostisch sollte immer eine Untersuchung auf aviäre und humane Influenzaviren erfolgen. Bei Nachweis von hochpathogenen aviären Influenzaviren wird empfohlen, den Patienten mit Neuraminidasehemmern zu behandeln. Personen, mit denen der Patient Kontakt hatte, sollen prophylaktisch mit Oseltamivir behandelt werden (75mg/d bis 5d nach Ende der letzten Exposition). Es muss eine Meldung an das zuständige Gesundheitsamt und eine Übermittlung an das Robert Koch-Institut erfolgen. Untersucht werden können Nasopharynxabstriche, Trachealsekret, und Bronchiallavage (BAL). Rachenabstriche, Nasopharynxsekret und Sputum sind weniger gut geeignet. Gelabstriche können NICHT untersucht werden. Die Probengewinnung sollte von geschultem Personal unter strikter Einhaltung der zu beachtenden hygienischen Aspekte (Atemschutzmaske, Schutzkittel, Einmalhandschuhe) erfolgen. Bei Probenentnahme mit möglicher Aerosolbildung (Trachealsekret, BAL) müssen eine eng anliegende FFP3- Atemschutzmaske und eine Schutzbrille getragen werden. Abstriche sollten idealer weise in Röhrchen mit Virus-Transportmedium (rote Flüssigkeit) eingesandt werden, die bei uns erhältlich sind (Tel ). Falls diese Röhrchen nicht vorliegen, ist der Transport in physiologischer Kochsalzlösung (> 0,5 ml < 1 ml) möglich. Die PCR-Analyse nimmt etwa 4 Stunden in Anspruch. Wir bieten diesen Test während der normalen Dienstzeiten an. Um eine zügige Bearbeitung zu garantieren, bitten wir um telefonische Benachrichtigung und um Markierung der Einsendung als Notfall. Wir untersuchen nur Material von Menschen. Einsender von Untersuchungsmaterial von Tieren können sich an das Chemische und Veterinäruntersuchungsamt Rhein-Ruhr-Wupper (CVUA-RRW) wenden (Alte Gladbacher Str. 2-4, Krefeld, Tel ). Für aktuelle Informationen zu Influenzaviren siehe: und dort unter Infektionsschutz > RKI-Ratgeber für Ärzte > Influenza. 16

18 4.4. Vorgehen bei V.a. eine Infektion mit hochinfektiösen Erregern (Klasse IV-Erreger) Proben von Patienten mit V.a. auf eine Infektion mit Klasse IV-Erreger werden am Institut nicht untersucht und nicht angenommen. Klasse IV Erreger (siehe unten) können nur in Instituten mit S-4 Laboratorien untersucht werden. Bei entsprechender Anfrage bietet die/der diensthabende Wiss. MitarbeiterIn dem Einsender an, Kontakt mit einer der u.g. S4-Einrichtungen aufzunehmen, um die Probe anzukündigen und die Modalitäten des Transports zu besprechen (wegen näherer Lage wird zunächst Marburg kontaktiert). Alternativ können die Einsender direkt Kontakt mit der S4-Einrichtung aufnehmen. Parallel dazu wird die Krankenhaushygiene und die Stabsstelle Klinikangelegenheiten & Krisenmanagement informiert (Tel. siehe unten). Institut für Virologie, Phillips Universität Marburg, Hans-Meerwein-Str. 2, Marburg Dr. M. Eickmann (Leiter BSL-4 Labor): , (2); Prof. S. Becker (Institutsdirektor): oder 254, (2); Dr. C. Keller (Ltd. Arzt) oder ; Diagnostik Tel.: (2), Fax Der Probentransport wird vom Institut für Virologie der Universität Marburg organisiert. Bernhard-Nocht-Institut Bernhard-Nocht-Str. 74, Hamburg, Tel (24-stündige Rufbereitschaft) Falls der V.a. Klasse IV-Erreger erst nach Eintreffen der Probe in unserem Institut bekannt wird, darf die Probe NICHT geöffnet oder untersucht werden. Der/die BereichsleiterIn o. die/der Dienstärztin/arzt lokalisiert die Probe und isoliert sie unverzüglich durch folgende Maßnahmen: Information einer/s weiteren Wiss. Diagnostik-MitarbeiterIn zur Sicherstellung der Informationskette und der Logistik. Händedesinfektion, Anlegen eines Schutzkittels, eines Mundschutzes und einer Schutzbrille (Einmal- OP-Kittel, Mundschutz und Schutzbrillen liegen im Schrank im Probeneingangslabor). Anlegen von 2 Paar Einmalhandschuhen übereinander. Verbringen der Probe in einen geschlossenen unzerbrechlichen Behälter (Behälter mit der Aufschrift Behälter für die Zwischenlagerung von S4-Proben steht im Schrank im Probeneingangslabor). Danach das äußere Paar Handschuhe wechseln. Transport der Probe im geschlossenen Behälter unter die eingeschaltete Sicherheits-Werkbank im Virusisolierungslabor. Probe im geschlossenen Behälter dort stehen lassen, Mitarbeiter informieren und Virusisolierungslabor für weitere Arbeiten sperren ( Gesperrt -Hinweis an Türe hängen). Schutzkleidung unter Beobachtung einer 2. Person (zur Kontrolle, dass man sich dabei nicht kontaminiert) ablegen und gründliche Händedesinfektion mit Sterilium Virugard für 2 Minuten. Sofort telefonische Kontaktaufnahme mit einer der o.g. S4-Einrichtungen. Benachrichtigung der Zentralen Krankenhaushygiene UKK, Tel (Dienstarzt) oder Funk 4400 (Hygienefachkräfte) Benachrichtigung der Stabsstelle Klinikangelegenheiten & Krisenmanagement (Leiterin: Fr. Claudia Glörfeld, Tel. 6552) Benachrichtigung des Gesundheitsamts Köln Tel Probenversand nach Rücksprache mit Mitarbeitern o.g. S4-Einrichtungen in UN-Nr Transportverpackung für Klasse 6.2. (P620 Bio-Bottles sind im Schrank im Probeneingangslabor). Möglichst schnell Feststellung der Personen, die Kontakt mit dem Untersuchungsmaterial hatten und gründliche Desinfektion aller Geräte/Einrichtungsgegenstände, die Kontakt mit der Probe hatten mit Incidin Perfekt 3% (Einwirkzeit 4 Stunden). 17

19 Liste der humanpathogenen viralen Klasse IV Erreger gemäß GenTR/ BioMedR/ TRBA 462 Ebolavirus (hämorrhagisches Fieber) Guanaritovirus (Venezuelanisches hämorrhagisches Fieber) Hendravirus (Zoonose, Fledermäuse, Pferd; Resp.Trakt, Meningitis/Enzephalitis) Juninvirus (Argentinisches hämorrhagisches Fieber) Krim-Kongo-Fieber Virus (hämorrhagisches Fieber) Lassavirus (hämorrhagisches Fieber) Lujovirus (hämorrhagisches Fieber) Machupovirus (Bolivianisches hämorrhagisches Fieber) Marburgvirus (hämorrhagisches Fieber) Morbillivirus des Pferdes (Paramyxo-ähnliche Pferdeviren, siehe Hendravirus) Nipahvirus (Zoonose, Fledermäuse, Schweine; Resp. Trakt, Enzephalitis) Pockenviren (Variola-Major- und Variola-Minor-Virus) Sabiavirus (Brasilianisches hämorrhagisches Fieber) 18

20 5. Nationales Referenzzentrum für Papillom- und Polyomaviren Leitung Prof. Dr. med. Ulrike Wieland Labor & Koordination Dr. rer. nat. Steffi Silling Ansprechpartner für HPV- Zellkulturmodelle Jun.-Prof. Dr. rer. nat. Baki Akgül Leistungsangebot des NRZ: Beratung von Fachpersonal zu Fragen der Diagnostik, der Prophylaxe und der Therapie von Humanen Papillomvirus (HPV)- und Polyomavirus (HPyV)-assoziierten Erkrankungen Beratung von Laboratorien bei der Diagnostik von Papillom- und Polyomavirus-Infektionen Typisierungen von HPV in diagnostischen Sonderfällen nach vorheriger Absprache Isolierung und Sequenzierung neuer HPV-Typen sowie Abgabe der Plasmide auf Anfrage Nachweis von BKPyV, JCPyV, MCPyV und weiterer humaner Polyomaviren in diagnostischen Sonderfällen nach vorheriger Absprache Führen einer Sammlung diagnostischer Referenzmaterialien für HPV und HPyV sowie Abgabe auf Anfrage Durchführung von Fortbildungsveranstaltungen für Ärzte und Ärztinnen sowie Mitarbeiter/innen des öffentlichen Gesundheitsdienstes Evaluation von kommerziellen, diagnostischen Testsystemen für HPV und HPyV Unterstützung von nationalen und internationalen Ringversuchen zu HPV und HPyV Durchführung von epidemiologischen Studien, z.b. zur Aufklärung des Zusammenhangs von Erregernachweis und Erkrankung oder im Rahmen von Vakzinierungsstrategien Hinweise zum Materialversand an das NRZ: Geeignete Materialien für die HPV- und HPyV-DNA-Diagnostik sind Abstriche und Biopsien, für BKPyV Urinund EDTA-Blut, und für JCPyV Liquor und EDTA-Blut. Auch aus Paraffin-eingebettetem Gewebe kann virale DNA extrahiert werden. Abstriche für den DNA-Nachweis werden idealerweise in Transportmedium für die Zytologie (z.b. PreservCyt) versandt. Der Transport von Abstrichen und nativen Biopsien kann sofern nur DNA nachgewiesen werden soll - bei Raumtemperatur erfolgen. Biopsien können auch gekühlt (+4 C) oder auf Eis versendet werden. Für weitere Details zu geeigneten Materialien und Transport siehe Abschnitt 6 bei den einzelnen Erregern. Informationen zu Analen Dysplasien und Analkarzinom bei HIV- Infizierten finden Sie hier: Dysplasien_Analkarzinom_HIV_infizierten_ pdf Informaltionen zur HPV-Impfung finden Sie hier: sowie unter folgendem Link (herausgegeben von dem HPV Management Forum): Das NRZ für Papillom- und Polyomaviren ist Mitglied im Netzwerk für sexuell oder durch Blut übertragene Infektionen: 19

