Entwicklungsbiologie Master-Module. (bzw )

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1 Entwicklungsbiologie Master-Module (bzw )

2 Entwicklungsbiologie Master-Module Block 3 Ebio I Evolution von Musterbildung und Gametogenese Mikroinjektion von Tribolium-Embryonen zur Proteinlokalisierung und Mutantenerzeugung (Klingler) Untersuchungen zur Herz- und Muskelentwicklung mit Hilfe von Drosophila Mutanten (Reim) Keimbahnstammzellen bei Insekten (Rübsam) Block 5 Ebio III Computersimulation für embryonale Musterbildung Computersimulationen zur embryonalen Musterbildung (Klingler) Block 7 Ebio II Gewebsdifferenzierung & Organogenese Charakterisierung Muskelsubtyp-spezifisch exprimierter Gene (Frasch) Untersuchungen zur Herz- und Muskelentwicklung mit Hilfe von Drosophila Mutanten (Reim) Charakterisierung von frühembryonalen Phänotypen aus dem genomweiten RNAi Screen in Tribolium (Schoppmeier) Neue Regulatoren des Wnt/β-Catenin Signalwegs in der Organogenese von Xenopus (Schambony)

3 Module I & II Ablauf In Lehrstuhl-Laboren in Kleingruppen (2-4 Studenten pro Gruppe) Ø Ø Woche: Praktische Arbeiten, parallel dazu Seminare ü 20-minütiger Seminarvortrag (Journal-Artikel, Englisch) ü Führen eines Laborhefts 4. Woche: Abfassen des Protokolls (max. 10 Seiten plus Abb.) Vorbereitung auf Prüfung Ø Prüfung: 30 min (10 min Projektvorstellung + 20 min Diskussion) Einzelprüfung mit Betreuer + 1 weiteren Dozenten Prüfungsnote => Modulnote Modul III: Computer-basiertes Arbeiten

4 Methoden & Techniken am Lehrstuhl u. in Modulen Modellsysteme: - Insekten (Drosophila, Tribolium) - Vertebraten (Xenopus) Molekularbiologie: - z.b.: PCR/inverse PCR/RT-PCR - DNA-Klonierung, Generieren von Antikörpern mithilfe bakterieller Proteinexpression, in vitro Transkription (Herstellung markierter RNA-Proben und dsrnas für RNAi) Bildgebung: Genetik: Genomik: - Fluoreszenz-Mikroskopie, Apotom ( structured illumination microscopy ), konfokale Laserscanning-Mikroskopie - Immunhistochemie, in situ Hybridisierung, Lebendbeobachtung mit GFP & RFP - Elektronenmikroskopie - Mutagenese-Screens (chemisch, Transposons,Defizienzen) - RNA-Interferenz (incl. Screens), Morpholino-vermittelte Gen- Inaktivierung, CRISPR/Cas Genom-Editing - transgene Techniken (Reporter-Analyse, GAL4/UAS-vermittelte ektopische Expression, Flippase-vermittelte Expression bzw. Mutation in Zellklonen - Transkriptomik (Next-Generation Sequencing) - in silico-identifizierung von Transkriptionsfaktor- Bindungsstellen & Ziel-Enhancern Mikromanipulation: - Embryo-Injektion von dsrna, Morpholinos, und Transgen- Konstrukten

5 EBio Master Modul I Musterbildung und Gametogenese Klingler, Rübsam, Reim Block Teilnehmerzahl: maximal 12 ( ILS) Nach Platzerhalt können Präferenzen für Arbeitsgruppen angegeben werden ( mit 1. und 2. Präferenz an Dr. Reim: ingolf.reim@fau.de) Weitere Informationen bei den Dozenten

6 EntwBio I (Klingler): 11.Jan. 5.Febr Lernziel: Mikroinjektion erlernen mit folgenden Anwendungen: FP mrnas transiente Expression in Embryonen knock-down mittels systemischer RNAi Genome Editing via CRISPR-System (plus: - in vitro Transkription - konfokale Mikroskopie - Mikrosopie mittels "structured illumination" (Apotom) gcl Wildtyp

7 Mastermodul-Projekt (Ralph Rübsam) Hat der Notch-Signalweg eine Funktion beim Erhalt der Keimbahnstammzellen im Ovar von Nasonia vitripennis? Funktionelle Techniken: Systemische RNAi: Mikroinjektion von Notch-, Delta- & Serrate dsrna in Nasonia-Weibchen Pharmakologische Inhibition mittels Mikroinjektion eines spezifischen Inhibitors des Notch-Signalwegs Morphologische Techniken: - Antikörperfärbungen - in situ Hybridisierung - Ultrastrukturelle Histologie (Transmissions- Elektronenmikroskopie) ralph.ruebsam@fau.de

8 Teilprojekt: Untersuchungen zur Herz- und Muskelentwicklung mit Hilfe von Drosophila Mutanten Dozent: Dr. Ingolf Reim Herz Pericardialzellen Kardiomyozyten Fragestellungen: Welche Gene und Mechanismen sind für die Anlage und Differenzierung von Herz- und Muskelzellen nötig? Ausgewählte Mutanten aus einem EMS-Screen sollen phänotypisch und molekular charakterisiert werden Somatische Muskulatur Darmmuskulatur longitudinal VM circular VM Methoden: Analyse von Phänotypen: GFP- und RFP-Reporter in lebenden Embryonen Färbungen durch Antikörper oder in situ-hybridisierung Bildaufnahme mit modernen Mikroskopen ( Apotome und Konfokales Laser-Scanning-Mikroskop; time-lapse imaging) Genetische Arbeiten mit Drosophila: Komplementations-Kreuzungen Gen knock-down mittels anti-gfp-nanobody molekulare Arbeiten zur Identifizierung von Mutationen (Isolierung von DNA, PCR, Sequenzanalyse) x Embryo mit gewebespezifisch exprimiertem GFP + RFP

