Leistungsverzeichnis. Institut für Virologie

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1 Leistungsverzeichnis Institut für Virologie Direktor: Univ.-Prof. Dr. med. Florian Klein UNIKLINIK KÖLN akkreditiert nach DIN EN ISO Nationales Referenzzentrum für Papillom- und Polyomaviren Version 6.2, Februar 2019

2 Herausgeber: Prof. Dr. med. Ulrike Wieland Univ.-Prof. Dr. med. Florian Klein Institut für Virologie Uniklinik Köln Fürst-Pückler-Str Köln Die jeweils aktuellste Version des Leistungsverzeichnisses finden Sie auf unserer Homepage: Layout: Thomas Müller Eine gedruckte Version des Leistungsverzeichnisses ist bei Herrn Thomas Müller anforderbar Tel ). 1

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4 Inhaltsverzeichnis 1. Anschrift, Anfahrt und Lage 4 2. Öffnungszeiten, Telefonnummern, Notfalluntersuchungen 5 3. Ansprechpartner für die virologische Beratung 6 4. Handbuch für die Primärprobenentnahme 4.1 Hinweise zu Probenentnahme und Transport Leistungsanforderung Vorgehen bei V.a. Vogelgrippe Vorgehen bei V.a. eine Infektion mit hochinfektiösen Erregern Nationales Referenzzentrum für Papillom- und Polyomaviren Leistungsspektrum Einzeluntersuchungen (alphabetisch nach Erregernamen) 21 mit Angaben zu Testmethode, Untersuchungsmaterial, Probenmenge, Abnahme/Transport, Untersuchungsdauer, Indikation, Interpretation 7. Genotypisierung und Resistenztestung 7.1 Hepatitis-B-Virus (HBV) Hepatitis-C-Virus (HCV) Humanes Immundefizienz-Virus 1 (HIV-1) Cytomegalievirus (CMV) Herpes simplex Virus Typ 1 (HSV-1) Organbezogene klinische Symptomatik bei Virusinfektionen Auge 47 Bewegungsapparat, Muskulatur 48 Korpuskuläre Blutbestandteile, Blutbildung, Immunorgane 48 Gastrointestinaltrakt 49 Leber, Pankreas 49 Geschlechtsorgane 50 Haut und Schleimhaut 50 Herz und Gefäße 52 Mundhöhle, Rachen, Hals 52 Nase, Ohren 53 Niere, Harnwege, Nebenniere 53 Nervensystem 54 Respirationstrakt 55 Schwangerschaft HPV-Typen in klinischen Läsionen Literatur Meldepflicht ( 6-10 Infektionsschutzgesetz) Abkürzungsverzeichnis 65 3

5 1. Anschrift, Anfahrt und Lage Institut für Virologie, Uniklinik Köln Fürst-Pückler-Str. 56, Köln Straßenbahnhaltestellen: Linien 7 und 13 Haltestelle Wüllnerstr. Linien 1 und 7 Haltestelle Aachener Str./Gürtel Fahrplanauskunft: Aachener- Lindenthal Friedrich- Schmidt- Str. Kitsch- burger- Str. Lindenthal Fürst-Pückler-Str. H Str. H Aachener-Str./ Gürtel Zentrum Institut für Virologie A57 A1 Köln-Nord A3 Köln- Lövenich Aachener Str. Köln-Ost A4 Köln-West Dreieck-Heumar A4 A1 A555 Köln-Süd A59 4

6 2. Öffnungszeiten, Telefonnummern, Notfalluntersuchungen Öffnungszeiten: Montag Freitag 8:00 19:00 Samstag 8:00 16:00 Sonntag u. nachts (bis h) Diensthandy für Notfallteste (s. u.) Telefonnummern: Diagnostik-Sekretariat Auskunft während Öffnungszeiten 0221 / Karin Decker Institut für Virologie Uniklinik Köln Fürst-Pückler-Str Köln karin.decker@uk-koeln.de Margret Windelschmidt Institut für Virologie Uniklinik Köln Fürst-Pückler-Str Köln margret.windelschmidt@uk-koeln.de Diensthandy (Mo-So, 8 bis 24 h) 0173 / Ansprechpartner für die virologische Beratung siehe Telefonnr. Seiten 6 und 7 FAX 0221 / Notfalluntersuchungen: Wenden Sie sich bitte an das Diagnostik-Sekretariat bzw. zwischen 19:00 und 24:00 Uhr (sonntags 8:00-24:00 Uhr) an die/den diensthabende/n Wissenschaftliche/n Mitarbeiter/in (Diensthandynummer siehe oben). In dringenden Fällen versuchen wir jeden von uns angebotenen Parameter innerhalb der Öffnungszeiten sofort nach Eingang der Probe zu analysieren (bitte tel. Anmeldung). Probentransport bei Notfällen (TAXI anfordern!!!) 0221 / Bitte kündigen Sie Notfall-Untersuchungen immer telefonisch an (Diagnostik-Sekretariat bzw. zwischen 19:00 und 24:00 Uhr (sonntags 8:00-24:00 Uhr) Diensthandy) und fordern Sie bei Notfall-Untersuchungen für den Probentransport immer ein TAXI an! Mit dem normalen Probentransport (Blutläufer) kann es mehrere Stunden dauern, bis die Probe unser Institut erreicht. Über das Diensthandy ist außerhalb der Öffnungszeiten bis 24:00 Uhr (sonntags von 8:00-24:00 Uhr) ein/e Wissenschaftliche/r Mitarbeiter/in erreichbar, um in dringenden Fällen Notfalluntersuchungen für folgende Parameter durchzuführen: Hepatitis B-Surface Antigen (HBs-Antigen) aus Serum Hepatitis C Virus (HCV)-Antikörper Suchtest aus Serum HIV-Antigen/Antikörper Suchtest aus Serum Influenzaviren/RSV RNA aus Nasenabstrichen (Transportmedium siehe Seite 9) Masernvirus-IgM/IgG Antikörper aus Serum Neurotrope Viren (DNA bzw. RNA-Nachweis) aus Liquor Norovirus-RNA aus Stuhl VZV-IgG Antikörper aus Serum 5

7 3. Ansprechpartner für die virologische Beratung Über das Diagnostiksekretariat ( ) können Sie innerhalb der Dienstzeiten mit dem jeweils diensthabenden Wissenschaftlichen Mitarbeiter verbunden werden oder Sie wenden sich direkt an eine der unten genannten Personen. Name Univ.-Prof. Dr. med. Florian Klein Institutsdirektor Telefon 0221 / (Sekretariat) florian.klein@uk-koeln.de Prof. Dr. med. Ulrike Wieland Fachärztin für Mikrobiologie, Virologie und Infektionsepidemiologie Oberärztin und stellvertretende Institutsdirektorin Univ.-Prof. Dr. rer. nat. Baki Akgül ulrike.wieland@uni-koeln.de Leiterin des Nationalen Referenzzentrums für Papillomund Polyomaviren baki.akguel@uk-koeln.de Dipl. Biologe Dr. med. Sabine Awerkiew sabine.awerkiew@uk-koeln.de Fachärztin für Mikrobiologie, Virologie und Infektionsepidemiologie Dr. med. Veronica Di Cristanziano Fachärztin für Mikrobiologie, Virologie und Infektionsepidemiologie veronica.di-cristanziano@ukkoeln.de Ansprechpartnerin für CMV- und HSV- Resistenztestung 6

8 Name Dr. med. Henning Grüll Assistenzarzt Telefon Funk: #2888 Dr. rer. nat. Rolf Kaiser Dipl. Biologe Bereichsleiter Molekulare Diagnostik und Resistenztestung Ansprechpartner für HIV- und Hepatitis- Resistenztestung Dr. rer. nat. Elena Knops Dipl. Biologin Ansprechpartnerin für HIV- und Hepatitis- Resistenztestung Dr. rer. nat. Steffi Silling Dipl. Biologin Koordinatorin des Nationalen Referenzzentrums für Papillomund Polyomaviren Dr. rer. nat. Gertrud Steger Dipl. Biologin Bitte wenden Sie sich bei Fragen, Unklarheiten, Beschwerden oder Problemen sofort an uns. Reklamationen können an jeden der o.g. Ansprechpartner gerichtet werden. 7

9 4. Handbuch für die Primärprobenentnahme 4.1. Hinweise zu Probenentnahme und Transport Während der Abnahme von Patientenproben müssen Einmalhandschuhe getragen werden. Besteht die Möglichkeit der Aerosolbildung/des Verspritzens bei der Probenabnahme, zusätzlich zu den Einmalhandschuhen Mundschutz und Schutzbrille tragen. Patientenproben müssen mit sterilem Abnahmebesteck entnommen und in sterilen Transportgefäßen befördert werden. Blutentnahmen sollten mit sicherem Blutentnahmebesteck (Sicherheits-Blutentnahmekanülen mit integrierter Kanülen- Schutzhülse; Sicherheitsflügel-Kanülen) erfolgen. Kanülen/Nadeln ohne integrierte Schutzmechanismen nach Probenabnahme niemals in die Schutzhülle zurückstecken (Verletzungsgefahr!), sondern direkt in den Sammelbehälter entsorgen. Das Abnahmebesteck (z.b. Kanülen, Skalpelle) muss sofort nach Abnahme in geeigneten Sammelgefäßen (z.b. Sharpsafe ) entsorgt werden, so dass sichergestellt ist, dass andere Personen sich an dem Annahmebesteck nicht verletzten können. Die Sammelbehälter dürfen nicht überfüllt werden und dürfen nur geschlossen transportiert werden. Bitte bekleben Sie alle eingesandten Probengefäße (nicht die Hüllen oder Verpackungen) mit einem Proben- Etikett (siehe auch Leistungsanforderung) unseres Anforderungsformulars und beschriften Sie das Etikett (vor dem Abziehen vom Formular) mit dem Namen des Patienten. Ohne klinische Angaben ist eine sinnvolle Beurteilung der Testergebnisse oft nicht möglich. Bitte markieren Sie bei Z.n. aktueller Impfung, Nadelstichverletzungen, Immundefizienz, Bluttransfusion/ Immunglobulin- Gabe, etc. die entsprechenden Felder auf unserem Anforderungsformular. Fordern Sie bei Notfalluntersuchungen (siehe Abschnitt 2) unbedingt einen Sondertransport per TAXI an (Tel. 5492), da uns die Probe sonst eventuell (insbes. bei Abnahme am Nachmittag) nicht mehr am Tag der Abnahme erreicht. Der normale Uniklinik-Probentransport fährt unser Institut dreimal pro Tag an (gegen 11, 14 und 16 Uhr; samstags zweimal gegen 8 und 11 Uhr) und liefert dabei alle Proben an, die bis ca. 9:30/10:00 h, 13 h bzw. 15 h in der zentralen Probenannahme im Zentrallaboratorium (LFI-Gebäude) angelangt sind. Wir benötigen für die Virusdiagnostik folgende Materialien: (für weitere Angaben wie minimale Probenmenge siehe Kapitel "Leistungsspektrum") Serologische Untersuchungen 10 ml Blut ohne Zusatz in sterilem Röhrchen (braune Monovette). Neben Serum kann auch EDTA-Blut (rote Monovette) für serologische Untersuchungen eingesandt werden. Ggf. eine zweite Blutprobe im Abstand von 1 bis 2 Wochen einsenden (Feststellung von Titer-Bewegungen). HIV-Testungen dürfen nur mit Einverständnis des Patienten durchgeführt werden. PCR-Untersuchungen PCR-Untersuchungen sind aus zahlreichen Materialien möglich. Auf unserem Anforderungsformular (siehe unten) sind neben der Analyse die jeweils geeigneten Materialien in Klammern angegeben. Entsprechende Angaben finden Sie auch im Kapitel Leistungsspektrum bei den jeweiligen Erregern. HCV-RNA und HIV-1 RNA Bestimmungen Proben für den Nachweis von HCV-RNA, für die HCV-Typisierung (Serum oder EDTA-Blut) und für den quantitativen HIV-1 RNA Nachweis (EDTA-Blut; Heparinblut ist für PCR nicht geeignet!) müssen wegen der Instabilität der viralen RNA möglichst schnell nach Abnahme in unser Labor gelangen (Transportzeit max. 24 h). Bitte nehmen Sie bei gleichzeitiger Anforderung von HCV und HIV-1 RNA zwei separate Röhrchen ab. 8

10 PCRs aus Abstrichen: Respiratorische Viren, HSV, VZV, HPV, sonstige Viren PCR-Untersuchungen zum Nachweis von respiratorischen Viren (z.b. Influenzaviren, RSV), HSV, VZV, oder HPV aus Abstrichmaterialien können nur durchgeführt werden, wenn die Abstriche in jeweils geeigneten flüssigen Transportmedien versandt werden. Geeignete Tupfer für die Abnahme der Abstriche sind FLOQSwabs, Fa. Copan (Vertrieb Mast Diagnostica Nr CS, 100 Stück/Packung; in der Uniklinik über SRM (Gesamtkatalog UKK) bestellbar: SAP-Nr ). Nach Abnahme muss der Tupfer im Transportmedium verbleiben! Transportröhrchen, die keinen Tupfer enthalten, können nicht bearbeitet werden! Der Versand kann bei Raumtemperatur erfolgen. Bitte benutzen Sie zum Nachweis respiratorischer Viren aus Abstrichen vorzugsweise (tiefe) Nasenabstriche, da für respiratorische Viren die Nachweisraten in Nasenabstrichen höher als in Rachenabstrichen sind. Bitte benutzen Sie wegen reduzierter Sensitivität KEINE Gelabstriche, sondern flüssiges Transportmedium. UTM-RT Transport Medium für Viren (3 ml), Fa. Copan (Vertrieb Mast Diagnostica, Nr C, 50 Stück/Packung; in der Uniklinik über SRM (Gesamtkatalog UKK) bestellbar: SAP-Nr ) ist für alle Viren außer HPV (siehe unten) geeignet. UTM-RT Transport Medium kann vor dem Versand bei C gelagert werden (Haltbarkeit siehe Etikett auf dem Röhrchen). Nach Abnahme verbleibt der an der rot markierten Sollbruchstelle (siehe Abbildung oben) abgebrochene Tupfer für den Versand im UTM-RT Transport Medium. Für Humane Papillomviren (HPV) benutzen Sie bitte unser Transportmedium HPV (PreservCyt ) (telefonisch, per FAX oder anforderbar; Kontaktdaten siehe Abschnitt 2). Die Röhrchen mit HPV- Transportmedium sollten vor dem Versand im Kühlschrank (+2-8 C) gelagert werden. Nach Abnahme muss der Tupfer im Transportmedium verbleiben! Transportröhrchen, die keinen Tupfer enthalten, können nicht bearbeitet werden! Der Versand kann bei Raumtemperatur erfolgen. 9