21 6. Leistungsspektrum Adenoviren (AV) Astroviren BK-Virus (BKV) Bocavirus Chlamydia trachomatis Cytomegalievirus (CMV) Coronaviren Dengue-Viren Epstein-Barr-Virus (EBV) Enteroviren Frühsommer-Meningoencephalitis (FSME) Virus Hantaviren Hepatitis-A-Virus (HAV) Hepatitis-B-Virus (HBV) Hepatitis-C-Virus (HCV) Hepatitis-D-Virus (HDV) Hepatitis-E-Virus (HEV) Herpes-simplex-Viren (HSV) Humanes Herpesvirus 6 (HHV-6) Humanes Herpesvirus 8 (HHV-8) Humanes Immundefizienz-Virus (HIV) Humane Papillomviren (HPV) Influenza-A-Viren Influenza-B-Viren Influenza A/B-Viren JC Virus (JCV) Masernvirus Merkelzell-Polyomavirus (MCPyV) Metapneumovirus (hmpv) Mumpsvirus Noroviren Parainfluenzaviren Parechoviren Parvovirus B Rhinoviren Rötelnvirus Rotaviren Respiratory-Syncytial-Virus (RSV) Sandfliegen-Fieber-Virus (SFV) Toxoplasma gondii Varizella-Zoster-Virus (VZV) Zikavirus Verschiedene Viren (Virusanzucht)

22 Einzeluntersuchungen alphabetisch nach Erregernamen (in Klammern: ICTV Nomenklatur) mit Angaben zu Testmethode, Untersuchungsmaterial, Probenmenge, Abnahme/Transport, Untersuchungsdauer, Indikation, Interpretation Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen Adenoviren (AV) (Adenoviridae) AG IC Stuhl 0,1 g erbsengr. DNA PCR Stuhl, Liquor, TS, BAL, Urin, Abstrich Nasen-/Rachensekret EDTA-Blut, Knochenmark DNA Multiplex -PCR Abstrich, BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ Nasen- Spülung, Punktat, Sputum, erbsengr. 2 5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml) 1 2 ml (1 ml) Abstrich in 1-2 ml Virus-Transportmedium; Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in Virus- Transportmedium oder in NaCl 0,9% (1 ml) pos/ neg Serum/ EDTA-Blut: Kopien/ml 0,5 h 4h bei V.a. virale GE V.a. Adenovirusinfektion (AV); virale Konjunktivitis, RT-Infekt., hämorrhag. Zystitis; Bei Immunsuppr. system. Infektionen möglich; Bei V.a. AV bei KM-TPL auch PCR aus EDTA-Blut: Intermediäres bzw. hohes Morbiditäts-Risiko ab 1000 bzw Kopien/ml. akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock Respirator. Erregernachweis enthalten; auch als Einzeltest (siehe oben) anforderbar. Astroviren (Astroviridae) AG EIA Stuhl 0,1 g erbsengr Mo-Fr/ bei V.a. virale GE; 2.-häufigste Erreger der viralen infantilen GE BK-Virus (BKV) (Human polyomavirus 1) DNA PCR Urin EDTA-Blut 2 5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml) Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. Serum/ EDTA-Blut: Kopien/ml Bei V.a. hämorrhag. Zystitis (KM- TPL, Leukämie), Ureterstenose (Kinder); Post-TPL-Nephropathie, selten Pneumonie, Meningoenzephalitits; asympt. Ausscheidung im Urin bei NTPL häufig; >10 7 Kopien/ml im Urin sind mit BKV- Nephropathie nach TPL bzw mit hämorrhag. Zystitis assoziiert. >10 4 Kopien/ml im EDTA-Blut (persistierend > 3 w) erhärten den V.a Post-TPL-Nephropathie (histologische Diagnosesicherung durch Nierenbiopsie). Bocavirus (Primate bocaparvovirus 1/2) DNA Multiplex -PCR Abstrich, BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ Nasen- Spülung, Punktat, Sputum 1 2 ml (1 ml) Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in Virus- Transportmedium oder in NaCl 0,9% (1 ml) 4h akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock Respirator. Erregernachweis enthalten. 21

23 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen Chlamydia trachomatis DNA PCR Zervix- Abstrich, Urin Trans- port max ml (1 ml) Chlamydien-TM! TM ohne Tupfer kann nicht bearbeitet werden! Urin: 2 h vor Kollektion nicht urinieren. 2 x pro w/ 6 h Schleim in zervikalen Proben kann die PCR beeinträchtigen und zu falsch-negativen Ergebnissen führen. Schleimfreie Proben empfohlen: einen (zu verwerfenden) Tupfer verwenden, um Zervixsekrete zu entfernen; Proben mit einem Blutanteil von mehr als 7% (v/v) können zu falsch-positiven Ergebnissen führen. Mutationen in den hochgradig konservierten Regionen der kryptischen Plasmid- DNA oder der Chromosomen-DNA von C. trachomatis, die durch die Primer bzw. Sonden des Tests abgedeckt sind, treten zwar selten auf, können jedoch zur Nichterkennung der Erreger führen. Nicht als Therapiemarker geeignet, da die nachgewiesene C. trachomatis Plasmid-DNA nach erfolgreicher Therapie noch vorliegen kann. Cytomegalievirus (CMV) (Human betaherpesvirus 5) IgG IgG Aviditätstest CMIA Serum 5 ml (500 ul) IgM CMIA Serum 5 ml (500 ul) DNA PCR EDTA-Blut, Urin, Liquor, Kammerwasser, BAL, TS, Abstrich, Biopsie, Knochenmark 2 5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml; Biopsie: 2 mm 3 ) Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. U/ml Kopien/ml (EDTA-Blut) bzw. 1 h 1 h CMV-IgG positiv ab 6 U/ml (erfolgte CMV-Infektion); bei 6-15 U/ml empfiehlt der Testhersteller die Testung einer 2. Serumprobe zur Bestätigung des IgG Status; obere Nachweisgrenze: > 250 U/ml. Bei Serokonversion im Rahmen der Primärinfektion kann IgG zeitgleich mit IgM oder 1-2 (-3) w nach IgM nachweisbar sein. Bei positivem CMV-IgG u. V.a. Primärinfektion (IgM positiv) kann mittels CMV-IgG Aviditätstest zwischen einer kürzlich erworbenen Primärinfektion (niedrige Avidität) und einer Nicht- Primärinfektion (hohe Avidität) unterschieden werden. bei Primärinfekt. (ab 1 w nach Symptombeginn) 2 m bis 1 a nachweisbar (bei Immunsuppr. > 2 a); ein neg. Resultat schließt aktive Infektion/ Reaktiv. nicht sicher aus. TORCH: neg. IgM schließt konnatale Infekt. nicht sicher aus (bei bis zu 80% der kongenital Infizierten ist IgM nicht nachweisbar; CMV-PCR aus Urin o. Speichel empfohlen!). u.a. Monitoring nach TPL. CMV- DNA im Vollblut (o. Plasma) korreliert mit erhöhtem Risiko einer system- ischen CMV-Erkrankung (>1000 Kopien/ ml). Im Urin ist eine asymptomat. CMV-Ausscheidung möglich. Nachweis von CMV-DNA in Liquor, BAL etc. spricht für aktive CMV-Infektion. Bei gastrointestinaler CMV-Infektion/Reaktivierung und selten auch bei CMV-Pneumonie kann der CMV-DNA Nachweis im Blut negativ bleiben. 22