9 Master-Modul II Gewebsdifferenzierung und Organogenese Frasch, Reim, Schoppmeier, Schambony Block7: Teilnehmerzahl: Maximal ILS Nach Platzerhalt können Präferenzen für bestimmte Arbeitsgruppe(n) angegeben werden ( mit 1. und 2. Präferenz an Dr. Reim: ingolf.reim@fau.de) Weitere Informationen bei den Dozenten

10 Projekt Frasch (Mitbetreuer: Dr. Christoph Schaub): Charakterisierung Muskelsubtyp-spezifisch exprimierter Gene: Analyse deren embryonaler Expression und potengeller FunkGon Beispiel Darmmuskulatur Beispiel SkeleTmuskulatur Fragestellung: Welche FunkGonen haben Gene, die spezifisch in den grünen, aber nicht in den roten Muskeln (u. deren Vorläufer) exprimiert sind? Ziele, Aufgaben, Techniken Expressionsanalysen in Embryonen: in situ Hybridisierung, An0körperfärbungen FunkGonelle Analysen in Embryonen, Larven u. Fliegen: RNA Interference, Mutanten-/Defizienz-Phänotypen, Fluoreszenmikroskopie, konfokales Laserscanning Mikroskop Genanalysen: Datenbank- u. Literatur-Recherchen

11 Teilprojekt: Untersuchungen zur Herz- und Muskelentwicklung mit Hilfe von Drosophila Mutanten Dozent: Dr. Ingolf Reim Herz Pericardialzellen Kardiomyozyten Fragestellungen: Welche Gene und Mechanismen sind für die Anlage und Differenzierung von Herz- und Muskelzellen nötig? Ausgewählte Mutanten aus einem EMS-Screen sollen phänotypisch und molekular charakterisiert werden Somatische Muskulatur Darmmuskulatur longitudinal VM circular VM Methoden: Analyse von Phänotypen: GFP- und RFP-Reporter in lebenden Embryonen Färbungen durch Antikörper oder in situ-hybridisierung Bildaufnahme mit modernen Mikroskopen ( Apotome und Konfokales Laser-Scanning-Mikroskop; time-lapse imaging) Genetische Arbeiten mit Drosophila: Komplementations-Kreuzungen Gen knock-down mittels anti-gfp-nanobody molekulare Arbeiten zur Identifizierung von Mutationen (Isolierung von DNA, PCR, Sequenzanalyse) x Embryo mit gewebespezifisch exprimiertem GFP + RFP

12 Maternale Systeme in der Insektenentwicklung: Charakterisierung frühembryonaler Phänotypen aus dem large scale RNAi Screen Michael Schoppmeier In einen RNAi Screen wurden gut 6000 Gene des Mehlkäfers Tribolium auf Funk8onen in Embryogenese und Metamorphose hin untersucht. Ihre Aufgabe wird es sein, frühembryonale Phänotypen aus dem genomweiten RNAi mikels verschiedener Marker zu charakterisieren Fragen: wann und wie werden die embryonalen Achsen definiert? wie erfolgt die Einteilung des Embryos in verschiedene Regionen (Kopf, Thorax oder Abdomen) wie werden Zellschicksalen unterschieden? wie wird das sekundäre Wachstum reguliert Methoden: Synthese und Mikroinjek8on verschiedener dsrnas Darstellung der larvalen Ku8kula Darstellung der embryonalen Morphologie Marker Gen Expression (In-Situ Hybridisierung) Dokumenta8on mikels verschiedener mikroskopischer Techniken

13 EBIO Master Modul II: Gewebsdifferenzierung und Organogenese Teilprojekt: Neue Regulatoren des Wnt / β-catenin Signalwegs in Xenopus laevis Betreuer: Alexandra Schambony alexandra.schambony@fau.de uninjected control Fragestellung: Welchen Einfluss / Funktion haben die Regulatoren von Wnt- Signalwegen in der Organogenese und Differenzierung in Xenopus? Sind die Proteine und ihre Funktion konserviert? C38 MO Modellsysteme: Xenopus Embryonen, pluripotente embryonale Stammzellen Uninjected side Injected side C38 MO + LacZ C38 MO Techniken: C38 RNA CNS DKK1 MO Embryologische Methoden molekularbiologische Methoden Phylogenetische Analysen Anterior CNS (forebrain)

14 Master-Modul III Computersimulation zur embryonalen Musterbildung Klingler Block 5: Teilnehmerzahl: Maximal 10 (MZB + ILS) Weitere Informationen bei dem Dozenten: martin.klingler@fau.de

15 EntwBio III (Klingler), 7.März -1.April 2016: Computersimulationen zur embryonalen Musterbildung Lernziel: vom biochemischen Modell -> mathematische Formulierung -> austesten am PC für Rückfragen: oder Tel