11 Biopsien für PCR-Untersuchungen Biopsien für PCR-Untersuchungen nativ (kein Einbett- oder Transportmedium) auf (Trocken)Eis oder bei kurzem Transport bei Raumtemperatur einsenden. Formalin-fixiertes paraffin-eingebettetes Gewebe ist ggf. auch geeignet. Urin, Liquor, Kammerwasser, BAL, Tracheal- oder Nasopharynxsekret, Rachen-/Nasenspülung, Sputum, Punktate, Fruchtwasser, Stuhl für PCR-Untersuchungen nativ in sterilen Einmalgefäßen/Röhrchen versenden. Knochenmark kann in EDTA-Röhrchen transportiert werden. Für Liquor-Untersuchungen (viraler DNA/RNA-Nachweis mittels PCRs bzw. Liquor/Serum-Antikörper- Indizes) benötigen wir mindestens 750 µl, idealerweise 1 ml Liquor. Bei Kammerwasser benötigen wir mindestens µl. Für Stuhl-Untersuchungen senden Sie bitte eine erbsen- bis bohnengroße Menge ein (1-2 ml). Bei den übrigen o.g. Materialien senden Sie bitte 1 bis 10 ml ein. Virusisolierung Die Virusisolierung ist nur in Spezialfällen nach telefonischer Rücksprache möglich und in der Regel nur in den ersten (3) Krankheitstagen erfolgsversprechend. Soweit verfügbar, sind PCR-Untersuchungen vorzuziehen. Virusanzucht ist prinzipiell möglich für Adenoviren (Stuhl, Abstrich, resp. Sekrete, BAL, Urin), CMV (Urin), Enteroviren (Stuhl, Abstrich, Punktat, BAL, Liquor), HSV (Abstrich, Urin), Influenzaviren (Abstrich, BAL, TS, resp. Sekrete), VZV (Abstrich) Materialien für die Virusisolierung müssen so schnell wie möglich und nach Möglichkeit gekühlt (auf Eis - nicht einfrieren!) eingesandt werden. Proben möglichst frühzeitig abnehmen. Die Einsendung mehrerer aufeinanderfolgender Proben erhöht die Isolierungschance. Stuhl, Urin, Liquor, BAL, Punktat, Rachen- oder Trachelsekret nativ (ohne Zusätze) in sterilem Röhrchen/Transportgefäß einsenden. Für den Transport von Abstrichen (dürfen nicht austrocknen!) ist UTM-RT Transport Medium für Viren (3 ml, Fa. Copan; siehe Seite 9) geeignet. Für die Abstrichabnahme muss ein steriler Tupfer benutzt werden. Sofort danach wird der Tupfer in das Transportmedium überführt und der Tupferstiel am Röhrchenrand abgebrochen. Das Transportröhrchen, das nun den Tupfer in Transportmedium enthält, fest verschließen und sofort, wenn möglich gekühlt, einsenden. Bläscheninhalt kann mit einer Tuberkulinspritze, in die zuvor etwas physiologische Kochsalzlösung aufgezogen wurde, abgenommen werden und in der verschlossenen Spritze nach Abnahme der Kanüle eingesandt werden. 10

12 4.2. Leistungsanforderung Die Leistungsanforderung erfolgt durch unser maschinenlesbares Anforderungsformular (siehe Abbildung auf der übernächsten Seite). Die aktuelle Version unseres Anforderungsformulars ist in unserem Diagnostik-Sekretariat bestellbar (Kontaktdaten siehe Abschnitt 2). Falls Ihnen unser Anforderungsformular aktuell nicht vorliegt, können Sie in Ausnahmefällen eine Kopie von unserer Homepage herunterladen. Zur Markierung Ihrer Anforderungen auf unserem Formular kann ein Bleistift oder Kugelschreiber benutzt werden. Bitte waagrechte Striche, die das ganze Feld füllen anbringen (senkrechte Striche oder Kreuze werden von dem Belegleser u.u. nicht erkannt und die Parameter nicht bestimmt). Auf dem Formular bitte nicht radieren und das Formular nicht knicken! Einsender aus der Uniklinik Köln kleben bitte das Patienten-Etikett und das Stations-Etikett auf die entsprechenden Felder. Sollten bei Notfällen noch keine Patienten-Etiketten vorhanden sein, kann das entsprechende Feld auch handschriftlich ausgefüllt werden (unbedingt nötig: Name, Vorname, Geburtsdatum). Bitte keine beschädigten Etiketten benutzen. Externe Einsender füllen das Patienten- Etikett-Feld handschriftlich aus oder kleben ihre eigenen Patientenetiketten auf und geben dort zusätzlich die Einsenderadresse an. Bitte markieren Sie das entsprechende Feld (im oberen Drittel der Karte rechts), wenn ein Notfall vorliegt. Ihr Auftrag kann von dem Belegleser an die Labor-EDV nur vollständig weitergegeben werden, wenn auf dem Formular Materialart(en) (im Feld Eingesandte Materialien) und die gewünschte(n) Analyse(n) markiert sind! Nur wenn Sie Abnahmetag und Abnahmezeit markieren, können Verzögerungen beim Probentransport, die Einfluss auf die Untersuchungsergebnisse haben, erkannt werden (z.b. können Abbau viraler RNA oder Degradierung behüllter Viren bei zu langem Probentransport zu falsch negativen PCR- oder Virusisolierungs-Resultaten führen). Angaben zur Diagnose oder Reiseanamnese bzw. das Markieren von klinischen Angaben wie Nadelstichverletzung, Z.n. aktueller Impfung, Immundefizienz/-suppression, Dialyse, Gravidität, etc. erleichtern uns die Beurteilung der Testergebnisse. Wenn Sie das Feld Diagnostikprogramm markieren und eine Fragestellung angeben, erfolgt die Auswahl des Testprofils durch einen unserer Wissenschaftlichen Mitarbeiter entsprechend der Fragestellung (siehe auch: Tabellen zur organbezogenen klinischen Symptomatik bei Virusinfektionen). Probenetiketten Pro Formular können maximal drei bzw. vier Probenröhrchen eingesandt werden (4 Proben-Barcode- Etiketten sind unten auf dem Formular angebracht). Für Liquor benutzen Sie bitte das Etikett mit dem grauen Randstreifen (untere Etiketten-Reihe rechts). Die restlichen drei Etiketten (mit blauen Randstreifen) können für jedes Material (außer Liquor) benutzt werden. Beschriften Sie das Etikett vor dem Abziehen von dem Formular mit dem Patientennamen. Kleben Sie das Etikett längs auf das Probengefäß, so dass die Schmalseite des Etiketts parallel zum oberen Gefäßrand ist und die Auftragsnummer auf dem farbigen Etikettenrand lesbar ist. Die Barcodelinien müssen im rechten Winkel zur Röhrchen-Achse verlaufen (siehe Skizze unten links auf unserem Anforderungsformular). 11

13 Name Vorname Geb.-Datum Anschrift Kostenträger Patienten- Etikett Geschlecht Version: Institut für Virologie UNIKLINIK KÖLN Nationales Referenzzentrum für Papillom- und Polyomaviren Direktor: Univ.-Prof. Dr. med. F. Klein Fürst-Pückler-Str Köln Tel. (0221) Fax (0221) Dienst-Handy: (bis 24 h) Internet: Ext. Einsenderadresse 4 5 Absender angeben! Einsender-Etikett Externe Einsender, bitte Adresse angeben! Tel.-Nr. f. Rückfragen: Fax-Nr.: Diagnose: Reiseanamnese Bemerkungen: Arzt / Ärztin (Name) / Funk-Nr. / Unterschrift Erstuntersuchung Folgeuntersuchung Therapiekontrolle NSV Indexpatient NSV Gestochene/r Z. n. aktueller Impf. Immundefizienz/-suppr. Dialyse Prä-OP Prä-Tx Gravidität Bluttransf./Immunglob. Bitte so markieren: nicht so 10 Montag Dienstag Mittwoch Donnerstag Freitag Samstag Sonntag Std Min. 13 stationär Kasse / 7 ambulant privat Klin. Studie Wissensch. Nur nach telefonischer Anmeldung (Tel. s. o.) Notfall Immer Taxitransport (Tel ) Eingesandte Materialien (zu Abnahme, Menge und Transport s. Rückseite) Serum (Se) EDTA-Blut (Ed) Heparin-Blut (He) Liquor (Li) Urin (Ur) Stuhl (St) Abstrich (Ab) von: BAL (Ba) Biopsie (Bi) von: Nasopharynxsekret (Np) Knochenmark (Km) Sputum (Sp) Sonstiges Unbedingt ankreuzen! Fetalblut (Fe) Fruchtwasser (Fw) Kammerwasser (Kw) Punktat (Pu) Rachen/Nasenspül. (Ra) Trachealsekret (Ts) Diagnostikprogramm entsprechend der Fragestellung (Auswahl des Profils / Stufendiagnostik durch den Laborarzt) ABD Mediaform (040) ABD Art.Nr Antigennachweise, immunologische Teste, sonstige Teste CMV-pp65-Ag (He, Ed, in sep. Röhrchen!) CMV-Quantiferon (He) Virusanzucht (Zellkultur) Nur in Sonderfällen nach telefon. Rücksprache Sonstiges Serologische Nachweise (Serum) CMV IgM CMV IgG Dengue IgM/G/NS1 EBV-Screening (a-ebv-vca IgG/M + a-ebna1 IgG) EBV VCA IgM Nur bei NPC: EBV VCA IgA FSME IgM FSME IgG Hantaviren-Screening (Puumala IgM Schnelltest, Hantaviren (5 Serotypen) IgG/IgM) Name Barcode-Etikett nur so auf die Monovetten kleben! Serologische Nachweise (Serum) Name Name Hantaviren IgM Hantaviren IgG a-hiv 1/2 a-hiv IB HSV IgM HSV IgG Sandfliegenfieber-Virus IgM Sandfliegenfieber-Virus IgG Influenza A IgA Influenza B IgA Masern IgM Masern IgG Mumps IgM Mumps IgG Parvov. B19 IgM Parvov. B19 IgG Röteln IgM Röteln IgG Toxoplasm. IgM Toxoplasm. IgG VZV IgM VZV IgG VZV-Reaktivierung (IgA + IgG) Virologie Virologie Zikavirus IgM Zikavirus IgG Für erregerspez. Liquor-/Serum- Antikörper-Indizes Einsendeschein Neurologische Labordiagnostik des Instituts für Klin. Chemie benutzen. Die Proben werden an uns weitergeleitet. Hepatitis-Viren HAV IgM HAV IgG HBV-Screening (HBs-Ag, a-hbc) a-hbc a-hbc IgM HBs-Ag HBs-Ag quant. (Therapiekontrolle) a-hbs-titer HBe-Ag a-hbe HBV DNA quant. (Se, Ed) a-hcv Name Name Hepatitis-Viren Virologie Liquor für Virologie a-hcv IB HCV RNA quant. (Se, Ed) HCV Typisierung (Se, Ed) HDV Gesamt-AK HDV RNA (Se, Ed) a-hev IgM a-hev IgG HEV RNA (St, Se, Ed) Nukleinsäure-Nachw. (PCR) (Material) Separates Röhrchen! Adenoviren (Ab, Ba, Bi, Ed, Km, Li, Np, Pu, Ra, St, Ts, Ur) Astrovirus (St) BKPyV (Ed, Ur) Chikungunya-Virus (Se, Li) CMV a. EDTA-Bl. (quant.) CMV aus Urin CMV (Ab, Ba, Bi, Km, Kw, Li, Pu, Ts) Dengueviren (Se, Li) EBV (Bi, Ed, Km, Li) Enteroviren (Ab, Bi, Li, Ra, Se, St, Pu) erfasste Typen s. Rückseite; Parechoviren s. unten Nukleinsäure-Nachw. (PCR) (Material) Separates Röhrchen! HHV6 (Ed, Li) HHV8 (KSHV) (Bi, Ed, Pu) HIV-1 RNA quant. (Ed, Li) HPV genital (Ab, Bi) HPV Haut (Ab, Bi) (Diagn. angeben) HSV (Ab, Ba, Bi, Ed, Kw, Li, Se, Pu) Influenza A/B (Ab, Ba, Sp, Np) JCPyV (Li, Bi) Masernvirus (Se, Ur) Mumpsvirus (Ab, Se, Li, Ur) Noroviren (St) MCPyV (Bi, Ab) Parechoviren (Ab, Ba, Ed, Li, Np, Se, Ts, St) Parvovirus B19 (Se, Ed, Fw, Bi, Km) Rötelnvirus (Se, Fw, Fe, Ur) Rotavirus (St) VZV (Ab, Bi, Ed, Fw, Kw, Li, Se, Pu) West-Nil-Virus (Se, Li) Zikavirus (Ed, Se, Ur) Resistenz-Testung CMV Resistenz (Ed) HBV Resistenz (Ed) HCV Resistenz (Ed) HIV Resistenz RT/Protease (Ed) HIV Resistenz Integrase (Ed) HIV-1 Tropismus (Ed) HSV Resistenz (Ab, Ed) Untersuchungsblöcke Prä-OP/HIV+Hepatitis Screening (HBsAg, a-hbc, a-hcv, a-hiv) Screening akute Hepatitis (HAV+HEV IgM, HBs-Ag, a-hbc, a-hcv, HCV RNA) Nadelstichverletzung (HBs-Ag, a-hbc, a-hbs, a-hcv, a-hiv) Untersuchungsblöcke 23 Torch-Serologie 24 (Toxopl. IgM, Röteln IgM, CMV IgM, HSV IgM) 25 Prae-Tx-Programm 26 Zwei (2!) Serumröhrchen einsenden! 27 (a-hbc, HBs-Ag, a-hcv, HCV-RNA, 28 a-hiv, HSV/VZV/CMV IgM/G, EBV VCA IgM/G, EBNA1 IgG) 29 Post-Tx-Programm 30 1 Serum, 1 EDTA-Blut, 1 Urin! 31 (CMV IgM/G, CMV DNA [EDTA/Urin]) 32 Liquor-PCR für neurotr. Viren (HSV, VZV, CMV, EBV, Entero, Parechovirus wenn < 5a) Liquor-PCR HSV + VZV 36 Prä-Allo KMT 37 1 Serum, 1 EDTA-Blut 38 (HBs-Ag, a-hbc, HBV DNA, a-hcv, 39 HCV RNA, a-hiv, HIV-1 RNA, CMV IgM/G, EBV VCA IgM/G, EBNA1 IgG, HSV IgM/G, 40 Toxopl. IgM/G, VZV IgM/G) 41 Prä-Auto KMT 42 1 Serum, 1 EDTA-Blut 43 (HBs-Ag, a-hbc, HBV DNA, a-hcv, HCV RNA, a-hiv, HIV-1 RNA) 44 Influenza / RSV-Notfalltest 45 (Influenza A/B u. RSV RNA a. Nasenabstr.) 46 Respirator. Erregernachweis 47 PCR a. Ab, Ba, Np, Pu, Ra, Sp, Ts, 48 (Influenza A/B, Parainfl., RSV, hmpv, Adeno-, Boca-, Corona-, Rhino/Enteroviren) 49 Kardiotrope Viren 50 (2x Serum: Adeno-DNA, EBV-VCA 51 IgG/M, EBV-EBNA1 IgG, Entero RNA, Influenza A/B IgA, Mumps IgM, Parvovirus B19 IgM/DNA, Röteln IgM) Tropische Viren 52 (2x Serum: Dengue M/G/NS1/RNA, Chikungunya-V. RNA, Sandfliegenfieber-V. M/G, WNV RNA, Zikavirus 53 M/G/RNA) Virale Durchfall-Erreger 54 (Adeno-, Astro-, Noro-, Rotavirus RNA a. Stuhl) Wenn Sie einen der Untersuchungsblöcke (vorletzte und letzte Spalte) markieren, werden alle bei dem Untersuchungsblock aufgeführten Analysen durchgeführt (siehe nächste Seite): 12