24 Parameter pp65 Antigen* Quanti- feron- Test* Methode Material IFT ELISA EDTA-, Heparin- Blut Heparin- Vollblut Probenmenge optimal (minimal) 10 ml (5 ml) 10 ml Heparinblut Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Probe muss spätestens 2 nach Abnahme im Labor sein. Bitte separates Röhrchen abnehmen (d.h. für PCR + pp65 zwei Röhrchen!) 10 ml Heparinblut Die Probe muss nach Abnahme so schnell wie möglich bei RT in unser Labor transportiert werden (nicht auf Eis transportieren! niicht im Kühlschrank lagern, sondern bei RT, falls kein sofortiger Transport möglich) Ergebnis/ Dimension semiquantitativ: pos. Zellen pro Zellen reaktiv/ nichtreaktiv/ nicht ermittelbar Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Mo-Fr/ 5 h Mo-Fr/ 28 h Anmerkungen u. a. Monitoring bei TPL; Bei KM- TPL ungeeignet; Bei pos. Befund disseminierte Infektion, die asymptomatisch bleiben o. symptomatisch werden kann; bei 50 pos. Zellen/ Zellen sympto-mat. Infektion/ Reaktivierung sehr wahrscheinlich. Kann bis zu 1 w vor Symptombeginn pos. sein. Der Test misst die zelluläre Immunität gegen CMV. Vollblut wird mit CMV-Antigenen und Kontrollantigenen stimuliert und die Interferon-gamma Sekretion im Plasma gemessen. Fehlende Stimulierbarkeit (Testresultat nichtreaktiv) ist wegen fehlender zellvermittelter Anti-CMV-Immunität mit einem erhöhten Risiko für eine CMV-Reaktivierung verbunden. Anti- körper- Index (AI) EIA Serum + + Liquor, zeitgleiche Entnahme Serum 2 ml (120 ul) Liquor 0,75 ml (120 ul) Einsendung nur Mo - Fr und nicht am Samstag und nicht vor Feiertagen! Zeitgleiche Abnahme von Serum + Liquor Bitte nicht das normale Anforderungsformular für virologische Untersuchungen benutzen, sondern den Einsendeschein Neurologische Labordiagnostik (mittlere Spalte). Das Institut für Klinische Chemie leitet die Proben zur erregerspezif. AI-Bestimmung an uns weiter. relativer Liquor/ Serum IgG- Quotient 3 x pro w/ 1d < 1,5, normal (keine intrathekale IgG-Synthese gegen CMV). 1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen CMV möglich, sofern die Blut-Liquor- Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klinischen Chemie). >= 2,0, intrathekale IgG-Synthese gegen CMV liegt vor, sofern die Blut-Liquor-Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klin. Chemie). Der AI ist in der frühen Phase (1. Krankheitswoche) der Infektion unauffällig, da IgG im Liquor erst in der 2. Krankheitswoche ansteigt! Nach durchgemachter Infektion fällt der AI langsam (über Monate bis Jahre) ab. Im Rahmen chronisch entzündl. Erkrankungen des ZNS, wie z.b. Multipler Sklerose, können die AI für mehrere Erreger erhöht sein (unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen). Coronaviren (Coronaviridae) RNA Multiplex -PCR Abstrich, BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ Nasen- Spülung, Punktat, Sputum 1 2 ml (1 ml) Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in Virus- Transportmedium oder in NaCl 0,9% (1 ml) 4h akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock Respirator. Erregernachweis enthalten. Umfasst die Coronaviren 229E, OC43 und NL63 23

25 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen Dengue-Viren (Dengue virus) IgM+IgG EIA Serum 2 5 ml (100 ul) NS1-AG IC Serum 2 5 ml (150 ul) RNA PCR Serum, Liquor 2 5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml) 1 h Bei Fieber nach Tropenaufenthalt. IgM bei Primärinfektion frühestens 3-5 (-8) d nach Fieberbeginn für d (-8 m), bei Sekundärinfektion meist (aber nicht immer) ab d 20 positiv. IgG bei Primärinfektion meist ab d 14, bei Sekundärinfektion Titeranstieg ab d 1-2 nach Fieberbeginn. Bei neg. Test u. klinischem Verdacht: NS1-Antigen (s.u.) oder Kontrolleinsendung in 3-4 d oder PCR (Virämie 3 7 d). Kreuzreaktionen mit anderen Flaviviren sind möglich (Gelbfieber-, West Nil-, Japan. Enzephalitis-, FSME-Virus). Bei primärem oder sekundärem Dengue-Fieber von d1-d9 nach Fieberbeginn nachweisbar (Test- Spezifität 98,4%, Sensitivität 92,8%) Bei unklaren serologischen Dengue- Virus Befunden. Kurze Virämie (ca. 3-7 d). Epstein-Barr-Virus (EBV) (Human gammaherpesvirus 4) VCA-IgA IFT Serum 5 ml (100 ul) VCA-IgG EIA Serum 5 ml (10 ul) VCA-IgM EIA Serum 5 ml (10 ul) EBNA1- IgG VCA-IgG Avidität EIA Serum 5 ml (10 ul) EIA Serum 5 ml (10 ul) DNA PCR EDTA-Blut, Liquor, Biopsie, Knochenmark 2 5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml) Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. Titer bis > 1: 512 RE/ml RE/ml RAI (relativer Aviditätsindex) in % Kopien/ml (EDTA-Blut) bzw. pos./neg. 3x pro w/ Mo-Fr/ Titer erhöht ( 1:160) bei Nasopharynx-Karzinom ab 22 RE/ml positiv; bei akuter Infektion pos., danach lebenslang akute EBV-Infektion o. Reaktivierung, nach Primärinfekt w nachweisbar (event. länger); bei Primärinfektion in 5-10% kein IgM (VCA-IgG pos., EBNA-IgG neg.) ab 22 RE/ml positiv; frühestens 4-8 w nach Primärinfektion nachweisbar, d.h. EBNA-1 IgG schließt eine Primärinfektion aus; bei Immunsuppr. oft Verlust von EBNA-1 IgG; 5-10% der Infizierten bilden nie EBNA-1 IgG. Bei V.a. akute EBV-Infektion und nicht eindeutigen serologischen Befund mit o.g. Parametern ist bei immunkompetenten Patienten mittels Aviditätstesung die Unterscheidung zwischen akuter (niedrig-avide VCA-IgG, RAI <40%) und schon länger durchgemachter (hoch-avide VCA-IgG, RAI > 60%) EBV-Infektion möglich. Im Grenzwertbereich (RAI 40-60%) ist keine Aussage bezüglich des Infektionszeitpunkt möglich (dann Testwiederholung in 1-2 w). Bei V.a. EBV-Reaktivierung; bei Immunsuppression o. EBVassoziiertem Lymphom; bei V.a. Primärinfektion (EDTA-Blut) und unklarer EBV-Serologie 24

26 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen Enteroviren (Genus Enterovirus) RNA PCR Liquor, Pu nktat, Serum, Stuhl, Abstrich, Biopsie RNA Multiplex -PCR Abstrich, BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ Nasen- Spülung, Punktat, Sputum 2 5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml) 1 2 ml (1 ml) Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in Virus- Transportmedium oder in NaCl 0,9% (1 ml) Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in Virus- Transportmedium oder in NaCl 0,9% (1 ml) 4h V.a. Meningitis/Enzephalitis, Neugeborenen-Infekt.; Hand-Fuss- Mundkrankheit. Die PCR erfasst Coxsackie A-, Coxsackie B-, Echo-, Polio- und Enteroviren. akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock "Respirator. Erregernachweis" enthalten; auch als Einzeltest (siehe oben) anforderbar. Frühsommer-Meningoencephalitis (FSME) Virus (Tick-borne encephalitis virus) IgG EIA Serum 5 ml (20 ul) IgM EIA Serum 5 ml (20 ul) U/ml Mo-Fr/ Mo-Fr/ ab 165 Vienna-Units /ml positiv. Durchgemachte Infektion o. Z.n. Impfung; meist wie IgM bereits bei Krankheitsbeginn nachweisbar; AK gegen anderen Flaviviren (Dengue-, Gelbfieber-, West-Nil-Virus, Japan- Enzephalitis-V., HCV, u.a.) können kreuzreagieren. Diagnosesichernd ist ein Titeranstieg in einer 2. Serumprobe (Abstand 2-4 w). bei Krankheitsbeginn fast immer pos.; nach FSME-Impfung event. für einige w (schwach) positiv; Kreuzreaktivität siehe FSME-IgG Hantaviren (Hantaviridae) Puumala IgM IgG IgM IC Schnelltest Immunoblot Immunoblot Serum Serum Serum 2 5 ml (10 ul) 5 ml (50 ul) 5 ml (50 ul) pos/neg. 1 h Mo-Fr / 5 h Mo-Fr / 5 h Bei negativem Test u. klinischem V.a. Hanta-(Puumala-) Infektion Kontrolleinsendung in 3-7 d; Bei pos. Test sind Kreuzreaktionen zw. den versch. Hantavirus Serotypen möglich; IgM können einige Monate nach Infektion schwach positiv nachweisbar sein. akute o. durchgemachte Infektion. Der Test erfasst die 5 Hantavirus Serotypen Puumala (Europa), Dobrava (Europa), Hantaan (Asien), Seoul (Asien), Sin Nombre (Amerika); IgG sind kurz nach den IgM AK (s.u.) nachweisbar und bleiben wahrscheinlich lebenslang erhalten; Kreuzreaktionen zwischen den o.g. Serotypen sind möglich. frische Infektion; ab oder wenige d nach Krankheitsbeginn für 3-6 m positiv, in Einzelfällen 1-3 a nachweisbar; in Einzelfällen nur IgG nachweisbar; der Test erfasst die 5 Hantavirus Serotypen Puumala, Dobrava, Hantaan, Seoul, Sin Nombre; Kreuzreaktionen zwischen den o.g. Serotypen sind möglich. Bei negativem Test u. klinischem V.a. Hantavirus-Infektion bitte Kontrolleinsendung in 3-14 d; Bei pos. IgM und neg. IgG-Resultat sollte eine weitere Testung nach 1 w erfolgen. 25