14 Untersuchungsblock Analysen (a- = anti-) Prä-OP/HIV+Hepatitis Screening Screening akute Hepatitis Nadelstichverletzung TORCH-Serologie Prä-Tx-Programm Bitte unbedingt zwei (2!) Serum- Röhrchen einsenden! Post-Tx-Programm Bitte 1 Serum-, 1 EDTA-Blut, und 1 Urin-Röhrchen einsenden! Hbs-Antigen, a-hbc, a-hcv, a-hiv HAV-IgM, HEV-IgM, Hbs-Antigen, a-hbc, a-hcv, HCV- RNA (PCR) HBs-Antigen, a-hbc, a-hbs-titer, a-hcv, a-hiv Toxoplasmose-, Röteln-, CMV-, HSV-IgM a-hbc, HBs-Antigen, a-hcv, HCV-RNA (PCR), a-hiv, HSV/VZV/CMV-IgM/IgG, EBV-VCA-IgM/IgG, EBV-EBNA1-IgG CMV-IgM + IgG, CMV-DNA (PCR) aus EDTA-Blut u. Urin Liquor-PCR für neurotrope Viren Liquor-PCR HSV + VZV Prä-Allo KMT Bitte 1 Serum- und 1 EDTA-Blut- Röhrchen einsenden! Prä-Auto KMT Bitte 1 Serum- und 1 EDTA-Blut- Röhrchen einsenden! HSV-, VZV-, CMV-, EBV-DNA, Enteroviren-RNA, wenn Alter < 5 Jahre Parechovirus-RNA (PCR) HSV- und VZV-DNA (PCR) HBs-Antigen, a-hbc, HBV-DNA (PCR), a-hcv, HCV-RNA (PCR), a-hiv1/2, HIV1-RNA (PCR), CMV/HSV/VZV/ Toxoplasma-IgM/IgG, EBV-VCA-IgM/IgG, EBV-EBNA1- IgG HBs-Antigen, a-hbc, HBV-DNA (PCR), a-hcv, HCV-RNA (PCR), a-hiv1/2, HIV1-RNA (PCR) Respiratorischer Erregernachweis aus Abstrich, BAL, Nasopharynxsekret, Punktat, Rachen-/Nasen-Spülung, Sputum, Trachealsekret (Abstrich in 1 bis 3 ml UTM-RT Transport Medium für Viren*) Multiplex-PCR zum Nachweis folgender Viren: Influenza A/B, Parainfluenza, RSV, humanes Metapneumo-, Adeno-, Boca-, Corona-, Rhino-/Enteroviren Kardiotrope Viren Bitte 2 Serumröhrchen einsenden! Tropische Viren Bitte 2 Serumröhrchen einsenden! Virale Durchfall-Erreger im Stuhl Adenoviren-DNA (PCR), EBV-VCA IgG/IgM, EBV-EBNA1- IgG, Enteroviren-RNA (PCR), Influenza A/B-IgA, Mumps- IgM, Parvovirus B19 IgM u. DNA (PCR), Rötelnvirus-IgM Denguevirus IgM/IgG, NS1-Antigen, RNA (PCR), Chikungunya-Virus-RNA (PCR), Sandfliegenfieber-Virus IgM/IgG, West-Nil-Virus RNA (PCR), Zikavirus-IgM/IgG, RNA (PCR) Adeno-, Astro-, Noro-, Rotaviren-RNA (PCR) * UTM-RT Transport Medium für Viren siehe Abschnitt

15 Für die Anforderung von HIV-1 Resistenzuntersuchungen (siehe auch Abschnitt 7.3) benutzen Sie bitte zusätzlich folgendes Anforderungsformular, das Sie auch auf unserer Homepage herunterladen können ( INSTITUT FÜR IMMUNOLOGIE UND GENETIK PATIENTENDATEN: Name: Vorname: Geburtsdatum: GENOTYPISCHE RESISTENZBESTIMMUNG HIV-1 MATERIAL: 2 X 7ML EDTA-BLUT Geschlecht m r w r Datum der Blutabnahme: letzte Viruslast/Datum: letzte CD4-Zahl/Datum: KLINISCHE EINSTUFUNG: r therapie-naiv r Therapieunverträglichkeit r compliant r Therapieversager r Therapiepause r non-compliant AKTUELLE THERAPIE: NRTIs/NtRTI PIs Kombipräparate r AZT Retrovir r FPV Telzir r Combivir AZT+3TC r ddi Videx r IDV Crixivan r Trizivir AZT+3TC+ABC r d4t Zerit r NFV Viracept r Kivexa 3TC+ABC r 3TC Epivir r SQV Invirase r Truvada FTC+TDF r FTC Emtriva r LPV Kaletra r Atripla FTC+TDF+EFV r ABC Ziagen r ATV Reyataz r Eviplera FTC+TDF+RPV r TDF Viread r DRV Prezista r Stribild FTC+TDF+EVG+COBI r TPV Aptivus r Triumeq 3TC+ABC+DTG INIs r rtv Norvir r Descovy TAF+FTC r RAL Isentress r Odefsey TAF+FTC+RPV r EVG Vitekta NNRTIs r Genvoya TAF+FTC+EVG+COBI r DTG Tivicay r EFV Sustiva r Symtuza TAF+FTC+DRV+COBI EIs r NVP Viramune r ENF (T20) Fuzeon r ETR Intellence r MVC Celsentri r RPV Edurant THERAPIEHISTORIE, KUMULATIV (alle antiretroviralen Medikamente bisher): r NRTIs/NtRTI: r NNRTIs: r PIs: r INIs: r EIs: PRIORITÄT DER ANALYSEN r DRINGEND (Minoritäten werden nicht berücksichtigt) ANFORDERUNG DER RESISTENZ-/TROPISMUSBESTIMMUNG: r Protease und Reversen Transkriptase (NRTIs/NNRTIs/PIs) r Integrase (INIs) r Korezeptorbestimmung / Tropismusanalyse / V3-Analyse (MVC, Celsentri ) r gp41 (ENF/T20, Fuzeon ) Datum, Unterschrift u. Stempel des Auftraggebers Version

16 Liquor/Serum IgG-Quotienten (Antikörper-Indizes) Wir bieten die Bestimmung von Liquor/Serum IgG-Quotienten für Masernvirus, Rötelnvirus, Varizella-Zoster- Virus, Mumpsvirus, Cytomegalie-Virus und Herpes simplex Virus an. Der Test dient dem Nachweis einer intrathekalen Antikörper-Synthese gegen die jeweiligen Viren. Diese ist frühestens 10 Tage nach Infektion nachweisbar, und somit nicht zur Akutdiagnostik geeignet. Für den Test wird ein am gleichen Tag entnommenes Probenpaar aus Serum und Liquor benötigt. Für die Anforderung von Antikörper-Indizes aus Liquor und Serum (relativer Liquor/Serum IgG-Quotienten) benutzen Sie bitte NICHT unser übliches Anforderungsformular, sondern das unten (siehe nächste Seite) gezeigte Anforderungsformular Neurologische Labordiagnostik des Instituts für Klinischen Chemie (Zentrallabor, Tel ). Liquor und Serum werden vom Institut für Klinische Chemie nach Ermittlung von Gesamt-IgG-/ und Albuminwerten an uns weitergeleitet. Wissenschaftliche Studien Vor Anforderung von virologischen Untersuchungen im Rahmen wissenschaftlicher Studien ist eine Rücksprache mit dem Institutsdirektor erforderlich (Tel ). Nachforderung von Untersuchungen Sofern genug Material eingesandt wurde, lagern wir nach der Durchführung der angeforderten Teste verbleibendes Probenmaterial für circa 1 Jahr bei 20 C (serologische Untersuchungen) oder 80 C (Nukleinsäurenachweise). In diesem Zeitraum können ggf. zusätzliche Untersuchungen nachgefordert werden (Tel ) Wiederholungsuntersuchungen aufgrund analytischer Fehler werden kostenlos für die Einsender durchgeführt. 15

17 Anforderungsformular Neurologische Labordiagnostik des Instituts für Klinische Chemie (siehe Abschnitt Liquor/Serum IgG-Quotienten): 16

18 4.3. Vorgehen bei V.a. Vogelgrippe (Aviäre Influenza, z.b. Influenza A H5N1) Der Verdacht auf Vogelgrippe beim Menschen besteht bei direktem Kontakt mit erkrankten/verstorbenen Tieren oder mit einem bestätigten menschlichen Erkrankungsfall oder mit einem menschlichen Verdachtsfall und akutem Krankheitsbeginn innerhalb von 7 Tagen nach dem Kontakt mit Fieber >38 C und Husten oder Dyspnoe. Bei Vorliegen eines Verdachtsfalls sollte umgehend ein labordiagnostischer Erregernachweis (PCR) angestrebt werden. Differentialdiagnostisch sollte immer eine Untersuchung auf aviäre und humane Influenzaviren erfolgen. Bei Nachweis von hochpathogenen aviären Influenzaviren wird empfohlen, den Patienten mit Neuraminidasehemmern zu behandeln. Personen, mit denen der Patient Kontakt hatte, sollen prophylaktisch mit Oseltamivir behandelt werden (75mg/d bis 5d nach Ende der letzten Exposition). Es muss eine Meldung an das zuständige Gesundheitsamt und eine Übermittlung an das Robert Koch-Institut erfolgen. Untersucht werden können Nasopharynxabstriche, Trachealsekret, und Bronchiallavage (BAL). Rachenabstriche, Nasopharynxsekret und Sputum sind weniger gut geeignet. Gelabstriche können NICHT untersucht werden. Die Probengewinnung sollte von geschultem Personal unter strikter Einhaltung der zu beachtenden hygienischen Aspekte (Atemschutzmaske, Schutzkittel, Einmalhandschuhe) erfolgen. Bei Probenentnahme mit möglicher Aerosolbildung (Trachealsekret, BAL) müssen eine eng anliegende FFP3- Atemschutzmaske und eine Schutzbrille getragen werden. Abstriche sollten idealerweise in UTM-RT Transport Medium für Viren eingesandt werden (siehe Abschnitt 4.1). Falls diese Röhrchen nicht vorliegen, ist der Transport in physiologischer Kochsalzlösung (> 0,5 ml < 2 ml) möglich. Die PCR-Analyse nimmt etwa 4 Stunden in Anspruch. Wir bieten diesen Test während der normalen Dienstzeiten an. Um eine zügige Bearbeitung zu garantieren, bitten wir um telefonische Benachrichtigung und um Markierung der Einsendung als Notfall. Wir untersuchen nur Material von Menschen. Einsender von Untersuchungsmaterial von Tieren können sich an das Chemische und Veterinäruntersuchungsamt Rhein-Ruhr-Wupper (CVUA-RRW) wenden (Alte Gladbacher Str. 2-4, Krefeld, Tel ). Für aktuelle Informationen zu Influenzaviren siehe: und dort unter Infektionsschutz > RKI-Ratgeber für Ärzte > Influenza. 17

19 4.4. Vorgehen bei V.a. eine Infektion mit hochinfektiösen Erregern (Klasse IV-Erreger) Proben von Patienten mit V.a. auf eine Infektion mit Klasse IV-Erreger werden am Institut nicht untersucht und nicht angenommen. Klasse IV Erreger (siehe unten) können nur in Instituten mit S-4 Laboratorien untersucht werden. Bei entsprechender Anfrage bietet die/der diensthabende Wiss. MitarbeiterIn dem Einsender an, Kontakt mit einer der u.g. S4-Einrichtungen aufzunehmen, um die Probe anzukündigen und die Modalitäten des Transports zu besprechen (wegen näherer Lage wird zunächst Marburg kontaktiert). Alternativ können die Einsender direkt Kontakt mit der S4-Einrichtung aufnehmen. Parallel dazu wird die Krankenhaushygiene und die Stabsstelle Klinikangelegenheiten & Krisenmanagement informiert (Tel. siehe unten). Institut für Virologie, Phillips Universität Marburg, Hans-Meerwein-Str. 2, Marburg Dr. M. Eickmann (Leiter BSL-4 Labor): , (24 h); Prof. S. Becker (Institutsdirektor): oder 254, (24 h); Dr. C. Keller (Ltd. Arzt) oder ; Diagnostik Tel.: (24 h), Fax Der Probentransport wird vom Institut für Virologie der Universität Marburg organisiert. Bernhard-Nocht-Institut Bernhard-Nocht-Str. 74, Hamburg, Tel (24-stündige Rufbereitschaft) Falls der V.a. Klasse IV-Erreger erst nach Eintreffen der Probe in unserem Institut bekannt wird, darf die Probe NICHT geöffnet oder untersucht werden. Der/die BereichsleiterIn o. die/der Dienstärztin/arzt lokalisiert die Probe und isoliert sie unverzüglich durch folgende Maßnahmen: Information einer/s weiteren Wiss. Diagnostik-MitarbeiterIn zur Sicherstellung der Informationskette und der Logistik. Händedesinfektion, Anlegen eines Schutzkittels, eines Mundschutzes und einer Schutzbrille (Einmal- OP-Kittel, Mundschutz und Schutzbrillen liegen im Schrank im Probeneingangslabor). Anlegen von 2 Paar Einmalhandschuhen übereinander. Verbringen der Probe in einen geschlossenen unzerbrechlichen Behälter (Behälter mit der Aufschrift Behälter für die Zwischenlagerung von S4-Proben steht im Schrank im Probeneingangslabor). Danach das äußere Paar Handschuhe wechseln. Transport der Probe im geschlossenen Behälter unter die eingeschaltete Sicherheits-Werkbank im Virusisolierungslabor. Probe im geschlossenen Behälter dort stehen lassen, Mitarbeiter informieren und Virusisolierungslabor für weitere Arbeiten sperren ( Gesperrt -Hinweis an Türe hängen). Schutzkleidung unter Beobachtung einer 2. Person (zur Kontrolle, dass man sich dabei nicht kontaminiert) ablegen und gründliche Händedesinfektion mit Sterilium Virugard für 2 Minuten. Sofort telefonische Kontaktaufnahme mit einer der o.g. S4-Einrichtungen. Benachrichtigung der Zentralen Krankenhaushygiene UKK, Tel (Dienstarzt) oder Funk 4400 (Hygienefachkräfte) Benachrichtigung der Stabsstelle Klinikangelegenheiten & Krisenmanagement (Leiterin: Fr. Claudia Glörfeld, Tel. 6552) Benachrichtigung des Gesundheitsamts Köln Tel Probenversand nach Rücksprache mit Mitarbeitern o.g. S4-Einrichtungen in UN-Nr Transportverpackung für Klasse 6.2. (P620 Bio-Bottles sind im Schrank im Probeneingangslabor). Möglichst schnell Feststellung der Personen, die Kontakt mit dem Untersuchungsmaterial hatten und gründliche Desinfektion aller Geräte/Einrichtungsgegenstände, die Kontakt mit der Probe hatten mit Perform 3% (Einwirkzeit 4 Stunden). 18

20 Liste der humanpathogenen viralen Klasse IV Erreger gemäß GenTR/ BioMedR/ TRBA 462 Ebolavirus (hämorrhagisches Fieber) Guanaritovirus (Venezuelanisches hämorrhagisches Fieber) Hendravirus (Zoonose, Fledermäuse, Pferd; Resp.Trakt, Meningitis/Enzephalitis) Juninvirus (Argentinisches hämorrhagisches Fieber) Krim-Kongo-Fieber Virus (hämorrhagisches Fieber) Lassavirus (hämorrhagisches Fieber) Lujovirus (hämorrhagisches Fieber) Machupovirus (Bolivianisches hämorrhagisches Fieber) Marburgvirus (hämorrhagisches Fieber) Morbillivirus des Pferdes (Paramyxo-ähnliche Pferdeviren, siehe Hendravirus) Nipahvirus (Zoonose, Fledermäuse, Schweine; Resp. Trakt, Enzephalitis) Pockenviren (Variola-Major- und Variola-Minor-Virus) Sabiavirus (Brasilianisches hämorrhagisches Fieber) 19