27 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen Hepatitis-A-Virus (HAV) (Hepatovirus A) IgG CMIA Serum 5 ml (500 ul) IgM CMIA Serum 5 ml (500 ul) pos. / neg. 1,5 h 1 h IgG nach durchgemachter Infektion oder Impfung (Immunität). Bei Krankheitsbeginn fast immer positiv und für ca. 12 w (- 6m) nachweisbar, falsch positive Reaktionen sind (selten) möglich; ein positives Resultat sollte deshalb durch eine HAV-IgG-Bestimmung ergänzt werden. Hepatitis-B-Virus (HBV) (Hepatitis B virus) a-hbc CMIA Serum 5 ml (500 ul) a-hbc- IgM CMIA Serum 5 ml (500 ul) HBs-AG CMIA Serum 5 ml (300 µl bzw. 150 µl zerntrifugiert es Serum) HBs-AG quantitativ CMIA Serum 5 ml (500 ul) a-hbs CMIA Serum 5 ml (500 ul) HBe-AG CMIA Serum 5 ml (500 ul) a-hbe CMIA Serum 5 ml (500 ul) HBV-DNA Viruslast HBV- Genotypisierung/ Resistenz quant. PCR PCR u. Sequenz -analyse Serum EDTA EDTA-Blut (Serum) 5 ml (1 ml) 5 ml (2 ml) Das Serum sollte vor einer Heparintherapie entnommen werden, Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein IU/ml miu/ml IU/ml Nachweisgrenze = 10 IU/ml (1 IU =3,41 Kopien) Genotypisierung, Resistenzbestimmung 1 h 1 h 1 h 1 h 1,5 h 1 h 1 h 2 x pro w/ 6 h 1 x pro w/ >= 1 w Durchseuchungsmarker; Positiv nach HBV-Kontakt (akute, chron., abgelaufene Hepatitis B). Isoliert pos. a-hbc u.a. bei post-akuter HBV Infektion, HBV-Trägerstatus ohne nachweisbares HBsAG (Escape Mutanten, Immunkomplexe, sehr niedr. HBsAG Titer), passiver AK- Transfer, Anti-HBs-Verlust bei lange zurückliegender Primärinfektion, oder bei unspezifischer Reaktion akute HBV-Infektion, event. auch bei chron. Infekt. mit erhöhter Virusaktivität nachweisbar. Gelegentlich jahrelang und sogar länger als a-hbs nachweisbar. akute o. chronische Infektion; frühester serolog. Marker (ca. 6 8 w p.i.); Infektiosität! Bei sog. Low Level Carriern (okkulte HBV- Infektion) nicht nachweisbar (PCR+, <200 IU/ml) Therapieüberwachung bei chronischer Hepatitis B; Biomarker für die Prognose und das Ansprechen auf die Therapie. Die Nachweisgrenze liegt bei 0,05 IU/ml. Dynamischer Bereich des Tests bis 5000 IU/ml. Abgelaufene Infektion (bei pos. a-hbc) o. Z.n. Impfung (nur anti- HBs+); Immunität ab 10 miu/ml, langanhaltende Immunität ab 100 miu/ml akute o. chronische Infektion; hohe Infektiosität Bei Präcore/ Core Mutanten trotz hoher Infektiosität nicht nachweisbar (HBV-DNA > 2000 IU/ml, hoch-virämisch) Abschätzung des Hepatitis- Aktivitätsgrads; Positivität schließt eine Lebererkrankung nicht aus, inbes. bei HBV-DNA-Last > 2000 IU/ml ab 4 Wochen p.i. nachweisbar; > 2000 IU/ml spricht für starke Infektiosität; Therapiemonitoring; prognost. Marker; Dynamischer Bereich des Tests bis 10 9 IU/ml Resistenzbestimmung bei V.a. Nukleos(t)idanaloga-Resistenz; Genotypisierung: prognostischer Marker für Erfolg einer Interferon- Therapie (A u. B günstiger als C u. D) 26

28 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen Hepatitis-C-Virus (HCV) (Hepacivirus C) IgG CMIA Serum 5 ml (300 µl bzw. 150 µl zerntrifugiert es Serum) IgG IB Serum 5 ml (20 ul) HCV-Suchtest; in der Regel 7-8 w (Spannweite 2-26 w) nach Infektion positiv. Bei Immundefizienz/ suppression, Hämodialyse oder V.a. frische Infektion ist ein HCV-RNA- Nachweis vorzuziehen! Bestätigungstest bei erstmalig positivem Suchtest und fehlendem HCV-RNA Nachweis Infektiosität, V.a. frische Infektion (AK noch neg.), ab 1.-3 w p.i. nachweisbar; HCV-Ausschluss bei Immundefizienz, Dialyse (s.o.), Therapiekontrolle, prognostischer Marker vor Therapie-beginn, Risikoabschätzung bei vertikaler Transmission. Der Test erfasst die HCV-Genotypen 1 6. Bei interferon-freien Therapie- Regimen mit directly acting antivirals hat Genotyp (GT) 1 und insbesondere GT 1b die höchsten Heilungsraten. GT3 ist am schwierigsten zu behandeln. Bei V.a. Resistenz z.b. gegen HCV- Protease (NS3/4A) -Inhibitoren. HCV- RNA HCV Genotypisierung PCR PCR/ Sequenzierung PCR u. Sequenz -analyse Serum EDTA-Blut EDTA-Blut (Serum) EDTA-Blut 5 ml (1 ml) 2 5 ml (2 ml) 2 5 ml (2 ml) Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. IU/ml Quantifizier ungsgrenzen: 15 bis 100 MIO IU/ml Genotypen 1a-b,2a-b, 3,4,5,6 HCV Resistenzbestimmung Resistenzbestimmung 1 h Mo-Fr/ 6 h 3 x pro w/ 6 h 1(-2) x pro w/ (Sequenzanalyse 3-4 d) 1 x pro w/ >= 2 w Hepatitis-D-Virus (HDV) (Hepatitis delta virus) Gesamt- AK (IgG +IgM) EIA Serum 5 ml (100 ul) RNA PCR* Serum, EDTA-Blut 2 5 ml (2 ml) 2 x pro w/ 4h Mo-Fr/ 4h Nur bei Pat. mit bzw. Risiko für HBV sinnvoll. HDV ist ein defektes Virus, das als Hüllprotein HBsAg benötigt. Ko- o. Super-Infektion mit/bei HBV- Infektion möglich. Nur bei Patienten mit HBV-Infektion sinnvoll (siehe oben). Hepatitis-E-Virus (HEV) (Orthohepevirus A) IgM IgG Immuno blot Immuno blot Serum Serum RNA* PCR Stuhl, EDTA-Blut 5 ml (200 ul) 5 ml (200 ul) erbsengr. 2 5 ml (1 ml) 4h 4h 4h Akute Hepatitis nach Tropenaufenthalt; in Industrienationen relativ selten (rohes Schweinefleisch). IgM bei >= 90% 1-4 w nach Symptombeginn positiv (für ca. 3 m, in Einzelfällen länger) Positive Resultate sollten mittels PCR bestätigt werden. Eine akute EBV-Infektion kann zu falsch positiven Resultaten führen. Bei V.a. akute Hepatitis E und neg. IgM, zeitnah PCR aus Stuhl und serologische Kontrolle in 1-2 w. Bei Immunsupprimierten direkt PCR Bei akuter Hepatitis E kurz nach IgG positiv; nach durchgemachter Infektion (lebens)lang nachweisbar; HEV-RNA ist im Plasma 1-2 (-4) w, hauptsächlich vor Symptombeginn, und im Stuhl ab/kurz vor Symptombeginn für 3-4 (-8) w nachweisbar. Bei chronischer HEV- Infektion (selten und nur bei Immunsupprimierten) wurde HEV- RNA auch im Liquor nachgewiesen. 27

29 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen Herpes-simplex-Viren (HSV) (Human alphaherpesvirus 1/2) IgG EIA Serum 5 ml (20 ul) RE/ml durchgemachte Infektion ab 22 RE/ml IgM EIA Serum 5 ml (20 ul) DNA PCR Liquor Kammerwasser Abstrich Biopsie BAL, (Serum, EDTA-Blut) Positiv bei Primärinfektion u. eventuell bei ausgedehnten Rezidiven. Bei Rezidiven oft negativ. Bei V.a. HSV-Enzephalitis, V.a. Herpes genitalis, insbes. bei Schwangeren, Immunsuppress., V.a. konnatale HSV-Infektion, V.a. mukokutane/orale HSV- Infektion (insbes. bei Immunsupprimierten) Anti- körper- Index (AI) EIA Serum + + Liquor, zeitgleiche Entnahme 2 5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml; Biopsien: 2 mm 3 ) Serum 2 ml (120 ul) Liquor 0,75 ml (120 ul) Abstrich: TM wie für HPV-PCR oder Virus- Transportmedium oder in NaCl 0,9% (1 ml) Zeitgleiche Abnahme von Serum + Liquor Bitte nicht das normale Anforderungsformular für virologische Untersuchungen benutzen, sondern den Einsendeschein Neurologische Labordiagnostik (mittlere Spalte). Das Institut für Klinische Chemie leitet die Proben zur erregerspezif. AI-Bestimmung an uns weiter. relativer Liquor/ Serum IgG- Quotient 3 x pro w/ 1d < 1,5, normal (keine intrathekale IgG-Synthese gegen HSV). 1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen HSV möglich, sofern die Blut-Liquor- Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klinischen Chemie). >= 2,0, intrathekale IgG-Synthese gegen HSV liegt vor, sofern die Blut- Liquor-Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klin. Chemie). Der AI ist in der frühen Phase (1. Krankheitswoche) der Infektion unauffällig, da IgG im Liquor erst in der 2. Krankheitswoche ansteigt! Nach durchgemachter Infektion fällt der AI langsam (über Monate bis Jahre) ab. Im Rahmen chronisch entzündl. Erkrankungen des ZNS, wie z.b. Multipler Sklerose, können die AI für mehrere Erreger erhöht sein (unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen). Humanes Herpesvirus 6 (HHV-6) (Human betaherpesvirus 6A/B) IgM IFT Serum 5 ml (20 ul) DNA PCR EDTA-Blut Liquor 5 ml (750 ul) 3 x pro w/ 4h pos./ neg Mo-Fr/ bei V.a. auf Exanthema subitum (3- Tage-Fieber), mononukleose-ähnl. Bild bei Immunsuppr., sehr selten Enzephalitis, Hepatitis Bei Primärinfektion (asymptomatisch o. Fieber, Exanthema subitum, erfolgt in den ersten Lebensjahren) oder Reaktivierung positiv. HHV6- Reaktivierungen verlaufen i.d.r. asymptomatisch, bei Immunsupprimierten sind Organmanifestationen beschrieben (z.b. Enzephalitiden bei KM-TPL). Ca. 1% der Menschen trägt vererbte chromosomal integrierte HHV6- DNA. Dies führt ebenfalls zu positiven Testresultaten. 28