21 5. Nationales Referenzzentrum (NRZ) für Papillom- und Polyomaviren Leitung Prof. Dr. med. Ulrike Wieland Labor & Koordination Dr. rer. nat. Steffi Silling Ansprechpartner für HPV- Zellkulturmodelle Ansprechpartnerin für BK- Polyomavirus Prof. Dr. rer. nat. Baki Akgül Dr. med. Veronica di Cristanziano Leistungsangebot des NRZ: Beratung von Fachpersonal zu Fragen der Diagnostik, der Prophylaxe und der Therapie von Humanen Papillomvirus (HPV)- und Polyomavirus (HPyV)-assoziierten Erkrankungen Beratung von Laboratorien bei der Diagnostik von Papillom- und Polyomavirus-Infektionen Typisierungen von HPV in diagnostischen Sonderfällen nach vorheriger Absprache Isolierung und Sequenzierung neuer HPV-Typen sowie Abgabe der Plasmide auf Anfrage Nachweis von BKPyV, JCPyV, MCPyV und weiterer humaner Polyomaviren in diagnostischen Sonderfällen nach vorheriger Absprache Führen einer Sammlung diagnostischer Referenzmaterialien für HPV und HPyV sowie Abgabe auf Anfrage Durchführung von Fortbildungsveranstaltungen für Ärzte und Ärztinnen sowie Mitarbeiter/innen des öffentlichen Gesundheitsdienstes Evaluation von kommerziellen, diagnostischen Testsystemen für HPV und HPyV Unterstützung von nationalen und internationalen Ringversuchen zu HPV und HPyV Durchführung von epidemiologischen Studien, z.b. zur Aufklärung des Zusammenhangs von Erregernachweis und Erkrankung oder im Rahmen von Vakzinierungsstrategien Hinweise zum Materialversand an das NRZ: Geeignete Materialien für die HPV- und HPyV-DNA-Diagnostik sind Abstriche und Biopsien, für BKPyV Urinund EDTA-Blut, und für JCPyV Liquor und EDTA-Blut. Auch aus Paraffin-eingebettetem Gewebe kann virale DNA extrahiert werden. Abstriche für den DNA-Nachweis werden idealerweise in Transportmedium für die Zytologie (z.b. PreservCyt) versandt. Der Transport von Abstrichen und nativen Biopsien kann sofern nur DNA nachgewiesen werden soll - bei Raumtemperatur erfolgen. Biopsien können auch gekühlt (+4 C) oder auf Eis versendet werden. Für weitere Details zu geeigneten Materialien und Transport siehe Abschnitt 6 bei den einzelnen Erregern. Information zu HPV finden Sie hier (RKI-Ratgeber Humane Papillomviren): Informationen zur HPV-Impfung finden Sie hier: (Übersichtsartikel) (S3-Leitlinie zur Impfprävention HPV-assoziierter Neoplasien herausgegeben vom HPV Management Forum der Paul-Ehrlich-Gesellschaft) (HPV-Impfung von Jungen) Informationen zu Analen Dysplasien und Analkarzinom bei HIV-Infizierten finden Sie hier: 01.pdf Informationen zu HPV-assoziierte Läsionen der äußeren Genitalregion und des Anus finden Sie hier (S2k-Leitlinie): Informationen zur Prävention des Zervixkarzinoms finden Sie hier (S3-Leitlinie): 20

22 6. Leistungsspektrum Adenoviren (AV) Astroviren BK-Polyomavirus (BKPyV) Bocavirus Chikungunyavirus Cytomegalievirus (CMV) Coronaviren Dengue-Viren Epstein-Barr-Virus (EBV) Enteroviren Frühsommer-Meningoencephalitis (FSME) Virus Hantaviren Hepatitis-A-Virus (HAV) Hepatitis-B-Virus (HBV) Hepatitis-C-Virus (HCV) Hepatitis-D-Virus (HDV) Hepatitis-E-Virus (HEV) Herpes-simplex-Viren (HSV) Humanes Herpesvirus 6 (HHV-6) Humanes Herpesvirus 8 (HHV-8) Humanes Immundefizienz-Virus (HIV) Humane Papillomviren (HPV) Influenza A/B-Viren JC-Polyomavirus (JCPyV) Masernvirus Merkelzell-Polyomavirus (MCPyV) Metapneumovirus (hmpv) Mumpsvirus Noroviren Parainfluenzaviren Parechoviren Parvovirus B Rhinoviren Rötelnvirus Rotaviren Respiratory-Syncytial-Virus (RSV) Sandfliegen-Fieber-Virus (SFV) Toxoplasma gondii Varizella-Zoster-Virus (VZV) West-Nil-Virus (WNV) Zikavirus Verschiedene Viren (Virusanzucht)

23 Einzeluntersuchungen alphabetisch nach Erregernamen (in Klammern: ICTV Nomenklatur) mit Angaben zu Testmethode, Untersuchungsmaterial, Probenmenge, Abnahme/Transport, Untersuchungsdauer, Indikation und Interpretation der Ergebnisse Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen Adenoviren (AV) (Adenoviridae) DNA PCR Stuhl, Liquor, TS, BAL, Urin, Abstrich Nasen-/Rachensekret EDTA-Blut, Knochenmark DNA Multiplex -PCRs Stuhl Abstrich, BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ Nasen- Spülung, Punktat, Sputum, Stuhl: erbsengr.; 2 5 ml (750 µl; Blutproben: 1 ml) Stuhl: erbsengr.; 1 3 ml (1 ml) Abstrich in 1-3 ml UTM-RT Transport Medium für Viren; Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in UTM- RT Transport Medium für Viren (1-3 ml). pos/ neg Serum/ EDTA-Blut: Kopien/ml 4 h 4h V.a. Adenovirusinfektion (AV); virale Konjunktivitis, RT-Infekt., virale GE, hämorrhag. Zystitis; Bei Immunsuppr. system. Infektionen möglich; Bei V.a. AV bei KM-TPL auch PCR aus EDTA-Blut: Intermediäres bzw. hohes Morbiditäts-Risiko ab 1000 bzw Kopien/ml. akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock Respirator. Erregernachweis bzw. bei V.a. virale GE im Untersuchungsblock virale Durchfall- Erreger enthalten; auch als Einzeltest (siehe oben) anforderbar. Astroviren (Astroviridae) RNA Multiplex -PCR Stuhl erbsengr. 4 h bei V.a. virale GE, im Untersuchungsblock virale Durchfall- Erreger enthalten BK-Polyomavirus (BKPyV) (Human polyomavirus 1) DNA PCR Urin EDTA-Blut 2 5 ml (750 µl; Blutproben: 1 ml) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Urin/ EDTA-Blut: IU/ml 1 IU = 1,01 Kopien 4 h Bei V.a. hämorrhag. Zystitis (KM- TPL, Leukämie), Ureterstenose (Kinder); Post-TPL-Nephropathie, selten Pneumonie, Meningoenzephalitits; asympt. Ausscheidung im Urin bei NTPL häufig; >10 7 Kopien/ml im Urin sind mit BKPyV- Nephropathie nach TPL bzw > Kopien/ml mit hämorrhag. Zystitis assoziiert. >10 4 Kopien/ml im EDTA-Blut (persistierend > 3 w) erhärten den V.a Post-TPL- Nephropathie (histologische Diagnosesicherung durch Nierenbiopsien). Bocavirus (Primate bocaparvovirus 1/2) DNA Multiplex -PCR Abstrich, BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ Nasen- Spülung, Punktat, Sputum 1 3 ml (1 ml) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in UTM- RT Transport Medium für Viren (1-3 ml) 4h akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock Respirator. Erregernachweis enthalten. 22

24 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen Chikungunya-Virus (Chikungunya virus) RNA PCR Serum, Liquor 1 5 ml (750 µl) 4h Bei V.a. Chikungunya-Fieber nach Tropenaufenthalt (Fieber, Gelenkbeschwerden). Bei akuter Chikungunya-Virus-Infektion ist virale RNA in der ersten Krankheitswoche ( 3 7 d) im Blut nachweisbar. Selten können Chikungunya-Virus Infektionen mit ZNS-Beteiligung verlaufen. Die Chikungunya-Virus PCR ist als Einzeltest anforderbar u. im Untersuchungsblock Tropische Viren enthalten. Cytomegalievirus (CMV) (Human betaherpesvirus 5) IgG IgG Aviditätstest CMIA Serum 5 ml (500 µl) IgM CMIA Serum 5 ml (500 µl) DNA PCR EDTA-Blut, Urin, Liquor, Kammerwasser, BAL, TS, Abstrich, Biopsie, Knochenmark pp65 Antigen* IFT EDTA-, Heparin- Blut 2 5 ml (750 µl; Blutproben: 1 ml; Biopsie: 2 mm 3 ) 10 ml (5 ml) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Probe muss spätestens 24 h nach Abnahme im Labor sein. Bitte separates Röhrchen abnehmen (d.h. für PCR + pp65 zwei Röhrchen!) U/ml Kopien/ml (EDTA-Blut) bzw. semiquantitativ: pos. Zellen pro Zellen 1 h 1 h 4 h Mo-Fr/ 5 h CMV-IgG positiv ab 6 U/ml (erfolgte CMV-Infektion); bei 6-15 U/ml empfiehlt der Testhersteller die Testung einer 2. Serumprobe zur Bestätigung des IgG Status; obere Nachweisgrenze: > 250 U/ml. Bei Serokonversion im Rahmen der Primärinfektion kann IgG zeitgleich mit IgM oder 1-2 (-3) w nach IgM nachweisbar sein. Bei positivem CMV-IgG u. V.a. Primärinfektion (IgM positiv) kann mittels CMV-IgG Aviditätstest zwischen einer kürzlich erworbenen Primärinfektion (niedrige Avidität) und einer Nicht- Primärinfektion (hohe Avidität) unterschieden werden. bei Primärinfekt. (ab 1 w nach Symptombeginn) 2 m bis 1 a nachweisbar (bei Immunsuppr. > 2 a); ein neg. Resultat schließt aktive Infektion/ Reaktiv. nicht sicher aus. TORCH: neg. IgM schließt konnatale Infekt. nicht sicher aus (bei bis zu 80% der kongenital Infizierten ist IgM nicht nachweisbar; CMV-PCR aus Urin o. Speichel empfohlen!). u.a. Monitoring nach TPL. CMV- DNA im Vollblut (o. Plasma) korreliert mit erhöhtem Risiko einer system- ischen CMV-Erkrankung (>1000 Kopien/ ml). Im Urin ist eine asymptomat. CMV-Ausscheidung möglich. Nachweis von CMV-DNA in Liquor, BAL etc. spricht für aktive CMV-Infektion. Bei gastrointestinaler CMV-Infektion/Reaktivierung und selten auch bei CMV-Pneumonie kann der CMV-DNA Nachweis im Blut negativ bleiben. u. a. Monitoring bei TPL; Bei KM- TPL ungeeignet; Bei pos. Befund disseminierte Infektion, die asymptomatisch bleiben o. symptomatisch werden kann; bei 50 pos. Zellen/ Zellen sympto-mat. Infektion/ Reaktivierung sehr wahrscheinlich. Kann bis zu 1 w vor Symptombeginn pos. sein. 23

25 Parameter Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Mo-Fr/ 28 h Quanti- feron- Test* Methode Material ELISA Heparin- Vollblut Probenmenge optimal (minimal) 10 ml Heparinblut Besonderheiten bei Abnahme/ Transport 10 ml Heparinblut Die Probe muss nach Abnahme so schnell wie möglich bei RT in unser Labor transportiert werden (nicht auf Eis transportieren! niicht im Kühlschrank lagern, sondern bei RT, falls kein sofortiger Transport möglich) Ergebnis/ Dimension reaktiv/ nichtreaktiv/ nicht ermittelbar Anmerkungen Der Test misst die zelluläre Immunität gegen CMV. Vollblut wird mit CMV-Antigenen und Kontrollantigenen stimuliert und die Interferon-gamma Sekretion im Plasma gemessen. Fehlende Stimulierbarkeit (Testresultat nichtreaktiv) ist wegen fehlender zellvermittelter Anti-CMV-Immunität mit einem erhöhten Risiko für eine CMV-Reaktivierung verbunden. Anti- körper- Index (AI) CMV- Resistenz EIA Serum + + Liquor, zeitgleiche Entnahme Sequenz -analyse Serum 2 ml (120 µl) Liquor 0,75 ml (120 µl) Einsendung nur Mo - Fr und nicht am Samstag und nicht vor Feiertagen! Zeitgleiche Abnahme von Serum + Liquor Bitte nicht das normale Anforderungsformular für virologische Untersuchungen benutzen, sondern den Einsendeschein Neurologische Labordiagnostik (mittlere Spalte). Das Institut für Klinische Chemie leitet die Proben zur erregerspezif. AI-Bestimmung an uns weiter. EDTA-Blut 5 ml Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. relativer Liquor/ Serum IgG- Quotient sensitiv bzw. resistent 3 x pro w/ 1d bei Bedarf/ 5 7 d < 1,5, normal (keine intrathekale IgG-Synthese gegen CMV). 1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen CMV möglich, sofern die Blut-Liquor- Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klinischen Chemie). >= 2,0, intrathekale IgG-Synthese gegen CMV liegt vor, sofern die Blut-Liquor-Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klin. Chemie). Der AI ist in der frühen Phase (1. Krankheitswoche) der Infektion unauffällig, da IgG im Liquor erst in der 2. Krankheitswoche ansteigt! Nach durchgemachter Infektion fällt der AI langsam (über Monate bis Jahre) ab. Im Rahmen chronisch entzündl. Erkrankungen des ZNS, wie z.b. Multipler Sklerose, können die AI für mehrere Erreger erhöht sein (unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen). Genotypische Resistenzbestimmung durch Sequenzanalyse von Abschnitten des CMV UL54 und UL97 Gens. Erfasst werden Resistenzen gegen (Val)Ganciclovir, Foscarnet und Cidofovir. Siehe auch Abschnitt 7.4. Coronaviren (Coronaviridae) RNA Multiplex -PCR Abstrich, BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ Nasen- Spülung, Punktat, Sputum 1 3 ml (1 ml) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Abstrich UTM-RT Transport Medium für Viren (1 3 ml) 4h akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock Respirator. Erregernachweis enthalten. Umfasst die Coronaviren 229E, OC43 und NL63 24