30 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen Humanes Herpesvirus 8 (HHV-8) Kaposi-Sarkom-assoziiertes Herpesvirus (KSHV) (Human gammaherpesvirus 8) DNA PCR Biopsie EDTA kl. Stanze (2 mm 3 ) 2 5 ml (1 ml) Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. 8 h HHV8-DNA ist in fast 100% aller Kaposi-Sarkom Biopsien nachweisbar. Eine negative PCR aus Biopsiematerial schließt ein KS nahezu sicher aus. 50% aller Patienten mit positiver PCR im EDTA-Blut (PBL) entwickeln bei vorhandener Immunsuppression ohne antiretrovirale Therapie in den nächsten 3 Jahren ein KS. Humanes Immundefizienz-Virus (HIV) (Human immunodeficiency virus 1, 2) HIV1/2 IgG + HIV p24- Antigen HIV1 oder HIV2 IgG HIV-1 RNA Viruslast HIV-1 Resistenzbestimmung HIV-1 Tropismus CMIA Serum 5 ml (300 µl bzw. 150 µl zerntrifugiert es Serum) IB Serum 5 ml (20 ul) PCR PCR u. Sequenz -analyse PCR u. Sequenz -analyse EDTA-Blut Liquor EDTA-Blut Liquor EDTA-Blut 5 ml (1 ml) Liquor: 650 ul bei weniger Material erhöht sich die Nachweisgrenze 5 ml (2 ml) 5 ml (2 ml) Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. Probe sollte 12 h (- 2) nach Abnahme im Labor sein. Probe sollte 12 h (- 2) nach Abnahme im Labor sein. / unbestimmt (nicht eindeutig) Kopien/ml Quantifizier ungsgrenzen: Kopien/ml Nachweis resistenzassoziierter Mutationen, Tropismus (X4/R5) 1 h Mo-Fr/ 3-5x pro w/ 6 h mehrmals pro w/ 2 w mehrmals pro w/ 2 w HIV-Suchtest; Bei V.a. auf kürzl. Exposition Kontrolle in 2-4 w oder HIV-PCR. Bei Kindern HIV+ Mütter können maternale AK bis zum 21. m nachweisbar sein. Bestätigungstest bei positivem Suchtest. Ein positives Resultat muss mit einer zweiten Serumprobe bestätigt werden. Differenzierung zw. HIV1 u. HIV2. Therapiekontrolle Infektionsmarker bei V.a. Primärinfektion (ab 10 d 2 w p.i. nachweisbar) oder vertikale Infektion; HIV-1 RNA Nachweis aus Liquor. Der Test erfasst die HIV-1 Gruppen M, O und N. HIV-2 wird nicht erfasst. bei V.a. Therapie-Resistenz gegenüber NRTIs, NNRTIs, PIs, FIs, EIs, INIs oder V.a. Infektion mit primär resistentem HIV-1 (siehe auch 6.: Befund der HIV- Resistenztestung). Die Generierung der Sequenzdaten erfolgt in Fremdvergabe im Institut für Immunologie und Genetik, Kaiserslautern, die Auswertung und Interpretation der Sequenzdaten erfolgt in unserem Institut. Vor Therapie mit CCR5-Coreceptor- Antagonisten (siehe auch 6.: Befund der HIV-Resistenztestung) Humane Papillomviren (HPV) (Papillomaviridae, Alpha-. Beta-, Gamma-, Mu/Nu-Papillomaviruses) High-risk HPV DNA genital Screening PCR Abstrich Tupfer in mindestens 1 ml ThinPrep PreservCyt TM; falls TM nicht verfügbar: trockener Tupfer In PreservCyt gelagerte Abstriche sind bis zu 6 Monate stabil. Lagerung und Transport bei 2 bis 30 C möglich. HPV16 HPV18/45 gepooltes Ergebnis für 11 weitere HR-HPV- Typen (HPV31, 33, 35, 39, 51, 52, 56, 58, 59, 66, 68) (Xpert HPV Test), 2 h Anwendungsgebiete: 1. Bei Zervixabstrichen ist die HPV- PCR zur Krebsvorsorge ergänzend zur PAP-Zytologie bei Frauen ab 30 a sinnvoll. Durch Kombination beider Methoden werden fast 100% zervikaler (Prä)kanzerosen erkannt. 2. Entscheidungshilfe (Triage) bei fragl. zytologischen Befunden 3. Kontrolluntersuchen (mit Zytologie/Histologie) nach Therapie von CIN2/3 o. Karzinom 4. Erkennung von Adenokarzinomen der Zervix (zytologisch oft nicht erkannt) 29

31 Parameter HPV DNA genital Typisierung HPV DNA kutan Methode Material PCR u. Hybridisierung mit typspezifischen Sonden PCR (versch. gruppenspezif. PCRs*) Abstrich Biopsie Biopsie Probenmenge optimal (minimal) 1 Tupfer in TM Biopsie: nativ 2 mm 3 Paraffineingebettetes Gewebe: 10 Schnitte á 5 µm Biopsie: nativ 2 mm 3 Paraffineingebettetes Gewebe: 5-10 Schnitte á 5-10 µm Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Abstrich: ideales TM für die HPV- PCR: ThinPrep PresevCyt (bei und anforderbar), falls nicht verfügbar phoshat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS) oder NaCl 0,9% (2-3 ml) TM ohne Tupfer kann nicht bearbeitet werden! Biopsie nativ bei RT oder auf Eis versenden Ergebnis/ Dimension Die HPV- Typisierung umfasst: High Risk: HPV16,18, 31,33,35, 39,45,51, 52,56,58,59 Mögliche High Risk: 26,30,34, 53,66-70, 73,82, (85,97) Low Risk: HPV6,11, 40, 42-44, und weitere LR-Typen Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer 2 x pro w/ 3 d 1-2 x pro w/ 1 d Anmerkungen Mit der PCR sind über 40 anogenitale HPV-Typen nachweisbar. Persistierende Infektion mit HR-HPV können zu präkanzerösen Läsionen u. Anogenitalkrebs führen. HPV6/11: oft Condylomata acuminata (Genitalwarzen). Siehe auch Abschnitt 9. Für Sonderanforderungen oder Studien bitte telefonische Rücksprache. HPV-Typisierung mittels RLB oder Sequenzanalyse* möglich. Betaund Gamma-HPV kommen auch auf gesunder Haut vor! Influenza-A-Viren (Influenza A virus) IgA IFT Serum 5 ml (10 ul) IgG IFT Serum 5 ml (10 ul) Titer 3 x pro w, Titer 3 x pro w, Akute/kürzliche Infektion o. Z.n. Impfung bei IgA 150 u./o. IgG IgA ist nicht bei jeder akuten Infektion nachweisbar. Kreuzreaktionen zw. Influenza A u. B mögl. siehe IgA Influenza-B-Viren (Influenza B virus) IgA IFT Serum 5 ml (10 ul) IgG IFT Serum 5 ml (10 ul) Titer 3 x pro w, Titer 3 x pro w, Akute/kürzliche Infektion o. Z.n. Impfung bei IgA 150 u./o. IgG IgA ist nicht bei jeder akuten Infektion nachweisbar. Kreuzreaktionen s.o. siehe IgA Influenza A/B-Viren (Influenza A/B virus) RNA PCR Abstrich, BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ Nasen- Spülung, Sputum RNA Multiplex -PCR Abstrich, BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ Nasen- Spülung, Sputum 2 5 ml (750 ul) 1 2 ml (1 ml) Transport so schnell wie möglich. Abstrich in Virus-Transportmedium oder in NaCl 0,9% (1 ml) Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in TM für die Virusiso-lierung oder in NaCl 0,9% (1 ml) pos./neg. 4h Der Test erfasst Influenza A (incl. neue H1N1) u. Influenza B Viren. akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock "Respirator. Erregernachweis" enthalten; auch als Einzeltest (siehe oben) anforderbar. 30