26 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen Dengue-Viren (Dengue virus) IgM+IgG EIA Serum 2 5 ml (100 µl) NS1-AG IC Serum 2 5 ml (150 µl) RNA PCR Serum, Liquor 2 5 ml (750 µl; Blutproben: 1 ml) 4 h 1 h 4 h Bei Fieber nach Tropenaufenthalt. IgM bei Primärinfektion frühestens 3-5 (-8) d nach Fieberbeginn für d (-8 m), bei Sekundärinfektion meist (aber nicht immer) ab d 20 positiv. IgG bei Primärinfektion meist ab d 14, bei Sekundärinfektion Titeranstieg ab d 1-2 nach Fieberbeginn. Bei neg. Test u. klinischem Verdacht: NS1-Antigen (s.u.) oder Kontrolleinsendung in 3-4 d oder PCR (Virämie 3 7 d). Kreuzreaktionen mit anderen Flaviviren sind möglich (Gelbfieber-, West Nil-, Japan. Enzephalitis-, FSME-Virus). Die Dengue-Virus Serologie ist einzeln anforderbar u. im Untersuchungsblock Tropische Viren enthalten. Bei primärem oder sekundärem Dengue-Fieber von d1-d9 nach Fieberbeginn nachweisbar (Test- Spezifität 98,4%, Sensitivität 92,8%) Bei unklaren serologischen Dengue- Virus Befunden. Kurze Virämie (ca. 3-7 d). Die Dengue-Virus PCR ist als Einzeltest anforderbar u. im Untersuchungsblock Tropische Viren enthalten. Epstein-Barr-Virus (EBV) (Human gammaherpesvirus 4) VCA-IgA IFT Serum 5 ml (100 µl) VCA-IgG CLIA Serum 5 ml (170 µl) VCA-IgM CLIA Serum 5 ml (170 µl) EBNA1- IgG CLIA Serum 5 ml (170 µl) DNA PCR EDTA-Blut, Liquor, Biopsie, Knochenmark 2 5 ml (750 µl; Blutproben: 1 ml) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Titer bis > 1: 512 E/ml E/ml IU/ml (EDTA-Blut) bzw. pos./neg. 3x pro w/ 4 h 2 h 2 h 2 h 4 h Titer erhöht ( 1:160) bei Nasopharynx-Karzinom ab 20 E/ml positiv; bei akuter Infektion pos., danach lebenslang akute EBV-Infektion o. Reaktivierung, nach Primärinfekt w nachweisbar (event. länger); bei Primärinfektion in 5-10% kein IgM (VCA-IgG pos., EBNA-IgG neg.) ab 20 E/ml positiv; frühestens 4-8 w nach Primärinfektion nachweisbar, d.h. EBNA-1 IgG schließt eine Primärinfektion aus; bei Immunsuppr. oft Verlust von EBNA-1 IgG; 5-10% der Infizierten bilden nie EBNA-1 IgG. Bei V.a. EBV-Reaktivierung; bei Immunsuppression o. EBVassoziiertem Lymphom; bei V.a. Primärinfektion (EDTA-Blut) und unklarer EBV-Serologie. Zur Viruslast-Bestimmung bitte Einsendung von EDTA-Blut (u. nicht Serum). Enteroviren (Genus Enterovirus) RNA PCR Liquor, Pu nktat, Serum, Stuhl, Abstrich, Biopsie 2 5 ml (750 µl; Blutproben: 1 ml) Stuhl: erbsengr.; Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in UTM- RT Transport Medium für Viren (1-3 ml) 4 h V.a. Meningitis/Enzephalitis, Neugeborenen-Infekt.; Hand-Fuss- Mundkrankheit. Die PCR erfasst Coxsackie A-, Coxsackie B-, Echo-, Polio- und Enteroviren. 25

27 Parameter RNA Methode Material Multiplex -PCR Abstrich, BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ Nasen- Spülung, Punktat, Sputum Probenmenge optimal (minimal) 1 3 ml (1 ml) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Abstrich UTM-RT Transport Medium für Viren (1 3 ml) Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer 4h Anmerkungen akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock "Respirator. Erregernachweis" enthalten; auch als Einzeltest (siehe oben) anforderbar. Frühsommer-Meningoencephalitis (FSME) Virus (Tick-borne encephalitis virus) IgG EIA Serum 5 ml (20 µl) IgM EIA Serum 5 ml (20 µl) U/ml Mo-Fr/ 4 h Mo-Fr/ 4 h ab 165 Vienna-Units /ml positiv. Durchgemachte Infektion o. Z.n. Impfung; meist wie IgM bereits bei Krankheitsbeginn nachweisbar; AK gegen anderen Flaviviren (Dengue-, Gelbfieber-, West-Nil-Virus, Japan- Enzephalitis-V., HCV, u.a.) können kreuzreagieren. Diagnosesichernd ist ein Titeranstieg in einer 2. Serumprobe (Abstand 2-4 w). bei Krankheitsbeginn fast immer pos.; nach FSME-Impfung event. für einige w (schwach) positiv; Kreuzreaktivität siehe FSME-IgG Hantaviren (Hantaviridae) Puumala IgM IgG IgM IC Schnelltest Immunoblot Immunoblot Serum Serum Serum 2 5 ml (20 µl) 5 ml (50 µl) 5 ml (50 µl) pos/neg. 1 h Mo-Fr / 5 h Mo-Fr / 5 h Bei negativem Test u. klinischem V.a. Hanta-(Puumala-) Infektion Kontrolleinsendung in 3-7 d; Bei pos. Test sind Kreuzreaktionen zw. den versch. Hantavirus Serotypen möglich; IgM können einige Monate nach Infektion schwach positiv nachweisbar sein. akute o. durchgemachte Infektion. Der Test erfasst die 5 Hantavirus Serotypen Puumala (Europa), Dobrava (Europa), Hantaan (Asien), Seoul (Asien), Sin Nombre (Amerika); IgG sind kurz nach den IgM AK (s.u.) nachweisbar und bleiben wahrscheinlich lebenslang erhalten; Kreuzreaktionen zwischen den o.g. Serotypen sind möglich. frische Infektion; ab oder wenige d nach Krankheitsbeginn für 3-6 m positiv, in Einzelfällen 1-3 a nachweisbar; in Einzelfällen nur IgG nachweisbar; der Test erfasst die 5 Hantavirus Serotypen Puumala, Dobrava, Hantaan, Seoul, Sin Nombre; Kreuzreaktionen zwischen den o.g. Serotypen sind möglich. Bei negativem Test u. klinischem V.a. Hantavirus-Infektion bitte Kontrolleinsendung in 3-14 d; Bei pos. IgM und neg. IgG-Resultat sollte eine weitere Testung nach 1 w erfolgen. 26

28 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen Hepatitis-A-Virus (HAV) (Hepatovirus A) IgG CMIA Serum 5 ml (500 µl) IgM CMIA Serum 5 ml (500 µl) pos. / neg. 1,5 h 1 h IgG nach durchgemachter Infektion oder Impfung (Immunität). Bei Krankheitsbeginn fast immer positiv und für ca. 12 w (- 6m) nachweisbar, falsch positive Reaktionen sind (selten) möglich; ein positives Resultat sollte deshalb durch eine HAV-IgG-Bestimmung ergänzt werden. Hepatitis-B-Virus (HBV) (Hepatitis B virus) a-hbc CMIA Serum 5 ml (500 µl) a-hbc- IgM CMIA Serum 5 ml (500 µl) HBs-AG CMIA Serum 5 ml (300 µl bzw. 150 µl zerntrifugiert es Serum) HBs-AG quantitativ CMIA Serum 5 ml (500 µl) a-hbs CMIA Serum 5 ml (500 µl) HBe-AG CMIA Serum 5 ml (500 µl) a-hbe CMIA Serum 5 ml (500 µl) HBV-DNA Viruslast HBV- Genotypisierung/ Resistenz quant. PCR PCR u. Sequenz -analyse Serum EDTA EDTA-Blut (Serum) 5 ml (1 ml) Das Serum sollte vor einer Heparintherapie entnommen werden, Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. 5 ml Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein IU/ml miu/ml IU/ml Nachweisgrenze = 10 IU/ml (1 IU =3,41 Kopien) Genotypisierung, Resistenzbestimmung 1 h 1 h 1 h 1 h 1,5 h 1 h 1 h 2 x pro w/ 6 h mehrmals pro w/ >= 2 w Durchseuchungsmarker; Positiv nach HBV-Kontakt (akute, chron., abgelaufene Hepatitis B). Isoliert pos. a-hbc u.a. bei post-akuter HBV Infektion, HBV-Trägerstatus ohne nachweisbares HBsAG (Escape Mutanten, Immunkomplexe, sehr niedr. HBsAG Titer), passiver AK- Transfer, Anti-HBs-Verlust bei lange zurückliegender Primärinfektion, oder bei unspezifischer Reaktion akute HBV-Infektion, event. auch bei chron. Infekt. mit erhöhter Virusaktivität nachweisbar. Gelegentlich jahrelang und sogar länger als a-hbs nachweisbar. akute o. chronische Infektion; frühester serolog. Marker (ca. 6 8 w p.i.); Infektiosität! Bei sog. Low Level Carriern (okkulte HBV- Infektion) nicht nachweisbar (PCR+, <200 IU/ml) Therapieüberwachung bei chronischer Hepatitis B; Biomarker für die Prognose und das Ansprechen auf die Therapie. Die Nachweisgrenze liegt bei 0,05 IU/ml. Dynamischer Bereich des Tests bis 5000 IU/ml. Abgelaufene Infektion (bei pos. a-hbc) o. Z.n. Impfung (nur anti- HBs+); Immunität ab 10 miu/ml, langanhaltende Immunität ab 100 miu/ml akute o. chronische Infektion; hohe Infektiosität Bei Präcore/ Core Mutanten trotz hoher Infektiosität nicht nachweisbar (HBV-DNA > 2000 IU/ml, hoch-virämisch) Abschätzung des Hepatitis- Aktivitätsgrads; Positivität schließt eine Lebererkrankung nicht aus, inbes. bei HBV-DNA-Last > 2000 IU/ml ab 4 Wochen p.i. nachweisbar; > 2000 IU/ml spricht für starke Infektiosität; Therapiemonitoring; prognost. Marker; Dynamischer Bereich des Tests bis 10 9 IU/ml Resistenzbestimmung bei V.a. Nukleos(t)idanaloga-Resistenz; Genotypisierung: prognostischer Marker für Erfolg einer Interferon- Therapie (A u. B günstiger als C u. D) Siehe auch Abschnitt

29 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen Hepatitis-C-Virus (HCV) (Hepacivirus C) IgG CMIA Serum 5 ml (300 µl bzw. 150 µl zerntrifugiert es Serum) IgG IB Serum 5 ml (20 µl) HCV-RNA PCR HCV Genotypisierung PCR/ Sequenzierung PCR u. Sequenz -analyse Serum EDTA-Blut EDTA-Blut (Serum) 5 ml (1 ml) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein 5 ml Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. EDTA-Blut 5 ml Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. IU/ml Quantifizier ungsgrenzen: 15 bis 100 MIO IU/ml Genotypen 1a-b,2a-b, 3,4,5,6 HCV Resistenzbestimmung Resistenzbestimmung 1 h Mo-Fr/ 6 h 3 x pro w/ 6 h 1(-2) x pro w/ 4 h (Sequenzanalyse 3-4 d) mehrmals pro w/ >= 2 w HCV-Suchtest; in der Regel 7-8 w (Spannweite 4-26 w) nach Infektion positiv. Bei Immundefizienz/ suppression, Hämodialyse oder bei V.a. frische Infektion ist ein HCV- RNA-Nachweis empfohlen! Bestätigungstest bei erstmalig positivem Suchtest und fehlendem HCV-RNA Nachweis Infektiosität, V.a. frische Infektion (AK noch neg.), ab 1.-3 w p.i. nachweisbar; HCV-Ausschluss bei Immundefizienz, Dialyse (s.o.), Therapiekontrolle, prognostischer Marker vor Therapie-beginn, Risikoabschätzung bei vertikaler Transmission. Der Test erfasst die HCV-Genotypen 1 6. Bei interferon-freien Therapie- Regimen mit directly acting antivirals hat Genotyp (GT) 1 und insbesondere GT 1b die höchsten Heilungsraten. GT3 ist am schwierigsten zu behandeln. Bei V.a. Resistenz für DAA gegen HCV. Siehe auch Abschnitt 7.2. Hepatitis-D-Virus (HDV) (Hepatitis delta virus) Gesamt- AK (IgG +IgM) CLIA Serum 5 ml (170 µl) RNA PCR Serum, EDTA-Blut 2 5 ml (2 ml) IU/ml 2 h Mo-Fr/ 4h Nur bei Pat. mit bzw. Risiko für HBV-Infektion sinnvoll. HDV ist ein defektes Virus, das als Hüllprotein HBs-Antigen benötigt. Ko- o. Super- Infektion mit/bei HBV-Infektion möglich. HBsAg-positive Patienten sollten auf Anti-HDV-Antikörper getestet werden. Anti-HDV IgG persistiert auch nach Abklingen der HDV-Infektion für mehrere Jahre. Anti-HDV IgM geht bei Patienten mit ausgeheilter HDV-Infektionen zurück und kann bei chronischer HDV-Infektion persistieren. Ein V.a. chronische HDV-Infektion wird durch Nachweis von HDV-RNA im Serum/ Plasma bestätigt. Nur bei Patienten mit HBV-Infektion sinnvoll (siehe oben). Hepatitis-E-Virus (HEV) (Orthohepevirus A) IgM Immuno blot Serum 5 ml (200 µl) 4h Akute Hepatitis nach Tropenaufenthalt; in Industrienationen relativ selten (rohes Schweinefleisch). IgM bei >= 90% 1-4 w nach Symptombeginn positiv (für ca. 3 m, in Einzelfällen länger) Positive Resultate sollten mittels PCR bestätigt werden. Eine akute EBV-Infektion kann zu falsch positiven Resµltaten führen. Bei V.a. akute Hepatitis E und neg. IgM, zeitnah PCR aus Stuhl und serologische Kontrolle in 1-2 w. Bei Immunsupprimierten direkt PCR 28

30 Parameter IgG Methode Material Immuno blot Serum RNA PCR Stuhl, EDTA-Blut, Serum Probenmenge optimal (minimal) 5 ml (200 µl) Stuhl: erbsengr.; 2 5 ml (1 ml) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer 4h 4h Anmerkungen Bei akuter Hepatitis E kurz nach IgG positiv; nach durchgemachter Infektion (lebens)lang nachweisbar; HEV-RNA ist im Plasma oder Serum 1-2 (-4) w, hauptsächlich vor Symptombeginn, und im Stuhl ab/kurz vor Symptombeginn für 3-4 (-8) w nachweisbar. Bei chronischer HEV-Infektion (selten und nur bei Immunsupprimierten) wurde HEV- RNA auch im Liquor nachgewiesen. Herpes-simplex-Viren (HSV) (Human alphaherpesvirus 1/2) IgG CLIA Serum 5 ml (170 µl) IgM CLIA Serum 5 ml (170 µl) DNA PCR Liquor Kammerwasser Abstrich Biopsie BAL, (Serum, EDTA-Blut) Ab 2-3 w nach Primärinfektion positiv. Bei positivem IgG durchgemachte HSV-1 und/oder HSV-2 Infektion (oder Gabe von Immunglobulinen). Positiv bei Primärinfektion (ab 1 w nach Infektion) u. eventuell bei ausgedehnten Rezidiven. Bei Rezidiven oft negativ. Bei V.a. HSV- Infektion/Rezidiv ist die Einsendung eines läsionalen Abstrichs zum HSV-Nachweis mittels PCR vorzuziehen. Bei V.a. HSV-Enzephalitis, V.a. Herpes genitalis, insbes. bei Schwangeren, Immunsuppress., V.a. konnatale HSV-Infektion, V.a. mukokutane/orale HSV- Infektion (insbes. bei Immunsupprimierten) Anti- körper- Index (AI) HSV-1 Resistenz * EIA Serum + + Liquor, zeitgleiche Entnahme Sequenz -analyse Abstrich (EDTA- Blut) 2 5 ml (750 µl; Blutproben: 1 ml; Biopsien: 2 mm 3 ) Serum 2 ml (120 µl) Liquor 0,75 ml (120 µl) Abstrich: UTM-RT Transport Medium für Viren (1-3 ml) Zeitgleiche Abnahme von Serum + Liquor Bitte nicht das normale Anforderungsformular für virologische Untersuchungen benutzen, sondern den Einsendeschein Neurologische Labordiagnostik (mittlere Spalte). Das Institut für Klinische Chemie leitet die Proben zur erregerspezif. AI-Bestimmung an uns weiter. 5 ml Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Abstrich UTM-RT Transport Medium für Viren (1 3 ml) relativer Liquor/ Serum IgG- Quotient sensitiv bzw. resistent 2 h 2 h 4 h 3 x pro w/ 1d bei Bedarf/ 5 7 d < 1,5, normal (keine intrathekale IgG-Synthese gegen HSV). 1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen HSV möglich, sofern die Blut-Liquor- Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klinischen Chemie). >= 2,0, intrathekale IgG-Synthese gegen HSV liegt vor, sofern die Blut- Liquor-Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klin. Chemie). Der AI ist in der frühen Phase (1. Krankheitswoche) der Infektion unauffällig, da IgG im Liquor erst in der 2. Krankheitswoche ansteigt! Nach durchgemachter Infektion fällt der AI langsam (über Monate bis Jahre) ab. Im Rahmen chronisch entzündl. Erkrankungen des ZNS, wie z.b. Multipler Sklerose, können die AI für mehrere Erreger erhöht sein (unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen). Genotypische Resistenzbestimmung durch Sequenzanalyse von Abschnitten des HSV-1 TK UL23 Gens. Erfasst werden Resistenzen gegen (Val)Aciclovir u. Famciclovir. Als Untersuchungsmaterial sind Abstriche besser geeignet als EDTA-Blut. HSV-2 wird von dem Test nicht erfasst. Siehe auch Abschnitt

31 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen Humanes Herpesvirus 6 (HHV-6) (Human betaherpesvirus 6A/B) DNA PCR EDTA-Blut Liquor 5 ml (750 µl) IU/ml HHV6A HHV6B bzw. negativ 4 h Bei Primärinfektion (asymptomatisch o. Fieber, Exanthema subitum, erfolgt in den ersten Lebensjahren) oder Reaktivierung positiv. HHV6- Reaktivierungen verlaufen i.d.r. asymptomatisch, bei Immunsupprimierten sind Organmanifestationen beschrieben (z.b. Enzephalitiden bei KM-TPL). Ca. 1% der Menschen trägt vererbte chromosomal integrierte HHV6- DNA. Dies führt ebenfalls zu positiven Testresultaten. Umrechnungsfaktor IU und Kopien: HHV6A: 1 IU = 0,35 Kopien HHV6A- DNA; HHV6B: 1 IU = 0,96 Kopien HHV6B-DNA Humanes Herpesvirus 8 (HHV-8) Kaposi-Sarkom-assoziiertes Herpesvirus (KSHV) (Human gammaherpesvirus 8) DNA PCR Biopsie EDTA kl. Stanze (2 mm 3 ) 2 5 ml (1 ml) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. 8 h HHV8-DNA ist in fast 100% aller Kaposi-Sarkom Biopsien nachweisbar. Eine negative PCR aus Biopsiematerial schließt ein KS nahezu sicher aus. 50% aller Patienten mit positiver PCR im EDTA-Blut (PBL) entwickeln bei vorhandener Immunsuppression ohne antiretrovirale Therapie in den nächsten 3 Jahren ein KS. Humanes Immundefizienz-Virus (HIV) (Human immunodeficiency virus 1, 2) HIV1/2 IgG + HIV p24- Antigen HIV1 oder HIV2 IgG HIV-1 RNA Viruslast HIV-1 Resistenzbestimmung HIV-1 Tropismus CMIA Serum 5 ml (300 µl bzw. 150 µl zerntrifugiert es Serum) IB Serum 5 ml (20 µl) PCR PCR u. Sequenz -analyse PCR u. Sequenz -analyse EDTA-Blut Liquor EDTA-Blut Liquor 5 ml (1 ml) Liquor: 700 µl; bei weniger Material erhöht sich die Nachweisgrenze Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. 5 ml Probe sollte 12 h (- 24 h) nach Abnahme im Labor sein. EDTA-Blut 5 ml Probe sollte 12 h (- 24 h) nach Abnahme im Labor sein. / unbestimmt (nicht eindeutig) Kopien/ml Quantifizier ungsgrenzen: Kopien/ml Nachweis resistenzassoziierter Mutationen, Tropismus (X4/R5) 1 h Mo-Fr/ 4 h 3-5x pro w/ 6 h mehrmals pro w/ >= 2 w mehrmals pro w/ >= 2 w HIV-Suchtest; Bei V.a. auf kürzl. Exposition Kontrolle in 2-4 w oder HIV-PCR. Bei Kindern HIV+ Mütter können maternale AK bis zum 21. m nachweisbar sein. Bestätigungstest bei positivem Suchtest. Ein positives Resµltat muss mit einer zweiten Serumprobe bestätigt werden. Differenzierung zw. HIV1 u. HIV2. Therapiekontrolle Infektionsmarker bei V.a. Primärinfektion (ab 10 d 2 w p.i. nachweisbar) oder vertikale Infektion; HIV-1 RNA Nachweis aus Liquor. Der Test erfasst die HIV-1 Gruppen M, O und N. HIV-2 wird nicht erfasst. bei V.a. Therapie-Resistenz gegenüber NRTIs, NNRTIs, PIs, FIs, EIs, INIs oder V.a. Infektion mit primär resistentem HIV-1 (siehe auch 6.: Befund der HIV-Resistenztestung). Die Generierung der Sequenzdaten erfolgt in Fremdvergabe im Institut für Immunologie und Genetik, Kaiserslautern, die Auswertung und Interpretation der Sequenzdaten erfolgt in unserem Institut. Siehe auch Abschnitt 7.3. Vor Therapie mit CCR5-Coreceptor- Antagonisten Siehe auch Abschnitt

32 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen Humane Papillomviren (HPV) (Papillomaviridae, Alpha-. Beta-, Gamma-, Mu/Nu-Papillomaviruses) High-risk HPV DNA genital Screening HPV DNA genital Typisierung HPV DNA kutan PCR Abstrich Tupfer in mindestens 1 ml ThinPrep PreservCyt TM; falls TM nicht verfügbar: trockener Tupfer PCR u. Hybridisierung mit typspezifischen Sonden PCR (versch. gruppenspezif. PCRs*) Abstrich Biopsie Biopsie 1 Tupfer in TM Biopsie: nativ 2 mm 3 Paraffineingebettetes Gewebe: 10 Schnitte á 5 µm Biopsie: nativ 2 mm 3 Paraffineingebettetes Gewebe: 5-10 Schnitte á 5-10 µm In PreservCyt gelagerte Abstriche sind bis zu 6 Monate stabil. Lagerung und Transport bei 2 bis 30 C möglich. Abstrich: ideales TM für die HPV- PCR: ThinPrep PresevCyt (bei und anforderbar), falls nicht verfügbar phoshat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS) oder NaCl 0,9% (2-3 ml) TM ohne Tupfer kann nicht bearbeitet werden! Biopsie nativ bei RT oder auf Eis versenden HPV16 HPV18/45 gepooltes Ergebnis für 11 weitere HR-HPV- Typen (HPV31, 33, 35, 39, 51, 52, 56, 58, 59, 66, 68) (Xpert HPV Test) Die HPV- Typisierung umfasst: High Risk: HPV16,18, 31,33,35, 39,45,51, 52,56,58,59 Mögliche High Risk: 26,30,34, 53,66-70, 73,82, (85,97) Low Risk: HPV6,11, 40, 42-44, und weitere LR-Typen, 2 h 2 x pro w/ 3 d 1-2 x pro w/ 1 d Anwendungsgebiete: 1. Bei Zervixabstrichen ist die HPV- PCR zur Krebsvorsorge ergänzend zur PAP-Zytologie bei Frauen ab 30 a sinnvoll. Durch Kombination beider Methoden werden fast 100% zervikaler (Prä)kanzerosen erkannt. 2. Entscheidungshilfe (Triage) bei fragl. zytologischen Befunden 3. Kontrolluntersuchen (mit Zytologie/Histologie) nach Therapie von CIN2/3 o. Karzinom 4. Erkennung von Adenokarzinomen der Zervix (zytologisch oft nicht erkannt) Mit der PCR sind über 40 anogenitale HPV-Typen nachweisbar. Persistierende Infektion mit HR-HPV können zu präkanzerösen Läsionen u. Anogenitalkrebs führen. HPV6/11: oft Condylomata acuminata (Genitalwarzen). Siehe auch Abschnitt 9. Für Sonderanforderungen oder Studien bitte telefonische Rücksprache. HPV-Typisierung mittels RLB oder Sequenzanalyse* möglich. Betaund Gamma-HPV kommen auch auf gesunder Haut vor! Influenza-A/B-Viren (Influenza A virus, Influenza B virus) IgA EIA Serum 5 ml (20 µl) RNA PCR Abstrich (Nase), BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ Nasen- Spülung, Sputum 1 5 ml (750 µl) Transport so schnell wie möglich. UTM-RT Transport Medium für Viren (1 3 ml) pos./neg. 4 h 4 h V.a. akute/kürzliche Infektion o. Z.n. Impfung, wenn IgA nachweisbar. IgA sind ab ca d nach Infektion nachweisbar u. fallen nach ca. 1 Monat wieder ab, wobei IgA nicht bei jeder akuten Infektion nachweisbar sind. Kreuzreaktionen zw. Influenza A u. B sind möglich. Bei V.a. Influenza ist die Einsendung eines Nasen-Abstrichs zum Nachweis viraler RNA empfohlen. Der Test erfasst Influenza A (incl. neue H1N1) u. Influenza B Viren. Nasenabstriche sind besser geeignet als Rachenabstriche. 31

33 Parameter RNA Methode Material Multiplex -PCR Abstrich (Nase), BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ Nasen- Spülung, Sputum Probenmenge optimal (minimal) 1 3 ml (1 ml) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in UTM- RT Transport Medium für Viren (1 3 ml) Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer 4h Anmerkungen akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock "Respirator. Erregernachweis" und im Untersuchungblock Influenza/RSV- Notfalltest enthalten; auch als Einzeltest (siehe oben) anforderbar. JC-Polyomavirus (JCPyV) (Human polyomavirus 2) DNA PCR Liquor Biopsie EDTA- Plasma 2 5 ml (750 µl) 2 mm 3 Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. 4 h ein negatives Resultat schließt eine PML nicht sicher aus (Liquor-PCR ist nur in 50-60% der Fälle positiv); bei V.a. auf PML kann auch die PCR aus Serum/Plasma sinnvoll sein (bei ca. 50% positiv). Masernvirus (Measles morbillivirus) IgG CLIA Serum 5 ml (170 µl) IgM CLIA Serum (Liquor) Anti- körper- Index (AI) EIA Serum + + Liquor, zeitgleiche Entnahme 5 ml (170 µl) Serum 2 ml (120 µl) Liquor 0,75 ml (120 µl) Zeitgleiche Abnahme von Serum + Liquor Bitte nicht das normale Anforderungsformular für virologische Untersuchungen benutzen, sondern den Einsendeschein Neurologische Labordiagnostik (mittlere Spalte). Das Institut für Klinische Chemie leitet die Proben zur erregerspezif. AI-Bestimmung an uns weiter. AU/ml relativer Liquor/ Serum IgG- Quotient 2 h 2 h 3 x pro w/ 1d Ab 16,5 AU/ml durchgemachte Maserninfekt. o. Z.n. Impfung (i.d.r. Immunität). 13,5 bis < 16,5 AU/ml werden als grenzwertig interpretiert. Bei trotz Impfung Erkrankten erfolgt ein deutlicher Anstieg der IgG Werte um das Mehrfache. Frische Infektion; IgM kann bei Exanthembeginn noch fehlen (Kontrolle 1-3 d später; PCR s.u.); IgM kann 6 8 w nachweisbar sein, in Einzelfällen auch länger. Nach Masern-Impfung eventuell positiv; Bei Geimpften mit Durchbruchserkrankung kann IgM negativ bleiben (PCR s.u.). Bei Immunsuppression event. nicht nachweisbar (PCR s.u.). Bei SSPE kann Masernvirus IgM im Liquor nachweisbar sein. < 1,5, normal (keine intrathekale IgG-Synthese gegen Masernvirus). 1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen Masernvirus möglich, sofern die Blut-Liquor-Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klinischen Chemie). >= 2,0, intrathekale IgG-Synthe-se gegen Masernvirus liegt vor, sofern die Blut-Liquor-Schranke intakt ist (s. Befunde Klin. Chemie). Der AI ist in der frühen Phase (1. Krankheitswoche) der Infektion unauffällig, da IgG im Liquor erst in der 2. Krankheitswoche ansteigt! Nach durchgemachter Infektion fällt der AI langsam (über Monate bis Jahre) ab. Bei SSPE ist der Masernvirus AI stark erhöht. Im Rahmen chronisch entzündl. Erkrankungen des ZNS, wie z.b. Multipler Sklerose, können die AI für mehrere Erreger erhöht sein (unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen). 32

34 Parameter Methode Material RNA PCR Oral Fluid, Rachenabstrich, Urin Probenmenge optimal (minimal) 2 5 ml (750 µl) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer 4h Anmerkungen Bei Masern ist virale RNA bei Krankheitsbeginn für einige (wenige) Tage in Oral Fluid, Urin, oder mittels Rachenabstrich nachweisbar. Die Testung von Serum mittels PCR wird nicht empfohlen. Merkelzell-Polyomavirus (MCPyV) (Human polyomavirus 5) DNA PCR Abstrich Biopsie 1 Tupfer in TM; Biopsie 2 mm 3 Abstrich: TM für die HPV-PCR oder phoshat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS) oder alkoholbasierte Transportmedien für die Zytologie (z.b. PreservCyt) oder NaCl 0,9% (2-3 ml) TM ohne Tupfer kann nicht bearbeitet werden! pos/neg oder MCPyV- DNA- Kopien pro Betaglobin- Gen-Kopie 2-3 x pro w, 1 d; MCPyV ist mit Merkelzell- Karzinomen der Haut assoziiert, kommt aber auch regelmäßig auf der Haut und Schleimhaut gesunder Personen vor. In Merkelzell-Karzinomen ist die MCPyV-DNA meist in das menschliche Genom integriert. Biopsie: nativ oder Paraffineingebettetes Gewebe (5-10 Schnitte a 5-10 um) humanes Metapneumovirus (hmpv) (Human metapneumovirus) RNA Multiplex -PCR Abstrich, BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ Nasen- Spülung, Punktat, Sputum 1 3 ml (1 ml) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Abstrich UTM-RT Transport Medium für Viren (1 3 ml) 4h akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock "Respirator. Erregernachweis" enthalten. Umfasst hmpv-a und hmpv-b. Mumpsvirus (Mumps rubulavirus) IgG CLIA Serum 5 ml (170 µl) IgM CLIA Serum 5 ml (170 µl) AU/ml 2 h 2 h Ab 11 AU/ml durchgemachte Mumpsinfekt. o. Z.n. Impfung; Werte zwischen 9,0 und < 11,0 AU/ml werden als grenzwertig interpretiert. Bei trotz Impfung Erkrankten erfolgt meist ein deutlicher Anstieg der IgG Werte um das Mehrfache. Akute Mumps-Infektion; IgM kann bei Krankheitsbeginn noch fehlen (Kontrolle 2-4 d später); bei 50% > 5 m nachweisbar. EBV- o. Parvovirus B19 Infektionen können aufgrund polyklonaler B- Zellstimmulierung zu falsch reaktiven Mumps-IgM Resultaten führen (dann Mumps-Ausschluss mittels PCR, siehe unten). Bei Mumps-Erkrankung trotz Impfung ist IgM häufig nicht nachweisbar (dann PCR aus Urin, Rachenabstrich o. Oral Fluid oder IgG-Titeranstieg nach 10 bis 14 d). 33