32 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen JC Virus (JCV) (Human polyomavirus 2) DNA PCR Liquor Biopsie Serum, EDTA-Blut 2 5 ml (750 ul) 2 mm 3 Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. ein negatives Resultat schließt eine PML nicht sicher aus (Liquor-PCR ist nur in 50-60% der Fälle positiv); bei V.a. auf PML kann auch die PCR aus Serum/EDTA-Blut sinnvoll sein (bei ca. 50% positiv). Masernvirus (Measles morbillivirus) IgG EIA Serum 5 ml (20 ul) IgM EIA Serum (Liquor) Anti- körper- Index (AI) EIA Serum + + Liquor, zeitgleiche Entnahme RNA PCR Oral Fluid, Rachenabstrich, Urin 5 ml (20 ul) Serum 2 ml (120 ul) Liquor 0,75 ml (120 ul) 2 5 ml (750 ul) Zeitgleiche Abnahme von Serum + Liquor Bitte nicht das normale Anforderungsformular für virologische Untersuchungen benutzen, sondern den Einsendeschein Neurologische Labordiagnostik (mittlere Spalte). Das Institut für Klinische Chemie leitet die Proben zur erregerspezif. AI-Bestimmung an uns weiter. IE/l relativer Liquor/ Serum IgG- Quotient Mo-Fr/ Mo-Fr/ 3 x pro w/ 1d 1 d nach Probeneingang/ 1 d ab 275 IE/l durchgemachte Maserninfekt. o. Z.n. Impfung. Bei trotz Impfung Erkrankten ist ein Anstieg um den Faktor 3 beweisend. Frische Infektion; IgM kann bei Exanthembeginn noch fehlen (Kontrolle 1-3 d später; PCR s.u.); IgM kann bis zu 6 w nachweisbar sein, in Einzelfällen auch länger. Nach Masern-Impfung event. positiv; Bei Geimpften mit Durchbruchserkrankung kann IgM negativ bleiben (PCR s.u.). Bei Immunsuppression event. nicht nachweisbar (PCR s.u.). Bei SSPE ist Masernvirus IgM oft im Liquor nachweisbar. < 1,5, normal (keine intrathekale IgG-Synthese gegen Masernvirus). 1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen Masernvirus möglich, sofern die Blut-Liquor-Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klinischen Chemie). >= 2,0, intrathekale IgG-Synthe-se gegen Masernvirus liegt vor, sofern die Blut-Liquor-Schranke intakt ist (s. Befunde Klin. Chemie). Der AI ist in der frühen Phase (1. Krankheitswoche) der Infektion unauffällig, da IgG im Liquor erst in der 2. Krankheitswoche ansteigt! Nach durchgemachter Infektion fällt der AI langsam (über Monate bis Jahre) ab. Bei SSPE ist der Masernvirus AI stark erhöht. Im Rahmen chronisch entzündl. Erkrankungen des ZNS, wie z.b. Multipler Sklerose, können die AI für mehrere Erreger erhöht sein (unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen). Bei Masern ist virale RNA bei Krankheitsbeginn für einige (wenige) Tage in Oral Fluid, Urin, oder mittels Rachenabstrich nachweisbar. Die Testung von Serum mittels PCR wird nicht empfohlen. 31

33 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen Merkelzell-Polyomavirus (MCPyV) (Human polyomavirus 5) DNA PCR Abstrich Biopsie 1 Tupfer in TM; Biopsie 2 mm 3 Abstrich: TM für die HPV-PCR oder phoshat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS) oder alkoholbasierte Transportmedien für die Zytologie (z.b. PreservCyt) oder NaCl 0,9% (2-3 ml) TM ohne Tupfer kann nicht bearbeitet werden! pos/neg oder MCPyV- DNA- Kopien pro Betaglobin- Gen-Kopie 2-3 x pro w, 1 d; MCPyV ist mit Merkelzell- Karzinomen der Haut assoziiert, kommt aber auch regelmäßig auf der Haut und Schleimhaut gesunder Personen vor. In Merkelzell-Karzinomen ist die MCPyV-DNA meist in das menschliche Genom integriert. Biopsie: nativ oder Paraffineingebettetes Gewebe (5-10 Schnitte a 5-10 um) humanes Metapneumovirus (hmpv) (Human metapneumovirus) RNA Multiplex -PCR Abstrich, BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ Nasen- Spülung, Punktat, Sputum 1 2 ml (1 ml) Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in Virus- Transportmedium oder in NaCl 0,9% (1 ml) 4h akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock "Respirator. Erregernachweis" enthalten. Umfasst hmpv-a und hmpv-b. Mumpsvirus (Mumps rubulavirus) IgG EIA Serum 5 ml (20 ul) IgM EIA Serum 5 ml (20 ul) RE/ml Mo-Fr/ Mo-Fr/ ab 22 RE/ml durchgemachte Mumpsinfekt. o. Z.n. Impfung; Bei trotz Impfung Erkrankten ist ein Anstieg um den Faktor 3 beweisend. Kreuzreaktion mit Parainfluenza möglich Akute Mumps-Infektion; IgM kann bei Krankheitsbeginn noch fehlen (Kontrolle 2-4 d später); bei 50% > 5 m nachweisbar. EBV- o. Parvovirus B19 Infektionen können aufgrund polyklonaler B- Zellstimmulierung zu falsch reaktiven Mumps-IgM Resultaten führen. Bei Mumps-Erkrankung trotz Impfung ist IgM häufig nicht nachweisbar (dann PCR* aus Urin, Rachenabstrich o. Oral Fluid oder IgG-Titerastieg nach 10 bis 14 d). * für die PCR leiten wir die Probe(n) an das NRZ für Mumps weiter. 32

34 Parameter Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer 3 x pro w/ 1d Anti- körper- Index (AI) Methode Material EIA Serum + + Liquor, zeitgleiche Entnahme Probenmenge optimal (minimal) Serum 2 ml (120 ul) Liquor 0,75 ml (120 ul) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Zeitgleiche Abnahme von Serum + Liquor Bitte nicht das normale Anforderungsformular für virologische Untersuchungen benutzen, sondern den Einsendeschein Neurologische Labordiagnostik (mittlere Spalte). Das Institut für Klinische Chemie leitet die Proben zur erregerspezif. AI-Bestimmung an uns weiter. Ergebnis/ Dimension relativer Liquor/ Serum IgG- Quotient Anmerkungen < 1,5, normal (keine intrathekale IgG-Synthese gegen Mumpsvirus). 1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen Mumpsvirus möglich, sofern die Blut-Liquor-Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klinischen Chemie). >= 2,0, intrathekale IgG-Synthe-se gegen Mumpsvirus liegt vor, sofern die Blut-Liquor-Schranke intakt ist (s. Befunde Klin. Chemie). Der AI ist in der frühen Phase (1. Krankheitswoche) der Infektion unauffällig, da IgG im Liquor erst in der 2. Krankheitswoche ansteigt! Nach durchgemachter Infektion fällt der AI langsam (über Monate bis Jahre) ab. Im Rahmen chronisch entzündl. Erkrankungen des ZNS, wie z.b. Multipler Sklerose, können die AI für mehrere Erreger erhöht sein (unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen). Noroviren (Genus: Norovirus) RNA PCR Stuhl erbsengr. Stuhlmenge Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. Bei V.a. virale Gastroenteritis; Erkrankte können nach Abklingen der Symptome für mehrere d w Viren im Stuhl ausscheiden Parainfluenzaviren (Genus: Respirovirus bzw. Rubulavirus) RNA Multiplex -PCR Abstrich, BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ Nasen- Spülung, Punktat, Sputum 1 2 ml (1 ml) Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in Virus- Transportmedium oder in NaCl 0,9% (1 ml) 4h akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock "Respirator. Erregernachweis" enthalten; bei Ausbrüchen auch als Einzeltest (nach tel. Rücksprache!) anforderbar. Umfasst Parainfluenzaviren 1, 2, und 3. Parechoviren (Genus: Parechovirus) RNA PCR* Abstrich, BAL, Serum, EDTA-Blut, Liquor, TS, Nasopharynxsekret, Stuhl 2 5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml); erbsengr. Stuhlmenge Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. 4h V.a. akute Parechovirusinfektion. Parechoviren können bei Neugeborenen und Säuglingen sepis-ähnliche Erkrankungen, Meningitis, Enzephalitis und Hepatitis verursachen. Jenseits des Säuglingsalters können sie asymptomatisch oder als (meist milde) respiratorische und/oder gastrointestinale Infekte (Gastroenteritis, Diarrhoe) verlaufen. Parvovirus B19 (Primate erythroparvovirus 1) IgG EIA Serum 5 ml (10 ul) IgM EIA Serum NS-Blut 5 ml (10 ul) IE/ml ab 5,5 IE/ml positiv; durchgemachte Infektion o. passive Antikörpergabe frische Ringelröteln (Erythema infectiosum); IgM kann trotz akuter Infektion nicht o. nur kurz nachweisbar sein! Neg. IgM schließt Infektion nicht sicher aus (PCR!). ANA o. EBV-IgM-pos. Proben können zu falsch pos. Resultaten führen. 33

35 Parameter Methode Material DNA PCR Serum, EDTA-Blut, Fruchtw., Biopsie, NS-Blut, Punktat, Knochenm. Probenmenge optimal (minimal) 2 5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml; Biopsie: 2 mm 3 ) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. Ergebnis/ Dimension bzw. Serum/ EDTA-Blut: Kopien/ml Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen PCR bereits in IKZ vor Exanthem pos.; Bei V.a. fetale Infektion, aplast. Krise bei hämolytischer Anämie, chronischer Infektion bei Immunsuppression, Arthritis Rhinoviren (Rhinovirus) RNA Multiplex -PCR Abstrich, BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ Nasen- Spülung, Punktat, Sputum 1 2 ml (1 ml) Probe sollte 2 nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in Virus- Transportmedium oder in NaCl 0,9% (1 ml) 4h akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock "Respirator. Erregernachweis" enthalten. Rötelnvirus (Rubella virus) IgG CMIA Serum 5 ml (500 ul) IgM CMIA Serum 5 ml (500 ul) Anti- körper- Index (AI) EIA Serum + + Liquor, zeitgleiche Entnahme RNA PCR Serum Fruchtw. Fetalblut Urin, NS-Blut Serum 2 ml (120 ul) Liquor 0,75 ml (120 ul) 2 5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml) Zeitgleiche Abnahme von Serum + Liquor Bitte nicht das normale Anforderungsformular für virologische Untersuchungen benutzen, sondern den Einsendeschein Neurologische Labordiagnostik (mittlere Spalte). Das Institut für Klinische Chemie leitet die Proben zur erregerspezif. AI-Bestimmung an uns weiter. IU/ml relativer Liquor/ Serum IgG- Quotient 1 h 1 h 3 x pro w/ 1d 1 d nach Probeneingang/ 1 d durchgemacht Infektion o. Z.n. Impfung; Immunität ab 10 IU/ml V.a. akute Infektion; IgM bei Symptombeginn event. noch neg.; 4-8 w, gelegentlich > 1 Jahr nachweisbar; bei Reinfektion eventuell pos. Bei V.a. konnatale Röteln PCR aus Urin u. Serum empfohlen! < 1,5, normal (keine intrathekale IgG-Synthese gegen Rötelnvirus). 1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen Rötelnvirus möglich, sofern die Blut- Liquor-Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klinischen Chemie). >= 2,0, intrathekale IgG-Synthe-se gegen Rötelnvirus liegt vor, sofern die Blut-Liquor-Schranke intakt ist (s. Befunde Klin. Chemie). Der AI ist in der frühen Phase (1. Krankheitswoche) der Infektion unauffällig, da IgG im Liquor erst in der 2. Krankheitswoche ansteigt! Nach durchgemachter Infektion fällt der AI langsam (über Monate bis Jahre) ab. Im Rahmen chronisch entzündl. Erkrankungen des ZNS, wie z.b. Multipler Sklerose, können die AI für mehrere Erreger erhöht sein (unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen). bei V.a. fetale Röteln-Infektion (PCR aus Choriozotten 0-20 d, Fruchtw d, NS-Blut d nach Exanthem) Bei V.a. konnatale Röteln PCR aus Urin u. Serum! Rotaviren (Rotavirus) AG IC Stuhl erbsengr. Menge 0,5 h bei V.a. virale GE; häufigste Erreger der viralen infantilen GE 34

36 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen Respiratory-Syncytial-Virus (RSV) (Human orthopneumovirus) RNA Multiplex -PCR Abstrich, BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ Nasen- Spülung, Punktat, Sputum 1 2 ml (1 ml) Probe sollte h nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in Virus- Transportmedium oder in NaCl 0,9% (1 ml) 4h akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock "Respirator. Erregernachweis" enthalten; bei Ausbrüchen auch als Einzeltest (nach tel. Rücksprache!) anforderbar. Umfasst RSV-A und RSV-B. Sandfliegen-Fieber-Virus (SFV) (Sandfly fever Naples phlebovirus) IgG IgM Immunoblot V.a. akute o. durchgemachte SFV Infektion. Der Test erfasst die SFV Serotypen Toskana und Sizilien. IgG sind kurz nach/mit den IgM AK (s.u.) nachweisbar und bleiben wahrscheinlich lebenslang erhalten. Kreuzreaktionen mit Rheumafaktoren und anderen SFV- Serotypen möglich. Akute SFV Infektion. Der Test erfasst die SFV Serotypen Toskana und Sizilien. IgM ab Krankheitstag pos. In der Frühphase der Infektion können IgM noch negativ sein (erneute Testung in 1-3 w). Kreuzreaktionen mit Hantavirusund Malaria-Antikörpern und anderen SFV-Serotypen möglich. Eine EBV-Infektion kann zu falschpositiven Ergebnissen führen. Bei pos. IgM und neg. IgG weitere Testung nach 1 w. Immunoblot Serum Serum 5 ml (50 ul) 5 ml (50 ul) Mo-Fr/ 5 h Mo-Fr/ 5 h Toxoplasma gondii IgG CMIA Serum 5 ml (500 ul) IgM CMIA Serum 5 ml (150 ul) IgM ELFA Serum 1 2 ml (100 ul) IU/ml 1 h 1 h 1 h ab 3 IU/ml durchgemachte (o. akute) Infektion. Kann in der Frühphase der Infektion negativ sein. In der Anfangsphase der Primärinfektion kann IgM noch neg. sein; kann danach über 1 a persistieren. Bei positivesm Ergebnis, muss, insbesondere bei Schwangerschaft oder klinischer Symptomatik, durch weitere Abklärungsverfahren (Avidität von IgG, IgA-AK, IB, PCR) eine aktive von einer inaktiven oder abklingenden Infektion mit persistierenden IgM-Antikörpern differenziert werden (Konsiliarlabor für Toxoplasma Universitätsmedizin Göttingen). bei TORCH (geringe Serummenge). IgM kann trotz konnataler Infektion in ersten Lebenswochen neg. sein. Bei V.a. konnatale Infektion auch IgA-AK, IB und PCR aus Kammerw., Liquor o. EDTA-Blut (Konsiliarlabor für Toxoplasma Universitätsmedizin Göttingen oder Parasitologie Uniklinik Bonn) 35

37 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen Varizella-Zoster-Virus (VZV) (Human alphaherpesvirus 3) IgG EIA Serum 5 ml (20 ul) (Schnelltest: 100 ul) IgM EIA Serum 5 ml (20 ul) IgA EIA Serum 5 ml (20 ul) DNA PCR Liquor, Kammerwasser, Fruchtw., Biopsie, Abstrich, BAL, Punktat, Serum, EDTA-Blut Anti- körper- Index (AI) EIA Serum + + Liquor, zeitgleiche Entnahme 2 5 ml (750 ul; Blutproben: 1 ml; Biopsie: 2 mm 3 ) Serum 2 ml (120 ul) Liquor 0,75 ml (120 ul) Abstrich: TM wie für HPV-PCR oder Virus- Transportmedium oder in NaCl 0,9% (1 ml) Zeitgleiche Abnahme von Serum + Liquor Bitte nicht das normale Anforderungsformular für virologische Untersuchungen benutzen, sondern den Einsendeschein Neurologische Labordiagnostik (mittlere Spalte). Das Institut für Klinische Chemie leitet die Proben zur erregerspezif. AI-Bestimmung an uns weiter. IE/l relativer Liquor/ Serum IgG- Quotient 3 x pro w/ 1d durchgemachte (o. akute) Infektion o. Z.n. Impfung ab 110 IE/l; bei Primärinfektion gel. vor IgM nachweisbar; bei Folgeuntersuchungen weisen Änderungen > Faktor 3 auf Rezidive/ Reaktivierung hin. Kreuzreaktion mit HSV möglich. Bei Windpocken ab 4. Krankheits tag für 6-12 w pos; bei Rezidiven oft negativ; bei ausgedehnten Rezidiven event. pos. Bei V.a. Zoster/VZV-Reaktivierung; kann auch bei Primärinfektion (bzw. Impfung) positiv sein. Bei V.a. VZV-Enzephalitis, Pneumonie, konnatale Infektion, Augen-Infektionen, DD Zoster/HSV insbes. bei Immunsuppression < 1,5, normal (keine intrathekale IgG-Synthese gegen VZV). 1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen VZV möglich, sofern die Blut-Liquor- Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klinischen Chemie). >= 2,0, intrathekale IgG-Synthe-se gegen VZV liegt vor, sofern die Blut- Liquor-Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klin. Chemie). Der AI ist in der frühen Phase (1. Krankheitswoche) der Infektion unauffällig, da IgG im Liquor erst in der 2. Krankheitswoche ansteigt! Nach durchgemachter Infektion fällt der AI langsam (über Monate bis Jahre) ab. Im Rahmen chronisch entzündl. Erkrankungen des ZNS, wie z.b. Multipler Sklerose, können die AI für mehrere Erreger erhöht sein (unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen). Zikavirus (Zika virus) IgG EIA Serum 5 ml (20 ul) RE/l Durchgemachte Infektion ab 22 RE/ml. IgG Antikörper gegen Zikavirus sind bei Primärinfektion zeitgleich oder 2-3 Tage nach IgM Antikörper (s.u.) nachweisbar. Bei vorausgegangener oder akuter Infektion oder Impfung mit anderen Flaviviren (z.b. Dengue, Gelbfieber, FSME, West-Nil-Virus) muss mit Kreuzreaktionen gerechnet werden! 36

38 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) IgM EIA Serum 5 ml (20 ul) RNA PCR Urin Serum EDTA- Plasma 2-5 ml (1 ml) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer 4h Anmerkungen Ab dem d nach Primärinfektion für ca. 12 w positiv. Kreuzreaktionen mit anderen Flaviviren sind möglich (siehe oben)! Falsch positive Resultate können bei Patienten mit mit akuten Plasmodien-Infektionen (Malaria) auftreten. Bei zurückliegendem Kontakt mit anderen Flaviviren kann die IgM-Antwort verzögert sein oder ganz ausbleiben! Bei akuter Zikavirus-Infektion ist Zikavirus-RNA 3 bis 7 (-13) Tage nach Symptombeginn im Serum/Plasma und im Urin bis 2-3 Wochen nach Symptombeginn nachweisbar. Ab dem 8. Tag nach Symptombeginn ist eine serologische Testung (IgM/IgG- Nachweis) empfohlen. Verschiedene Viren (Virusanzucht) Virusanzucht* Zellkultur Abstrich Stuhl Nasen-/ Rachensekret BAL, Urin, Liquor, Punktat 1 Tupfer in TM; 1 2 ml (0,2 ml) erbsengr. Stuhlmenge Virus-Transportmedium bzw. Spezial-Transportmedium für Influenzaviren schneller Transport (< 12h) auf Eis pos./ neg Nur nach Rücksprache/ 2-14 d Nur in Sonderfällen nach telefonischer Rücksprache; i.d.r. nur in den ersten 3 Krankheitstagen erfolgreich; Virusanzucht ist z.b. möglich für Adenoviren (Stuhl, Abstr., resp. Sekrete, BAL, Urin), CMV (Urin), Enteroviren (Stuhl, Abstr., Punktat, BAL, Liquor), HSV (Abstr., Urin), Influenzaviren (Abstr., BAL, TS, resp. Sekrete) VZV (Abstr,). Soweit verfügbar, sind PCR- Untersuchungen vorzuziehen (höhere Sensitivität, kürzere Testdauer). * accredendum (Durchführung in einem akkreditierten Labor außerhalb des akkreditierten Verfahrens) Anmerkungen: Messunsicherheit bei quantitativen Testen: Wie bei allen Messungen können bei quantitativen Testen Messunsicherheiten auftreten. Die Messunsicherheit für die einzelnen quantitativen Teste (Variationskoeffizient der Positivkontrollen) ist auf Anfrage erhältlich. 37