35 Parameter Methode Material RNA PCR Urin, Oral Fluid, Rachenabstrich, Liquor Serum Anti- körper- Index (AI) EIA Serum + + Liquor, zeitgleiche Entnahme Probenmenge optimal (minimal) 2 5 ml (750 µl) Serum 2 ml (120 µl) Liquor 0,75 ml (120 µl) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Zeitgleiche Abnahme von Serum + Liquor Bitte nicht das normale Anforderungsformular für virologische Untersuchungen benutzen, sondern den Einsendeschein Neurologische Labordiagnostik (mittlere Spalte). Das Institut für Klinische Chemie leitet die Proben zur erregerspezif. AI-Bestimmung an uns weiter. Ergebnis/ Dimension relativer Liquor/ Serum IgG- Quotient Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer 4h 3 x pro w/ 1d Anmerkungen Mumpsvirus-RNA ist bei Krankheitsbeginn (Mumps) in Oral Fluid, Urin, o. Rachenabstrich für einige Tage nachweisbar. Bei V.a. Mumps- Meningitis/Enzephalitis kann Liquor untersucht werden. Bei V.a. Mumps sollte zusätzlich der Nachweis von Mumpsvirus-IgM aus Serum erfolgen (siehe oben). < 1,5, normal (keine intrathekale IgG-Synthese gegen Mumpsvirus). 1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen Mumpsvirus möglich, sofern die Blut-Liquor-Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klinischen Chemie). >= 2,0, intrathekale IgG-Synthe-se gegen Mumpsvirus liegt vor, sofern die Blut-Liquor-Schranke intakt ist (s. Befunde Klin. Chemie). Der AI ist in der frühen Phase (1. Krankheitswoche) der Infektion unauffällig, da IgG im Liquor erst in der 2. Krankheitswoche ansteigt! Nach durchgemachter Infektion fällt der AI langsam (über Monate bis Jahre) ab. Im Rahmen chronisch entzündl. Erkrankungen des ZNS, wie z.b. Multipler Sklerose, können die AI für mehrere Erreger erhöht sein (unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen). Noroviren (Genus: Norovirus) RNA PCR, Multiplex -PCR Stuhl erbsengr. Stuhlmenge Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. 4 h bei V.a. virale GE, im Untersuchungsblock virale Durchfall- Erreger enthalten; Erkrankte können nach Abklingen der Symptome für mehrere d w Noroviren im Stuhl ausscheiden Parainfluenzaviren (Genus: Respirovirus bzw. Rubulavirus) RNA Multiplex -PCR Abstrich, BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ Nasen- Spülung, Punktat, Sputum 1 3 ml (1 ml) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Abstrich UTM-RT Transport Medium für Viren (1 3 ml) 4h akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock "Respirator. Erregernachweis" enthalten; Umfasst Parainfluenzaviren 1, 2, und 3. Parechoviren (Genus: Parechovirus) RNA PCR Abstrich, BAL, Serum, EDTA-Blut, Liquor, TS, Nasopharynxsekret, Stuhl 2 5 ml (750 µl; Blutproben: 1 ml); erbsengr. Stuhlmenge Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. 4h V.a. akute Parechovirusinfektion. Parechoviren können bei Neugeborenen und Säuglingen sepis-ähnliche Erkrankungen, Meningitis, Enzephalitis und Hepatitis verursachen. Jenseits des Säuglingsalters können sie asymptomatisch oder als (meist milde) respiratorische und/oder gastrointestinale Infekte (Gastroenteritis, Diarrhoe) verlaufen. 34

36 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen Parvovirus B19 (Primate erythroparvovirus 1) IgG CLIA Serum 5 ml (170 µl) IgM CLIA Serum NS-Blut DNA PCR Serum, EDTA-Blut, Fruchtw., Biopsie, NS-Blut, Punktat, Knochenm. 5 ml (170 µl) 2 5 ml (750 µl; Blutproben: 1 ml; Biopsie: 2 mm 3 ) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. pos./ neg bzw. Serum/ EDTA-Blut: IU/ml 2 h 2 h 4 h Bei positivem IgG durchgemachte Infektion o. passive Antikörpergabe frische Ringelröteln (Erythema infectiosum); IgM kann trotz akuter Infektion nicht o. nur kurz nachweisbar sein! Neg. IgM schließt Infektion nicht sicher aus (PCR!). ANA o. EBV-IgM-pos. Proben können zu falsch pos. Resultaten führen. PCR bereits in IKZ vor Exanthem pos.; Bei V.a. fetale Infektion, aplast. Krise bei hämolytischer Anämie, chronischer Infektion bei Immunsuppression, Arthritis Rhinoviren (Rhinovirus) RNA Multiplex -PCR Abstrich, BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ Nasen- Spülung, Punktat, Sputum 1 3 ml (1 ml) Probe sollte 24 h nach Abnahme im Labor sein. Abstrich UTM-RT Transport Medium für Viren (1 3 ml) 4h akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock "Respirator. Erregernachweis" enthalten. Rötelnvirus (Rubella virus) IgG CMIA Serum 5 ml (500 µl) IgM CMIA Serum 5 ml (500 µl) Anti- körper- Index (AI) EIA Serum + + Liquor, zeitgleiche Entnahme Serum 2 ml (120 µl) Liquor 0,75 ml (120 µl) Zeitgleiche Abnahme von Serum + Liquor Bitte nicht das normale Anforderungsformular für virologische Untersuchungen benutzen, sondern den Einsendeschein Neurologische Labordiagnostik (mittlere Spalte). Das Institut für Klinische Chemie leitet die Proben zur erregerspezif. AI-Bestimmung an uns weiter. IU/ml relativer Liquor/ Serum IgG- Quotient 1 h 1 h 3 x pro w/ 1d durchgemacht Infektion o. Z.n. Impfung; Immunität ab 10 IU/ml V.a. akute Infektion; IgM bei Symptombeginn event. noch neg.; 4-8 w, gelegentlich > 1 Jahr nachweisbar; bei Reinfektion eventuell positiv. Bei klinischem V.a. Röteln PCR aus Urin u. Rachenabstrich empfohlen! Bei V.a. konnatale Röteln PCR aus Urin, Rachen-, Konjunktival-Abstrich, ggf. Liquor u. ggf. Plazenta empfohlen. < 1,5, normal (keine intrathekale IgG-Synthese gegen Rötelnvirus). 1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen Rötelnvirus möglich, sofern die Blut- Liquor-Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klinischen Chemie). >= 2,0, intrathekale IgG-Synthe-se gegen Rötelnvirus liegt vor, sofern die Blut-Liquor-Schranke intakt ist (s. Befunde Klin. Chemie). Der AI ist in der frühen Phase (1. Krankheitswoche) der Infektion unauffällig, da IgG im Liquor erst in der 2. Krankheitswoche ansteigt! Nach durchgemachter Infektion fällt der AI langsam (über Monate bis Jahre) ab. Im Rahmen chronisch entzündl. Erkrankungen des ZNS, wie z.b. Multipler Sklerose, können die AI für mehrere Erreger erhöht sein (unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen). 35

37 Parameter Methode Material RNA PCR Serum Fruchtw. Fetalblut Urin, NS-Blut Probenmenge optimal (minimal) 2 5 ml (750 µl; Blutproben: 1 ml) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer 1 d nach Probeneingang/ 1 d Anmerkungen bei V.a. fetale Röteln-Infektion (PCR aus Choriozotten 0-20 d, Fruchtw d, NS-Blut d nach Exanthem). Bei V.a. konnatale Röteln PCR aus Urin, Rachen-, Konjunktivalabstrich, ggf. Liquor u. ggf. Plazenta. Bei V.a. postnatale Röteln PCR aus Urin und Rachenabstrich. Rotaviren (Rotavirus) RNA Multiplex -PCR Stuhl erbsengr. Menge 4 h bei V.a. virale GE; im Untersuchungsblock virale Durchfall- Erreger enthalten; häufigste Erreger der viralen infantilen GE Respiratory-Syncytial-Virus (RSV) (Human orthopneumovirus) RNA Multiplex -PCR Abstrich, BAL, TS, Nasopharynxsekret, Rachen/ Nasen- Spülung, Punktat, Sputum 1 3 ml (1 ml) Probe sollte h nach Abnahme im Labor sein. Abstrich in UTM- RT Transport Medium für Viren (1 3 ml) 4h akute Infektion des RT; im Untersuchungsblock "Respirator. Erregernachweis" und im Untersuchungblock Influenza/RSV- Notfalltest enthalten; umfasst RSV-A und RSV-B. Sandfliegen-Fieber-Virus (SFV) (Sandfly fever Naples phlebovirus) IgG IgM Immunoblot Immunoblot Serum Serum 5 ml (50 µl) 5 ml (50 µl) Mo-Fr/ 5 h Mo-Fr/ 5 h V.a. akute o. durchgemachte SFV Infektion. Der Test erfasst die SFV Serotypen Toskana und Sizilien. IgG sind kurz nach/mit den IgM AK (s.u.) nachweisbar und bleiben wahrscheinlich lebenslang erhalten. Kreuzreaktionen mit Rheumafaktoren und anderen SFV-Serotypen möglich. Akute SFV Infektion. Der Test erfasst die SFV Serotypen Toskana und Sizilien. IgM ab Krankheitstag pos. In der Frühphase der Infektion können IgM noch negativ sein (erneute Testung in 1-3 w). Kreuzreaktionen mit Hantavirusund Malaria-Antikörpern und anderen SFV-Serotypen möglich. Eine EBV-Infektion kann zu falschpositiven Ergebnissen führen. Bei pos. IgM und neg. IgG weitere Testung nach 1 w. Die SFV Serologie ist einzeln anforderbar u. im Untersuchungsblock Tropische Viren enthalten. 36

38 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer Anmerkungen Toxoplasma gondii IgG CMIA Serum 5 ml (500 µl) IgM CMIA Serum 5 ml (150 µl) IgM ELFA Serum 1 2 ml (100 µl) IU/ml 1 h 1 h 1 h ab 3 IU/ml durchgemachte (o. akute) Infektion. Kann in der Frühphase der Infektion negativ sein. In der Anfangsphase der Primärinfektion kann IgM noch neg. sein; kann danach über 1 a persistieren. Bei positivesm Ergebnis, muss, insbesondere bei Schwangerschaft oder klinischer Symptomatik, durch weitere Abklärungsverfahren (Avidität von IgG, IgA-AK, IB, PCR) eine aktive von einer inaktiven oder abklingenden Infektion mit persistierenden IgM-Antikörpern differenziert werden (Konsiliarlabor für Toxoplasma Universitätsmedizin Göttingen). bei TORCH (geringe Serummenge). IgM kann trotz konnataler Infektion in ersten Lebenswochen neg. sein. Bei V.a. konnatale Infektion auch IgA-AK, IB und PCR aus Kammerw., Liquor o. EDTA-Blut (Konsiliarlabor für Toxoplasma Universitätsmedizin Göttingen oder Parasitologie Uniklinik Bonn) Varizella-Zoster-Virus (VZV) (Human alphaherpesvirus 3) IgG CLIA Serum 5 ml (170 µl) IgM CLIA Serum 5 ml (170 µl) IgA EIA Serum 5 ml (20 µl) DNA PCR Liquor, Kammerwasser, Fruchtw., Biopsie, Abstrich, BAL, Punktat, Serum, EDTA-Blut 2 5 ml (750 µl; Blutproben: 1 ml; Biopsie: 2 mm 3 ) Abstrich: in UTM- RT Transport Medium für Viren (1 3 ml) mie/ml 2 h 2 h 4 h 4 h durchgemachte (o. akute) Infektion o. Z.n. Impfung ab 150 mie/ml; bei Primärinfektion gel. vor IgM nachweisbar; bei Folgeuntersuchungen können Änderungen > Faktor 4 auf Rezidive/ Reaktivierung hinweisen. Bei Windpocken ab 4. Krankheitstag für 6-12 w positiv; bei Rezidiven oft negativ; bei ausgedehnten Rezidiven eventuell positiv. Bei V.a. kutanen Herpes Zoster ist der VZV- Nachweis mittels PCR aus einem Abstrich der Serologie vorzuziehen. Falls eine Abstrich-Abnahme nicht möglich ist, ist bei V.a. VZV- Reaktivierung der VZV-IgA- dem IgM-Nachweis vorzuziehen. Bei V.a. Zoster/VZV-Reaktivierung; kann auch bei Primärinfektion (bzw. Impfung) positiv sein. Bei V.a. VZV-Enzephalitis (Liquor), Pneumonie (BAL), konnatale Infektion, Augen-Infektionen, DD Zoster/HSV (Abstrich) insbes. bei Immunsuppression 37

39 Parameter Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer 3 x pro w/ 1d Anti- körper- Index (AI) Methode Material EIA Serum + + Liquor, zeitgleiche Entnahme Probenmenge optimal (minimal) Serum 2 ml (120 µl) Liquor 0,75 ml (120 µl) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Zeitgleiche Abnahme von Serum + Liquor Bitte nicht das normale Anforderungsformular für virologische Untersuchungen benutzen, sondern den Einsendeschein Neurologische Labordiagnostik (mittlere Spalte). Das Institut für Klinische Chemie leitet die Proben zur erregerspezif. AI-Bestimmung an uns weiter. Ergebnis/ Dimension relativer Liquor/ Serum IgG- Quotient Anmerkungen < 1,5, normal (keine intrathekale IgG-Synthese gegen VZV). 1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen VZV möglich, sofern die Blut-Liquor- Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klinischen Chemie). >= 2,0, intrathekale IgG-Synthe-se gegen VZV liegt vor, sofern die Blut- Liquor-Schranke intakt ist (siehe Befunde der Klin. Chemie). Der AI ist in der frühen Phase (1. Krankheitswoche) der Infektion unauffällig, da IgG im Liquor erst in der 2. Krankheitswoche ansteigt! Nach durchgemachter Infektion fällt der AI langsam (über Monate bis Jahre) ab. Im Rahmen chronisch entzündl. Erkrankungen des ZNS, wie z.b. Multipler Sklerose, können die AI für mehrere Erreger erhöht sein (unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen). West-Nil-Virus (WNV) (West Nile virus) RNA PCR Serum Liquor Urin 2-5 ml (750 µl) Probe sollte < 12 h nach Abnahme im Labor sein. 4h Bei V.a. WNV Infektion. WNV Infektionen können (selten, Ältere, Immunschwache) mit ZNS- Beteiligung verlaufen. Virale RNA ist im Serum (niedrige Viruslast) oder Liquor früh im Krankheitsverlauf für einige Tage (7-10 d) nachweisbar. Ein negativer PCR-Test schließt eine WNV Infektion nicht aus, da virale RNA bei Vorliegen klinischer Symptome oft nicht mehr im Serum (kurze Virämie mit niedriger Viruslast) oder Liquor nachweisbar ist. Im Urin ist virale RNA länger nachweisbar (bis zu 1 m). Die WNV PCR ist als Einzeltest anforderbar u. im Untersuchungsblock Tropische Viren enthalten. Zur serologischen Diagnose (IgM- Nachweis ab dem d nach Infektion für 30 d > 6 m, IgG ab dem d nach Infektion) können wir die Probe (Serum, Liquor) an das Bernhard-Nocht- Institut für Tropenmedizin weiterleiten. Zikavirus (Zika virus) IgG EIA Serum 5 ml (20 µl) RE/l 4 h Durchgemachte Infektion ab 22 RE/ml. IgG Antikörper gegen Zikavirus sind bei Primärinfektion zeitgleich oder 2-3 Tage nach IgM Antikörper (s.u.) nachweisbar. Bei vorausgegangener oder akuter Infektion oder Impfung mit anderen Flaviviren (z.b. Dengue, Gelbfieber, FSME, West-Nil-Virus) muss mit Kreuzreaktionen gerechnet werden! 38

40 Parameter Methode Material Probenmenge optimal (minimal) IgM EIA Serum 5 ml (20 µl) RNA PCR Urin Serum EDTA- Plasma 2-5 ml (1 ml) Besonderheiten bei Abnahme/ Transport Ergebnis/ Dimension Testfreq./ minimale Untersuchungsdauer 4 h 4h Anmerkungen Ab dem d nach Primärinfektion für ca. 12 w positiv. Kreuzreaktionen mit anderen Flaviviren sind möglich (siehe oben)! Falsch positive Resultate können bei Patienten mit mit akuten Plasmodien-Infektionen (Malaria) auftreten. Bei zurückliegendem Kontakt mit anderen Flaviviren kann die IgM-Antwort verzögert sein oder ganz ausbleiben! Bei akuter Zikavirus-Infektion ist Zikavirus-RNA 3 bis 7 (-13) Tage nach Symptombeginn im Serum/Plasma und im Urin bis 2-3 Wochen nach Symptombeginn nachweisbar. Ab dem 8. Tag nach Symptombeginn ist eine serologische Testung (IgM/IgG- Nachweis) empfohlen. Die Zikavirus PCR ist als Einzeltest anforderbar u. im Untersuchungsblock Tropische Viren enthalten. Verschiedene Viren (Virusanzucht) Virusanzucht* Zellkultur Abstrich Stuhl Nasen-/ Rachensekret BAL, Urin, Liquor, Punktat 1 Tupfer in TM; erbsengr. Stuhlmenge 1 2 ml (0,2 ml) UTM-RT Transport Medium für Viren, schneller Transport (< 12h) auf Eis pos./ neg Nur nach Rücksprache/ 2-14 d Nur in Sonderfällen nach telefonischer Rücksprache; i.d.r. nur in den ersten 3 Krankheitstagen erfolgreich; Virusanzucht ist z.b. möglich für Adenoviren (Stuhl, Abstr., resp. Sekrete, BAL, Urin), CMV (Urin), Enteroviren (Stuhl, Abstr., Punktat, BAL, Liquor), HSV (Abstr., Urin), Influenzaviren (Abstr., BAL, TS, resp. Sekrete) VZV (Abstr,). Soweit verfügbar, sind PCR- Untersuchungen vorzuziehen (höhere Sensitivität, kürzere Testdauer). * accredendum (Durchführung in einem akkreditierten Labor außerhalb des akkreditierten Verfahrens) Anmerkungen: Messunsicherheit bei quantitativen Testen: Wie bei allen Messungen können bei quantitativen Testen Messunsicherheiten auftreten. Die Messunsicherheit für die einzelnen quantitativen Teste (Variationskoeffizient der Positivkontrollen) ist auf Anfrage erhältlich. 39

41 7. Genotypisierung und Resistenztestung Dr. E. Knops, Dr. E. Heger, Dr. Veronica Di Cristanziano, Dr. R. Kaiser Alle Systeme werden kontinuierlich weiterentwickelt. Kommentare sind stets willkommen und bei Fragen stehen wir Ihnen gerne zur Verfügung: HBV, HCV, HIV: Tel CMV, HSV: Tel Hepatitis-B-Virus (HBV) Diese Untersuchung ermöglicht die Bestimmung des Hepatitis-B-Virus-Genotyps, den Nachweis von Resistenzen gegenüber anti-hbv-medikamenten, sowie von HBV Immun- und Detektions-Escape- Varianten. Die Hepatitis-B-Sequenzanalyse nach einer PCR umfasst das HBV-Surface- und das HBV-Polymerase- Gen. Dies ermöglicht den gleichzeitigen Nachweis eventuell vorliegender Resistenzen gegenüber antiviralen Medikamenten wie Lamivudin (3TC), Adefovir (ADF), Entecavir (ETV), Telbivudin (LdT) und Tenofovir (TDF, TAF), und die Bestimmung des HBV- Genotyps (Typen A-H). Die Sequenzanalyse gibt außerdem Aufschluss über das Vorhandensein sogenannter Detektions-Escape-Varianten deren Erkennung in manchen Analysesystemen beeinträchtigt sein kann, sowie von Immun-Escape- Mutanten, die resistent gegenüber der passiven und aktiven Immunisierung sind. Die Durchführung des Tests ist jedoch nur dann möglich, wenn der Patient zur Zeit der Blutentnahme auch HBV-DNA-positiv ist. Gegebenenfalls sollte vor der Resistenztestung auch eine Bestimmung der HBV-Viruslast durchgeführt werden. Eine HBV-Resistenztestung ist sinnvoll bei einem sogenannten virologischen Versagen gegenüber antiviralen Medikamenten, sowie bei Verdacht auf eine Übertragung eines resistenten Hepatitis-B-Virus Hepatitis-C-Virus (HCV) Das Untersuchungsspektrum umfasst neben der Bestimmung des HCV-(Sub-)Genotyps, die Resistenzanalyse gegenüber den neuen Medikamenten, den sogenannten direkt agierenden Agenzien (DAAs) in den unterschiedlichen Zielregionen des Virus. Damit ist nicht nur die Bestimmung des Genotyps und Subgenotyps möglich, sondern auch die Bestimmung des Clades (z.b. HCV 1a clade I). Die hohe Variabilität von HCV und die damit verbundene unterschiedliche Empfindlichkeit auf die mittlerweile verfügbaren DAAs macht eine Sequenzanalyse der Zielregionen der DAAs sinnvoll (derzeit: NS3, NS5A und NS5B). Im NS5A-Bereich sind eine Reihe von Aminosäuresubstitutionen beschrieben worden, die mit einer verminderten Empfindlichkeit bis hin zur Resistenz gegenüber den NS5A-Inhibitoren Daclatasvir (Daklinza ), 40

42 Ledipasvir (Harvoni ), Ombitasvir (Viekirax ), Elbasvir (Zepatier ), Pibrentasvir (Maviret ) und Velpatasvir (Vosevi ) einhergehen. Die Auswertung der Sequenzen erfolgt mit dem Interpretationstool geno2pheno[hcv]. Die hier verwendete, erweiterte Sequenzanalyse zu Baseline (vor Therapiestart) ermöglicht nicht nur eine exakte Sub- Genotypisierung für die adaequate Therapiewahl, sondern bietet gleichzeitig eine Bestimmung des Resistenzprofils, um die Gabe von nicht oder teilaktven Medikamenten zu vermeiden. Bei einem Therapieversagen liefert diese Sequenzanalyse die Auskunft, ob sich ein resistentes Virus entwickelt hat oder ob als Ursache des Therapieversagens andere Gründe in Betracht gezogen werden müssen. 41

43 7.3. Humanes Immundefizienz-Virus 1 (HIV-1) Das Untersuchungsspektrum umfasst bei HIV-1 neben der Bestimmung der Empfindlichkeiten gegenüber antiretroviralen Medikamenten in den verschiedenen Zielregionen des Virus auch die Bestimmung des HIV1- Subtyps und die Analyse des Tropismus/Korezeptorgebrauchs. Protease und Reverse Transkriptase Inhibitoren (PI, NRTI und NNRTI) Eine Analyse gegenüber der Empfindlichkeit von antiretroviralen Medikamenten gehört mittlerweile zur Standarddiagnostik bei der Einstellung auf die initiale HIV-Therapie und bei jeder Therapieumstellung. Zunächst war diese Analyse auf die Zielbereiche Protease- und Reverse Transkriptase des HIV-Genoms beschränkt. Mittlerweile werden aber weitere Bereiche des HIV-Genoms untersucht, die Ziele der antiretroviralen Therapie geworden sind. Diese umfassen den Bereich der HIV-Integrase und den Zielbereich der Fusionsinhibitoren, also HIV-env-gp41. Für die Medikamentenklasse der Korezeptor- Antagonisten muss der Bereich des HIV-env-V3 untersucht werden. Diese Analyse wird als Tropismusbestimmung bezeichnet. Unter sind die Therapieleitlinien und die damit verbundenen Empfehlungen für die Resistenzuntersuchung einzusehen. Zur Analyse der Resistenz bzw. des Tropismus werden in der klinischen Routine molekularbiologische Methoden in Form von Sequenzanalysen der unterschiedlichen Genombereiche des HIV durchgeführt und anschließend in kommerzielle oder frei verfügbare Interpretationsprogramme gegeben. Das Institut für Virologie ist an einer interdisziplinären Forschungsarbeit zur Erstellung und Verbesserung eines bioinformatik-basierten Interpretationsprogramms ( beteiligt. Neue Erkenntnisse aus diesem Programm werden zur Etablierung eines regelbasierten Systems ( sowie zur Standardisierung der Resistenzinterpretation für Deutschland und Österreich verwendet. Da mittlerweile zur Sequenzierung die Next-Generation-Sequencing-Technologie für die Resistenzanalyse genutzt wird, können die Vorteile dieser Methode in verbesserten Interpretationsprogrammen zur Beurteilung verwendet werden. Die nachfolgende Abbildung zeigt den dreiseitigen Ausdruck von geno2pheno[ngs-freq], der mit Hlfe des Systems erstellt und offline manuell bearbeitet und kommentiert werden kann. 42 Auf der ersten Seite wird der HIV-1 Subtyp und die pro Medikament ausgegebene Bewertung in grün/ gelb/rot (sensitiv/intermediär/resistent) in der Spalte SIR angezeigt. Die der Bewertung zugrundeliegenden resistenz-assoziierten Mutationen (RAM) sind unter Angabe des Anteils (Frequenz in %) in der Probe pro Medikament angegeben. Als Bewertungsgrundlage gelten allgemein Mutationen mit einem Anteil >=10% (linke Hälfte des Befundes) als therapierelevant, allerdings kann auch die Bewertung der Mutationen mit Anteilen zwischen 10 und 2%, die als Minoritäten gelten, eingesehen werden (rechte Hälfte des Befundes). Die Resistenzbewertung der untersuchten Probe wird anhand der Farbe in der Spalte SIR pro Medikament angezeigt. Somit kann die Wirkung des entsprechenden Medikaments als sensitiv, eingeschränkt oder als unwirksam vorhergesagt werden. Diese Bewertung wird auf der zweiten Seite noch einmal in einem Radarplot dargestellt. Dabei entsprechen die farblich unterlegten Ringe (grün/gelb/rot) den

44 Resistenzbewertungen sensitiv/intermediär/resistent wie auf der ersten Seite. Die grau hervorgehobenen Bereiche (hellgrau: >=10%, dunkelgrau: <10 bis >=2%) spiegeln die Resistenzbeurteilung der unterschiedlichen Anteile der Probe pro Medikament wider. Somit kann auf einen Blick die minore und majore Population in ihrer Resistenzbewertung miteinander verglichen werden. Das im HIV-GRADE-Arbeitskreis entwickelte Interpretationssystem verwendet auch die Erkenntnisse aus geno2pheno, kann aber zusätzlich bei der Darstellung der Interpretation auch andere internationale Interpretationssysteme gleichzeitig anzeigen, wie in der nachfolgenden Abbildung zu sehen ist. Neben einer Subtyp-Vorhersage erfolgt die Interpretation einer HIV-Sequenz hier gleichzeitig durch HIV-GRADE, ANRS (Frankreich), HIV-db (Stanford, USA), REGA (Belgien) und geno2pheno. 43

45 Die Interpretation der verschiedenen Systeme ist meistens übereinstimmend, in einigen Fällen werden aber unterschiedliche Bewertungen ausgegeben. Alle Resistenzbefunde werden daher mit einem Kommentar versehen, der den Kliniker bei der Auswahl der neuen Medikamentenkombination für den Patienten unterstützt. Integraseinhibitoren (INI) Zusätzlich zu der Resistenzbeurteilung der etablierten Medikamentenklassen kann die Resistenz auch gegenüber Integrasehemmern (INI) vorhergesagt werden. Von den Integraseinhibitoren sind mittlerweile vier Medikamente sowohl für therapie-naive, als auch -erfahrene Patienten zugelassen. Für eine Bestimmung der Wirksamkeit dieser Medikamente wird eine Vorhersage mittels geno2pheno[integrase] ( durchgeführt und eine individuelle Interpretation erstellt. 44

46 Auch über das HIV-GRADE Tool ( ist eine Subtyp-Vorhersage und eine Interpretation einer HIV-Integrasesequenz gleichzeitig durch HIV-GRADE, ANRS (Frankreich), HIV-db (Stanford, USA) und REGA (Belgien) möglich. Korezeptor-Antagonisten (Tropismusanalyse / V3-Analyse) HIV ist prinzipiell in der Lage, zusätzlich zum CD4-Rezeptor, alternativ zwei unterschiedliche Korezeptoren, für die Infektion zu nutzen, den CCR5- oder CXCR4-Rezeptor. Die Viren werden dann als R5- oder als X4- Viren bezeichnet. Als Korezeptor-Antagonist ist bislang nur ein Medikament zugelassen. Dieses blockiert den CCR5-Rezeptor und verhindert damit die Vermehrung von HIV-Varianten, die auf diesen Korezeptor angewiesen sind. Varianten, die ausschließlich oder alternativ den CXCR4- Rezeptor nutzen können, werden nicht gehemmt. Vor der Gabe eines Korezeptor-Antagonisten muss nachgewiesen werden, dass ausschließlich CCR5-tropes HIV-1 vorliegt und kein CXCR4-tropes oder dual-/gemischt-tropes Virus. Die mittels Next-Generation-Sequencing- Technologie analysierten Sequenzdaten der HIVenv-V3 Region werden mit dem, ebenfalls frei über das Internet verfügbaren, geno2pheno[454] ( interpretiert. Dieses Programm kalkuliert von jeder detektierten HIV-env-V3- Variante die false positive rate (FPR). Diese sagt die Wahrscheinlichkeit vorher, dass die Annahme der CXCR4-Rezeptornutzung falsch ist. Je niedriger die FPR, desto höher also die Wahrscheinlichkeit eines X4-Virus. Nach den deutschen Leitlinien für Tropismusbestimmung mittels NGS beträgt der FPR-cutoff 3,5%, d.h. Varianten mit einer FPR <3,5% werden als X4 klassifiziert, mit einer FPR >=3,5% als R5. Anhand dieser Klassifizierung wird dann der Anteil an X4-Viren bestimmt. Bleibt dieser Anteil (Varianten mit FPR<3,5%) unter 2% der Viruspopulation, wird die Gabe des Korezeptor-Antagonisten empfohlen (grün). Bei einem Anteil >2% wird der Korezeptor-Antagonist als unwirksam vorhergesagt (rot). Die folgende Abbildung zeigt ein Beispiel für eine R5-Viruspopulation (Anteil X4-Viren mit FPR<3,5% = 0,27%), das durch den Korezeptor-Antagonisten inhibiert wird. 45