39 7. Genotypisierung und Resistenztestung (Dr. R. Kaiser und Dr. E. Knops) Alle Systeme werden kontinuierlich weiterentwickelt. Kommentare sind stets willkommen und bei Fragen stehen wir Ihnen gerne zur Verfügung: ( ) 7.1 HBV Hepatitis-B-Virus Diese Untersuchung ermöglicht die Bestimmung des Hepatitis-B-Virus-Genotyps, den Nachweis von Resistenzen gegenüber anti- HBV-Medikamenten, sowie von Immun- und Detektions-Escape-Varianten. Die Hepatitis-B-Sequenzanalyse nach PCR umfasst das HBV-Surface und das HBV- Polymerasegen. Dies ermöglicht den gleichzeitigen Nachweis eventuell vorliegender Resistenzen gegenüber antiviralen Medikamenten wie Lamivudin (3TC), Adefovir (ADF), Entecavir (ETV), Telbivudin (LdT) und Tenofovir (TDF), und die Bestimmung des HBV-Genotyps (Typen A-H). Die Sequenzanalyse gibt außerdem Aufschluss über das Vorhandensein sogenannter Detektions-Escape-Varianten deren Erkennung in manchen Analysesystemen beeinträchtigt sein kann, sowie von Immun-Escape-Mutanten, die resistent gegenüber der passiven und aktiven Immunisierung sind. Die Durchführung des Tests ist jedoch nur dann möglich, wenn der Patient zur Zeit der Blutentnahme auch HBV-DNA-positiv ist. Gegebenenfalls sollte vor der Resistenztestung auch eine Bestimmung der HBV-Viruslast durchgeführt werden. Eine HBV-Resistenztestung ist sinnvoll bei einem sogenannten virologischen Versagen gegenüber antiviralen Medikamenten, sowie bei Verdacht auf eine Übertragung eines resistenten Hepatitis-B-Virus. 7.2 HCV Hepatitis-C-Virus Das Untersuchungsspektrum umfasst neben der Bestimmung des HCV-(Sub-)Genotyps, die Resistenzanalyse gegenüber den neuen Medikamenten, den sogenannten direkt agierenden Agenzien (DAAs) in den unterschiedlichen Zielregionen des Virus. Damit ist nicht nur die Bestimmung des Genotyps und Subgenotyps möglich, sondern auch die Bestimmung des Clades (z.b. HCV 1a clade I). 38

40 Die hohe Variabilität von HCV und die damit verbundene unterschiedliche Empfindlichkeit auf die mittlerweile verfügbaren DAAs macht eine Sequenzanalyse der Zielregionen der DAAs sinnvoll. Derzeit umfasst das die HCV-Regionen NS3, NS5A und NS5B. Das bekannteste Bespiel ist die Q80K Mutation in der NS3-Region, die mit einer verminderten Sensitivität gegenüber Simeprevir (Olysio) verbunden ist. Im NS5A- Bereich sind eine Reihe von Aminosäuresubstitutionen beschrieben worden, die ebenfalls mit einer verminderten Empfindlichkeit gegenüber den NS5A-Inhibitoren Daclatasvir (Daklinza), Ledipasvir (im Kombinationspräparat Harvoni erhältlich) und Ombitasvir (als Kombinationspräparat Viekirax erhältlich) einhergeht. Die Auswertung der Sequenzen erfolgt mit dem Interpretationstool geno2pheno [HCV] ( Neben der Sequenzanalyse zu Baseline (bei Therapiestart), welche eine exakte Sub-Genotyp-Bestimmung ermöglicht, liefert die Baseline Analyse im Vergleich zu der Probe bei Therapieversagen die Auskunft, ob sich ein resistentes Virus entwickelt hat oder ob die Ursache des Therapieversagens andere Gründe hat. 39

41 7.3 HIV Humanes Immundefizienz-Virus Das Untersuchungsspektrum umfasst bei HIV neben der Bestimmung der Empfindlichkeiten gegenüber antiretroviralen Medikamenten in den verschiedenen Zielregionen des Virus auch die Bestimmung des HIV1- Subsyps und die Analyse des Tropismus/Korezeptorgebrauchs. Damit ist eine Resistenzbestimmung gegenüber Medikamenten der verschiedenen Klassen gemäß der EBM-Abrechnung möglich Protease und Reverse Transkriptase Inhibitoren (PIs, NRTIs und NNRTIs) Eine Analyse gegenüber der Empfindlichkeit von antiretroviralen Medikamenten gehört mittlerweile zur Standarddiagnostik bei der Einstellung auf die erste HIV-Therapie und bei jeder Therapieumstellung. Zunächst war diese Analyse auf die Zielbereiche Protease- und Reverse Transkriptase des HIV-Genoms beschränkt. Mittlerweile werden aber weitere Bereiche des HIV-Genoms untersucht, die zur Therapieplanung benötigt werden. Diese sind der Bereich der HIV-Integrase und der Zielbereich der Fusionsinhibitoren, also HIV-env-gp41. Durch die Medikamentenklasse der Coreceptor-Antagonisten muss zudem der Bereich des HIV-env-V3 untersucht werden, diese Analyse wird als Tropismusbestimmung bezeichnet. Unter sind die Therapieleitlinien und die damit verbundenen Empfehlungen für die Resistenzuntersuchung einzusehen. Zur Analyse der Resistenz bzw. des Tropismus werden in der klinischen Routine molekularbiologische Analysen in Form von Sequenzanalysen der unterschiedlichen Genombereiche des HIV durchgeführt und anschließend in kommerzielle oder frei verfügbare Interpretationsprogramme gegeben. Das Institut für Virologie ist einer interdisziplinären Forschungsarbeit an der Erstellung und Verbesserung eines Bioinformatik-basierten Interpretationsprogramms ( und an der Verwertung der Erkenntnisse aus diesem Programm zur Etablierung eines Regel-basierten Systems ( sowie an der Standardisierung der Resistenzinterpretation für Deutschland und Österreich beteiligt. Die nachfolgende Abbildung zeigt einen Ausdruck von geno2pheno [resistance], der vom System erstellt und offline manuell kommentiert werden kann. 40

42 Ausgegeben werden der wahrscheinliche HIV-1 Subtyp und die Rohwerte in Form von Aminosäureaustauschen gegenüber einem Referenz-HIV-Stamm und die Vorhersage der Höhe der Resistenz gegenüber den verschiedenen Medikamenten der Klassen Nukleos(t)idische (NRTI), Nicht- Nukleosidische Reverse Transkriptase Inhibitoren (NNRTI) und Protease Inhibitoren (PI). Die Resistenz der untersuchten Probe ist als schwarzer Balken unter dem farbigen Balken dargestellt. Reicht der schwarze Balken über den grünen (sensitiven) in den gelben (intermediär) oder in den roten (resistent) Bereich, so ist die Wirkung des entsprechenden Medikaments als eingeschränkt oder als unwirksam anzusehen. Das in Zusammenarbeit im HIV-GRADE Arbeitskreis entstandene Interpretationssystem verwendet auch die Erkenntnisse aus geno2pheno, kann aber zusätzlich bei der Darstellung die Interpretation mit anderen internationalen Interpretationssystemen gleichzeitig anzeigen, wie in der nachfolgenden Abbildung zu sehen ist. Neben einer Subtyp-Vorhersage erfolgt die Interpretation einer HIV-Sequenz hier gleichzeitig durch HIV- GRADE, ANRS (Frankreich), HIV-db (Stanford, USA), REGA (Belgien) und geno2pheno. Es ist zu sehen, dass die Interpretation in den meisten Teilen international übereinstimmend ist, in einigen Fällen aber doch unterschiedliche Bewertungen erfährt. Alle Resistenzbefunde werden daher mit einem Kommentar versehen, der den Kliniker bei der Auswahl der neuen Medikamentenkombination für den Patienten unterstützt. 41

43 Integrase Inhibitoren (INIs) Zusätzlich zu der Resistenzbeurteilung der etablierten Medikamentenklassen kann die Resistenz auch gegenüber Integrasehemmern (INIs) vorhergesagt werden. Von den Integrasehemmern sind mittlerweile drei Medikamente sowohl für Therapie-naive, als auch erfahrene Patienten zugelassen. Für eine Bestimmung der Wirksamkeit dieser Medikamente wird eine Vorhersage mittels geno2pheno [Integrase] ( durchgeführt und eine Interpretation mit einer für den Patienten individuellen Befundung erstellt. Auch über das HIV-GRADE Tool ( ist eine Subtyp-Vorhersage und eine Interpretation einer HIV-Integrase-Sequenz gleichzeitig durch HIV-GRADE, ANRS (Frankreich), HIV-db (Stanford, USA) und REGA (Belgien) möglich. 42